A. TECNICAS DE INOCULACIÓN Y SANGRIA DE ANIMALES: 1. DESCRIBA LAS INSTRUCCIONES GENERALES PARA INOCULAR ANIMALES. 2.CUALES SON LOS ANIMALES COMUNMENTE UTILIZADOS PARA ESTAS PRUEBAS. 3. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION INTRAMUSCULAR. 4. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION 5. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION 6. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION 7. CUALES SON LOS METODOS PARA EXTRAER SANGRE DE LOS ANIMALES. DESCRIBALOS. B. OBTECCION DE ANTIGENOS BACTERIANOS Y PREPARACION DE ANTISUEROS: 1. CUAL ES EL PROCEDIMIENTO PARA LA PREPARACION DE UN ANTIGENO BACTERIANO. 2. COMO ES EL PROCEDIMIENTO PARA LA OBTENCION DE ANTISUEROS. A. TÉCNICAS DE INOCULACIÓN Y SANGRÍA DE ANIMALES: 1. Describa Las Instrucciones Generales Para Inocular Animales: Equipamiento: Hay que utilizar una aguja o lanceta esterilizada para pinchar la piel y el vaso sanguíneo subyacente. No es recomendable utilizar una hoja de escalpelo (bisturí) ya que su uso es impreciso y puede ocasionar una mutilación accidental del animal o de la persona, si el animal no está adecuadamente sujeto. Lugar: Para familiarizarse con la ubicación de una vena, se recomienda encarecidamente estudiar primero la anatomía correspondiente en los animales muertos, para evitar tener que realizar repetidas entradas fallidas a la hora de encontrar un vaso sanguíneo. Un lugar habitual para practicar la punción venosa en un animal pequeño es la vena coccígea o de la cola. En pequeños roedores, la extremidad de la cola puede ser amputada y en el caso de los ratones- a diferencia de las ratas- no parece implicar la eliminación de ninguna vértebra coccígea. El corte de la cola tiene que realizarse una sola vez o dos como máximo. (En ratas topo desnudas se puede hacer pequeñas extirpaciones al final de la cola, que vuelve a crecer en 4-6 semanas y entonces puede realizarse de nuevo.) En pequeños animales sin cola, como los cobayas y hámsteres, se puede utilizar la vena yugular o la de la oreja, pero requiere gran habilidad; en estos mamíferos, la punción cardiaca con anestesia general puede ser el método más adecuado. En animales grandes es más probable que una pequeña muestra se tome directamente de una vena superficial. En las aves, puede practicarse la punción en las barbas, crestas y moco, en el caso del pavo. La utilización de las almohadillas plantares para la obtención de sangre no es aceptable debido a la sensibilidad de la zona y el riesgo de infección, ya que los Animales de Laboratorio habitualmente se guardan cerca, o en lechos contaminados por orina y heces. La infección puede causar cojera y sufrimiento innecesario. Preparación Del Lugar Es importante mantener una antisepsia completa a lo largo del muestreo, de forma que todo pelo o resto de piel superficial de encima de la vena, sea retirado. El método para eliminar el pelo dependerá de la localización de la vena y de la especie animal. El pelo se puede eliminar a tirones, con tijeras curvas o con esquiladora. Retirar el pelo a tirones puede realizarse fácilmente en los gatos y conejos sin causar sufrimiento al animal. Las cremas depilatorias químicas pueden aplicarse en zonas difíciles pero generalmente no se recomiendan ya que pueden provocar reacciones en la piel y contaminar las muestras. Algunos animales tales como los gatos, pueden incomodarse con el ruido producido por las esquiladoras eléctricas. Hay que tener en cuenta también, que las pieles de algunos animales, por ejemplo la de los conejos, son finas y sensibles. No es recomendable afeitar con cuchilla, jabón y agua ya que causa más daño a la piel que el esquilar. La preparación puede tener entonces el efecto posterior de causar irritación. Para disminuir toda molestia asociada a la punción venosa. algunos científicos han investigado recientemente el uso de cremas de anestesia local aplicadas sobre la piel unos 30-60 minutos antes de tomar la muestra. perros y gatos pero no son tan efectivas en ratas.Las excepciones dependerán de la experiencia del operador. Parecen ser beneficiosas en la reducción de las molestias en especies como conejos. El alcohol (etanol 70% en agua) desengrasará efectivamente la piel de aquellas especies en las cuales la secreción de glándulas sebáceas sea pronunciada (por ejemplo en las ovejas). de la soltura a la hora de esquilar y el efecto que pueda causar en los animales y de la calidad de la muestra requerida. Es casi imposible producir una superficie estéril y una Limpieza excesiva trastornaría el ecosistema bacteriano natural de defensa de la piel. a la que se le puede añadir un detergente o desinfectante como la cetrimida. . Estos agentes deberán ser posteriormente retirados con agua para evitar la contaminación de la muestra. La zona rasurada o de la que se ha retirado el pelo a tirones deberá ser limpiada con agua templada. deshidratación de la piel e incomodidad del animal. pero puede contaminar una muestra de sangre si no se le deja evaporar. Después de haber sacado la sangre. fibrillas de colágeno y esponja gelatinosa que pueden servir de ayuda si persiste el sangrado. La Toma De Muestra: El animal debe estar suavemente sujeto por un manipulador experimentado que. tratándole con suavidad y hablándole. La gota de sangre formada puede retirarse con un tubo capilar o con una micropipeta con punta de plástico. lo que detendrá rápidamente cualquier sangrado. Cobayo F. Rata C. siempre que sea posible. deberá ser conocido por los animales. Cuales Son Los Animales Comúnmente Utilizados Para Estas Pruebas. Ratón B. La vena debe localizarse claramente (si se tienen dudas. hámster D. No hay tampoco que sobre valorar el papel clave desempeñado por la persona que sujeta al animal y evidencia la vena. A. Puede que el animal muestre signos de incomodidad (¡como nosotros!) por ejemplo. Puede que se necesite alguna presión próxima al lugar de oclusión del retorno venoso con el fin de obtener suficiente volumen de sangre. es mejor no hacerlo y buscar ayuda) y la punción llevada a cabo decididamente mejor que con vacilaciones. Gerbo E. puede chillar. se debe mantener una presión suave pero firme sobre el lugar durante unos 30 segundos. pero se le debe tranquilizar. Conejo . 2. También hay varios preparados hemostáticos de alginato de calcio. . Las venas se observan cuando la cola es levantada y girada lentamente en cualquier dirección. intraperitoneal Subcutánea. en la figura 7. jeringas 1 ml de TB. . A. Mejores resultados se logran si la cola se introduce en agua caliente o el ratón es calentado en la jaula con una lámpara. sujetador para ratón. Figura 7. La punta de la aguja puede verse como penetra en la vena.30 g. Equipamiento: agujas de 27 . La inyección se aplica en el cuadrante izquierdo bajo como se observa. ½ a 1 pulgada. No obstante ser una técnica de fácil aplicación práctica y entrenamiento es fundamental. preferiblemente con el bisel pequeño. lámpara de calentamiento La vena lateral de la cola del ratón es el sitio más común para esta técnica. RATÓN : Intravenosa. Intramuscular.27 g. Equipamiento: jeringas y agujas 23 .3. Describa La Técnica De Inyección intravenosa.Sujeción para la aplicación de la inyección intraperitoneal en ratón. Intraperitoneal. El área escogida es el hombro. Subcutánea. evita la posibilidad de punción en el intestino. Esta vía es utilizada como alternativa a la intramuscular en los ratones. Una rápida administración del fluido puede causar daños en el tejido y hemorragia debido a la presión. Figura 1. levantando la aguja en contra de la pared abdominal.. El máximo posible de administrar por esta vía a un ratón de 20 g es de 2 ml. Si no se inmoviliza la pata derecha del ratón pudiera existir el riesgo de punción en los intestinos. Como alternativa el abdomen ventral es usado utilizando la técnica de restricción de la figura 1.Métodos de sujeción y manipulación en el ratón para inyecciones intraperitoneales o intramusculares. Equipamiento: agujas de 25 a 27 g.El uso del bisel pequeño en la aguja y su inserción a través de la piel. . ½ a ¾ pulgada con jeringas de TB. . Una administración intravenosa o toma de sangre prolongada debe ser acompañada de una catéter vía vena yugular. Al igual que en el ratón debe tenerse cuidado con dañar estructuras vitales. Esta técnica requiere de elementos de cirugía. RATA: Intravenosa. La restricción del animal puede realizarse con el apoyo de otra persona o el uso de anestesia ligera. Un dispositivo de restricción y una lámpara de calentamiento es útil. ? a 1 pulgada. El lugar de aplicación es el mismo que para el ratón. ½ a pulgada con jeringas de TB. Intramuscular. Equipamiento: Dependiendo del tamaño de la rata agujas de 20 g pueden ser utilizadas. En esta la vena safena del lado de la pata trasera El dispositivo de restricción es útil tanto para el animal como para el investigador.b. Las técnicas descritas para el ratón son aplicables para la rata. Equipamiento: jeringas y agujas 23 . En este caso solicitar el apoyo de los médicos veterinarios de la UPEAL. Equipamiento: agujas de 25 a 26 g.25 g. Intraperitoneal. de ½ a 1 pulgada. Colocando a la rata en un cilindro es el método más usual. Anestesia ligera con Ketamina-xylazina o CO² son medios útiles para el correcto trabajo con la rata. La restricción del animal puede realizarse con el apoyo de otra persona o el uso de anestesia ligera. La espalda y los músculos de las patas traseras son idóneos para esta técnica. El lugar ideal es en el área escapular. para administrar alguna droga. Subcutánea.m. El pelo de la oreja debe ser eliminado y la piel desinfectada con alcohol ó yodo antes de realizar la punción. Equipamiento: agujas de 23 g. Si se usa la xilacina como dilatador. La piel de la rata es delgada y difícil de penetrar. La vena marginal de la oreja es ideal para la aplicación. . Si se realiza con frecuencia debe de alternarse el área de aplicación. La vena puede golpearse delicadamente varias veces con el dedo para su dilatación. No se recomienda una restricción manual para esta técnica. La limpieza de la piel reduce la posibilidad de infección. Un pequeño bisel de menos de 1 pulgada no debe ser usado y se recomienda una jeringa de 5 ml o menos. CONEJO: Intravenosa. después del procedimiento. 1 pulgada. Un dispositivo de restricción es útil. Equipamiento: agujas de 20 a 25 g de un adecuado largo y jeringas. Inyectar la vena cerca de la base de la oreja. C. debe de tenerse cuidado para evitar accidentes en la aplicación y las manos del operario. debe lavarse la oreja con agua y jabón pues es irritante en contacto con la piel. Esta vía es usada como una alternativa a la vía i. Coloque al conejo en la jaula de restricción. La restricción correcta debe ser considerada. El conejo tiende a encogerse cuando se le ata por las cuatro patas. Equipamiento: agujas de 22 a 23 g.20 g. Pequeñas agujas pueden ser utilizadas si la sustancia a inocular es de poca y de baja viscosidad. Si se requiere realizar más de una punción el área debe de rotarse. El abdomen del conejo se rasura. El lugar más común es la parte trasera del músculo lateral. Debe cuidarse de no dañar estructuras y órganos en el momento de hacer la punción Intramuscular. Puede usarse una tabla plana con cuerdas en las cuatro esquinas que permitan la sujeción de cada pata. El pelo debe ser rasurado y la piel desinfectada. Para evitar la dispersión de pelo. Intraperitoneal. limpia y desinfectada. La ayuda de un asistente y el uso de ketamina puede tranquilizar al animal y hacer que el procedimiento tenga éxito. Equipamiento: agujas de 20 a 23 g. 1 pulgada. . Equipamiento: jeringas y agujas 19 . Subcutánea. La superficie de la tabla debe estar lisa. Debe tenerse en cuenta el apoyo de un asistente o de un equipo de restricción adecuado. 1 pulgada. utilice alcohol al 95%. La tabla de restricción puede inclinarse hacia abajo en dirección a la cabeza del conejo. 1 a 1½ pulgada con la adecuada jeringa. Entre las más usadas está la del metatarso lateral. El adecuado equipo de restricción debe usarse. por ejemplo: 20 g. Equipamiento: jeringas y agujas 19 . La piel del cobayo es delgada. No se usa con frecuencia pero si fuera necesario deben tomarse precauciones para no dañas las estructuras adyacentes. D. cefálica. especialmente sobre los hombros. Equipamiento: agujas de 20 a 22 g. eliminar el pelo. mantener la piel levantada al aplicar la inyección. safena (27g) y la vena marginal de la oreja para usar una aguja pequeña (30g. Cuando se llevan a cabo inyecciones en esta área. Subcutánea. ¾ a 1 pulgada con la adecuada jeringa. 1 pulgada. Catéteres deben ser colocados en la vena yugular. .22 g. COBAYO: Intravenosa. Las inyecciones deben aplicarse en los músculos laterales del muslo y por lo general se requiere la ayuda de un asistente. Intraperitoneal. Limpiar la piel con alcohol. con la adecuada jeringa. Varias venas son utilizadas pero entre individuos existe variación en el tamaño. 1 pulgada y jeringas de 1 a 5 ml. El equipo de restricción y la aplicación de una anestesia ligera es importante si se trabaja solo. Equipamiento: 20 a 22 g. deben usarse agujas cortas. Intramuscular. pesadas.El área mejor es el área escapular. Le aplicamos el liquido lentamente y al retirar la aguja girarnos la jeringa hacia arriba ara cambiar el trayecto del canal y evitar que el líquido inyectado se salga. b. lo más superficialmente posible. Si aparece una mancha anémica blanca y prominente que ponga de manifiesto los orificios de los folículos pilosos demostrará que la inyección ha sido bien realizada. Con aguja # 26.4. seria de mejor elección animales blancos. los lugares más utilizados para realizar esta práctica son el tercio medio del antebrazo. Esquilamos el pelo de la zona de inyección y DESINFECTAMOS el área con alcohol y xilol.1 CC. Con los dedo tomamos un pliegue cutáneo y se introduce la aguja con el bisel hacia arriba. en otras palabras si no presenta reacción alérgica al medicamento. a. Emplearnos una jeringa de 1 cm. DESCRIBA LA TECNICA DE INYECCION INTRADERMICA Tornamos el animal si es para reacción cutánea. En esta practica la cantidad de liquido no debe excederse de 0. esta técnica la utilizamos para observar si la persona tolera el medicamento. . DESCRIBALOS A. examinados y sexados.Métodos de sujeción y manipulación en el ratón para inyecciones intraperitoneales o intramusculares Para la aplicación de un tratamiento o un examen mas profundo. tomar la piel que se encuentra en la parte superior de su cuello y hombros. Para un mejor control sobre el ratón. . Con la otra mano pueden sujetarse la cola y las patas traseras y realizar un adecuado examen de animal. Durante este proceso el ratón puede voltearse y morder pero una vez sujetado correctamente. Existen dispositivos de restricción aplicables a ratones que ayudan a la sujeción y al manejo correcto del animal. específicamente en el área de la parte media hacia la base. colocado sobre la rejilla de la jaula. este debe sujetado por la cola. CUALES SON LOS METODOS PARA EXTRAER SANGRE DE LOS ANIMALES.. Con este sencillo método de sujeción pueden ser transferidos de una jaula a otra. este método no es suficiente. preferiblemente de donde el pueda sujetarse y entonces con el dedo pulgar e índice. Ver Figura 1. está perfectamente controlado. RATÓN: Los ratones usualmente son sostenidos por la base de la cola. Figura 1.5. la mesa u otra superficie. Ratas jóvenes y más pequeñas pueden ser manejadas de la misma forma que un ratón. Las ratas pueden morder y determinadas cepas y líneas son más agresivas.Métodos de restricción y sujeción para inyecciones Se cubre con la palma de la mano toda su espalda con los dedos rodeando su cuerpo cerca del cuello. Ver figura 2. Un hueso plano que se encuentra en la espalda de la rata llamado Chassaignac. por lo que el cuidado y la experiencia son determinantes para un manejo correcto y sin heridas. Las ratas pueden ser también sujetadas por la cola de forma temporal.a. debajo de las axilas de sus patas delanteras. por ejemplo. la F-344 es más agresiva que la Sprague Dawley. RATA : Las ratas normalmente se sujetan por todo su cuerpo. cuando su tamaño no permita la sujeción con la mano.. En esta posición otra persona puede realizar el examen o el tratamiento en el animal. Existen . Figura 2. La sujeción de la rata con una mano es lo más común y efectivo para ejercer el control adecuado y debe estar acompañado de la sujeción de las patas y la cola con la otra mano para un control total. hace difícil la sujeción de la piel de la rata. Las palmas de ambas manos pueden sujetar al animal. La piel alrededor del cuello y sobre los hombros es una herramienta útil que ejerce un buen control para sujetarlo con una mano.Métodos de restricción y sujeción del hámster. C.dispositivos de restricción aplicables a ratas que ayudan a la sujeción y al manejo correcto del animal. Ver figura 3. . HAMSTER: Los hámsteres muerden rápido y profundo cuando el manejo no es el correcto o se encuentran en una situación de estrés que consideran de peligro. Figura 3.. Cuando el manejo es el correcto asimilan muy bien la situación y llegan a interactuar con la persona. no obstante se requiere de práctica para ejercer dicho control. Son varios los métodos de sujeción de un hámster. Puede ser elevado sujetándolo con una mano de manera similar a la rata. E. COBAYO: Los cobayos rara vez muerden. la sujeción por la base de la cola es lo ideal. Se sujetan muy bien colocando el dedo pulgar e índice alrededor del cuello. GERBO: El gerbo responde a los mismos métodos de manejo de los pequeños roedores que se describen con anterioridad. Para el manejo rápido o de grandes cantidades. Ver figura 4. Se debe evitar sujetar al gerbo por la punta de la cola pues eso puede traer por consecuencia el desprendimiento de la piel y el daño al animal. Figura 4..En ocasiones es más fácil utilizar un recipiente para trasladar un hámster de un punto a otro si el control efectivo no es necesario para realizar una evaluación o inspección del animal. Son tímidos y la sujeción debe hacerse firme pues tratan de escapar cuando se les manipula. D. con la palma de la mano sobre la espalda y el resto de los dedos alrededor del cuerpo.Método de sujeción para inyecciones y movimiento del cobayo . la otra mano debe sujetar la parte inferior de su cuerpo. Cuando se mantiene colgado. Cuidado especial requiere la manipulación de hembras gestantes pues son pesadas F. Sujetándolo por la piel sobre los hombros con la cabeza en dirección al operario es el mejor método de sujeción para un conejo. se debe sujetar la parte bajo del cuerpo con la otra mano. Este movimiento violento y en forma circular puede traer como consecuencia la fractura de una o más vértebras lumbares y daño fatal en la espina dorsal.Métodos para la sujeción y transportación de conejos y su colocación y ajuste en la jaula de restricción para tomas de sangre e inyecciones Los conejos nunca deben ser levantados por las orejas. Durante la sujeción los conejos pueden intentar escapar de forma violenta y pueden dañarse con la aguja o cualquier otro instrumento pudiendo causar daños en el animal o el operario.. Sujételo de forma tal que las patas traseras estén lejos del cuerpo del operario. Figura 5. Cuando esté colgado. Ver figura 5. Si el conejo comienza a moverse violentamente y en rotación. . Los conejos pueden ser llevados a un estado de hipnosis cuando se les acaricia sobre su espalda y el abdomen. CONEJO: Los conejos no muerden con frecuencia pero pueden causar heridas con las uñas de sus patas. Por lo tanto la sujeción firme debe realizarse antes de iniciar el procedimiento experimental. debe colocarse rápidamente sobre una superficie plana y esperar a que se tranquilice. . La práctica de manipulación con esta técnica puede obtenerse en la UPEAL.Cinvestav.Dosificación de fluidos en el estomago de la rata. la aspiración deben de hacerse lenta para evitar se colapse. menos rígidos como la bolsa de restricción que cubre el cuerpo del conejo y permite con igual eficiencia su manipulación y el uso de diversas técnicas experimentales. Cuando se detecta que se introdujo en vena. como la que se muestra en la Figura 6 Figura 6. La jeringa es especial. La parte más difícil es la introducción de la aguja en vena.Las jaulas de restricción son muy eficientes para garantizar lo anterior. 15 g con punta bola y doblada entre 15 y 20 grados en la punta Y se recomienda para la mayoría de los procedimientos. La aguja debe insertarse paralela a la vena y la punta de la aguja dirigida al lumen de forma longitudinal. Determinados pasos deben ser tomados en cuenta aunque solo la práctica determina la eficiencia del procedimiento. TÉCNICA. La punción en corazón es el método mas practico para la toma de sangre en . Existen otros similares. La vena marginal de la oreja del conejo es ideal para la extracción de pequeños volúmenes de sangre y también puede ser usada para inyecciones intravenosas.. Figura 8.Método para la extracción de sangre del corazón en rata. El área es afeitada y desinfectada con xilacina . En esta técnica los animales deben ser anestesiados y sujetados. La extracción debe ser lenta y la cantidad limitada a menos que se decida la eutanasia del animal. En este lugar es simple la técnica. Luego la sangre se extrae como se muestra en la figura 9. El latido del corazón es palpado con el dedo y la aguja es introducida pegada al dedo a través del pecho en la cámara cardiaca como se muestra en la figura izquierda. como lo señala la figura 8.pequeños roedores cuando solo se requieren unas gotas de sangre. La aguja debe ser insertada en el punto donde se siente el latido del corazón. También se utilizada en especies mayores. ¼ ml puede ser extraído con una frecuencia semanal usando estas técnicas. se puede “ordeñar” la cola. tanto este como el corte de dedos en ratón deben ser evitado lo más posible. 1 o 2 mm de la punta de la cola pueden cortarse y la sangre recogida. Si la sangre no sale. El sangrado de la vena yugular en especie mayores es lo más adecuado. Cuando se extraiga sangre del ratón. Después de la desinfección de la cola. el tubo capilar se coloca en la mayor de las estructuras venosas orbítales. La vena se ve lateralmente cerca de la base de la cola. conteos celulares y hemoglobina. Puede consultar a los médicos veterinarios de la UPEAL.Cinvestav para cualquier duda. En el ratón la toma de muestra de sangre de la cola es útil para hematocrito. . se requiere buena iluminación y dilatación para observarse mejor. Se coloca la gasa en la punción para evitar hematomas. El mejor método para extraer mayores cantidades de sangre del conejo es el uso de la arteria de la oreja y un vacutainer de 50 cc. Aunque es un método útil. La cola debe ser calentada en agua a 40 . la rata y el hámster de la periórbital del ojo. Con esta técnica entre 30 a 40 cc de sangre pueden ser colectadas. El sangrado del plexus orbital de la rata y del sinus orbital del ratón y el hámster es lo más usual. La extracción de sangre en el seno orbital del ratón requiere que el tubo capilar entre directamente en el sinus orbital.seguido de alcohol. La toma de muestra en vena de la cola del ratón y la rata es posible. La vena es dilatada seguida de la introducción cuidadosa de la aguja y la extracción de la sangre. El conejo debe estar bien sujeto y evitarse los hematomas.50°C. El animal debe ser anestesiado antes. el tubo capilar es colocado en el caudal del sinus orbital. Es obligatoria la anestesia en toda técnica de extracción de sangre periorbital. . En la rata se facilita cuando el tubo capilar se coloca encima del globo ocular y se alcanza la vena mayor entre la más profunda y la vena superficial de la órbita El conocer la ubicación de las estructuras venosas del ratón.Cuando se usa en hámster. la rata y el hámster ayuda al éxito de la técnica. .m. acetona. Para efectuar estos procedimientos de inmunización el estudiante deberá tener previo conocimiento en el manejo de estos organismos patógenos. Purificados aislados de la bacteria. Un tipo consiste en Ag. 1. Solo debe usarse suspensiones homogéneas y que no autoaglutinen. se incuban por 6-8 horas a 37 ºC y se calientan a 100 ºC por 2 horas Y ½. El antigeno se obtiene a partir de cultivos en medios enriquecidos. líquidos o sólidos.p. alcohol o calor. formol. por 30’ a Una temperatura de 5 ºC. Se seleccionan las colonias S y se transfieren a sendos tubos con BHI. En esta forma el antigeno queda lisio para las inoculaciones.5 % de formol al 10%. usualmente muerta por el calor. ¿Cual Es El Procedimiento Para La Preparación De Un Antigeno Bacteriano? Para la realización de un antisuero utilizamos dos tipos de antigenos bacterianos. Después del calentamiento la suspensión de antigeno puede preservarse por la adición de 0. Una variación de este método consiste en: Una vez terminado el periodo de calentamiento (100 ºC por 2 horas Y 1/2 ) Las bacterias se Centrifugan a 3000 r. Este procedimiento inactiva los antigenos de superficie (l o B) así como también el antigeno H. OBTECION DE ANTIGENOS BACTERIANOS Y PRECIPITACION DE ANTISUEROS.B. tales como flagelos o cápsulas y el otro de la bacteria total. Tubo # 3. TUBO.3. . debe ser de 109 bacterias por ml. Si se trata de una suspensión microbiana se prepara de la siguiente forma: Sembrar el microorganismo (bacteria) en agar nutriente e incubarlo a 37ºC 24 Horas. de una suspensión de bacterias intactas o una solución de material antigénico purificado obtenido de la bacteria. 2. 900. H2S4 Al 1%. en animales. Hacer la suspensión microbiana añadiendo de 2-5 mls de agua destilada estéril. COMO ES EL PROCEDIMIENTO PARA LA OBTENCIÓN DE ANTISUEROS? PREPARACION DE ANTISUERO Los antisueros contra antigenos bacterianos pueden ser producidos por inyección parenteral. p. 0. De solución salina formalizada Al 0. 9. según el esquema de inmunización a emplear.3 %. a las cuales se le determina la concentración para hacer el ajuste correspondiente. Homogeneizar la suspensión.7. Densidad Aproximado De Bacterias Millón/ml.Descartar el sobrenádante y resuspender las bacterias en 100 ml. Para inyectar a los animales la [ ] de bacterias. del Nefelómetro de Mac-Farland.e. CLORURO DE BARIO 1%. 3. PREPARACIÓN DEL ANTÍGENO O INMUNÓGENO: Antígenos celulares: Obtener la suspensión de células. determinar la concentración por densidad óptica a 660nm y realizar su ajuste según los requerimientos del esquema de inmunización para el inóculo. Antígenos Solubles: Este tipo de antígeno debe estar preferiblemente liofilizado procediendo de la siguiente forma: pesar la cantidad de antígeno según la concentración requerida en el esquema de inmunización escogido (mg.2mL de la suspensión microbiana si se requieren 0. en el mismo volumen del cual se partió para la suspensión microbiana (0. µg).e. centrifugar la suspensión a 300 r. Preparación del antígeno con el adyuvante Antígenos Celulares: tomar el mismo volumen de la suspensión celular que el que se utilizará como inóculo de inmunización.m. p. desprendiéndolo del fondo del tubo. . decantar el sobrenadante y homogeneizar el pellet obtenido. en el tubo que contiene el pellet de bacterias.2 mL de inóculo por cada animal de experimentación. añadir la solución adyuvante previamente magnetizada según la descripción de la solución propuesta.2 mL). 10 minutos. colocar la suspensión microbiana a 100ºC durante 2 horas para obtener antígenos somáticos. g. 0.p. · Puede ser aplicada en humanos como inmunoestimulante. inocular el preparado antígeno-adyuvante como se explica anteriormente. El procedimiento de tratamiento magnético de la solución adyuvante puede usarse en cualquier laboratorio para la elaboración de estos productos biológicos. . homogeneizar con cuidado colocando el tubo entre las manos sin hacer Movimientos rotacionales. inocular el preparado antígeno-adyuvante (inóculo de inmunización) en el animal de experimentación. No forma granulomas en el tejido vivo al que se inocula. Puede ser utilizada para inmunizar por cualquier vía. Ventajas del procedimiento propuesto: Es de preparación simple y rápida. por la vía de inoculación escogida (puede incluirse también la intravenosa). en el punto de aplicación de la solución. homogeneizar con cuidado colocando el tubo entre las manos sin hacer Movimientos rotacionales. Antígenos solubles: Añadirle al antígeno pesado previamente el volumen de la solución adyuvante que exige el inóculo para el esquema de inmunización escogido. Levamisol. preparaciones químicas (compuestos del Aluminio tales como Al(OH)3 y Al(SO4). productos biológicos del sistema inmune. Existen diversos tipos de adyuvantes entre los que podemos mencionar sustancias biológicas (diferentes microorganismos). específicamente en la obtención de antisueros. Liposomas. productos sintéticos análogos a los biológicos. productos naturales (polisacáridos) .2. Dextrasulfato. hace más efectiva la respuesta inmune y se obtiene un nivel de anticuerpos superior. incorporado al antígeno o inyectado simultáneamente con él. ¿QUE ES UN ADYUVANTE? Un adyuvante inmunológico se caracteriza por ser una sustancia o preparado químico que. productos químicamente definidos en hongos y bacterias. emulsiones oleosas (AFI). . Para verificar la eficacia de estos. lo cual era causante de muchas muertes por enfermedades que podían ser tratadas o evitadas con solo una inyección de este antisuero. Esta obtención de antisuero es gracias a un procedimiento que se les realiza a las bacterias o agente infeccioso causante de la enfermedad. necesitarnos un animal de prueba al cual se le llevara un seguimiento de la acción del antisuero. pero para eso necesitamos saber las técnicas adecuadas de inoculación para estos animales y la diferencia entre cada técnica para tener una acción mas confiable del producto final que es el antisuero. proteínas entre otros. En este proceso tornarnos el antigeno bacteriano ya sea cápsulas. flagelos. Uno de esos casos es la obtención de los antisueros que gracias a ellos es que podernos contar hoy en día con las vacunas. claro y especifico para determinada enfermedad.INTRODUCCION El en área de la Inmunólogia encontramos una gran variedad de procedimientos para lograr diversos objetivos. Incluso hoy en día estamos en continua lucha por seguir encontrando mas opciones de cura para otras enfermedades que nos afligen. gran avance que en tiempos pasados no se tenia. y les realizamos una serie de pruebas en las cuales el producto final es el antisuero. Aprender las bases sobre como se obtiene un antisuero y saber el procedimiento de la obtención de antigenos bacterianos. Obtener un conocimiento previo teórico sobre las áreas donde se deben realizar las punciones en los animales y saber que es lo que se les aplica.OBJETIVOS. . Adquirir conocimientos sobre las técnicas a utilizar en e laboratorio de Inmunólogia y saber con que tipos de animales podemos realizar estas técnicas. para tener un buen seguimiento. MARIA LOURDES ÁLVAREZ G. LABORATORIO DE INMUNÓLOGIA. . BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO.TÉCNICAS DE INOCULACIÓN. SANGRÍA DE ANIMALES. CÚCUTA. OBTENCIÓN DE ANTIGENOS BACTERIANOS Y PREPARACIÓN DE ANTISUEROS. UNIVESITARIA DE SANTANDER. PRESENTADO A: Dra. PRESENTADO A: Dra. BACTERIOLOGIA Y LABORATORIO CLINICO. MARIA LOURDES ÁLVAREZ G. TÉCNICAS DE INOCULACIÓN. OBTENCIÓN DE ANTIGENOS BACTERIANOS Y PREPARACIÓN DE ANTISUEROS.2005 . PRESENTADO POR: LEIDY YUDITH ANGARITA BAUTISTA CODIGO: 02171043. LABORATORIO DE INMUNÓLOGIA. SANGRÍA DE ANIMALES. . UNIVESITARIA DE SANTANDER. CÚCUTA.A. 2005 – A. Pág.pdf.htmlhttp://cinvestav. Inmunogenicidad y Especificidad Antigénica.BIBLIOGRAFÍA.mx/upeal/PI1102.mx/upeal/nom82. Capitulo 8.secal. 159.html http://cinvestav. http://cinvestav.es/word-pdf/sangre. http://www. Inmunólogia Humana Y Básica.html .mx/upeal/PI-11-02.
Report "Tecnicas de Inoculacion y Sangria de Animales"