Universidad de Concepción Facultad de Ciencia Naturales y Oceanográficas Departamento de Botánica Laboratorio de Fisiología VegetalAcuaporinas en plantas y su posible rol en la regulación del intercambio de agua y CO2 en Hymenophyllaceas. Carolina Hernández Fuentes Julio, 2009 INTRODUCCION La disponibilidad de agua es considerada como uno de los factores fundamentales en la limitación de la supervivencia, crecimiento y distribución geográfica de las plantas (Scott, 2000). Desde que comenzó la agricultura, la insuficiencia en la disponibilidad de agua, ha sido uno de los principales factores limitantes en la producción de los cultivos. Por lo tanto, la comprensión de los mecanismos que regulan la entrada y salida del agua en las células debe de ser uno de los aspectos más importante en el estudio de la fisiología de los organismos en general. La comprobación de la existencia de las acuaporinas (AQPs) (Agre et al. 1997) o canales de agua ha creado un reto para poder definir su papel en la biología celular y fisiología de todos los organismos. Debido a que en las plantas, a diferencia de los demás organismos, las AQPs forman una gran familia génica, se podría inferir que las AQPs juegan un papel primordial en los procesos biológicos de las plantas en general. El objetivo de este seminario es estudiar las acuaporinas y sus funciones en las plantas y discutir sobre su posible papel en la regulación de intercambio de agua y CO2 en la familia de helechos película Hymenophyllaceae. 1. Acuaporinas: su descubrimiento y estructura. Años atrás se pensaba que el paso del agua a través de las membranas era por simple difusión cruzando la bicapa lipídica, sin embargo, existían evidencias que sugerían que la entrada y salida de agua de algunas células (glóbulos rojos y células de los tubos proximales y dístales del riñón) debería de estar mediado por un sistema que selectivamente dejaba pasar el agua a través de las membranas (Finkelstein et al. 1987; Verkman et al. 1992). No fue sino hasta el descubrimiento de una proteína integral de membrana de 28 kD aislada de eritrocitos y del riñón, que se pudo demostrar la presencia de los canales de agua o acuaporinas (AQPs). Esta proteína llamada AQP1, consta de seis dominios transmembrana con los extremos amino y carboxilo terminales ubicados del lado citoplásmico, lo cual presenta una organización similar a la de los canales iónicos (Figura 1) (Agre et al. 2002; Verkman et al. 2000). A B Figura 1. Estructura de las acuaporinas (A), mostrando los seis dominios transmembrana, señalando las zonas de duplicación génica (primera y segunda mitad), el sitio de inhibición por mercurio (Hg2+), las asas B y E con las regiones con asparagina-prolina-alanina (NPAs), las regiones amino (NH2) y carboxilo (COOH), y la serina 256, el sitio de fosforilación por la quinasa A de proteínas (PKA). La figura B, en cambio, muestra un modelo de cómo las moléculas de agua atravesarían a través de las acuaporinas (Extraído de Agre, 1997). se expresó a la AQP1 en ovocitos de rana (Xenopus leavis). lo cual sugirió que el gen AQP1 es el resultado de una duplicación génica.La secuencia del cDNA reveló una similitud entre los primeros tres segmentos transmembranales con los tres últimos. y NPA (asparagina-prolina-alanina) orientadas a 180º una de la otra (Agre et al. Estas características se repitieron en experimentos de reconstitución de esta proteína en . se considero la posibilidad de que AQP1 pudiera ser un canal de agua. como la del cristalino de los bovinos.A). 1987). los cuales normalmente presentan una baja permeabilidad al agua. Para comprobar esta hipótesis. sin embargo. Estos genes se agruparon en una familia altamente conservada de proteínas intrínsecas de membrana llamada MIP (Membrane Integral Proteins). y no estaban acompañados con cambios en la corriente eléctrica del ovocito (Verkman. del cerebro de Drosophila. En la época en que esta proteína se identificó existían en los bancos de datos algunas secuencias homólogas. Las asas que conectan el segundo y tercer segmento transmembranal en cada mitad de la proteína contienen varios residuos altamente homólogos. 2002) (Figura 1. 1992). no se conocía las funciones de estas proteínas (Finkelstein. fueron inhibidos por Hg2+. que presentan. Los incrementos en la permeabilidad al agua presentaban una baja energía de activación. Cuando los ovocitos de rana inyectados con el cRNA de esta proteína se colocaron en una solución hipo-osmótica se observó un incremento en la permeabilidad al agua. En base a estudios que demostraban que las secuencias homologas a AQP1 en plantas y humanos se expresaban en tejidos altamente permeables al agua. en bacterias y en plantas. además de las características señaladas anteriormente. causando hinchamiento y eventualmente el rompimiento del ovocito. proteínas con una masa molecular de entre 26 y 32 kD. lo cual condujo a la formación de “cristales de membrana” que mantuvieron su capacidad de transportar agua y que ayudó a obtener la visión de que las AQPs forman tetrámeros (Walz et al. Murata et al.bicapas lipídicas. 2002). Estos estudios fueron la base para proponer que los monómeros de las AQPs poseen un poro acuoso en forma de reloj de arena constituido por las asas B y E. 1994). 2000) a través de los cuales ocurre el movimiento masivo del agua en respuesta a un gradiente osmótico. las cuales se doblan hacia el interior de la bicapa lipídica desde lados opuestos y entrando en contacto a la mitad de la bicapa (Jung et al. estudios sobre la velocidad de sedimentación. 1994. 1992). inmunoprecipitación y el análisis de polipéptidos diméricos de AQP1 sugieren que los canales de agua forman oligómeros (Jung et al. . Agre et al. lo que demostró que la AQP1 realmente funcionaba como un canal de agua (Verkman. La presencia de cisteínas en posiciones cercanas a estas secuencias hace que las AQPs sean sensibles a los compuestos mercuriales (Jung et al. Como se mencionó anteriormente. 1995. Aunque cada monómero puede ser funcional y mediar el movimiento de agua a través de las membranas. el asa citoplásmica B y el asa extracelular E. cada una conteniendo la secuencia conservada NPA (Figura 1. Debido a la permeabilidad tan particular que presentan. se ha realizado un gran esfuerzo para obtener la estructura molecular de las AQPs. La estructura más detallada se obtuvo mediante cristalografía y la reconstitución de AQP1 en altas concentraciones de proteína en membranas lipídicas. 2002).A). 1994. Agre et al. en base a la secuencia de aminoácidos se han podido identificar dos regiones muy similares. La gran abundancia de AQPs en plantas (en A. 1994. o de las condiciones ambientales a las que está expuesta (Vera et al. Durante los últimos años se han caracterizado AQPs en más de 30 especies vegetales incluyendo mono y dicotiledóneas. 2004). grupo donde se encuentran aquellas proteínas que facilitan el transporte de glicerol. Por análisis filogenético las AQPs de plantas se han agrupado en cuatro familias: las proteínas intrínsecas de la membrana plasmática (PIPs). 2002). retículo endoplásmico. peroxisomas. thaliana existen 38 genes que codifican para AQPs (Quigley et al. sugiere dos posibilidades: La primera posibilidad es que las AQPs en plantas se puedan encontrar distribuidas en membranas de los diferentes compartimentos celulares (mitocondria. las pequeñas proteínas básicas integrales (SIPs) (Kammerloher et al. . 2004). La presencia de AQPs en los diferentes compartimentos pudiera ser el mecanismo que las células utilizan para regular los cambios en el potencial osmótico que sufren durante los diferentes tipos de estrés a los que las plantas se ven sometidas continuamente. las proteínas intrínsecas del tonoplasto (TIPs). 2002) comparada con la de los animales en los cuales se han identificado 10 genes. 1998. 2002) y las proteínas parecidas a la nodulina (NIPs) (Quigley et al. ya sea del estado de desarrollo de la planta. cloroplasto. Schäffner. diferentes tipos de vacuolas y otro tipo de vesículas) (Vera et al.1. Una segunda posibilidad sería que la expresión de algunas de las AQPs puede depender.2 La diversidad de las acuaporinas en plantas. Golgi. Quigley et al. seis dominios transmembrana y los dominios NPA en las dos mitades de la proteína. existen evidencias de que esta clasificación no es correcta. ya que se ha observado que algunas de las AQPs clasificadas dentro de estas dos sub-familias no necesariamente se expresan en el tonoplasto o membrana plasmática. la función y los patrones de expresión de estos genes en las especies vegetales que no presenta la formación de nódulos simbióticos. presentan los dominios conservados NPA. La mayoría de los genes agrupados en la familia de los MIPs en plantas poseen las propiedades de los MIPs identificados en otros organismos como son: un peso molecular entre 26 y 32 kD. thaliana. los cuales les otorgan la capacidad de ser permeables al agua y formar un poro estable en la membrana lipídica. Los SIPs y NIPs no poseen todas estas características. 1999). Dentro de este grupo se encuentran 8 genes homólogos en el genoma de A.1 y AtPIP2. 2002). y cada monómero forma un poro funcional individual (Agre et al. sino que se . sin embargo. 1993). AtTIP3. que transporta agua y glicerol. Con respecto a la clasificación de TIPs y PIPs. como proteínas intrínsecas de membrana que se localizan en el tonoplasto y en la membrana plasmática respectivamente. y que se encuentra expresada en la membrana peribacteroidal de los nódulos simbióticos de la raíz de plantas leguminosas (Fortin et al. Estudios estructurales y proyecciones de cristales de dos dimensiones indican que al menos dos de estas proteínas de plantas.Las proteínas NIP están agrupadas por tener una alta homología con la proteína NOD (Quigley et al. la cual es una acuagliceroproteína. Dean et al. La subfamilia de genes SIP solo se ha identificado por análisis computacional. ya que los productos de estos genes no se han podido caracterizar experimentalmente. y actualmente se desconocen la localización celular. presentan una estructura típica tetramérica. 1987.3. 1999). 1999). raíces y partes aéreas del arroz (rTip1) (Liu et al. y en las hojas de Nicotiana glauca (NgMIP5) (Smart et al. partes aéreas de chícharo (trg31) (Guerrero et al. raíces y tallos de N. CpPIPa7.3 Expresión de las acuaporinas en las plantas. Quigley et al. las células vegetales requieren llevar a cabo la regulación en la actividad y/o expresión de los diferentes mecanismos de transporte de solutos y agua presentes en sus membranas. la sequía y la salinidad. 1997.localizan en las membranas de otros organelos intracelulares (Barkla et al. Quigley et al. 1999.1) (Weig et al. thaliana (AtPIP y AtTIP1. AtPIP2. 1997). 2001). hojas y raíces de girasol y de la planta de resurrección SunTIP7 (Sarda et al. anteras e inflorescencia de la coliflor (mipA. tallos de tomate (pTOM75) (Fray et al. En general. traen como consecuencia cambios en la regulación de los niveles de expresión de AQP del tonoplasto y de la membrana plasmática (Weig et al. CpPIPa6. relacionado con la percepción del estrés osmótico). 1994). 1. 2000). AtTIP1. 2002). CpPIPa244. 1994. 1990). se ha observado que el estrés osmótico causa una disminución de la expresión de los mRNA de AQPs en hojas. 2002). Vera et al. 1997. sufren una alteración en el potencial osmótico. Se ha demostrado que estímulos ambientales tales como. Samarajeewa et al. el ácido abscísico (ABA. BobTIP) (Ruiter et al. 1997.1 y AtTIP2. cuando las plantas detectan cambios en la disponibilidad del agua en el medio que las rodea. En contraste con estos resultados. NgMIP3 y NgMIP4) (Smart . así como incrementos en la síntesis del regulador del crecimiento vegetal. glauca (NgMIP2. Para balancear estos cambios. La inducción de las AQPs a nivel de transcrito durante el estrés osmótico se ha reportado en diferentes tejidos y especies vegetales: en plántulas y partes aéreas de A. 1 ocurre en la raíz. 2003). Trabajos recientes apoyan el papel de algunas AQPs en la tolerancia al estrés hídrico. Siefritz et al. la cantidad de la proteína McTIP1. Al mismo tiempo. Mediante la manipulación de los niveles de transcrito de algunas PIPs (Aharon et al. Sin embargo. a nivel de la proteína no se observa cambio alguno (Daniels et al. crystallinum. ya sea mediante la supresión del mRNA por antisentidos (Kaldenhoff et al. 1995). Siefritz et al. 2002. y cambios en la permeabilidad osmótica. 2003). estudios realizados sobre la expresión de AtPIP2. 1998. durante el estrés salino. cuando factores como estabilidad de mRNA y alteración en la expresión de la proteína se toman en consideración. raíces de girasol (SunTIP18) (Sarda et al. 1999). Por ejemplo. y en algunos casos se afecta la capacidad de las plantas para recuperarse en suelos deficientes en agua (Martre et al. 2003). se ha observado que la represión de la expresión de las AQPs resulta en cambios en la conductividad hidráulica en las raíces. 2002. Pocos trabajos se han enfocado hacia el estudio de la regulación de la expresión de las AQPs por estrés osmótico a nivel de proteína.2 se reduce en el tonoplasto de las hojas mientras que un incremento de McPIP2. Por ejemplo. 1999).et al. en la velocidad de transpiración. y en raíces y hojas de Mesembryanthemum crystallinum (McMipA y McMipC) (Yamada et al. En la halófila M. 1997). 2002) o por inserción de T-DNAs (Javot et al. thaliana indican que mientras la sequía induce la expresión del gen a nivel transcripcional (Weig et al.3 en A. Martre et al. se ha observado que existe una regulación diferencial en los niveles de expresión de las diferentes AQPs por estrés salino y por estrés osmótico. existen evidencias que sugieren que la regulación a nivel transcripcional no coincide con los cambios en los niveles de proteínas. utilizando anticuerpos péptido-específicos. 2001). 2002. Aharon et al. no se . El análisis de la expresión heteróloga de AQPs de origen vegetal en ovocitos de X. Kirch et al. 2003). crystallinum a estos tipos de estrés. Los cambios en la distribución de McTIP1. el cual puede ser un mecanismo importante de regulación de la expresión de esta proteína y la participación de las AQPs en la regulación del estrés hídrico en compartimentos celulares diferentes a la membrana plasmática y el tonoplasto (Vera et al.2 no se observan en las raíces de las mismas plantas. Varios mRNA de MIPs correspondientes al tonoplasto y la .2 en ningún tejido de la planta (Tae et al. Además de un aumento en los niveles de expresión de McTIP1. posiblemente a través de diferentes mecanismos de transducción de señales involucrados en la adaptación de M. Sin embargo. 2000).2 en el tonoplasto causados por el estrés osmótico. 2000). 2000. que contrastan con la disminución causada por el estrés salino (Javot et al. se ha observado que existe un cambio en la distribución de esta proteína en las diferentes endomembranas aisladas de las hojas y de células en suspensión de M.4 Función de las acuaporinas en plantas. en las cuales sólo se observa un incremento en la cantidad de proteína en la fracción correspondiente al tonoplasto. El estrés osmótico causó un aumento en los niveles de expresión de la proteína McTIP1. 1. estos cambios de distribución de McTIP1.2 en las hojas y en la raíz.2 en las diferentes endomembranas sugiere la participación del tráfico vesicular durante esta respuesta. leavis ha sido uno de los métodos ampliamente utilizados para determinar la función de las AQPs en plantas. Estos resultados sugieren que la planta es capaz de discriminar exactamente entre el estrés iónico y el estrés osmótico. el cual se correlaciona con los cambios en el potencial osmótico de las células (Tae et al. 2004).observaron cambios en la expresión de McPIP1. crystallinum.4 y McPIP1. 2004). una baja dependencia de la temperatura. De estos estudios se ha observado que la permeabilidad osmótica del tonoplasto es mucho mayor que la de la membrana plasmática (Maurel et al. Vera. la presencia de una alta permeabilidad osmótica. Kaldenhoff et al. Las plantas de A. Tyerman. células intactas. 1998. El aumento en el sistema radicular de las plantas transformadas se interpretó como la necesidad de incrementar la superficie de . protoplastos. lo cual es consistente con la idea de que la vacuola es capaz de controlar el balance iónico del citoplasma. 2002. Niemietz et al. Estos parámetros se han medido en vacuolas. thaliana expresando el antisentido de AtPIP1. Para determinar la función de las AQPs en plantas se han llevado a cabo diferentes estudios sobre las propiedades de los canales de agua. 2002). Esto sugiere que las AQPs de la membrana plasmática deben de tener diferentes propiedades que les permiten tener un mejor control del flujo de agua a través de ésta membrana. 1997. en raíces completas y en vesículas aisladas de la membrana plasmática y tonoplasto de varias especies vegetales (Maurel. sensibilidad al Hg2+. lo que refleja una baja energía de activación. 1997. 1998). La permeabilidad de las AQPs de la membrana plasmática al agua ha sido demostrada mediante el uso de la técnica de silenciamiento de genes del subgrupo de AtPIP1. la cual comprende cinco genes que transportan agua en protoplastos aislados de Arabidopsis thaliana (Kaldenhoff et al.2 mostraron un crecimiento del sistema radicular cinco veces mayor al de las plantas no transformadas. 2002). los cuales han causado que la permeabilidad al agua de estas células aumente entre 2 a 20 veces (Daniels et al. 1996. y que la razón entre la permeabilidad osmótica (Pf ) y la permeabilidad difusional del agua (Pd) sea mayor a uno (Pf/Pd >1). como son.membrana plasmática se han inyectado en ovocitos. Maurel. Contrario a lo observado en las plantas de A.absorción de la raíz para así poder compensar la disminución en la conductividad hidráulica que las células de la raíz sufren al silenciar esta AQP1 (Murata et al. Kaldenhoff et al. 2003). estas plantas no presentaron un fenotipo diferente al de las plantas silvestres (Siefritz et al. El fenotipo de estas plantas transgénicas fue similar al observado en plantas expuestas a estrés hídrico (Kaldenhoff et al. La expresión del antisentido de un homólogo de esta proteína en tabaco (NtAQP1) demostró que al menos el 55 % de la conductividad hidráulica de las raíces de estas plantas estaría determinada por el subgrupo de las PIP1 (Siefritz et al. Utilizando dos mutantes “knock-out” de AtPIP2. 2000). La lista de solutos pequeños que pueden moverse a través de las AQPs en plantas ha aumentado recientemente.2 se comprobó que esta AQP contribuye significativamente a la permeabilidad al agua de las células de la corteza de la raíz. thaliana. expresión heteróloga en ovocitos de X. comparado con las plantas silvestres. 2002). 2002). Mediante el uso de plantas transgénicas con el antisentido de AtPIP1. 1995). demostrando que esta AQP participa en el transporte osmótico del agua en la raíz (Javot. La primera . (1995) observaron que el cambio de volumen en protoplastos fue menor y más lento en respuesta a un cambio osmótico.1. Estos resultados demuestran que a pesar de la gran cantidad de isoformas de AQPs en plantas. estas isoformas han evolucionado sin presentar una abundancia funcional. estos estudios se han realizado utilizando diferentes métodos como son. laevis y en mutantes de levadura en el transporte de metabolitos. El transporte de otros metabolitos por las AQPs que comúnmente se han estudiado son la urea y el glicerol. sugiriendo que la expresión del antisentido provocó una disminución en la permeabilidad al agua. estando estas involucradas en la conductancia de CO2 del mesófilo (gm). Además. complicando aun más la interpretación de los resultados obtenidos por Hanba et al. Uehlein et al. sugiriendo que estas AQPs también median el transporte de urea in vivo. 1999) ambas de tabaco. 1997) y posteriormente NtAQP1 (Biela et al. similar a NOD26 de calabaza.1 de A. (2004). Cambios en la expresión de NtAQP1 endógena en . sino también presentaron diferencias anatómicas (en el mesófilo y los cloroplastos) y fisiológicas (en la concentración de la Rubisco) (Hanba et al. CpNIP1.1. Se ha sugerido también un posible rol de la acuaporinas en el transporte de CO 2 para la fotosíntesis. quien vio disminuida la conductancia de CO2 por HgCL2. (2007) mostró que la expresión de acuaporinas foráneas desestabiliza los patrones naturales de expresión de acuaporinas endógenas. (2003) demostró que acuaporinas de tabaco NtAQP1 facilitaba el transporte transmembrana de CO2 por expresión en ovocitos de Xenopus. Además. aun no está claro el efecto directo que tendrían las acuaporinas sobre gm. En Chara corallina (Henzler et al. Jang et al. 1995) mediante el uso de la sonda de presión se demostró que las AQPs transportan H2O2. 2004). 1999) y NtTIPa (Gerbeau et al. thaliana (Klebl et al. 2003). se han encontrado más evidencias que sugieren un rol específico de las acuaporinas en la regulación de g m. En plantas transgénicas de arroz. o indirecto a través de cambios causados en la anatomía y fisiología de las plantas transformadas (Kaldenhoff et al. Sin embargo. Mutantes de levadura en el transporte de urea fueron complementadas con las AQPs.MIP que se identificó que además de agua transporta glicerol y urea fue GmNOD26 de soja (Rivers et al. AtTIP2. Recientemente. que sobreexpresan la acuaporina HvPIP2. 2007). se encontró que no solo presentan un mayor gm.1 y AtTIP1. La primera evidencia fue dada por Terashima & Ono (2002). la sobreexpresión de heterólogos de PIP1b de Arabidopsis en tabaco resulto en una mayor eficiencia fotosintética bajo condiciones favorables (Aharon et al. 2003). 2008).1 puede ser fosforilada en los compartimentos prevacuolares por una quinasa de proteínas dependiente de Ca2+ (CDPK) (Johnson et al. Este resultado. . Además de la regulación de la expresión de las AQPs a nivel transcripcional existen evidencias que sugieren que su actividad y/o especificidad puede ser regulada a nivel post-traduccional. 1996). lo cual podría dar cuenta de algunos cambios observados en la fotosíntesis. 1997.5 Mecanismos que regulan la actividad de las acuaporinas.tabaco.1 y AtPIP2. junto con el hecho de que NtAQP1 es permeable al CO2. Es interesante hacer notar que la fosforilación de AtPIP3. causó diferencias en la gm sin cambios en la anatomía de la planta (Flexas et al. 1998). a través de disminución o incremento en la capacidad fotosintética en plantas antisentido o donde se sobreexpreso el gen de NtAQP1. 1998). Zhao et al.3 en ovocitos de X. Johansson et al. 1. respectivamente.1 y AtPIP2. Empleando agonistas y antagonistas de quinasas y fosfatasas de proteínas se demostró que la permeabilidad de AtTIP3. sugiere la participación directa de NtAQP1 en gm.3 aumentó cuando se fosforilaron los sitios de reconocimiento de una CDPK (Maurel et al. La regulación de las AQPs por fosforilación se ha estudiado mediante la expresión heteróloga de las AQPs AtTIP3. 1997. Por medio de estudios de expresión de esta proteína en tabaco se ha podido observar que AtTIP3. laevis (Maurel et al.1 es dependiente del potencial osmótico extracelular (Johansson et al. Johansson et al. 2006). 1992. Esta familia se caracteriza porque sus especies son en su mayoría epífitas. contrastando este hecho con lo descrito en AQPs de animales en donde la fosforilación es importante para el tráfico de estas proteínas desde membranas intracelulares a la membrana plasmática. Además. Las Hymenophyllaceas. Ilustración de la estructura y mecanismos gatillados en AQPs presentes en las membranas plasmáticas de plantas (Extraído de Horsefield et al. en estudios realizados con NOD26 reconstituida en bicapas lipídicas demostraron que la fosforilación de esta proteína por una CDPK de plantas aumentó la actividad de esta AQP (Figura 2) (Lee et al.Figura 2. 2006). carecen de una epidermis diferenciada y además . 1995). Kenrick & Crane 1997). Se ha propuesto que la fosforilación de las AQPs de plantas afecta a la apertura y cierre del poro. regula la actividad de las mismas. 1. normalmente no tienen cutícula (o esta es muy reducida). 1996.6 Hymenophyllaceae como modelo de estudio del rol de las acuaporinas en las plantas. pertenecen a una de las familias más primitivas dentro de la clase Filicopsida (Pryer et al. y de esta manera. es ampliamente aceptado que el agua se capta y se pierde muy fácilmente a través de la . 1999). 2004). Proctor & Pence 2002. Además algunas especies de esta familia pertenecen al pequeño número de plantas que son consideradas como plantas de resurrección (alrededor de un 0. 1979. sino que también. Salamini. estas plantas rápidamente reviven y pueden recuperar su máxima eficiencia fotosintética dentro de 24 horas (Bernacchia et al. 2004). Es decir. Vicré et al. Estas plantas se caracterizan porque durante la desecación logran un estado quiescente en la que pueden permanecer durante largos periodos (Bernacchia & Furini. 2001). 2002). al ser rehidratadas salen de este estado quiescente y recuperan todas sus funciones metabólicas en un corto periodo de tiempo (Albini et al. 2006). Cuando se produce la rehidratación. El daño en los tejidos durante este ciclo de deshidratación-secadorehidratación parece ser mínimo o inexistente (Proctor & Tuba. 2003). carecen de un mecanismo eficiente que prevenga la perdida de agua desde sus tejidos (Krömer & Kessler. 2002). 1999). Las plantas de resurrección son el único ejemplo entre las plantas vasculares que tienen la capacidad de sobrevivir durante el déficit hídrico extremo (Moore et al.2% del total de la flora) (Proctor & Tuba. Bernacchia & Furini. cuando el protoplasto llega a tener incluso menos de un 2% de contenido relativo de agua en las hojas (Albini et al. Por lo tanto. 2004. incluso años (Kranner et al.carecen de estomas. La tolerancia a la desecación se define como la capacidad de secarse en equilibrio con el aire y de revivir tras la pérdida completa de agua protoplasmática después de rehidratarse (Bewley. 2006). aunque. 2002). La fisiología de estas plantas está muy poco estudiada (Proctor. Estas plantas no solo logran sobrevivir a una deshidratación extrema. pero algunas especies tienen la particularidad de tolerar la desecación y en algunos casos la luz solar directa (Hennequin et al. Las Hymenophyllaceae son generalmente percibidas como plantas de constante humedad y de lugares de sombra profunda. 1996. 2002). especies que ocupan rangos de distribución superiores se encuentran sometidas a una mayor presión de factores desecantes. Parra et al. Por lo tanto. están consideradas como plantas de resurrección. Meinzar & Goldstein 1996. aparte de la caracterización básica de los hábitat donde encontramos estos helechos película. donde la temperatura. mientras que la humedad y la disponibilidad de nutrientes disminuye (Johansson 1974. estas dos especies. debido a que sus frondas corresponden a un tejido monolaminar (una sola capa de células). 1995). 2003). Esto. presente a lo largo de todo el rango de distribución (Parra et al. no obstante. 1982). disponibilidad lumínica y velocidad del viento aumentan con la altura. En chile. 2008). que existe una variación vertical de los factores ambientales en los hospederos. relegada a la base de los troncos. lo cual las hace especies muy sensibles a los contenidos de agua relativa ambiental (Tryon & Tryon. Sin embargo. Se sabe. En esta distribución contrastante se encuentran dos especies: Hymenoglossum cruentum. Estas diferencias en distribución y abundancia no estarían explicadas por . algunas de las mismas son capaces de habitar el rango de distribución completo. 2008).superficie de la fronda y que no depende en gran medida del contenido de agua que se movilice a través de su sistema vascular (Proctor. 2008). En chile los helechos película incluyen 23 especies. encontrándose así la mayor cantidad de especies bajo los 60 cm de altura en el hospedero. no existe mucha información respecto a las respuestas funcionales a la heterogeneidad ambiental característica del grupo (Parra et al. indican que la distribución de estos helechos presenta una correlación negativa con la apertura del dosel y con la disponibilidad de agua. e Hymenophyllum dentatum. estudios realizados en un bosque templado lluvioso secundario. siendo uno de los principales componentes epífitos del Bosque templado lluvioso del Sur de Chile (Martocorena & Rodríguez. . 2007). 2008). a pesar de disminuir en ambas especies sus rendimientos cuánticos conforme aumentala irradianza. Dada la peculiar morfología de las frondas de la familia Hymenophyllaceas (frondas estén compuestas por una sola capa de células.sus respectivas respuestas a la intensidad lumínica. Nardini et al. se espera que el sistema de transporte de agua entre la monocapa de células de la fronda y el ambiente es de gran importancia no sólo para el balance hídrico (Cochard et al. hace que estos helechos sean un modelo interesante para el estudio de las acuaporinas como un posible mecanismo de intercambio de agua entre las células de las frondas y la atmósfera. son capaces de disipar eficientemente el exceso de energía en forma de calor (Acuña et al. sino también en la absorción de nutriente y el intercambio de CO2 que ha sido propuesto que estaría mediado por la acuaporinas (Maurel. Por estas razones. La información sobre la regulación del agua y de acuaporinas en Pteridophytas y especialmente en los helechos película es limitada. carencia de estomas y la obtención de agua a través de las frondas. ya que. 2005). poiquilohídricas. independiente del sistema vascular) (Proctor. 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