INSTITUTO TECNOLOGICO DE MATAMOROS DEPARTAMENTO DE INGENIERIA QUIMICA Y BIOQUIMICATRAZABILIDAD DE LA CLOROFILA EN EL PROCESO DE TRANSFORMACIÓN DE LA SOJA. Que para acreditar su residencia presenta: JUAN ALBERTO ZARAZUA GARCIA No. Control: 08260563 Semestre: 10 Alumno de la carrera: Ingeniería Química. H. Matamoros Tamaulipas. Agosto del 2013. INSTITUTO TECNOLOGICO DE MATAMOROS DEPARTAMENTO DE INGENIERIA QUIMICA Y BIOQUIMICA TRAZABILIDAD DE LA CLOROFILA EN EL PROCESO DE TRANSFORMACIÓN DE LA SOJA. Que para acreditar su residencia presenta: JUAN ALBERTO ZARAZUA GARCIA No. Control: 08260563 Semestre: 10 Alumno de la carrera: Ingeniería Química. Asesor Técnico Interno: Biol. Guillermo Villasana Velázquez Asesor Técnico Externo: Ing. Miguel Ángel Ocegueda Félix H. Matamoros Tamaulipas. Agosto del 2013 RESUMEN Para la elaboración de este proyecto, conocer la cantidad de clorofila en las diferentes etapas del proceso es esencial, solo entonces podremos reducir la producción de aceite genérico, para llevar esto acabo se determinó espectrofotométricamente la cantidad de clorofila en el aceite de las muestras que provienen de cada etapa del proceso más sin embargo es importante recalcar y como se verá más adelante que la clorofila es muy variable en el aceite extractado de estas muestras, inclusive dentro de una sola de ellas, a diferencia de lo observado sobre la cantidad de clorofila en el aceite desgomado homogenizado. INDICE INTRODUCCION…………………………………………..……………………………………....1 I. GENERALIDADES DEL PROYECTO………………………………………..……………….2 1.1. Problema…………………………….……………………………………….………………..2 17.……………………………... Espectrofotómetros doble haz………………………………………. Transmitancia……………………………………………………….2.1.7.7...….4.3 2.1.1.1.5. Destrucción en el ciclo de vida…………………………………………………………5 2. Clorofila…………………………………………………………………………………..6.………..1.……5 2.2.5.3.…………..2...3 2.12 2.2. Espectrofotómetro……………………………………………………………………….9 2. 3 2. Generales………………………………………………………….2.7.12.3 2..8. Propiedades químicas generales…………………………………………………….……. Política de calidad…………………………………………………………………….4.3.2.11 a) Las enzimas implicadas en reacciones de tipo I.1. Destrucción por muerte prematura…………………………………………………….2 1.. Nombre y ubicación………………………………………………16 3. Información de la empresa…………………………………………………………………16 3.………………3 2.3.4. Riesgos físicos………………………………………………………………………...18 3. Metabolismo de la clorofila……………………………………………………….12 2.18 3.8.…………………………………………….16 3. Descripción de la empresa……………………………………………………………16 3.…12 2.3.4 2.5 2.5. Estructura química de los derivados de la clorofila……………………………….2.3.4.1.3 2.6. Organigrama del departamento…………………………………………….3.4 Luz……………………………………………………………………………….9 2..4.9 2. Destrucción en etapas significativas en el ciclo de vida……………………….8..4.6.5.1.1.4.18 ..1. Biodegradación de clorofilas………………………………………….3 Contaminantes………………………………………………………………..3.1. Cambios en la pigmentación asociados con la senescencia………………….1..18 3.7.2.7.14 2.11 2.1. Biosíntesis de la clorofila……………………………………………………………10 2.3. Justificación………………………………………. Condiciones en las que se produce la destrucción de la clorofila…………………….7.. Estructura química y existencia de la clorofila…………………………………. Espectrofotometría………………………………………………………….Temperatura……………………………………………………………………..8.1.4.1..…………..4.5.………………15 III.1.. Degradación de la clorofila durante la senescencia……………………………………. Solubilidad…………………………………………………………………. Objetivos……………………….10.5.3. Espectros de clorofilas y sus derivados…………………………………………….5 2..1. Absorbancia…………………………………………………………………………….4.1.…….1. Organigrama de la empresa……………………………………………………….5.13.16 3.9 2.…………………………………………….………….…………3.3.18 3.1. Información del departamento……………………………………………………………. Reactividad fotoquímica………………………………………………………10 2.4.. Diagrama de flujo general…………………………………………………………………. b) Las enzimas implicadas en reacciones de tipo II 2..……….2.………………….13 2.4.……………….…………….. CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA DE TRABAJO……………………….13 2.1..4 2.1.1.1. Descripción general del proceso de producción de aceite……………………….1. Feofitina………………………………………………………………….……………12 2. Otras condiciones degradantes………………………………………………………….10 2.4..2.4. Espectrofotómetros de haz sencillo computarizados………………………………14 2. El fenómeno de la degradación de la clorofila……………………………….1.7 2..3. Datos generales.7 2.………………... Labilidad al ácido y álcali……………………………………………………….. Definiciones……………………………………………………………………………….2 II. Clorofilas: nomenclatura y características químicas…………………………..2.3 2. FUNDAMENTOS TEÓRICOS………………….12 2. 1..……….24 5. Limitaciones………………………………………………………………………….1.4.31 Listado de anexos .…………………………………23 5.2. Variabilidad de la clorofila en aceite desgomado y grano de soja………………23. Variabilidad de la clorofila a través del proceso de transformación de la soja…….………28 VII. Variabilidad de clorofila y sus productos degradados en aceite desgomado a diferentes temperaturas……………………………………………………….29 BIBLIOGRAFÍA………………………………………………………………………………….5.22 4.. ALCANCES Y LIMITACIONES…………………………………………………….…20 4.. Análisis de la información……………………………………………….……….. Procedimiento actual de análisis que se utiliza para la determinación de clorofila……………………………………………………………………………………….2.4. Recomendaciones………………………………………………………………………….3..27 VI.…………………22 V. Puesto y Funciones……………………………………………………………………19 IV.26 5.2. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES…………………………………………….2.20 4.3..29 7.RESULTADOS OBTENIDOS…………………………….3.28 6. DESCRIPCIÓN DE LAS ACTIVIDADES DESARROLLADAS……………………. Variabilidad de clorofila y sus productos degradados en aceite desgomado a tiempo y temperatura constante…………………….2.25 5. Conclusiones…………………………………………………………………………………29 7.…………….1.1.5. Determinación de clorofila en todas las etapas de producción de aceite….……….28 6.... Alcances……………………………………………………………………………... Análisis de práctica…………………………………………………………………………21 4..30 ANEXOS…………………………………………………………………………………………. Investigación…………………………………………………………………………………20 4. GENERALIDADES DEL PROYECTO.INTRODUCCIÓN En el desarrollo del presente trabajo veremos como la cantidad de clorofila contenida en el aceite va cambiando a través del proceso de transformación de la soja.1. ya que uno de los requerimientos para que el aceite se puede procesar como premium es que la cantidad de clorofila sea relativamente baja. 1 . I. para poder lograr esto es necesario conocer la cantidad de clorofila contenida en el grano que entra a proceso y como esta se va degradando en las diferentes etapas del proceso de producción. 1. Problema. Se necesita conocer la cantidad de clorofila a través de todo el proceso para poder controlar así el producto terminado. El objetivo de este trabajo es hacer posible que la producción de aceite cumpla con las características necesarias para ser procesado como aceite premium. Comprender como la clorofila es degradada principalmente en feofitina y que esta tiene propiedades espectrales muy similares a la clorofila es fundamental para el correcto uso y puesta en práctica de los conocimientos generados por este proyecto. Objetivo específico. 1.1.1. II. Del griego chloros = verde y phyllon = hoja.3. 2 . Establecer la trazabilidad de la clorofila en el proceso de transformación de la soja. 2. 2. Justificación.1. Al poder establecer la trazabilidad de la clorofila en el proceso de transformación de la soja se conocerá mejor el comportamiento real de la clorofila con esto podremos manipular la alimentación al proceso y también establecer un control de calidad del producto terminado (aceite desgomado). La clorofila absorbe la mayor parte del espectro azul y segmentos rojos del espectro electromagnético del sol. 1.2. Las plantas producen oxigeno gracias a la presencia de clorofila: energía base para sustentar el proceso de vida en las plantas (1). Objetivos. Disminuir la producción de aceite genérico en planta. Es el pigmento fotosintético verde de las plantas.2. FUNDAMENTOS TEÓRICOS.1 Clorofila. y por esta razón prevalece el verde intenso.1 Definiciones. y se representa normalmente en tanto por ciento: % T = It/Io x 100 La transmitancia nos da una medida física de la relación de intensidad incidente y transmitida al pasar por la muestra. 1979. la cantidad de clorofila no sujeta a la destrucción y que se mantiene intacta por largos periodos.3 Espectrofotometría. en el que se puede seleccionar la longitud de onda de la luz que pasa por una solución y medir la cantidad de luz absorbida por la misma (3). La vía de biosíntesis ahora es razonablemente bien comprendida (Jones. 2. 2.1. pero asume una relación logarítmica inversa (3).4 Transmitancia. La relación entre %T y la concentración no es lineal.2. y entonces A vale log 1 = 0(3). De hecho. Como se aclarará. característico de la senescencia foliar y la maduración de los cultivos. 2. Esta falta del conocimiento de la ruptura de clorofila es tanto más sorprendente en vista de la obvia importancia del proceso en términos económicos y ambientales (2). y en la evaluación de formas de explotar el fenómeno (2). es lamentable que muchos científicos. son productos de la degradación de clorofila.2 Feofitina. la transmitancia es del 100% e indica que la muestra no absorbe a una determinada longitud de onda. y la cantidad de luz que incidió sobre ella. en consecuencia: A = log 1/T = -log T = -log It /Io cuando la intensidad incidente y transmitida son iguales (Io = It). Io. La absorbancia (A) es un concepto más relacionado con la muestra puesto que nos indica la cantidad de luz absorbida por la misma.1.5 Absorbancia. El conocimiento de los mecanismos por los que se degrada la clorofila es importante tanto para nuestra comprensión básica de la fisiología y la bioquímica de las plantas. La destrucción de la clorofila se produce en las células vivas y muertas como resultado de las influencias externas en el tejido muerto.2 El fenómeno de la degradación de la clorofila. La espectrofotometría UV-visible es una técnica analítica que permite determinar la concentración de un compuesto en solución.3 Condiciones en las que se produce la destrucción de la clorofila.1. Se basa en que las moléculas absorben las radiaciones electromagnéticas y a su vez que la cantidad de luz absorbida depende de forma lineal de la concentración. Las feofitina-a es un producto de degradación de la clorofila-a cuya región de absorción máxima coincide con la del pigmento parental (2). Su biosíntesis determina la característica de “enverdecimiento” de las plantas en primavera y su degradación se manifiesta como la pérdida del pigmento color verde de las hojas y de la maduración de los frutos en otoño(2). el conocimiento de la degradación de la clorofila es mucho más limitado y difuso (2). 2. It. 2. Es probablemente pequeña y 3 . Castelfranco y Beale. El metabolismo de la clorofila abarca probablemente el proceso bioquímico más obvio de todos. La transmitancia (T) de una sustancia en solución es la relación entre la cantidad de luz transmitida que llega al detector una vez que ha atravesado la muestra. Para hacer este tipo de medidas se emplea un espectrofotómetro. y se define como el logaritmo de 1/T. tengan la creencia errónea de que los pigmentos de color rojo y naranja.1. 1983) Sin embargo. 2 Destrucción en el ciclo de vida. 1986) (2). 1955. bacterianos y fúngicos por mucho tiempo se ha documentado. especialmente en cultivos de importancia económica (referencias citadas por Shaw. En ese sentido.1 Destrucción en etapas significativas en el ciclo de vida. 1982). Argyroudi-Akoyunoglou et al. taninos y melaninas (2). Las condiciones que conducen a la destrucción de clorofila son: La destrucción que se produce en asociación con cambios significativos en el ciclo de vida del organismo (2).3.3. Las etapas clave en el ciclo de vida de las plantas vasculares durante el cual se producen pérdidas de clorofila son germinación de la semilla. 4 . 1972). La presencia de clorofilas y sus precursores en las semillas ha sido durante mucho tiempo conocida (2). floración. bla 1. Los ejemplos de cada categoría (Tabla 1) (2). La destrucción derivada de presiones ambientales hostiles. 2. maduración y la separación de los frutos y semillas de la planta madre y al final la muerte de la planta madre. 2. 1963 y Esaú. la clorofila es altamente inestable en contraste con otros pigmentos biológicos tales como los carotenoides. pero menos bien cuantificado entre las especies no agrícolas. Sin embargo. 1968). 1984) y la cebada (Hendry y Stobart.relativamente insignificante. aunque bastante mejor descritos en material de joven enverdecimiento (Virgin.- 2. que constituyen más del 90% de los la biomasa mundial (Whittaker. La degradación de la clorofila durante la maduración de los tejidos vegetales se ha registrado (Shylk y Semenovich. La contribución a la destrucción de clorofila por patógenos virales. 1975) (2).3 Destrucción por muerte prematura. hay evidencia positiva de la destrucción de clorofila durante las últimas etapas de la maduración han sido descritas y cuantificadas para el trigo (Stobart y Hendry. Ta Condiciones en las que la destrucción de la clorofila ocurre en sistemas naturales. Destrucción que puede continuar en todas las etapas del ciclo de vida (2). Los herbívoros representan un elemento significativo de la destrucción de la vida de las plantas antes de su madurez.3. se va agravando por los problemas de separación de los efectos físicos y bióticos (Lyons. que es el tipo más abundante de clorofila. frío (Taylor y Craig. radiación γ y U. 1973. clorofila. Un conocimiento práctico de las principales características estructurales y propiedades químicas fundamentales de la clorofila. Tabla 2. es esencial para una apreciación de las posibles formas de degradación y la naturaleza de los productos de degradación (2). bacterioclorofilas y porfirinas.4 Clorofilas: nomenclatura y características químicas. 1971). 1984). 1978). (Tabla 2) (2). Otras influencias climáticas reconocidas como directa o indirectamente involucradas en la destrucción de la clorofila incluye el calor excesivo o prolongado (Adelusi y Lawanson. 1976. La clorofila a (Figura 1). 1965. Murai. y que se encuentra en todos los organismos que realizan la fotosíntesis (2). Ayres. siempre que sea posible usar la nomenclatura de tetrapirroles seguirá las recomendaciones de la IUPAC (2).. abarca una familia de compuestos que son complejos de magnesio derivados de tetrapirrol.V. Sisson y Caldwell. (Krebs. 1980). la dificultad de cuantificar el efecto destructivo de los agentes patógenos. Todas las clorofilas y sus derivados son porfirinas esterificadas con fitol. la alta irradiación con luz visible combinada con bajas temperaturas o incluso oscuridad (2). Al hablar de los nombres de las clorofilas y sus derivados.4. 2. 5 .1 Estructura química y existencia de la clorofila.Estructuras de algunas clorofilas. El término. 2.En general. cuyo objetivo es proporcionar información práctica y de fácil comprensión. CH3 y la segunda un . Tal vez la más simple alteración es la pérdida del átomo central de magnesio para producir compuestos conocidos como feofitinas. dependiendo la especie (2). La hidrólisis del enlace éster que une el alcohol de cadena larga al sistema de anillo macrocíclico de las clorofilas también se puede llevar a cabo fácilmente. los primera tiene un . que retienen sistema de anillos macrocíclico.4. la eliminación del grupo fitol produce clorofilida a (Figura 2 ). feoforbido a (Figura 2 ) (2). En la Clorofila a. Las clorofilas pueden convertirse fácilmente tanto ‘in vivo” como en condiciones de laboratorio a una serie de derivados característicos. dinoflagelados y algas cafés. y la relación varía entre 1:2 y 1:4-5.Figura 1. La clorofila b siempre se produce en cantidades más pequeñas que la clorofila a. mientras la eliminación de magnesio y el grupo fitol. En las cianobacterias y algas rojas la clorofila a es la única clorofila presente (2). 6 .grupo CHO.-Formacion de derivados de clorofila por desmetalacion y desfitolacion La clorofila a coexiste con la clorofila b. 2. la clorofila a se convierte en feofitina a (Figura 2) y los compuestos correspondientes son conocidos para otras clorofilas.2 Estructura química de los derivados de la clorofila. Por lo tanto. Las clorofilas c y d no se encuentran en plantas vasculares y se producen sólo en diatomeas. de la que difiere sólo en el sustituyente en el átomo de carbono C7. 7 . El rango de absorbancia de rojo a azul (Tabla 3) se puede utilizar como diagnóstico para identificar el pigmento (2).4.V. Sin embargo. presentan una banda de Soret fuerte en torno a los 400 nm.. como con todas las porfirinas. A pesar de la reducción de uno de los anillos de pirrol.Formación de derivados de clorofila por desmetalacion y desfitolacion 2.Figura 2. y espectros electrónicos visibles. las clorofilas aún poseen un sistema de electrones deslocalizados y. por lo tanto.3 Espectros de clorofilas y sus derivados. Esta propiedad es útil en la identificación de clorofilas y sus productos de degradación. con las clorofilas hay una fuerte absorción de luz en la región de 650 nm que es responsable de su pigmentación verde. y una breve descripción de lo importante que son esas características espectrales es dada más adelante. Todas las clorofilas interactúan con la luz y por lo tanto tienen características U.(Tabla 3 ) (2). respectivamente. el compuesto resultante libre de magnesio. Registros de datos espectrales que podrían ser útiles en la identificación de las clorofilas y sus derivados pueden ser vistos en la Tabla 3. Las clorofilas tienen distintos espectros de fluorescencia que son característicos de los ambientes en los que se encuentran.Tabla 3. que se pueden usar para distinguirlos. Los espectros de fluorescencia pueden revelar una vasta cantidad de información sobre las propiedades físicas de las clorofilas y su papel en la fotosíntesis. 8 . En la figura 3 muestra el espectro de la clorofila-a en éter junto con el de feofitina-a. La eliminación del grupo fitol y del magnesio nos da como resultado clorofilida a y feoforbido a. las características principales de los dos espectros son similares. en comparación con la espectroscopia de absorción. y estos no tiene ningún efecto significativo en el espectro. la fluorescencia no se ha utilizado ampliamente en su identificación o estimación (2). Aunque hay diferencias definitivas. pero.-Absorcion máxima y coeficientes de absorción milimolar para clorofilas y sus derivados. Figura 3.1 Biosíntesis de la clorofila. La cadena lateral fitilo también puede ser eliminada mediante un álcali.3 Reactividad fotoquímica. 2.5. una breve referencia a la biosíntesis es relevante para una consideración de la degradación para dos razones.4. aunque no son enzimáticas. pueden desempeñar un papel útil en los ciclos biológicos en general. 2. es importante estar al tanto de los compuestos intermedios que intervienen en la síntesis de modo que. En la clorofila-a. la potencialmente muy compleja fotoquímica de la clorofila es experiencia común que preparaciones de clorofila “in vitro” son blanqueadas están expuestas a luz fuerte. que es soluble en lípidos. Esta propiedad se puede utilizar como ventaja en la extracción y purificación de clorofilas pero esta falta de solubilidad en medios fisiológicos ha sido un problema importante en muchas situaciones experimentales.-) en éter 2. Es muy poco probable que la degradación de la clorofila implique la reversión de cualquier porción extensa de su ruta biosintética. La fotodegradación es posiblemente uno de los principales mecanismos clorofila. Es una rápidamente cuando evita “in vivo” por la 9 .4. 2. Este último incluye tanto las reacciones de degradación accidentales que no juegan ningún papel biológico así como las reacciones que. Sin embargo.5 Metabolismo de la clorofila.4. La facilidad con la que estas reacciones se producen en solución acuosa diluida es tal que los artefactos de degradación de la clorofila son muy fácilmente producidos en soluciones que no sean adecuadamente amortiguadas (2). no hay ningún grupo polar o hidrófilo y. incluyendo el diseño de experimentos para estudiar la degradación de la clorofila (2).4. si tales compuestos se aíslan de plantas particulares (por ejemplo.4. El problema fundamental a considerar de la descomposición de la clorofila es que la degradación se produce bioquímicamente por reacciones específicas catalizadas por enzimas y químicamente sin influencia enzimática (2).2 Labilidad al ácido y álcali.1 Solubilidad. Ácidos fuertes y condiciones oxidantes inducen reacciones más complejas. Un breve estudio de las reacciones químicas conocidas de clorofila que tienen relevancia para la estabilidad y la degradación se da aquí.4.. 2.4. incluyendo la pérdida del fitol. En general se supone que este fenómeno se influencia protectora de los carotenoides y un sistema de tilacoide intacto (2). Primeramente. de degradación de importante. por lo tanto se puede predecir.. mutantes). pero casi totalmente insoluble en sistemas acuosos en el intervalo de pH fisiológico. es posible que la inversión del último paso o dos en la síntesis pudiera ocurrir durante la degradación (2). Dentro de esta categoría vendría la foto-degradación de la clorofila que producirse durante la senescencia foliar (2). mientras que amplia inversión de la biosíntesis es poco probable. En segundo lugar. Un ácido diluido provoca fácilmente la pérdida del Átomo de magnesio de las clorofilas o clorofilidas para dar las feofitinas o feoforbidos correspondientes. que puedan ser reconocidos inmediatamente como tales y no confundirse con posibles productos de degradación.4 Propiedades químicas generales.-Espectros de clorofila-a (_____) y feofitina a (. 2. la destrucción bruta del anillo macrocíclico (2). bacterias noazufrosas y hongos. los llamados sistemas Mg de-quelatasa. 1979) (2). feopigmentos se acumulan en una Chlorella mutante (2). a partir de un compuesto de 5-carbonos. 1983) (2). La característica común de estas reacciones del tipo I. implicada muchas veces en el mecanismo de degradación (Ziegler y Schanderl. hongos. Tiene que ser claramente que. también se han reportado en varias ocasiones. Es que los productos tienden a ser encontrados en la naturaleza. 2. 1983) (2). pero a partir del glutamato en las plantas y las bacterias púrpuras del azufre (Castelfranco y Beale. Enzimática o no. al menos en los sistemas terrestres. Ambos tipos de degradación claramente ocurren (2). en el pasado. así que es posible decir con certeza de que su función específica es la degradación de la clorofila “in vivo”. (a) Las enzimas implicadas en reacciones de tipo I. 5-aminolaevulinato (Castelfranco y Beale. existe una diferencia en la formación de 5-aminolaevulinato.La clorofila se forma por la protoporfirina IX. pérdida de fitol y posible modificación de las cadenas laterales del núcleo de clorofila para producir feofitinas y feoforbidos. feopigmentos no aparecen en concentraciones significativas (2). Esta observación importante. 10 . Los sistemas descritos hasta ahora han sido capaces de eliminar de magnesio de la clorofila (Schoch y Vielwerth. 1978). Dupont y Siegenthaler (1986) argumentan firmemente que el anillo macrocíclico es degradado no enzimáticamente seguido del ataque de las especies de oxígeno activado (2). como en los sistemas acuáticos. ha habido debate sobre si la escisión y la fragmentación del anillo macrocíclico a productos desconocidos son reacciones enzimáticas o no. Esta porfirina es producida por una serie de reacciones ahora bien entendidas. El segundo (la degradación de tipo II) implica la escisión del sistema de anillos macrocíclicos y la consiguiente degradación a menores fragmentos de carbono/ nitrógeno.Sin embargo. implica al mismo tiempo reacciones de tipo II. y a menudo descuidada podría explicar por qué los feopigmentos son reportados consistentemente en ambientes con oxigeno agotado y deficientes de luz estas son características de muchos hábitats acuáticos o encharcados. animales y bacterias (Granick y Beale.1982) o de ambos (Owens & Falkowski. que es sintetizada a partir de glicina y succinil-CoA en animales.Ninguno de estos sistemas se ha caracterizado completamente (2). aunque su función “in vivo” se cree mayormente que sea biosintética en lugar de degradativa (Jones. bajo presiones de oxígeno atmosférico y en la luz del sol. La bioquímica fundamental de este proceso parece para ser idéntica para las plantas. Es útil tener en cuenta la degradación de la clorofila puede ser de dos tipos.2 Biodegradación de clorofilas. El primero (la degradación de tipo I) incluye la pérdida de magnesio. Estos son aquí se resumen bajo los dos tipos de degradación propuestos (2). 1969). 1982). la mayor parte de la distribución. Aunque las reacciones de tipo I pueden estar involucrados en las etapas iniciales de toda destrucción de clorofila. hay un cuerpo de evidencia que demuestra que las reacciones de tipo II requieren tanto la luz y el oxígeno. Desde hace algunos años. en tejidos mantenido en menos que las concentraciones atmosféricas de oxígeno. en los sistemas naturales. 1983) o clorofilida (Ziegler et al. Aunque no hay ninguna reacción enzimática conocida referente. Ziegler y Schanderl (1969) mostraron que en el ausencia de ambos. una serie de enzimas han sido descritas con tales funciones posibles. así como su hidrólisis y ha sido.5. (b) Las enzimas implicadas en reacciones de tipo II. La clorofilasa cataliza tanto la formación del enlace éster fitol. Las enzimas responsables de la eliminación de los iones de magnesio quelado central. 1 Generales. sino a los efectos de los agentes patógenos que invaden el tejido previamente lesionado por el frío (2). bajas y altas temperaturas han sido implicadas en la destrucción de la clorofila.7 Otras condiciones degradantes. En lugar de la alternativa Estrés físico > muerte>degradación de la clorofila.7. 2.1 Cambios en la pigmentación asociados con la senescencia. Las temperaturas bajas se asocian con el acortamiento del día y cambios otoñales en el pigmento de las hojas. poco descrito (2). antes de considerar cada tipo en detalle. a veces camuflado por las extensas obras publicadas sobre senescencia. La pérdida de clorofila seguida de daño por frío puede ser debido no a bajas temperaturas como tal. Creasy (1974) (2). la tasa real de degradación de la clorofila en las hojas senescentes está sorprendentemente. 2. Legge y Barber (1987) (2). Sanger (1971) trazó la disminución en la proporción de clorofila a: b en roble de 3:1 el 30 Septiembre a 1:1 casi 15 días más tarde. 2. de Thomas y Stoddart (1980) y Thompson. no hay certeza de que la secuencia de eventos es la siguiente: Estrés físico> degradación de la clorofila >muerte. Una situación similar ha sido discutida por Halliwell y Gutteridge (1984) en relación a la peroxidación lipídica y daño celular (2). La degradación de las clorofilas en las plantas en envejecimiento está ligada a los cambios tanto entre las propias clorofilas y entre otros pigmentos vegetales. retos y estrés dan lugar a la descomposición de la clorofila.6 Degradación de la clorofila durante la senescencia. Addicott (1982).7. líquidos y sólidos. como las temperaturas extremas y la irradiación y los que se asocia cada vez más con las actividades del hombre y que incluyen los contaminantes gaseosos. 1983).1. de los cultivos y la maduración del fruto y la abscisión.6. Las altas temperaturas resultan en la formación de pirofeofitina en un número de tejidos (Schwartz & von Elba. 2. La destrucción de la clorofila como fenómeno esta generalmente bien arraigado y. Por lo tanto. el envejecimiento. es importante reconocer que causa y efecto rara vez se han distinguido considerando la degradación de la clorofila y muerte de la planta por el estrés físico.1. en un estudio de 25 árboles de hoja “caduca” de América del Norte. 2. que van desde emisiones de la industria hasta la llamada lluvia ácida. Sin embargo. Dentro del entorno natural. Wolf (1956). Los aspectos más amplios de la senescencia están más completamente cubiertos en críticas de Thimann (1980).7.2. 11 .presiones del entorno natural. Un intento se hace aquí para aislar la comprensión de la degradación de la clorofila de de los muchos otros aspectos moleculares y celulares de la degeneración.1 Riesgos físicos. A pesar de estos registros detallados. mostró que la destrucción de la clorofila a en todos los casos precedió a la descomposición de la clorofila b.2 Temperatura. Una serie de riesgos físicos. Estos peligros pueden ser convenientemente considerados en dos grupos . 1. simulando el agotamiento del ozono en el medio ambiente natural. que se muestra en la figura. 1976). robustos y fácilmente transportables. en la actualidad hay más instrumentos de éstos por todas partes del mundo que de cualquier otro modelo de espectrofotómetro. Satler y Thimann (1983) encontraron que el O 2 puro aceleró la senescencia en las hojas. La aplicación más común de estos instrumentos es el análisis cuantitativo.V. que trabaja mediante una fuente de alimentación estabilizada y que proporciona radiación de intensidad constante. 2. 1955. y la versión modificada. sorprendentemente.3 Contaminantes. Son numerosos los espectrofotómetros comercialmente disponibles.7.V. los mecanismos que causan la destrucción de pigmentos no se conocen (2). su robustez y sus satisfactorias características de funcionamiento. o irradiación extremadamente baja durante mucho tiempo han sido utilizadas para promover la degradación de clorofila artificialmente mediante la inducción de la senescencia prematura en hojas sanas. La oscuridad. a pesar de los casos de destrucción simultánea de clorofila a y b en tejidos expuestos a SO 2 son conocidos (véase Darrall y Jager. la observación no publicada). buenos espectros de absorción (4). La Figura 4 se muestra el funcionamiento de un espectrofotómetro sencillo y barato. 2. Algunos se han diseñado sólo para la región visible.Instrumentos para la región visible. relativamente. aunque algunos de ellos proporcionan también. Después de la difracción en una red de reflexión 12 . Otros. Lauenroth y Dodd.4 Luz. Chang (1975) mostró que las concentraciones elevadas CO2 inducen senescencia y degradación del pigmento en la hoja de algodón. de un solo haz. Estos instrumentos son. 1981). a su relativo bajo precio. Si las plantas de cebada 7 días de edad. Aunque tanto las concentraciones de clorofila y las tasas de fotosíntesis se ven afectadas negativamente por SO2. avena o cebada en menos de 24 h de privación de luz (G. 1976) (2). Hendry. La formación de feofitina por oscuridad inducida no se ha detectado en hojas de trigo. 1982). 1984) (2). sencillos. Informes de disminución de las concentraciones de clorofila en las plantas fumigadas con SO2 a menudo registran la degradación de la clorofila a en lugar de la clorofila b (Katz y Shore.8 Espectrofotómetro. Esta cifra se eleva al 58% después de 135 h (G. 1975. (288-315 nm).7.2. Este contaminante se presenta con frecuencia junto con SO 2 y O3 (Fowler y Cape. Sin duda.000 nm). La versión original de este instrumento apareció en el mercado a mediados de los años cincuenta. el Spectronic 20. todavía se fabrica y se vende mucho. Un aspecto adicional de la radiación electromagnética en clorofila es la destrucción del pigmento por radiación γ y U. 1984). confundido por los informes sobre la promoción de la síntesis de la clorofila por NO2 (por ejemplo Horsman y Wellburn. La exposición de las plantas a radiación U. Los contaminantes gaseosos han sido conocidos mucho tiempo por tener efectos de deterioro sobre las plantas.1. la observación no publicada) (2). dentro de 65 horas alrededor del 13% de la clorofila original aparece como feofitina. Hendry. La popularidad de este instrumento se debe. El Spectronic 20 consta de una fuente luminosa de filamento de wolframio. Incluso las hojas intactas de tales plantas se ven grises después de 5 a 6 d en la oscuridad. sin embargo. En un contexto de aumento global de CO 2 atmosférico. Existen en el mercado varios espectrofotómetros diseñados para trabajar en el intervalo de longitudes de onda de aproximadamente 380 a 800 nm. con frecuencia. particularmente como herramienta para la enseñanza. otros se pueden utilizar en las regiones ultravioleta y visible. Al menos uno funciona con batería y es lo suficientemente ligero y pequeño para ser portátil. totalmente verdes se colocan en la oscuridad. Este efecto de degradación de SO 2 es. son capaces de medir desde la región ultravioleta hasta la del infrarrojo cercano (de 185 a 3. Ricks & Williams. resulta en la pérdida de la clorofila (Sisson y Caldwell. una anchura de banda de 4 nm. Son factibles velocidades de barrido tan altas como 1. espectros superpuestos. transmitancia.1 Espectrofotómetros de haz sencillo computarizados. 13 . en estas condiciones se puede hacer el ajuste del O por 100 T. La señal de salida del detector se digitaliza en tiempo real y se almacena en la memoria del ordenador. Figura 4. Otras características técnicas del instrumento incluyen una anchura de banda de 20 nm y una exactitud en la longitud de onda de ±2.1 por 100 de Po a 240 y 340 nm (4).. derivadas.200 nm/min. Después se realiza el barrido con la muestra y se calcula la absorbancia con la ayuda de los datos de la disolución de referencia almacenados. Con estos instrumentos se realiza primero un barrido de longitudes de onda con la disolución de referencia en la trayectoria del haz.8.5 nm (4).8.5por 100 T y una reproducibilidad del 0. barridos repetitivos. la radiación parásita es menor del 0. La señal eléctrica amplificada en el detector acciona un dispositivo de medida con una escala de 14 cm graduada en unidades de transmitancia y absorbancia.2 por 100 A. El instrumento presenta un intervalo de longitudes de onda de 195 a 850 nm.2 Espectrofotómetros doble haz. Actualmente se puede disponer de numerosos espectrofotómetros de doble haz para la región ultravioleta/visible. 2. una exactitud fotométrica del 0. determinación de alturas y medidas cinéticas (4). El espectro completo se visualiza sobre un tubo de rayos catódicos en 2 s después de la adquisición de datos.Diagrama del sistema óptico de un espectrofotómetro “Spectronic 20”. En este instrumento la radiación se dispersa en una red cóncava que enfoca al haz sobre un espejo en sectores rotatorio. la radiación atraviesa la cubeta de la muestra o de la referencia y llega al fototubo. 2. localización de picos. cálculo de concentraciones. El ordenador asociado al instrumento está provisto de varias opciones relacionadas con el procesamiento de los datos y la presentación de los mismos como logaritmo de la absorbancia.sencilla. El instrumento está equipado con un obturador que consiste en un aspa que se interpone automáticamente entre el haz y el detector siempre que se retira la cubeta del porta cubetas. Visión.V. Descripción de la empresa.1. 3. Información de la empresa.2.1. CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA DE TRABAJO. El nombre oficial de la empresa es Proteínas Básicas. 3. S. Nombre y ubicación. Proteínas básicas naturales es una empresa muy importante en México ya que es la mayor productora de aceite comestible y harina de soya para consumo. 14 .1. Industrial km 0. 87325 teléfono (868) 8-11-12-00 3.5 colonia zona industrial cp. Datos generales.1.A de C. tanto industriales como de consumo. líderes en el mercado nacional y con un crecimiento importante en el mercado internacional. Ser una organización más integrada en productos terminados.III. Se encuentra ubicada en ave. 1. En esta área la soja sufre remoción parcial de la basura de mayor contener (hojas. tierra. Antes de que las semillas sean procesadas. la cual consiste principalmente en separar y retirar de las semillas. una vez que es descargada pasa a los tres silos de almacenaje de materia prima. La soja llega a la empresa mayoritariamente por medio de trenes aunque también pero en menor escala por medio de camiones. Valores. buscando siempre la más alta rentabilidad de operación”. “Transformar y comercializar oleaginosas en productos industriales y de consumo de alta calidad.Misión. 15 . mediante la administración con calidad total y trabajo en equipo en todas y cada una de las áreas del grupo. En esta etapa del proceso se realiza principalmente para ofrecer la harina de soya conocida como "Hi-Pro". satisfaciendo confiablemente las necesidades de nuestros clientes. Limpieza.3 Política de calidad. tamaño que pueda Secado y atemperado. En el grupo Ragasa. A continuación se presenta una breve descripción de las etapas involucradas en el proceso de producción de aceite. ramas y otros contaminantes). cuyo contenido mínimo de proteína es de 48%. suministrando productos servicios de alta calidad que sean su mejor opción mediante: • • • • • • • • El conocimiento sistemático de las necesidades de los clientes Traducción de esas necesidades en requerimientos de operación El control y mejora continua de los procesos productivos y administrativos El desarrollo de proveedores La utilización de tecnología adecuada El desarrollo integral de nuestro personal Un liderazgo basado en principios Medición de la satisfacción de las necesidades de nuestros cliente 3. pasan por la etapa de limpieza.2 Descripción general del proceso de producción de aceite. Recepción de materia prima y almacén. piedras. • Orientación al cliente • Creatividad e Innovación • Integridad • Trabajo en equipo 3. toda materia extraña como palos. Prelimpia. nos comprometemos a consolidar e incrementar el liderazgo a través de superar consistentemente las expectativas de nuestros clientes. es enviado a un proceso de desolventización y secado en donde además de retirar el solvente se le da un tratamiento térmico en donde se modula y controlan las especificaciones y características propias de calidad de las harinas. otro tipo de semilla. Al aceite crudo se le adiciona agua para hidratar los fosfolipidos después se centrifuga y se obtienen las gomas y aceite desgomado. Una vez que la mezcla de hexano y aceite sale de la cama de extracción entra a la a columna de destilación donde es separados el hexano y el aceite crudo. En la etapa de limpieza. Ver anexo 1 3. se utilizan imanes para retirar cualquier material ferroso. Cocimiento y laminado. Quebrado y Separación (Descascarado).3 Diagrama de flujo general. Extracción por solvente. papeles y en algunos casos. El producto de la preparación es puesto en contacto con hexano a contracorriente. Desgomado. Consiste en que la almendra libre de cascarilla se cose y acondiciona para después pasarla por los laminadores de tal forma que ésta queda en forma de hojuela dejándola preparada para la extracción. Secado y Almacenaje. 16 . Una vez desgomado el aceite pasa a ser secado y almacenado. Destilación. El sobrante sólido que sale de la extracción.4 Organigrama de la empresa. El proceso continúa con un quebrado de las semillas con el propósito de partirla y poder separar la cáscara de la almendra. 3.partículas metálicas. a proyectos de seis sigma y desarrollo de nuevos productos. dar soporte al proceso de producción. El departamento de laboratorio tiene como función principal analizar muestras para liberación de productos. Organigrama del departamento.2 Puesto y Funciones.1.5. A continuación se menciona la principal actividad desarrollada durante la realización del proyecto: • Se realizó la determinación de la clorofila en muestras de proceso 17 .5 Información del departamento. 3.3. El puesto asignado fue de Residente en el Área de Laboratorio de Análisis. 3.5. • Espectrofotómetro 18 . Aunque existen varias maneras de cuantificar la clorofila y sus formas degradadas intente desarrollar 2 métodos para poder determinar la cantidad de clorofila contenida en la soja atreves de todo el proceso de producción de aceite.1 Investigación. DESCRIPCIÓN DE LAS ACTIVIDADES DESARROLLADAS. al espectro electromagnético que posee la clorofila y sus formas degradadas y a ciertas cuestiones técnicas de los otros métodos opte por desarrollar solo un método oficial de la American Oil Chemists' Society que lleva por nombre “Determination of Chlorophyll Pigments in Crude Vegetable Oils” y el numero del método es Cc 13i-96. Se realizo una investigación con respecto a las vías de degradación de la clorofila y los métodos de como sus formas degradadas pueden ser cuantificadas. 4. más que con otros agentes degradantes y lo que intente hacer en uno de estos métodos fue evitar esto al máximo . Basándome en la literatura consultada comprendí que clorofila tiende a degradarse con mayor facilidad con el calor.2 Procedimiento actual de análisis que se utiliza para la determinación de clorofila.IV. Material. herramientas y equipo. más sin embargo debido a que solo se contaba con espectrofotómetro como único equipo capaz de realizar la determinación de clorofila en el laboratorio de la empresa. 4. 19 . 13. 9. Oprima la tecla 0 ABS / 100 % T y retirar el blanco. Desarrollo: 1. 18.dejando que pasen a través de la muestra gota a gota hasta obtener una micela de 100 ml. 12.• • • • • • • metil-isobutil-cetona Tubo thermo Scientific de ½” de diámetro Molino Stein mill Vaso de precipitado 150 ml Embudo y torunda de algodón Papel filtro Whatman N°1 Pipeta 5 ml Políticas de calidad del procedimiento de determinación de clorofila. Filtrar el aceite obtenido en un cono preparado con papel filtro Whatman N°1 (con la única finalidad de eliminar la humedad al mínimo). Coloque el blanco dentro del espectrofotómetro y cierre la tapa del equipo 14. 8. 6. 3. 7. Es importante que en el filtrado se evite el paso de partículas finas. 11. posteriormente seguir agregando porciones de 30 ml de hexano . 2. 19. Mantener las cubetas o recipientes limpios para asegurar una buena lectura. Preparar un con papel filtro Whatman N° 1 y colocar dentro de un embudo de filtración y en la terminación de este coloque una torunda de algodón y colocar todo esto sobre un vaso de precipitado de 150 ml. Tomar un vaso de precipitado de 150 ml y llenarlo (al ras) con aproximadamente 100 gr de muestra. con esto se ajustara el equipo a cero. 4. 15. Ajustar el espectrofotómetro a 670 nm. 17. 5. Con una pipeta recoja 5 ml de metil-isobutil-cetona y colóquelos dentro de un tubo de ½ ʺ este tubo servirá como blanco y se utilizara para en las 3 lecturas a 630 nm. Oprimir el botón A/T/C del espectrofotómetro y elija la opción de absorbancia. Encender el espectrofotómetro (dejar calentar el foco por 10 minutos). Colocar el tubo con la muestra dentro del espectrofotómetro y cerrar la tapa. Evaporar todo el hexano de la mezcla. enfrié para moler en molino Stein mill. se retira el blanco. Se requiere trabajar dentro de una campana de extracción para que los vapores no entren en contacto con resistencias eléctricas. Verter la muestra sobre el cono hecho con el papel filtro. Ajustar a 630 nm de longitud de onda mediante las flechas del espectrofotómetro. sin exceder la temperatura de 70°C en la parrilla. 670 nm y 710 nm. 20. 10. Colocar en un tubo 5 ml de muestra aproximadamente. ya que esto altera el resultado. 16. 21. registrar el valor obtenido a 630 nm (A630). El factor es un dato obtenido de la verificación interna del equipo. Colocar el blanco dentro del espectrofotómetro. Adicione 80 ml de hexano (se observara que el hexano es absorbido por la muestra) . Secar en la estufa a 130 + 3 ° C. Oprima la tecla 0 ABS / 100 % T. retirar el tubo con la muestra y colocarlo en una gradilla. Colocar la muestra molida en una bolsa de plástico con cierre hermético. Repetir los pasos del 18 al 23 pero con la única diferencia que el ajuste se en la longitud de onda será de 710 nm. A. 4. Se realizaron análisis de práctica con el objetivo de desarrollar la habilidad. Registrar la lectura a 670 nm (A670). y así se obtiene el valor de el Factor (F). Fórmula para la determinación de clorofila contenida en aceite de soja mg/kg (clorofila)= [A670 –(A630 + A710)/2]/F A= absorbancia F= factor NOTA: Los pasos del 1 al 8 son la preparación de la muestra para poder proceder a la determinación con una lectura real en el espectrofotómetro estos primeros 8 pasos son aplicados a las muestras que provienen de las etapas previas a extracción mas no es así con las etapas posteriores a extracción ya que las muestras ya vienen como aceite así que no es necesario realizar los primeros 8 pasos. 4.3 Análisis de práctica. de C. Se cuantifico la cantidad de clorofila en diferentes muestras soja proveniente de todo el proceso de producción de aceite 4. 20 . rapidez y correcta ejecución del método para la determinación de la clorofila.22. Colocar el tubo con la muestra en el espectrofotómetro. Los pasos posteriores se basan en el procedimiento establecido por la American Oil Chemists’ Society y Society. 23. mas sin embargo después de haber realizado el análisis de clorofila tanto al aceite crudo y desgomado se concluye que estos son los únicos que no muestran una variabilidad significativa del contenido de clorofila.5 Análisis de la información. Se observa que según los datos obtenidos el contenido de clorofila no es constante en las etapas previas a extracción.4 Determinación de clorofila en todas las etapas de producción de aceite. Además es importante comentar que el equipo se somete mensualmente a una calibración que consta en comparar la cantidad de clorofila de unas muestras estándar en el espectrofotómetro que son enviadas por nuestro cliente (planta hermana) Proteínas Naturales S. 24. V. 21 .Muestra los resultados determinación de clorofila para una misma muestra de aceite desgomado..RESULTADOS OBTENIDOS. obtenidos de la Grafica 1. 5.V.1 Variabilidad de la clorofila en aceite desgomado y grano de soja. Tabla 4. A continuación se muestran los resultados de la determinación de clorofila en el grano de soja y en el aceite desgomado...Comportamiento de la clorofila una misma muestra de aceite desgomado. recalcando que esta determinación se hizo con la misma muestra de grano las 9 repeticiones. 5.-Se puede observar que el contenido de clorofila es muy irregular en cada una de las 9 repeticiones.Muesta los existente de clorofila en una resultados de la variabilidad misma muestra de grano. Tabla 5.52 mg/Kg a 2142. 22 .2 Variabilidad de la clorofila a través del proceso de transformación de la soja. su rango de variación es de 2059.En la grafica 1 se observa como la variación de la clorofila contenida en la misma muestra de aceite desgomado no varía significativamente y tiende a formar una línea recta.85 mg/Kg. aquí es importante mencionar que se termino la muestra por esa razón solo se realizaron 9 determinaciones en lugar de 10 como ocurrió en el caso del aceite desgomado mostrado anteriormente. Grafica 2. La grafica 2 muestra claramente que el contenido de clorofila es muy variable en el grano. Los resultados tanto de la granza y la cascara fueron indeterminados ya que en el primer caso el aceite obtenido resulto ser demasiado obscuro como para poder fiarse de el resultado y en el segundo caso se obtuvo muy poco aceite y resulto poco práctico intentar extractar mas ya que tomaba demasiado tiempo.Contiene el número de identificación asignado clorofila contenida dentro de la misma en mg/Kg. y sus productos degradados en aceite desgomado a 23 .3 Variabilidad de clorofila diferentes temperaturas. esto es debido a que el contenido de aceite residual en la cascara es muy bajo generalmente ronda el valor de 1%. 5..Contiene los resultados de la determinación de clorofila en mg/Kg a través de todo el proceso de transformación de la soja. Estas determinaciones se realizaron como confirmación de los resultados de la variabilidad de la clorofila en la grafica 2.. a cada muestra y la cantidad de Grafica 3.Tabla 6. 4 Variabilidad de clorofila y sus productos degradados en aceite desgomado a tiempo y temperatura constante.Tabla 7.. Grafica 4. 24 .Muestra la cantidad de clorofila contenida en aceite desgomado que fue sometido a diferentes temperaturas.Estos resultados confirman que la clorofila y sus productos degradados poseen un espectro de absorción similar y confirman que la cantidad de de clorofila y sus productos degradados no varia significativamente. y a simple vista se observa que no hay variación significativa del contenido de clorofila a dichas temperaturas. 5. En la grafica 4. En este experimento se busco promover una degradación exponiendo al aceite desgomado a Diferentes temperaturas una vez alcanzadas se procedió a realizar la determinación de clorofila.. se muestran los resultados de la determinación de clorofila para una misma muestra de aceite desgomado a las temperaturas indicadas en la tabla. 2.Tabla 8. 6.-Muestra las determinaciones de clorofila y sus productos degradados a los que fue sometido un aceite desgomado manteniendo la temperatura constante. ALCANCES Y LIMITACIONES. VI.1. Limitaciones Para el desarrollo de este proyecto una limitante fue el tiempo debido a que no se tenía previsto que el espectrofotómetro estuviera fuera de servicio por más de 1 mes ya que sufrió 3 averías y se opto por comprar un equipo nuevo que tardo aproximadamente 3 semanas en llegar a la planta. En la grafica 5 se muestra una vez más la poca variación en el contenido de clorofila del aceite desgomado. 6. 25 .. esta vez la determinación se realizo manteniendo la temperatura constante a 60 grados Celsius y la única variable fue el tiempo de calentamiento estas determinaciones se realizaron con el fin de promover una mayor degradación de la clorofila y confirmar una vez más que el espectro absorción de los productos de degradación de la clorofila son similares . Alcances Basándome en los resultados obtenidos puedo decir que gracias a la realización de mi proyecto se conoce mejor el comportamiento real de la clorofila a través de todo el proceso de producción de aceite y podemos aconsejar con seguridad que una buena homogenización del aceite crudo o desgomado se puede aplicar como medida de control de calidad del aceite. el tiempo de análisis se determino basándonos en la literatura consultada. Grafica 5.Se aprecia una variabilidad muy pequeña del contenido de clorofila y sus productos degradados. . 7. 7.2. sin embargo es diferente en el caso del aceite desgomado y aceite crudo. también hay que trabajar siempre con material limpio esto es de suma importancia ya que e material contaminado ocasiona una lectura errónea del contenido de clorofila y se tiene que repetir todo el procedimiento. 26 . por lo tanto no es posible establecer la trazabilidad de clorofila a través del proceso completo de transformación de la soja. Conclusiones.1. Se observó que el contenido de clorofila a través de las etapas previas a la extracción de aceite es muy variable debido a esto no es posible tener un control muy preciso sobre esta parte del proceso.VII. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES. Recomendaciones. Es importante realizar las determinaciones siempre siguiendo el orden del método para evitar confusiones. aquí se observó que dichos aceites se pueden homogenizar y se puede observar que el contenido de clorofila no varía significativamente y es aquí donde podemos establecer algunas medidas de control. -Hendry G. J. The Degradation of Chlorophyll a Biological Enigma.Douglas A. 3. Y Brown S. 32. 26. 1304-7582. Health Benefits and Its Occurrence in Virgin Olive Oils. Esta es la referencia 3. D. Mc GrawHill..No supe como citar esta referencia 4. Timothy A. (2001). Houghton J. tengo duda documento es de una universidad en como citarla también tengo el enlace del 27 .Principios de Análisis Instrumental. (2010). Y. 2.. Holler F. . 255-302. Y.VIII.. A.. Chlorophyll: Structural Properties. BIBLIOGRAFÍA 1. Akademik Gıda. N. (1987)...Sorumlu. New Phytol. 107.. S. B. V. ACEITE CRUDO Y . DESG. DE C.. Anexo 1. A.Diagrama de flujo general de Proteínas Básicas S.V.DIAGRAMA DE FLUJO GENERAL PROTEINAS BASICAS S. ATEMPERADO SILO TRABAJO LIMPIEZA QUEBRADO DESCASCARADO ALMEND RA DE SOYA ACONDICIONAMIENTO HOJUELADO HOJUEL A EXPANDER COLLET COLLET /HOJUELA CONHEXANO EXTRACCION HEXANO MISCELA (ACEITE Y HEXANO) DESOLVENTIZADO Y TOSTADO LIQUIDO VAPOR HEXANO/AGUA HARINA HUMEDA SALVAD O ENTERO HEXANO DESTILACION CONDENSACION SECADO HARINA DECANTACION DE HEXANO AC. CRUDO HUMEDO MOLIENDA SALVADO AC. de C.A. HUMEDO SALVADO MOLIDO DESGOMADO GOMAS MOLIENDA HARINA ALMACENAJE DE HARINA SECADO SECADO SECADO ALMACEN SALVADO ALMACENAJE DE ACEITE CRUDO ALMACENAJE DE ACEITE DESGOMADO ALMACENAJE DE LECITINA 28 EMBARQUE DE PRODUCTOS SALVADO. RECEPCION SEMILLA ALMACENA SEMILLA DE SOYA PRELIMPIA SECADO JE ANEXOS.
Report "trazabiliadad de la clorofila en el proceso de transformacion de la soja"