© 2009 Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Todos os direitos reservados. Permitida a reprodução desde que citada a fonte. A responsabilidade pelos direitos autorais de textos e imagens desta obra é do autor. 1ª edição. Ano 2009 Tiragem: 3.000 exemplares Elaboração, distribuição, informações: MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO Secretaria de Defesa Agropecuária Coordenação Geral de Apoio Laboratorial Esplanada dos Ministérios, Bloco D, Anexo B, 4º andar, sala 430 CEP: 70043-900, Brasília - DF Tel.: (61) 3225-5098 Fax.: (61) 3218-2697 www.agricultura.gov.br e-mail:
[email protected] Central de Relacionamento: 0800 704 1995 Coordenação Editorial: Assessoria de Comunicação Social Impresso no Brasil / Printed in Brazil Catalogação na Fonte Biblioteca Nacional de Agricultura – BINAGRI Brasil. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Regras para análise de sementes / Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Secretaria de Defesa Agropecuária. – Brasília : Mapa/ACS, 2009. 399 p. ISBN 978-85-99851-70-8 1. Semente. 2. Inspeção Sanitária. 3. Defesa Vegetal. 4. Análise de Risco. I. Secretaria Defesa Agropecuária. II. Título. AGRIS F03 CDU 631.53.03 MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO SECRETARIA DE DEFESA AGROPECUÁRIA Regras para Análise de Sementes Brasília – 2009 AGRADECIMENTOS - Nossos agradecimentos aos coordenadores dos Grupos constituídos para a revisão da presente publicação, aos coordenadores técnicos do MAPA, aos coordenadores técnicos convidados, aos colaboradores e à revisora do trabalho final. . .2 DEFINIÇÕES..............................................4 OBTENÇÃO DE AMOSTRAS REPRESENTATIVAS......................................................................3 PREPARAÇÃO DO LOTE DE SEMENTES E CONDIÇÕES PARA AMOSTRAGEM.........................................................................................................................................2 DEFINIÇÕES..92 2.....7................................................................AMOSTRAGEM...1 OBJETIVO..............6 ARMAZENAMENTO DAS AMOSTRAS...............106 ..........................................................4 EQUIPAMENTOS.................................27 1...............................31 1.................................................................................................................................SUMÁRIO APRESENTAÇÃO.........................17 CAPÍTULO 1 ................................................................91 2.................................................................................94 2.............................................................................................5 OBTENÇÃO DE AMOSTRA DE TRABALHO......................2 INDICAÇÃO DO TAMANHO MÁXIMO DO LOTE.............................................................................1 OBJETIVO..........5 PROCEDIMENTO..........88 CAPÍTULO 2 .................3 PRINCÍPIOS GERAIS....102 2.....................................................................94 2.....22 1........... INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS......6 CÁLCULO E EXPRESSÃO DE RESULTADOS...................................................................................31 QUADRO 1.............................22 1.................................................................. ANÁLISE DE PUREZA E OUTRAS SEMENTES POR NÚMERO......45 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA........................23 1.................................................................................................................................94 2.............................................................................................................92 2......................21 1..........................7 TESTE DE HETEROGENEIDADE PARA LOTES DE SEMENTES ACONDICIONADAS EM RECIPIENTES....................23 1......................... USO DA ESPÉCIE E PESOS MÍNIMOS PARA AMOSTRA MÉDIA.......................ANÁLISE DE PUREZA..............15 INTRODUÇÃO....................... ......................................143 4..................................................................................................................................................5 PROCEDIMENTO.141 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA................................................................................2 DEFINIÇÕES.....................................................................................144 4...............................2 DEFINIÇÕES.........................................6 CÁLCULO E COMPARAÇÃO DE RESULTADOS.....................2 APLICAÇÃO...................136 3............ EQUIPAMENTOS E ACESSÓRIOS................................................................................................6 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS ............................................144 4..........................................141 CAPÍTULO 4 .........TESTE DE GERMINAÇÃO ................144 4.DETERMINAÇÃO DE OUTRAS SEMENTES POR NÚMERO......................................................................................................1 OBJETIVO..................................................................................................................3 PRINCÍPIOS GERAIS.......................................4 EQUIPAMENTOS PARA GERMINAÇÃO..................107 QUADRO 2.............157 8 ...........135 3......................................................136 3...............4 EQUIPAMENTOS E MATERIAIS DE REFERÊNCIA....REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 2....................136 3...............................................................................145 CAPÍTULO 5 ..2 DEFINIÇÃO DE SEMENTE PURA POR GÊNERO E FAMÍLIA BOTÂNICA............................133 CAPÍTULO 3 -VERIFICAÇÃO DE OUTRAS CULTIVARES .....................5 PROCEDIMENTO...4 INSTALAÇÕES..........................................................148 5..............8 DEFINIÇÃO DE SEMENTE PURA..........................................................................................7 INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS........................................3 PRINCÍPIOS GERAIS.............................................136 3..........156 5.............................................................................................................................147 5...................................................148 5...144 4...............................................145 4......................................107 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA..........................................................144 4.............................137 3...........................................3 MATERIAIS...........................................................145 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA.............1 OBJETIVOS................................................................1 OBJETIVO.......................... .................................................232 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA...........................6 COLORAÇÃO...........................230 6...8 DURAÇÃO DO TESTE....227 6...........229 6...........................................................................................................7 TRATAMENTO PARA PROMOVER A GERMI NAÇÃO.........159 5....................................................220 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA.........................................226 6...................................................225 6..............................231 QUADRO 6.................12 APLICAÇÃO DAS TABELAS DE TOLERÂNCIA..............................224 CAPÍTULO 6 ..............................................................................................................8 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS...............................................................................................................................................................10 REPETIÇÃO DO TESTE DE GERMINAÇÃO (RETESTE)........................................................................ POR ESPÉCIE BOTÂNICA................226 6......................179 INSTRUÇÕES ADICIONAIS E RECOMENDAÇÃO PARA SUPERAR A DORMÊNCIA...164 5....................1 OBJETIVOS......................................................7 AVALIAÇÃO........................................9 INTERPRETAÇÃO DOS TESTES................304 9 ..........................11 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS...............9 TOLERÂNCIAS.226 6.....4 REAGENTE......................159 5...........................2 APLICAÇÕES DO TESTE...................6 PROCEDIMENTO.................................3 PRINCÍPIO.....................................................................167 5...................................................TESTE DE TETRAZÓLIO............168 5.................................5 PROCEDIMENTO......................................................................................REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES SUMÁRIO 5...................................................................................1 INSTRUÇÕES PARA O TESTE DE TETRAZÓLIO EM SEMENTES...............................166 5.............5 CONDIÇÕES SANITÁRIAS DE MATERIAIS E EQUIPAMENTOS.....166 5..............................................................1 INSTRUÇÕES PARA REALIZAR OS TESTES DE GERMINAÇÃO DE SEMENTES................226 6..........229 6.............................................................................................................................169 QUADRO 5.................................. ..............342 10................................................................................................323 CAPÍTULO 8 ......................................................................................................................................................6 TESTE DE GERMINAÇÃO.........................................................................4 PROCEDIMENTO........................................................337 9......................................2 DETERMINAÇÃO DO GRAU DE UMIDADE POR MÉTODOS EXPEDITOS ........................................................................................................REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES CAPÍTULO 7 ...............................................................328 8....................................................................................5 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS..................................................336 9.......................327 8.......3 PRINCÍPIOS GERAIS.......336 9....308 7.............5 DETERMINAÇÃO DE OUTRAS SEMENTES POR NÚMERO...............................................................1 OBJETIVO..........................................2 PRINCÍPIO..........................................................................................EXAME DE SEMENTES INFESTADAS (DANIFICADAS POR INSETOS).......................................................................................................................................337 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA...............................333 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA.................................................................................................................330 8...................................................................TESTE DE SANIDADE DE SEMENTES.1 OBJETIVO........8 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS....................2 DEFINIÇÕES....DETERMINAÇÃO DO GRAU DE UMIDADE.....................1 OBJETIVO..................341 10......................................................................................................................326 8......3 AMOSTRAGEM.......7 DETERMINAÇÃO DO PESO E TAMANHO DAS SEMENTES PELOTIZADAS................................................................2 DEFINIÇÕES....................335 9............326 8.........................342 10 ...................................................................331 8..................4 ANÁLISE DE PUREZA...................................................................307 7..334 CAPÍTULO 9 .ANÁLISE DE SEMENTES REVESTIDAS....................336 9........333 8............................................1 DETERMINAÇÃO DO GRAU DE UMIDADE POR MÉTODOS DE ESTUFA..............325 8....................................................................................................................................340 CAPÍTULO 10 ...............................318 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA ...................................... ........................2 PROCEDIMENTO...........................................344 11....................................................PESO VOLUMÉTRICO..........349 13......................................................................2 EQUIPAMENTOS..REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES SUMÁRIO 10...........................................342 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA..............................................................................................................................350 13...............................................................................................343 11...............................1 OBJETIVO..............................346 12................ CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS......................342 10.........................344 CAPÍTULO 12 ............................................3...................................................................352 14..352 11 ..........................................................................................3 PROCEDIMENTO......................4..346 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA........................................................................................344 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA...................................TESTE DE UNIFORMIDADE (RETENÇÃO EM PENEIRA)...............................352 14.....................1 OBJETIVO.....3 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS..........................................................................................................................................................................................2 PROCEDIMENTO............................................................... PROCEDIMENTO......344 11.......................................................................................1 OBJETIVO................................3 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS ............NÚMERO DE SEMENTES SEM “CASCA” E NÚMERO DE SEMENTES COM “CASCA”...............350 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA..........4 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS......................................................3 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS...............344 11........................................................................346 12..PESO DE MIL SEMENTES...............351 14............................................2 PROCEDIMENTO ..................................................350 CAPÍTULO 14 .............................................................342 CAPÍTULO 11 .................350 13..................................347 CAPÍTULO 13 .....................................1 OBJETIVO................352 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA...........................345 12..................................................... ..............REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES CAPÍTULO 15 .......................................................................................................................353 15...............................364 17..........................6 CÁLCULO E EXPRESSÃO DE RESULTADOS...................366 12 ..................................6 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS......................3 PRINCÍPIOS GERAIS ..................................................................2 DEFINIÇÕES ......................................................362 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA............................................................................................................................5 PROCEDIMENTO.............................2 APLICAÇÃO DO TESTE..............................................................364 17..............361 16.3 PRINCÍPIO..............................354 15..363 17...............................TESTE DE RAIOS X..........................................................................................................................................354 15....................................................................................365 17..............................357 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA.............3 PRINCÍPIOS GERAIS.......................................TESTE DE EMBRIÃO EXCISADO.354 15..........359 16........4 EQUIPAMENTOS.........7 INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS .......4 PROCEDIMENTO....361 16......................360 16.366 17....................................................................TESTE DE SEMENTES POR REPETIÇÕES PESADAS............................................................................362 CAPÍTULO 17 ...................................................1 OBJETIVO...................................................................................................................................................................361 16........................................................1 OBJETIVO..........................1 OBJETIVO..................................5 PROCEDIMENTO ...........................................366 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA......................................364 17..............5 PROCEDIMENTOS ESPECÍFICOS...................................357 CAPÍTULO 16 .........................355 15............365 17...........................6 AVALIAÇÃO......................................................................................................................................................................................................................................................................................................................4 EQUIPAMENTOS .........................354 15..........................................................................360 16......................................2 DEFINIÇÕES ...............7 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS.....360 16............ ..........................368 18...........................................................................................................................................................369 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA...................368 18.................................................................1 DEFINIÇÃO E OBJETIVO ...........................................REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES SUMÁRIO CAPÍTULO 18 ..................368 18................................................2 PRINCÍPIO..........................4 TABELAS DE TOLERÂNCIAS E SUAS APLICAÇÕES........................................395 13 ..TOLERÂNCIAS........3 PROCEDIMENTO..........................................367 18...... . APRESENTAÇÃO . Estas regras foram atualizadas de acordo com as regras internacionais prescritas pela International Seed Testing Association – ISTA e incorpora a experiência e os avanços nacionais em análise de sementes. objetivando o cumprimento da Lei nº 10. sendo estes de uso obrigatório nos Laboratórios de Análise de Sementes credenciados no MAPA. publicado no Diário Oficial da União de 26 de julho de 2004. do Ministério da Agricultura. Manual de Análise Sanitária de Sementes (anexo ao Capítulo 9 – Teste de Sanidade de Sementes) e o Glossário Ilustrado de Morfologia. uniformizar e oficializar métodos para a realização de análises.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES A Coordenação Geral de Apoio Laboratorial – CGAL. Coordenação Geral de Apoio Laboratorial Secretaria de Defesa Agropecuária . de 23 de julho de 2004. As RAS tiveram sua 1ª edição pelo Ministério da Agricultura. da Secretaria de Defesa Agropecuária – SDA.153.711. Pecuária e Abastecimento – MAPA é o órgão responsável pela Rede Nacional de Laboratórios Agropecuários do Sistema Unificado de Atenção à Sanidade Agropecuária e possui dentre suas atribuições estabelecer. em 1967 e a partir de então foram publicadas outras atualizações. A presente edição atualiza e substitui a edição de 1992 e é composta de três volumes: Regras para Análise de Sementes. de 5 de agosto de 2003. A CGAL pretende atualizar estas publicações à medida que novos métodos forem validados e de acordo com a exigência do mercado nacional e internacional. As presentes Regras para Análise de Sementes – RAS tem a finalidade de disponibilizar métodos para análise de sementes. publicada no Diário Oficial da União de 6 de agosto de 2003 e Decreto n° 5. INTRODUÇÃO . Liberal 1976: Engenheiros Agrônomos: Odete H. Tillman – UFPEL/RS Maria R. Liberal – Coordenadora Leonor Pecil Dirce B.ISTA. Torres Formoso Eduardo Zink Jacob Tosselo Leonor Pecil Odette H. de 15/03/1988.Mello Walter Rodrigues da Silva Renato Azevedo Nascimento – Assessor Jurídico 1992: Elaboradas pelo Grupo de Trabalho instituído pela Portaria nº 37. Zappia Francisco C. no Diário Oficial da União de 24/03/1988: Anna Maria R. Pecuária e Abastecimento desde 1967 com a colaboração dos técnicos abaixo relacionados: 1967: Engenheiros Agrônomos Oswaldo Bacchi – Coordenador Anna Maria R. Formoso – IPAGRO/SEAG/RS Dirce Bissoli Ortolani – CATI/SEAA/SP Elizabete de Castro Oliveira – IBAMA/PR Helga Sommer – ABRATES José Neumar Francelino – SNAD/MARA Júlio Marcos Filho – ESALQ/SP Maria Magaly V. Moraes – ESALQ/SP Miriam Terezinha Eira – CENARGEN/EMBRAPA/DF publicada 18 . T.Krzyzanowski Colaboradores: Doris Koehn Oswaldo Bacchi Vera D. B. S.C. As Regras para Análise de Sementes vem sendo publicadas pelo Ministério da Agricultura.RAS (Edição 1992) de acordo com as regras internacionais de análise de sementes da International Seed Testing Association . Nasser – CPAC/EMBRAPA/DF Maria Ângela A. Wetzel – CENARGEN/EMBRAPA/DF Marlene Malavasi – UFRRJ/RJ Odete Halfen Teixeira Liberal – EMBRAPA/LARV/SE/RJ Vera Delfina Colvara Melo – UFPEL/RS COLABORADORES: Ana Maria Jamardo – IPAGRO/SEAG/RS Antônio A. Ortolani Elcy S. do Lago – IAC/CAMPINAS/SP Diana L. T. D. Menten – ESALQ/SP Luis C. Boaretto – IPAGRO/SEAG/RS Maria M. suprindo as necessidades dos Laboratórios de Análise de Sementes que atendem ao sistema de produção de sementes no Brasil. T.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES O objetivo da presente publicação é atualizar as Regras para Análise de Sementes . Irigon – UFPEL/RS Doris Amaral – IPAGRO/SEAG/RS Doris Groth – UNICAMP/FEAGRI/DPPPA/SP Helena Giaretta – IPAGRO/SEAG/RS Heloisa Morato do Amaral – CATI/SEAA/SP Jaciro Soave – IAC/CAMPINAS/SP João Nakagawa – UNESP/SP José Otávio M. Portaria nº
[email protected]. do Ministério da Agricultura e Reforma Agrária: Programação Visual: Hugo Antonio Pessoa Rodrigues Lavoisier Salmon da Silva Neiva Paulo Roberto Salles Pires Valdeci Medeiros Composição: Francisco Antonio Corrêa Inácio Loiola de Sousa As presentes Regras foram elaboradas sob a Coordenação dos grupos instituídos pela Portaria nº 62. Portaria nº 30. de 01/02/2007 publicada no Diário Oficial da União de 5 de fevereiro de 2007 e contaram com a colaboração de técnicos e especialistas de várias Instituições. de 10 de março de 2006.br Maria Ângela André Tillmann . de 10 de março de 2006
[email protected] nº 62.com José da Cruz Machado . Lucca Filho – UFPEL/RS Rosa N.br Luiz Artur Costa do Valle .dorisgroth@ymail. R.br 19 .luiz. de 10 de março de 2006 .gov.br Zilva Lopes – Coordenadora do Grupo III
[email protected] [email protected] José de Barros França Neto – Coordenador do capítulo “Teste de Tetrazólio” .lopes@agricultura. Mecelis – EMBRAPA/IZ/SAPF/SP Orlando A.myriam.m.gov. relacionados a seguir: Coordenadora Geral: Lêda Aparecida Mendonça – Responsável pela Área de Sementes – CGAL/SDA/MAPA – leda. de Andrade – IPAGRO/SEAG/RS Rosângele B.LASO/LANAGRO/MG .UNICAMP .gov.Coordenadora do capítulo “Determinação do Grau de Umidade” .LASO/LANAGRO/RS .gov.br Glaucia Bortoluzzi Maag – Coordenadora do Grupo I a partir do 01/02/2007 . Botin – CATI/SEAA/SP Rubens Sader – UNESP/JABOTICABAL/SP Sandra Regina da Silveira – LARV/SE/RJ Tamir Duarte da Silva – UFSC/SC Revisores: Ariete Duarte Folle Lêda Aparecida Mendonça Silvia Oliveira Alencar Coordenação de Modernização e Informática – CMI.LASO/LANAGRO/PE .br Coordenadores Técnicos dos LANAGRO’s José Mauricio Pereira .br Myriam Aparecida Guimarães Leal Alvisi – Coordenadora do Grupo II .LASO/LANAGRO/MG .Coordenador do capítulo “Teste de Sanidade de Sementes” . publicada no Diário Oficial da União de 15 de março de
[email protected]/LANAGRO/RS . de 10 de março de 2006 .EMBRAPA/SOJA . de 01/02/2007 .gov.br Coordenadores Técnicos convidados: Doris Groth – Coordenadora do capítulo “Análise de Pureza”.Portaria nº 62.gov.UFPEL
[email protected] Glaucia Maria de Figueiredo Almeida – Co.glaucia.Portaria nº 62.br Coordenadores dos Grupos: Ernesto do Nascimento Viegas – Coordenador do Grupo I de 10/03/2006 até 01/02/2007
[email protected] do Grupo III
[email protected] PARA ANÁLISE DE SEMENTES Nilza R.LASO/ LANAGRO/GO.LASO/LANAGRO/MG .
[email protected] nº 30.viegas@agricultura. de 10 de março de 2006 .jose.embrapa. UFLA .gov.LASO/LANAGRO/RS .FAMEV/UFMT Maria Cristina Leme de Lima Dias .EMBRAPA/SOJA – “in memorian” Osvaldo de Castro Ohlson .br Doris Groth .LASO/CLASPAR .com Eveline Mantovani Alvarenga .br Maria Cristina de Figueiredo e Albuquerque .UFPEL
[email protected]@iac.Aurora Sementes .UNICAMP
[email protected]@ufv.br Marco Antônio Amaral Passos
[email protected]/TRIGO .com.UFU
[email protected] Priscila Frantin Medina
[email protected] .EMBRAPA/SOJA
[email protected] Anna Maria Rodrigues Torres Formoso .br Diana Lisakowski Irigon .IMA Luiz Eichelberger .com.br Denise Cunha F.br Maria Laene Moreira de Carvalho .ufsm.br Carlos Machado dos Santos .UPF Lourdes Vasconcelos Paolinelli . dos Santos Dias .IAC
[email protected] Angélica Polenz Wielewicki .MAPA .UFV .br Jônez Leal Severo .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Colaboradores: Ana Dionísia da Luz C.eveline@ufv. Novembre .UNESP .ufu.gov.br Nilson Lemos de Menezes .com Edson Clodoveu Picinini – SEEDS
[email protected] Célia Emília César e Figueiredo
[email protected] Antônio Carlos de Souza Medeiros – EMBRAPA/FLORESTAS
[email protected] Elusa Pinheiro Claros
[email protected] [email protected]@agricultura.UFU .com Maria de Fátima Zorato
[email protected]@terra.embrapa.br Eliane Maria Forte Daltro .br Denise Garcia Santana
[email protected] Revisora do Trabalho Final: Doris Groth – UNICAMP .br Francisco Carlos Krzyzanowski .sp.br Cláudio Cavariani .ufu.embrapa.br Nilton Pereira da Costa .UFSM .LASO/INDEA
[email protected] 20 .DCFL/UFR/PE .EMPAER/MT
[email protected]/USP
[email protected]@cnpso.com.luizei@cnpt. AMOSTRAGEM . d) Amostra Duplicata É a amostra obtida da amostra composta e nas mesmas condições da amostra média e identificada como “Amostra Duplicata”. sejam por sua vez representativas da amostra remetida ao laboratório de análise de sementes.2 AMOSTRAS a) Amostra Simples É uma pequena porção de sementes retirada de um ponto do lote. 1. toda a precaução deve ser tomada pelo analista a fim de que as amostras a serem usadas nas diversas determinações. c) Amostra Média É a própria amostra composta ou subamostra desta. Para se obter resultados uniformes e precisos em análise de sementes. em geral.1 LOTE É uma quantidade definida de sementes. todos os esforços devem ser feitos para assegurar que a amostra enviada para análise represente. homogênea e uniforme para as informações contidas na identificação. dentro de tolerâncias permitidas. muito pequena em relação ao tamanho do lote que representa. com tamanho mínimo especificado nestas Regras para Análise de Sementes. Esta amostra é usualmente bem maior que a necessária para os vários testes e normalmente necessita ser adequadamente reduzida antes de ser enviada ao laboratório. para os testes prescritos nestas RAS.1 OBJETIVO Obter uma amostra de tamanho adequado para os testes. na qual estejam presentes os mesmos componentes do lote de sementes e em proporções semelhantes. no caso da necessidade de uma reanálise.2 DEFINIÇÕES 1.2. da qual cada porção é. identificada por letra. é essencial que as amostras sejam tomadas com todo cuidado e em conformidade com os métodos estabelecidos nas presentes Regras para Análise de Sementes – RAS. f) Subamostra É a porção de uma amostra obtida pela redução da amostra de trabalho. 1. Por mais criterioso que seja o procedimento técnico empregado na análise. e) Amostra de Trabalho É a amostra obtida no laboratório. por homogeneização e redução da amostra média até os pesos mínimos requeridos e nunca inferiores aos do Quadro 1. A quantidade de sementes analisadas é. 22 . número ou combinação dos dois. corretamente. os resultados não podem indicar senão a qualidade das sementes contidas na amostra submetida a exame. Do mesmo modo. usando-se um dos equipamentos e métodos de divisão prescritos em 1.2.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 1.2. É obtida para fins de fiscalização da produção e do comércio de sementes.5. É a recebida pelo laboratório para ser submetida à análise. ao reduzir essa amostra no laboratório. conseqüentemente.2. a composição do lote em questão. b) Amostra Composta É a amostra formada pela combinação e mistura de todas as amostras simples retiradas do lote. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 1.2.3 LACRADO/SELADO É quando os recipientes individuais, que contêm as sementes, estão fechados de tal modo que não possam ser abertos e novamente fechados, sem que fique evidente que foram adulterados. Esta definição se refere a selagem de lotes ou amostras de sementes. 1.2.4 IDENTIFICADO É quando os recipientes possuem uma única marca de identificação, a qual identifica o lote de sementes nele contido. Todos os recipientes de um lote de sementes devem estar identificados com a mesma designação única do lote. Esta designação (letra, número ou combinação de ambos) deve constar no Boletim de Análise de Sementes, tanto de identificação quanto de fiscalização. As amostras devem ser identificadas de forma que assegurem um vínculo claro entre o lote de sementes e as amostras e subamostras. 1.3 PREPARAÇÃO DO LOTE DE SEMENTES E CONDIÇÕES PARA AMOSTRAGEM No ato da amostragem, o lote de sementes deve ser o mais homogêneo possível. Uma amostra será tanto mais representativa do lote à medida que aumentar o número de amostras simples. Na prática, entretanto, um lote de sementes nunca é perfeitamente homogêneo, definindo-se como tal uma porção de sementes cujas partes que o compõe estejam razoável e uniformemente distribuídas por toda a sua massa. Essa uniformidade se refere a qualquer dos atributos que podem ser determinados em um exame, tais como pureza, outras sementes por número e germinação. Se um lote é suspeito de ser excessivamente heterogêneo, o laboratório deverá realizar o teste de heterogeneidade (H). 1.3.1 PESO MÁXIMO DE SEMENTES POR LOTE O peso máximo do lote não deve exceder ao indicado na terceira coluna do Quadro 1.2. Para as espécies não relacionadas no Quadro 1.2, o peso máximo do lote pode ser determinado por comparação com uma espécie de semente que tenha tamanho e peso semelhantes ao da espécie em análise. 1.3.2 RECIPIENTES E IDENTIFICAÇÃO DO LOTE O lote deve estar acondicionado em recipientes que possam ser selados e identificados de acordo com a legislação vigente. Por ocasião da amostragem, todos os recipientes necessitam estar identificados, para estabelecer no Boletim de Análise de Sementes a correspondente identificação do lote. 1.4 OBTENÇÃO DE AMOSTRAS REPRESENTATIVAS 1.4.1 INSTRUÇÕES GERAIS A coleta de amostras para fins de fiscalização da produção e do comércio de sementes, cujos dados de análise serão utilizados na emissão do Boletim Oficial (BASO), deve ser executada somente por pessoa autorizada pelo órgão competente da fiscalização. Quando da amostragem, o lote de sementes deve ser disposto de tal forma que possua no mínimo duas faces expostas, com espaçamentos entre pilhas e entre pilhas e paredes, que permitam a amostragem representativa do mesmo. 23 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES A pedido do encarregado da amostragem, o proprietário das sementes ou seu representante deve fornecer informações completas sobre o lote em questão. Sempre que possível, as amostras simples devem ser retiradas do lote por meio de caladores, que são instrumentos apropriados para esse fim. No caso de sementes em recipientes, devem ser tomadas ao acaso amostras simples em quantidades aproximadamente iguais, fazendo-se coletas na parte superior, na mediana ou na inferior do mesmo, porém não necessariamente de mais de um local do mesmo recipiente. Quando a semente estiver armazenada ou sendo transportada a granel, as amostras simples devem ser retiradas ao acaso de diferentes pontos e em diferentes profundidades. No caso de sementes que não deslizam facilmente, como certas gramíneas palhentas, a amostragem deve ser preferivelmente, feita à mão. À exceção deste caso, devem ser usados instrumentos apropriados de amostragem, ver 1.4.2. As amostras também podem ser coletadas durante o beneficiamento ou ensacamento. Quando a amostragem for realizada em pequenos recipientes, tais como sacos de papel, ou embalagens à prova de umidade, a mesma deverá ser preferencialmente realizada antes do acondicionamento. Para sementes já acondicionadas, um número suficiente de recipientes (Quadro 1.1) deve ser aberto, amostrado e novamente fechado. As amostras simples devem ser misturadas para formar a amostra composta do lote. A redução desta, geralmente necessária para formar a amostra média, deve ser feita com o emprego de um divisor de amostras adequado (1.5.2.I). Na falta deste, e no caso das sementes que normalmente se aglomeram, a redução deve ser feita cuidadosamente pelo método manual (1.5.2.II). A amostra composta, quando de tamanho apropriado, será considerada como amostra média sem sofrer redução. 1.4.2 INSTRUMENTOS DE AMOSTRAGEM E SEU USO a) Caladores ou Amostradores do Tipo Duplo Este tipo de calador pode ser usado para a maioria das sementes, com exceção de algumas espécies citadas no item 1.4.2.d. Consiste de dois cilindros ocos de metal, perfeitamente ajustados um dentro do outro, com uma extremidade sólida e afilada. Ambos os cilindros são providos de aberturas ou janelas iguais que podem ser justapostas por meio da rotação do cilindro interno. Esses caladores variam em comprimento, diâmetro e número de aberturas de acordo com as diferentes espécies de sementes e com os vários tamanhos dos recipientes e podem ou não apresentar divisões internamente. Os caladores para sementes acondicionadas em sacos devem ter o comprimento mínimo aproximado ao da diagonal dessas embalagens, com o diâmetro variando de 1,252,50cm e com seis a nove aberturas. Os caladores para sementes a granel ou contidas em recipientes rígidos são bem maiores, chegando até dois metros de comprimento por 4,0cm de diâmetro e com seis a nove aberturas, podendo ser usados tanto no sentido horizontal como vertical. Para serem usados verticalmente, devem ser providos de septos transversais internos, que os dividem em compartimentos, cada um dos quais correspondendo a uma das aberturas. O calador deve ser inserido diagonalmente na massa de sementes, num ângulo de 30 graus e com as aberturas desencontradas e em posição fechada. Depois de aberto no interior da massa, deve ser girado algumas vezes ou levemente agitado até que fique completamente cheio de sementes. Em seguida, deve ser fechado e retirado, despejando-se as sementes, em um recipiente apropriado. Devem ser tomados cuidados para não danificar as sementes. 24 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Após a retirada do calador, deve-se procurar fechar o orifício do saco de juta, algodão ou polipropileno trançado com a ponta do calador. Sacos de papel podem também ser amostrados, fechando-se a perfuração com uma fita adesiva especial. b) Caladores do Tipo Simples - Amostrador Nobbe Este tipo de calador serve para a coleta de amostra de sementes acondicionadas em sacos, mas não a granel. Consiste de um cilindro afilado, suficientemente longo para alcançar o centro da embalagem, com uma abertura oval próxima à extremidade afilada e com um cabo perfurado por onde as sementes são descarregadas. A largura da abertura deve ser pelo menos duas vezes o comprimento da semente e o comprimento da abertura deve estar entre duas a cinco vezes a largura da abertura. O comprimento total do calador deve ser de aproximadamente 50cm, incluindo o cabo de 10cm e a ponta de 6cm, deixando livre 34cm do cilindro. O diâmetro interno do cilindro deve ser uniforme e apresentar aproximadamente 1,5cm para cereais, 2,0cm para milho, 1,0cm para trevos e sementes de tamanho semelhante. As sugestões de dimensões de calador tipo simples são apresentadas no Quadro 1.0. O calador deve ser cuidadosamente inserido até o centro do saco com a abertura voltada para baixo e a ponta para cima, formando com a horizontal um ângulo de 30°. Gira-se o calador em 180°, ficando a abertura voltada para cima; retira-se o calador com velocidade cada vez menor a fim de que a quantidade de sementes coletadas durante seu percurso aumente progressivamente do centro para a periferia do saco. Quando o calador atingir toda a extensão do saco, deverá ser retirado com velocidade relativamente constante e agitado suavemente para que seja mantida uma corrente uniforme de sementes. Os orifícios feitos com o calador devem ser fechados como descrito no subitem 1.4.2.a. Quadro 1.0 – Dimensões sugeridas de caladores do tipo simples Tamanho comprimendo calador * to da ponta a A B C D * Nota: 4,2 8,5 8,2 7,8 Dimensão em centímetros (cm) de acordo com a figura compricompricomprimenlargura da diâmetro mento da mento da to do ombro abertura interno saliência abertura b e f c d 0,7 0,8 2,0 0,8 1,0 1,2 1,0 3,3 1,1 1,3 1,2 1,3 4,0 1,5 1,7 1,5 1,5 4,0 1,8 2,0 diâmetro externo g 1,2 1,5 1,9 2,2 A – para espécies de tamanho semelhante a sementes de brássicas; B – para espécies de tamanho semelhante a sementes de braquiária e trigo; C – para espécies de tamanho semelhante a sementes de soja; D – para espécies de tamanho semelhante a sementes de milho.
Observação: Não é permitido o uso de qualquer outro calador, comumente denominado “ladrão” ou “furador”, que não atenda as especificações do item b. 25 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES c) Amostragem Durante o Beneficiamento Durante o beneficiamento de um lote as amostras deverão ser coletadas em intervalos regulares durante todo o processo. Quando for usado um recipiente que intercepte o fluxo da semente, toda a seção transversal da corrente de sementes deve ser uniformemente amostrada. O recipiente pode ser movimentado manual ou mecanicamente através da corrente de sementes. d) Amostragem Manual A amostragem manual é o método mais adequado para espécies de sementes que não deslizam facilmente, como as gramíneas palhentas dos gêneros Agropyron, Agrostis, Alopecurus, Andropogon, Anthoxantum, Arrhenatherum, Axonopus, Brachiaria, Bromus, Cenchrus, Chloris, Cynodon, Cynosurus, Dactylis, Deschampsia, Digitaria, Elymus, Elytrigia, Festuca, Holcus, Hyparrhenia, Lolium, Melinis, Panicum, Pascopyrum, Paspalum, Poa, Psathyrostachys, Pseudoroegneria, Setaria, Trisetum, Urochloa, Zoysia e outros similares. De uma forma geral, deve-se homogeneizar a massa de sementes, agitando-se os sacos antes da amostragem. É difícil pelo método manual obter amostras representativas a mais de 40cm de profundidade e quando for necessário obtê-las, o encarregado da amostragem deve solicitar que alguns sacos ou embalagens sejam total ou parcialmente esvaziados para facilitar a amostragem, e em seguida, reensacar as sementes. 1.4.3 OBTENÇÃO DA AMOSTRA E INTENSI DADE DA AMOSTRAGEM A intensidade mínima de amostragem deverá obedecer aos seguintes critérios: I ─ As indicações contidas no Quadro 1.1. QUADRO 1.1 ─ Intensidade de amostragem. Lotes de sementes acondicionadas em recipientes com capacidade de até 100kg N de recipientes do lote Número de amostras simples 1–4 3 amostras simples de cada recipiente 5–8 2 amostras simples de cada recipiente 9 – 15 1 amostra simples de cada recipiente 16 – 30 15 amostras simples no total 31 – 59 20 amostras simples no total 60 ou mais 30 amostras simples no total Lotes de sementes acondicionadas em recipientes com capacidade de mais de 100kg ou amostragem durante o beneficiamento Tamanho do lote Número de amostras simples Até 500kg Pelo menos 5 amostras simples 501 - 3.000kg 1 amostra simples para cada 300kg, mas não menos do que 5 3.001 - 20.000kg 1 amostra simples para cada 500kg, mas não menos do que 10 Acima de 20.000kg 1 amostra simples para cada 700kg, mas não menos do que 40 II ─ Quando for necessária a retirada de mais de uma amostra simples por recipiente, o número de tomadas de amostras simples deve ser uniforme em todos os recipientes; III ─ Para as sementes que se apresentam embaladas em pequenos recipientes tais como latas, caixas de papelão ou envelopes, o seguinte procedimento deverá ser adotado: 26 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES a) Um peso de 100 quilos de sementes é tomado como unidade básica e os pequenos recipientes são combinados, de maneira a formar essas unidades de amostragem e não excedendo aquele peso por exemplo: 20 recipientes de 5 quilos 33 recipientes de 3 quilos 100 recipientes de 1 quilo 1.000 recipientes de 100 gramas 10.000 recipientes de 10 gramas b) para fins de amostragem, cada unidade básica é considerada como um “recipiente” e a intensidade de amostragem prescrita no Quadro 1.1 deve ser aplicada. A amostragem deve ser feita tomando-se como amostra simples as embalagens inteiras e fechadas, constituintes da unidade básica, em número suficiente para suprir a quantidade mínima de sementes exigidas para a amostra média da espécie em questão; c) se o número de recipientes/embalagens não for suficiente para atingir 100 quilos, a unidade básica será constituída pelo peso total das embalagens existentes. 1.4.4 PESOS MÍNIMOS DAS AMOSTRAS MÉDIAS a) Os pesos mínimos das amostras médias, de cada espécie de semente, necessários para as diversas determinações encontram-se especificados no Quadro 1.2. Excetuam-se as determinações cujos pesos se encontram relacionados nos capítulos específicos como Grau de Umidade, Peso Volumétrico, Sementes Revestidas e outros; b) no caso de amostra recebida no Laboratório de Análise de Sementes ─ LAS ser menor do que a especificada nas RAS, o requerente deve ser notificado e a análise suspensa até que nova amostra com peso suficiente seja recebida; c) no caso de lotes pequenos e de sementes muito caras, é permitido enviar amostras médias menores, tendo no mínimo o peso suficiente para a realização dos testes solicitados. A seguinte declaração deverá constar no Boletim de Análise de Sementes: “A amostra média pesou apenas ..... g”. São considerados lotes pequenos aqueles iguais ou menores do que 1% do peso máximo de lote indicado no Quadro 1.2. 1.4.5 EMBALAGEM, IDENTIFICAÇÃO, SELAGEM E REMESSA DA AMOSTRA Cada amostra deve ser identificada de maneira a estabelecer sua conexão com o respectivo lote. A embalagem individual a ser usada para a amostra média deve ser de material resistente, como papel Kraft multifoliado, papelão, algodão, para não se romper durante a remessa ao laboratório. A amostra deverá ser acompanhada de um Termo de Remessa (formulário próprio) assinado pelo interessado ou seu representante legal, com todas as informações pertinentes. As embalagens individuais devem ser acondicionadas de maneira a evitar danos durante o transporte, sendo preservadas contra o excesso de calor, umidade e contaminação. Amostras cujas sementes serão usadas para testes de germinação não devem ser acondicionadas em recipientes hermeticamente fechados, enquanto que aquelas utilizadas para determinações como grau de umidade e peso volumétrico, devem ser remetidas separadamente, em embalagens impermeáveis e hermeticamente fechadas. O responsável pela tomada das amostras deve remetê-las, sem demora, ao Laboratório de Análise de Sementes. Quando as sementes forem tratadas quimicamente com fungicidas e/ou inseticidas, o nome do produto, do ingrediente ativo e a dosagem utilizada devem ser fornecidos junto com a amostra. 27 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 1.5 OBTENÇÃO DE AMOSTRA DE TRABALHO 1.5.1 INSTRUÇÕES GERAIS A amostra média recebida pelo laboratório necessita ser reduzida a uma ou mais amostras de trabalho, de peso igual ou ligeiramente maior aos prescritos no Quadro 1.2, as quais serão usadas nas diversas determinações. A amostra média deve ser primeiramente homogeneizada. A amostra de trabalho poderá então ser obtida tanto por divisões sucessivas como por separação e subseqüente combinação, ao acaso, de pequenas porções. É muito importante que essa homogeneização e redução sejam feitas com especial atenção e cuidado, a fim de que as amostras de trabalho sejam realmente representativas da amostra média, e portanto, do lote de sementes em análise. Os instrumentos e métodos adequados a este propósito encontram-se descritos em 1.5.2. Qualquer outra amostra de trabalho requerida deve ser retirada independentemente. Depois de retirada a primeira amostra de trabalho, o remanescente da amostra média deve ser novamente homogeneizado, antes que uma segunda amostra seja retirada. As sementes restantes constituirão a amostra de arquivo e deverão ser armazenadas em local apropriado, com controle de temperatura e umidade relativa de acordo com a espécie. Independentemente do método usado para a obtenção da amostra de trabalho a ser usada na análise de pureza, é preferível não tentar tomar exatamente o peso mínimo estabelecido no Quadro 1.2, mas sim, uma quantidade de sementes cujo peso seja um pouco maior do que esse mínimo, até um limite de 3% da amostra de trabalho. Dessa maneira, impede-se a interferência pessoal de colocar ou retirar da balança pequenas porções de sementes. 1.5.2 EQUIPAMENTOS E MÉTODOS DE DIVISÃO E SEU USO Um dos seguintes métodos deve ser usado na obtenção das amostras de trabalho: I- Método Mecânico Este método é adequado para todas as sementes que deslizam com facilidade. A amostra passada pelo aparelho é dividida em duas partes aproximadamente iguais e homogêneas. Com o intuito de melhor homogeneizar a amostra média, esta deve ser passada no mínimo duas vezes pelo divisor e recomposta antes da divisão propriamente dita, que é executada por meio de repetidas passagens das sementes pelo divisor, removendo-se, em cada vez, metade da porção. O processo de divisões sucessivas é repetido até que se obtenha a amostra de trabalho de peso aproximado, porém nunca inferior ao exigido para a espécie. Porções obtidas por divisão podem ser combinadas para se obter o peso necessário. Independente do aparelho utilizado, o cuidado com a limpeza interna é de fundamental importância antes de cada operação. Os divisores a seguir descritos são os mais comumente usados: Divisor Cônico Este divisor (tipo Boerner) consiste de uma moega cônica ou alimentador, de um cone invertido e de uma série de lâminas separadoras que formam pequenos canais iguais na largura e comprimento. As sementes são alternadamente conduzidas, durante sua queda, para duas bicas opostas situadas na base do aparelho. Uma válvula na base da moega retém as sementes, as quais devem ser despejadas bem no centro da moega. Quando essa válvula é aberta, as sementes caem por gravidade sobre o cone invertido; são uniformemente distribuídas para os canais e através das bicas são conduzidas para os recipientes. Exemplos de dimensões são relacionados a seguir: a) O divisor maior, destinado às sementes iguais ou maiores que as de trigo pode ser construído externamente com 81,28cm de altura por 36,38cm de diâmetro, apresenta 38 canais (19 para cada bica) de 2,54cm de largura. 28 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES b) O divisor menor, para sementes menores, possui 40,64cm de altura por 15,24cm de diâmetro e 44 canais (22 para cada bica) de 0,79cm de largura. No divisor cônico, deve-se observar: • a válvula deve-se mover facilmente, mas não permitir que as sementes passem pelos seus bordos quando fechados; • devem ser mínimos os ângulos agudos e não deve haver orifício e bordas ásperas nas superfícies sobre as quais as sementes deslizam, pois sementes e partículas podem ficar retidas e contaminar outras amostras; • os canais devem ter rigorosamente as mesmas medidas. A desvantagem deste tipo de divisor é a dificuldade que oferece para a limpeza, sendo esta facilitada pelo uso de ar comprimido. Divisor de Solo Este tipo de divisor é adequado para as espécies de sementes grandes, sementes palhentas e de espécies florestais. Nesse divisor, cujos princípios de construção são os mesmos do tipo cônico, os canais estão em linha e não em círculo. O divisor de solo consiste de uma moega provida de canais alternados, dispostos em direções contrárias, de um suporte para a moega e três a cinco recipientes iguais, usados para captar e despejar as sementes. As dimensões externas mais utilizadas desse divisor são: 35,56cm de comprimento por 25,40cm de largura e 27,94cm de altura, com cerca de 18 canais medindo cada um 1,27cm de largura. Modelos apropriados para sementes pequenas também podem ser confeccionados. As sementes devem ser uniformemente despejadas por toda extensão da moega, usandose um dos recipientes de mesmo comprimento da moega, para que as sementes caiam por gravidade simultaneamente por todos os canais. Divisor centrífugo Este divisor não é aconselhável para certas gramíneas forrageiras palhentas como as dos gêneros Brachiaria, Lolium, Panicum, Paspalum e outras espécies em que são requeridas amostras de trabalho de peso reduzido. Esse divisor (tipo Gamet) emprega a força centrífuga para misturar e espalhar as sementes sobre a superfície divisora. Nesse aparelho, as sementes caem da moega para um receptáculo de borracha em forma de taça, o qual, girando a certa velocidade por meio de um motor elétrico, joga as sementes para um compartimento cilíndrico fechado, dividido em dois setores iguais, cada um dos quais ligado a uma bica, sendo a amostra dividida em duas porções aproximadamente iguais. • Manuseio do equipamento a- O divisor é nivelado por meio de pés ajustáveis; b- o divisor e os quatro recipientes são verificados quanto à limpeza. • Homogeneização a- Um recipiente é colocado sob cada bica; b- a amostra inteira é colocada no alimentador. Quando se alimenta a moega, a semente deve sempre ser despejada no centro; c- o centrifugador é acionado e as sementes passam para dentro dos recipientes; d- o aparelho é desligado; recipientes cheios são substituídos por outros vazios; os conteúdos dos dois recipientes cheios alimentam simultaneamente a moega, sendo permitido que as sementes sejam misturadas no seu fluxo; o centrifugador é acionado; e- o procedimento descrito em “d” é repetido pelo menos uma vez. 29 Echinochloa. 3 e 4 são repetidos utilizando as porções retidas do item 4.o conteúdo de um dos recipientes cheios é colocado de lado e o conteúdo do outro alimenta a moega.5. manualmente homogeneizada. Stylosanthes (exceto S.1). resultando em quatro porções aproximadamente iguais. Ailanthus. dividir a fração deixada de lado. Juglans. 30 . Oryza. Briza. Psathyrostachys. Método das divisões constantes Este método é restrito às sementes palhentas. Eragrostis. Gomphrena.5. seja também dividido e incluído em cada metade. Hiparrhenia. Platanus. Desprezando-se uma das metades. homogeneizar com as mãos ou com o auxílio de uma espátula. c. Liriodendron. 4- combinar e reter as porções alternadas. Dichanthium. obedecendo ao mesmo princípio das divisões sucessivas em que se baseiam os divisores de amostra. sendo cada metade novamente dividida. obedecendo as prescrições estabelecidas no Quadro 1. Pennisetum (exceto P. Método das divisões sucessivas A amostra média do lote deverá ser colocada sobre uma superfície limpa e lisa.este procedimento é repetido até que o peso apropriado da amostra seja atingido. as quais devem ser dispostas em duas fileiras de quatro. conforme item b. d. 5- os itens 2. Aesculus. Digitaria. Sorghastrum.Método Manual Sempre que não for possível o emprego de um dos métodos anteriores. Cedrela. Scabiosa. Corylus. guianensis). Ao separar as duas porções resultantes de cada divisão. 2- a seguir. Brachiaria. Arrhenatherum. Cada uma destas é dividida. com ganchos.2. Elymus. Astrebla. tantas vezes quantas forem necessárias. Castanea. até obter o complemento da amostra de trabalho. a redução da amostra média deve ser feita manualmente. repete-se com a outra metade as mesmas operações anteriores. Cenchrus. obedecendo as prescrições estabelecidas no Quadro 1. É o caso de certos gêneros como: Agrimonia. amontoada e dividida ao meio com o auxílio de uma régua ou objeto semelhante. Trisetum.Recipientes cheios são substituídos por vazios. espinhos ou alas. Ehrharta. Urochloa e os seguintes gêneros de árvores e arbustos: Acer. até que seja obtida uma amostra de trabalho com peso igual ou ligeiramente superior ao prescrito como mínimo (1. 3- o amontoado é dividido ao meio. Bouteloua. II. Chloris. Salix. até que seja obtida a amostra de trabalho com peso igual ou ligeiramente superior (1.se ao final da divisão for obtido peso inferior ao desejado. Fraxinus. Anthoxanthum. resultando em oito porções. Quercus. exceto se essas estruturas também tenham sido removidas durante o beneficiamento. A primeira e a terceira porção da primeira fileira são combinadas com a segunda e quarta da segunda fileira. Melinis. Tectona e Ulmus. é imprescindível que todo o material presente. sendo as demais removidas. O centrifugador é acionado. que normalmente se acumulam na parte inferior da amostra.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES • Redução da amostra a. Porções obtidas por divisão podem ser combinadas para se obter o peso necessário.2. Procedimento: 1- A amostra média do lote é colocada sobre uma superfície limpa e lisa.1) ao prescrito para a espécie. inclusive o constituído de pequenas partículas como terra e pedra. b. formando um amontoado. Andropogon. Beckmannia. glaucum). Populus. as sementes restantes da amostra média são colocadas em recipientes apropriados e irão constituir a amostra de arquivo. 31 . entretanto. em separado. ser responsabilizado pelo declínio da porcentagem de germinação durante o armazenamento das amostras de arquivo.6. Com a colher em uma mão.5. grau de umidade e porcentagem de germinação sejam as mínimas possíveis. 1. nos casos em que a amostra de arquivo seja insuficiente para realização dos testes. O peso da amostra de trabalho usado na Análise de Pureza é calculado para conter no mínimo 2. nas mesmas condições. os pesos máximos dos lotes.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Método da Colher Este método é recomendado para redução de amostras de sementes para o teste de sanidade. O peso da amostra de trabalho usado na Determinação de Outras Sementes por Número é calculado em no máximo 10 vezes o peso da amostra de pureza.2 DEPOIS DA ANÁLISE Uma vez retiradas todas as amostras de trabalho necessárias para as diversas determinações. Após uma mistura preliminar.2 e item 1. de acordo com a espécie.6.500 sementes. Porções suficientes da semente são tomadas para comporem a amostra de trabalho. em separado da amostra de arquivo. a espátula na outra e utilizando as duas. Uma bandeja. esta deve ser armazenada em local preferencialmente climatizado. Se for necessário conservar a amostra média durante algum tempo antes da análise. Tratamentos com inseticidas e contra animais roedores são muitas vezes necessários para o armazenamento seguro dessas amostras. conforme Quadro 1.1. com controle de temperatura e de umidade relativa. 1. para ser usada em outros testes que não o de pureza.000 gramas. uma espátula e uma colher com uma borda reta são requeridas.3 PESO DOS LOTES E DAS AMOSTRAS PARA ANÁLISES O Quadro 1.6 ARMAZENAMENTO DAS AMOSTRAS 1. bem como o número aproximado de sementes por grama. é restrito apenas para amostras de espécies de sementes menores do que as de trigo.6. As amostras enviadas ao laboratório em embalagens herméticas deverão ser armazenadas nas condições semelhantes às originais de embalagem. A porção “Semente Pura” poderá ser arquivada. remova pequenas porções da semente de pelo menos cinco lugares escolhidos aleatoriamente na bandeja. As amostras devem ser armazenadas em locais adequados. Esta e todas as sobras de sementes resultantes da análise de pureza ou de qualquer outra determinação deverão ser armazenadas.1 ANTES DA ANÁLISE Todo esforço deve ser feito para iniciar a análise da amostra no dia do seu recebimento ou reduzir ao mínimo o tempo entre a amostragem e a análise. os pesos mínimos das amostras médias e das amostras de trabalho para análise de pureza e para a determinação de outras sementes por número. os usos das espécies. 1. de tal maneira que as alterações na qualidade da semente como dormência.2 indica respectivamente os nomes botânicos das espécies. não mexa na bandeja a partir deste momento. por um período equivalente ao da validade do teste de germinação. despeje a semente uniformemente sobre a bandeja. Para outros testes. O laboratório não pode. mas limitado a um máximo de 1. ou a distribuição de Poisson. A heterogeneidade dentro de um lote de sementes pode ocorrer devido à distribuição desigual. no caso de Outras Sementes por Número. os testes descritos a seguir podem ser usados. Em cada amostra é realizada a análise para o atributo avaliado. Por exemplo. se a característica a ser considerada é a pureza física. 1. de forma que uma amostra coletada seja idêntica à outra. 1. A heterogeneidade também pode resultar de uma distribuição descontínua do atributo avaliado no lote. lotes em que há recipientes com sementes de qualidade extremamente diferentes e lotes formados pela combinação de dois ou mais lotes com disparidades na qualidade das sementes sem uma mistura efetiva. Por exemplo. avaliada pelo teste do valor H.3.7. mortas e em algumas circunstâncias as sementes não germinadas. espera-se a distribuição ao acaso dos componentes do lote. nas porcentagens dos componentes da análise de pureza.7. os constituintes são: semente pura. no caso de Pureza e Germinação. levando em conta o nível de heterogeneidade esperado quando se utilizam boas práticas de produção de sementes. outras sementes e material inerte e o lote é formado por esses três componentes.2 PRINCÍPIO Um lote de sementes é caracterizado pelo conjunto dos seus componentes. embora contínua.3). presume-se que haja a distribuição uniforme dos componentes. A variância teórica pode ser calculada pela função de distribuição de probabilidade correspondente. calculada considerando a distribuição ao acaso dos componentes (teste do valor H). Cada amostra utilizada para o cálculo da variância observada é coletada de um recipiente. que é a distribuição binomial. Como isso geralmente não ocorre.7 TESTE DE HETEROGENEIDADE PARA LOTES DE SEMENTES ACONDICIONADAS EM RECIPIENTES 1. nas porcentagens das categorias do teste de germinação (como plântulas normais e anormais. Em casos duvidosos. Nota: A amostragem deve ser recusada se o lote for tão heterogêneo que diferenças entre recipientes ou amostras simples sejam visíveis ao amostrador (item 1.1 Definições de Termos e Símbolos Amostra-recipiente = amostra tomada de um único recipiente do lote Nº = número de recipientes do lote N = número de amostras-recipiente retiradas 32 . como sementes vazias. 1. sementes sem embrião e sementes danificadas por insetos) ou nas outras sementes por número. nos diferentes recipientes de um lote. não sendo mensurada a heterogeneidade dentro do recipiente. A heterogeneidade do lote pode ser avaliada pela comparação entre a variância observada entre amostras independentes de tamanho similar retiradas de diferentes recipientes e a variância aceitável. Estes casos são referidos como heterogeneidade fora da amplitude. Em um lote homogêneo. Se o resultado de um dos dois testes indicar heterogeneidade significativa. o teste do valor H e o teste do valor R. o lote deve ser declarado heterogêneo. excedendo os limites razoáveis tolerados.1 OBJETIVO Determinar se a heterogeneidade do lote é tecnicamente aceitável para a amostragem com base em dois testes estatísticos.7. e pela comparação entre a diferença máxima encontrada entre essas mesmas amostras com um desvio padrão aceitável (teste do valor R).7. Esse método é impraticável como análise de rotina e não deve ser empregado em qualquer característica do lote de sementes cuja ocorrência seja próxima de zero ou de 100%. quanto às características avaliadas. avaliada pelo teste do valor R. Estes casos são referidos como heterogeneidade dentro da amplitude. sementes duras/dormentes.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 1.3 TESTE DO VALOR H A variância aceitável é calculada multiplicando-se a variância teórica esperada pela variação ao acaso com um “fator f” para variação adicional. 6. em cada amostra-recipiente (ex.2).2.2).2 2.1) Média de todos os valores X determinados para cada amostrarecipiente Nota: . Variância aceitável dos resultados de porcentagens dos componentes da análise de pureza ou de categorias do teste de germinação obtidos em amostras-recipiente independentes Variância aceitável de resultados de números de outras sementes obtidos em amostras-recipiente independentes Variância observada para o atributo avaliado nas amostras-recipiente independentes. determinado para o lote S = somatório W = variância teórica das amostras com relação ao atributo testado V = variância observada entre as amostras-recipiente com relação ao atributo testado f = fator de correção da variância teórica pelo qual esta é multiplicada para o cálculo da variância aceitável (veja Tabela 1.3 e 2.: porcentagem de sementes puras. 100 para germinação e 10. TABELA 1.1 1. 33 . calcular a média com uma casa decimal se N < 10 e com duas casas decimais se N ≥ 10.3.1 – Fatores de correção ( f ) utilizados no cálculo de W e do valor H. Atributo Componentes da Pureza Outras Sementes por Número Categorias do Teste de Germinação** Sementes Não Palhentas 1.Para resultados de números de outras sementes.2 * Ver definição de Sementes Palhentas no Capítulo 2 − Análise de Pureza (item 2. baseada em todos os valores de X.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES n = número de sementes estimado em cada amostra de trabalho (1. Valor H: Nota: Valores negativos de H são relatados como zero.Para resultados de porcentagens de componentes da pureza ou de categorias do teste de germinação.7.000 para outras sementes) X = valor do atributo que se quer testar.2 Amostragem do Lote O número de amostras-recipientes independentes a ser tomado não deve ser inferior ao apresentado na Tabela 1.000 para a pureza. porcentagem de germinação) = média de todos os valores de X. calcular a média com duas casas decimais se N < 10 e com três casas decimais se N ≥ 10. ** (ver 1. .8 Quadro 2.2. outras sementes por número.2 1.4 1.7.1 Sementes Palhentas* 1. 1. 20 1.2). Esta será constituída de pequenas porções de sementes.7. A amostra de trabalho deve ser de peso tal que contenha 1.3 Procedimento do Teste Os atributos adotados para avaliar a heterogeneidade podem ser: • Porcentagem em peso de qualquer componente da análise de pureza.8 Quadro 2.58 1. De cada recipiente será tomada uma amostra. O peso de cada amostra-recipiente não deve ser menor do que a metade do peso indicado para a amostra média (Quadro 1.19 1. Os recipientes a serem amostrados são escolhidos ao acaso. 34 .31 1.22 1. As duas frações serão pesadas e será calculada a porcentagem em peso da primeira parte em relação ao conjunto das duas.2).11 1. No laboratório. 1.2.42 2.66 1. simultaneamente.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Número de Número de Amostrasrecipientes do Recipientes Lote Independentes (Nº) (N) 5 6 7 8 9 10 11-15 16-25 26-35 36-49 50 ou mais 5 6 7 8 9 10 11 15 17 18 20 TABELA 1. Cada amostra de trabalho é separada em duas frações: o componente selecionado e o complemento.81 1. em porcentagem de sementes puras.16 1.55 1.97 1.80 1.40 2. por exemplo.10 2.40 1. a) A porcentagem em peso de qualquer componente pode ser usada.26 Sementes Palhentas* 5. mediana e inferior do recipiente. Valores Críticos de H para Atributos de Pureza e Germinação Sementes Não Palhentas 2.2 – Número de amostras-recipientes a serem coletadas de acordo com o número de recipientes do lote e valores críticos de H para heterogeneidade do lote em nível de 1% de probabilidade. de material inerte. de outras sementes ou de sementes vazias de gramíneas. de acordo com as especificações do Quadro 5.6. sementes silvestres ou sementes nocivas) ou número de sementes de uma determinada espécie encontrado na determinação de outras sementes por número.1. b) Nesse teste. um teste de germinação com 100 sementes.13 2.32 3.98 3.52 2.44 3. • Número total de sementes.3 e 2.25 2.07 0.78 2.30 2. desde que possa ser separada como na Análise de Pureza. • Porcentagem de qualquer categoria do teste de germinação (ver 1.61 3.90 2.17 1.00 * Ver definição de Sementes Palhentas no Capítulo 2 − Análise de Pureza (item 2.20 2.51 1.69 1. número de sementes de um determinado tipo (outra espécie cultivada. plântulas anormais ou sementes duras. De cada amostra-recipiente tomada é realizado.36 1.000 sementes.45 1.83 2. retiradas diagonalmente das partes superior. pode ser considerada qualquer categoria de semente ou de uma determinada plântula em um Teste de Germinação.98 1.2).10 4. como por exemplo: plântulas normais.85 1. será retirada uma amostra de trabalho de cada amostra-recipiente e esta será analisada independentemente das demais amostras para o atributo escolhido.3.7.10 1.55 2.09 Valores Críticos de H para Atributos de Outras Sementes por Número Sementes Não Palhentas 3.99 Sementes Palhentas* 2.97 1. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES c) Outras Sementes por Número podem ser determinadas, por exemplo, para uma determinada espécie ou para todas as outras sementes cultivadas ou para todas as sementes silvestres presentes. Cada amostra de trabalho deve ser tomada de maneira a conter cerca de 10.000 sementes. 1.7.3.4 Uso da Tabela 1.2 e Informação dos Resultados Se o valor calculado de H exceder o valor tabelado de H (Tabela 1.2, em função de N, do atributo considerado e da semente ser palhenta ou não), considera-se que o lote mostra heterogeneidade significativa. Se, entretanto o valor calculado de H for menor ou igual ao valor tabelado, então o lote é considerado como não heterogêneo. Para o resultado do teste de heterogeneidade devem ser informados o valor da média ( ), o número de amostras (N), o número de sacos no lote (Nº), o valor de heterogeneidade (H) e os seguintes dizeres: “Este valor de heterogeneidade (H) indica (ou não indica) heterogeneidade significativa”. Se estiver fora dos seguintes limites, o valor H não deve ser calculado ou informado: • Componentes da análise pureza: acima de 99,8% ou abaixo de 0,2%. • Categorias do teste de germinação: acima de 99% ou abaixo de 1%. • Outras sementes por número: abaixo de duas por amostra. 1.7.4 TESTE DO VALOR R O teste do valor R avalia a heterogeneidade fora da amplitude por meio da comparação da diferença máxima encontrada entre as amostras de tamanho similar, retiradas conforme descrito para o teste do valor H, com os valores de amplitude máxima tolerada. Essa amplitude máxima tolerada é baseada no desvio padrão teórico aceitável, levando em conta o nível de heterogeneidade esperado quando se utilizam boas práticas de produção de sementes. Os valores do desvio padrão aceitável foram calculados a partir do desvio padrão atribuído à variação ao acaso de acordo com a distribuição binomial, para os componentes da análise de pureza (Tabela 1.3) e para as categorias do teste de germinação (Tabela 1.4), e de acordo com a distribuição de Poisson para números de outras sementes (Tabela 1.5), multiplicado, nos três casos, pela raiz quadrada do “fator f”, conforme a Tabela 1.1. 1.7.4.1 Definições de Termos e Símbolos São utilizados os mesmos termos e símbolos definidos em 1.7.3.1 para o teste do valor H, com o acréscimo da fórmula abaixo: R = Xmáx - Xmín Amplitude calculada como a diferença máxima entre os resultados obtidos para o atributo avaliado nas amostras-recipiente independentes analisadas para o lote. 1.7.4.2 Amostragem do Lote A amostragem para o teste do valor R é a mesma do teste do valor H (1.7.3.2); as mesmas amostras devem ser utilizadas. 1.7.4.3 Procedimento do Teste Os mesmos procedimentos para o teste do valor H (1.7.3.3) são usados para o teste do valor R. Para os cálculos, o mesmo conjunto de dados deve ser utilizado. 1.7.4.4 Uso das Tabelas e Informação dos Resultados As amplitudes toleradas, isto é, críticas, a serem comparadas com o valor calculado de R estão listadas nas seguintes Tabelas: • Tabela 1.3 para os componentes da análise de pureza • Tabela 1.4 para as categorias do teste de germinação (ver 1.7.2); • Tabela 1.5 para outras sementes por número 35 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Encontre o valor de em uma das colunas “média” da tabela apropriada. Para entrar na tabela, os valores de devem ser arredondados conforme o procedimento usual. Leia a amplitude tolerada: na coluna 5-9 quando N = 5 a 9, na coluna 10-19 quando N = 10 a 19, na coluna 20 quando N = 20 Se o valor calculado de R excede essa amplitude tolerada, considera-se que o lote apresenta heterogeneidade significativa fora da amplitude. Entretanto, se o valor calculado de R é menor ou igual à amplitude tolerada listada na tabela, considera-se que o lote não apresenta heterogeneidade fora da amplitude para o atributo testado. Os resultados do teste do valor R devem ser informados da seguinte forma: Listar , N, Nº, o valor calculado de R e acrescentar os dizeres: “Este valor de R indica (ou não indica) heterogeneidade significativa”. 1.7.5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS Se um dos dois testes, teste do valor H ou teste do valor R, indicar heterogeneidade significativa, o lote deve ser declarado heterogêneo. Quando, entretanto, nenhum dos dois testes indicar heterogeneidade significativa, então o lote deve ser considerado como não heterogêneo, apresentando um nível não significativo de heterogeneidade. 1.7.6 EXEMPLO PARA VERIFICAR SE O LOTE É OU NÃO HETEROGÊNEO Cálculo realizado pelo teste do valor H e pelo teste do valor R Considere um lote de sementes de soja composto por 100 sacos de 20 quilos, ou seja, 100 recipientes (Nº=100), sobre o qual haja suspeita de heterogeneidade quanto ao atributo porcentagem de plântulas normais do teste de germinação. Para realizar o teste do valor H e do teste do valor R, de acordo com a Tabela 1.2 na linha correspondente a “Nº” igual a 50 ou mais, devem ser tomadas 20 amostras-recipientes independentes (N=20), de 20 sacos de sementes selecionados ao acaso, uma amostra de cada saco, cada uma delas com peso igual ou superior a 500g (metade da amostra média de soja, que de acordo com o Quadro 1.2 deve ser de um quilo). Como o atributo a ser testado é a porcentagem de plântulas normais do teste de germinação, são retiradas ao acaso 100 sementes de cada amostra-recipiente (n=100 sementes) e, para cada amostra-recipiente, é montado um teste de germinação com as 100 sementes. Os testes são conduzidos simultaneamente (20 testes no total). Considere que os resultados obtidos foram os listados abaixo: Amostra-recipiente 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Plântulas normais (%) 85 80 90 87 84 85 85 90 81 83 36 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 82 84 87 88 85 84 88 90 80 89 ∑X = 1707 , logo “Nota”. = 85,350 A média está com três casas decimais porque N ≥10, conforme 1.7.3.1, “FÓRMULAS”, Para o cálculo da variância aceitável (W) para o atributo porcentagem de plântulas normais, que é uma das categorias do teste de germinação, deve ser utilizada a fórmula: No exemplo dado, e = 85,350, n=100 (número de sementes na amostra de trabalho) = 1,1 (Tabela 1.1, sementes não palhentas, categorias do teste de germinação), logo: W= Cálculo da variância observada: N=20, ∑X = 1707, então: => W = 13,754 => => Cálculo do valor H: => Como os valores negativos de H são computados como 0 (zero), comparamos esse valor com o valor tabelado. Na Tabela 1.2, na linha correspondente a 50 ou mais, na coluna para atributos de pureza e germinação / sementes não palhentas, o valor tabelado é 0,99. Como zero é menor que 0,99, o lote é considerado não heterogêneo pelo teste do valor H. 18 1 37 18 18 18 18 1818 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES O resultado do teste do valor H é informado da seguinte forma: =85,350 (média dos resultados obtidos), N=20 (número de amostras-recipientes), Nº=100 (número de recipientes do lote), H=0. Este valor não indica heterogeneidade significativa. Cálculo do valor R: R = Xmáx - Xmín O maior valor de porcentagem de plântulas normais obtido foi 90% e o menor valor foi 80%, portanto: R = 90 – 80 = 10 O valor tabelado de R para categorias do teste de germinação está na Tabela 1.4, Parte 1 (sementes não palhentas), na linha correspondente a 85% (média após arredondamento), na coluna N=20. O valor tabelado de R é 22. Como o valor calculado (10) é menor do que o valor tabelado (22), considera-se que o lote não apresenta heterogeneidade fora da amplitude para porcentagem de plântulas normais, pelo teste do valor R. O resultado do teste do valor R é informado da seguinte forma: = 85 (média dos resultados obtidos), N=20 (número de amostras-recipientes), No=100 (número de recipientes do lote), R=10. Este valor de R não indica heterogeneidade significativa. CONCLUSÃO: O lote deve ser considerado não heterogêneo para a porcentagem de plântulas normais do teste de germinação, pois não apresenta heterogeneidade significativa pelo teste do valor H nem pelo teste do valor R. 38 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 1.3 – Parte 1 – Amplitudes máximas toleradas para o teste do valor R para componentes da análise de pureza de sementes não palhentas, em nível de significância de 1% de probabilidade. Porcentagem média do componente e seu complemento 99,9 99,8 99,7 99,6 99,5 99,4 99,3 99,2 99,1 99,0 98,5 98,0 97,5 97,0 96,5 96,0 95,5 95,0 94,0 93,0 92,0 91,0 90,0 89,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0 3,5 4,0 4,5 5,0 6,0 7,0 8,0 9,0 10,0 11,0 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 0,5 0,7 0,8 1,0 1,1 1,2 1,3 1,4 1,4 1,5 1,9 2,1 2,4 2,6 2,8 3,0 3,2 3,3 3,6 3,9 4,1 4,4 4,6 4,8 10-19 0,5 0,8 0,9 1,1 1,2 1,3 1,4 1,5 1,6 1,7 2,1 2,4 2,7 2,9 3,1 3,4 3,5 3,7 4,1 4,4 4,6 4,9 5,1 5,4 20 0,6 0,8 1,0 1,2 1,3 1,4 1,6 1,7 1,8 1,9 2,3 2,6 2,9 3,2 3,4 3,7 3,9 4,1 4,5 4,8 5,1 5,4 5,6 5,9 Porcentagem média do componente e seu complemento 88,0 87,0 86,0 85,0 84,0 83,0 82,0 81,0 80,0 78,0 76,0 74,0 72,0 70,0 68,0 66,0 64,0 62,0 60,0 58,0 56,0 54,0 52,0 50,0 12,0 13,0 14,0 15,0 16,0 17,0 18,0 19,0 20,0 22,0 24,0 26,0 28,0 30,0 32,0 34,0 36,0 38,0 40,0 42,0 44,0 46,0 48,0 50,0 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 5,0 5,1 5,3 5,4 5,6 5,7 5,9 6,0 6,1 6,3 6,5 6,7 6,9 7,0 7,1 7,2 7,3 7,4 7,5 7,5 7,6 7,6 7,6 7,6 10-19 5,6 5,8 5,9 6,1 6,3 6,4 6,6 6,7 6,8 7,1 7,3 7,5 7,7 7,8 8,0 8,1 8,2 8,3 8,4 8,4 8,5 8,5 8,6 8,6 20 6,1 6,3 6,5 6,7 6,9 7,0 7,2 7,4 7,5 7,8 8,0 8,2 8,4 8,6 8,7 8,9 9,0 9,1 9,2 9,2 9,3 9,3 9,4 9,4 39 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 1.3 – Parte 2 – Amplitudes máximas toleradas para o teste do valor R para componentes da análise de pureza de sementes palhentas*, em nível de significância de 1% de probabilidade. Porcentagem média do componente e seu complemento 99,9 99,8 99,7 99,6 99,5 99,4 99,3 99,2 99,1 99,0 98,5 98,0 97,5 97,0 96,5 96,0 95,5 95,0 94,0 93,0 92,0 91,0 90,0 89,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0 1,5 2,0 2,5 3,0 3,5 4,0 4,5 5,0 6,0 7,0 8,0 9,0 10,0 11,0 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 0,5 0,7 0,9 1,0 1,1 1,2 1,3 1,4 1,5 1,6 1,9 2,2 2,5 2,7 2,9 3,1 3,3 3,5 3,8 4,1 4,3 4,6 4,8 5,0 10-19 0,6 0,8 1,0 1,1 1,3 1,4 1,5 1,6 1,7 1,8 2,2 2,5 2,8 3,0 3,3 3,5 3,7 3,9 4,2 4,6 4,8 5,1 5,4 5,6 20 0,6 0,9 1,1 1,2 1,4 1,5 1,6 1,7 1,8 1,9 2,4 2,7 3,1 3,3 3,6 3,8 4,1 4,3 4,6 5,0 5,3 5,6 5,9 6,1 Porcentagem média do componente e seu complemento 88,0 87,0 86,0 85,0 84,0 83,0 82,0 81,0 80,0 78,0 76,0 74,0 72,0 70,0 68,0 66,0 64,0 62,0 60,0 58,0 56,0 54,0 52,0 50,0 12,0 13,0 14,0 15,0 16,0 17,0 18,0 19,0 20,0 22,0 24,0 26,0 28,0 30,0 32,0 34,0 36,0 38,0 40,0 42,0 44,0 46,0 48,0 50,0 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 5,2 5,4 5,5 5,7 5,8 6,0 6,1 6,3 6,4 6,6 6,8 7,0 7,2 7,3 7,4 7,5 7,6 7,7 7,8 7,9 7,9 7,9 8,0 8,0 10-19 5,8 6,0 6,2 6,4 6,6 6,7 6,9 7,0 7,1 7,4 7,6 7,8 8,0 8,2 8,3 8,5 8,6 8,7 8,8 8,8 8,9 8,9 8,9 8,9 20 6,4 6,6 6,8 7,0 7,2 7,4 7,5 7,7 7,8 8,1 8,4 8,6 8,8 9,0 9,1 9,3 9,4 9,5 9,6 9,7 9,7 9,8 9,8 9,8 * Ver definição de Sementes Palhentas no Capítulo 2 − Análise de Pureza (item 2.6.2.3 e 2.8 Quadro 2.2). 40 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 1.4 – Parte 1 – Amplitudes máximas toleradas para o teste do valor R para categorias do teste de germinação* de sementes não palhentas, em nível de significância de 1% de probabilidade. Porcentagem média do componente e seu complemento 99 98 97 96 95 94 93 92 91 90 89 88 87 86 85 84 83 82 81 80 79 78 77 76 75 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 5 7 9 10 11 12 13 14 14 15 16 16 17 17 18 18 19 19 19 20 20 20 21 21 21 10-19 6 8 10 11 12 13 14 15 16 17 17 18 19 19 20 20 21 21 22 22 23 23 23 24 24 20 6 9 11 12 13 15 16 17 17 18 19 20 20 21 22 22 23 23 24 24 25 25 25 26 26 Porcentagem média do componente e seu complemento 74 73 72 71 70 69 68 67 66 65 64 63 62 61 60 59 58 57 56 55 54 53 52 51 50 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 22 22 22 22 23 23 23 23 23 24 24 24 24 24 24 24 24 24 24 25 25 25 25 25 25 10-19 24 25 25 25 25 26 26 26 26 26 26 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 28 28 28 28 20 26 27 27 27 28 28 28 28 29 29 29 29 29 29 30 30 30 30 30 30 30 30 30 30 30 * (ver 1.7.2). 41 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 1.2. Porcentagem média do componente e seu complemento 99 1 98 2 97 3 96 4 95 5 94 6 93 7 92 8 91 9 90 10 89 11 88 12 87 13 86 14 85 15 84 16 83 17 82 18 81 19 80 20 79 21 78 22 77 23 76 24 75 25 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 6 8 9 10 11 12 13 14 15 16 16 17 17 18 18 19 19 20 20 21 21 21 22 22 22 10-19 6 8 10 12 13 14 15 16 17 17 18 19 20 20 21 21 22 22 23 23 24 24 24 25 25 20 7 9 11 13 14 15 16 17 18 19 20 21 21 22 23 23 24 24 25 25 26 26 27 27 27 Porcentagem média do componente e seu complemento 74 26 73 27 72 28 71 29 70 30 69 31 68 32 67 33 66 34 65 35 64 36 63 37 62 38 61 39 60 40 59 41 58 42 57 43 56 44 55 45 54 46 53 47 52 48 51 49 50 50 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 23 23 23 23 24 24 24 24 24 25 25 25 25 25 25 25 25 25 26 26 26 26 26 26 26 10-19 25 26 26 26 26 27 27 27 27 27 28 28 28 28 28 28 28 28 29 29 29 29 29 29 29 20 28 28 28 29 29 29 29 30 30 30 30 30 31 31 31 31 31 31 31 31 31 31 31 31 31 * (ver 1.8 Quadro 2.6.3 e 2. 42 .2).4 – Parte 2 – Amplitudes máximas toleradas para o teste do valor R para categorias do teste de germinação* de sementes palhentas**.2). em nível de significância de 1% de probabilidade. ** Ver definição de Sementes Palhentas no Capítulo 2 − Análise de Pureza (item 2.7. 58 48 53 58 48 54 59 48 54 59 49 54 60 49 55 60 49 55 60 49 55 61 50 56 61 50 56 61 50 56 62 51 57 62 51 57 62 51 57 63 52 58 63 52 58 64 52 58 64 52 59 64 53 59 65 Número médio de outras sementes 93 94 95 96 97 98 99 100 101 102 103 104 105 106 107 108 109 110 111 112 113 114 115 116 117 118 119 120 121 122 123 124 125 126 127 128 129 130 131 132 133 134 135 136 137 138 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 10-19 20 53 59 65 53 60 65 54 60 66 54 60 66 54 61 66 54 61 67 55 61 67 55 62 67 55 62 68 55 62 68 56 62 68 56 63 69 56 63 69 57 63 69 57 64 70 57 64 70 57 64 70 58 65 71 58 65 71 58 65 71 58 65 72 59 66 72 59 66 72 59 66 73 59 67 73 60 67 73 60 67 73 60 67 74 60 68 74 61 68 74 61 68 75 61 68 75 61 69 75 62 69 76 62 69 76 62 70 76 62 70 76 63 70 77 63 70 77 63 71 77 63 71 78 64 71 78 64 71 78 64 72 78 64 72 79 64 72 79 43 . Número médio de outras sementes 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 10-19 20 6 7 7 8 9 10 10 11 12 11 13 14 13 14 15 14 15 17 15 17 18 16 18 19 17 19 21 18 20 22 19 21 23 19 22 24 20 23 25 21 23 26 22 24 26 22 25 27 23 26 28 24 26 29 24 27 30 25 28 30 25 28 31 26 29 32 27 30 33 27 30 33 28 31 34 28 32 35 29 32 35 29 33 36 30 33 37 30 34 37 31 34 38 31 35 38 32 36 39 32 36 39 33 37 40 33 37 41 34 38 41 34 38 42 34 39 42 35 39 43 35 40 43 36 40 44 36 41 44 37 41 45 37 41 45 37 42 46 Número médio de outras sementes 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 75 76 77 78 79 80 81 82 83 84 85 86 87 88 89 90 91 92 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 10-19 20 38 42 46 38 43 47 39 43 47 39 44 48 39 44 48 40 45 49 40 45 49 40 45 50 41 46 50 41 46 51 42 47 51 42 47 51 42 47 52 43 48 52 43 48 53 43 49 53 44 49 54 44 49 54 44 50 54 45 50 55 45 50 55 45 51 56 46 51 56 46 52 56 46 52 57 47 52 57 47 53 58 47 53.5 – Parte 1 – Amplitudes máximas toleradas para o teste do valor R para números de outras sementes para sementes não palhentas. em nível de significância de 1% de probabilidade.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 1. 2.5 – Parte 2 – Amplitudes máximas toleradas para o teste do valor R para números de outras sementes para sementes palhentas*.2).3 e 2.6.8 Quadro 2. Número médio de outras sementes 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 10-19 20 7 8 9 10 11 12 12 14 15 14 16 17 16 18 19 17 19 21 19 21 23 20 22 24 21 23 26 22 25 27 23 26 28 24 27 30 25 28 31 26 29 32 27 30 33 28 31 34 29 32 35 29 33 36 30 34 37 31 35 38 32 36 39 33 36 40 33 37 41 34 38 42 35 39 42 35 40 43 36 40 44 37 41 45 37 42 46 38 42 46 38 43 47 39 44 48 40 44 49 40 45 49 41 46 50 41 46 51 42 47 51 43 48 52 43 48 53 44 49 54 44 50 54 45 50 55 45 51 55 46 51 56 46 52 57 47 52 57 Número médio de outras sementes 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 75 76 77 78 79 80 81 82 83 84 85 86 87 88 89 90 91 92 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 10-19 20 47 53 58 48 54 59 48 54 59 49 55 60 49 55 60 50 56 61 50 56 62 51 57 62 51 57 63 52 58 63 52 58 64 52 59 64 53 59 65 53 60 65 54 60 66 54 61 66 55 61 67 55 62 68 56 62 68 56 63 69 56 63 69 57 64 70 57 64 70 58 65 71 58 65 71 58 65 72 59 66 72 59 66 73 60 67 73 60 67 74 60 68 74 61 68 75 61 69 75 62 69 75 62 69 76 62 70 76 63 70 77 63 71 77 63 71 78 64 71 78 64 72 79 65 72 79 65 73 80 65 73 80 66 74 80 66 74 81 Número médio de outras sementes 93 94 95 96 97 98 99 100 101 102 103 104 105 106 107 108 109 110 111 112 113 114 115 116 117 118 119 120 121 122 123 124 125 126 127 128 129 130 131 132 133 134 135 136 137 138 Amplitude tolerada por número de amostras independentes (N) 5-9 0-19 20 66 74 81 67 75 82 67 75 82 67 75 83 68 76 83 68 76 83 68 77 84 69 77 84 69 77 85 69 78 85 70 78 86 70 79 86 70 79 86 71 79 87 71 80 87 71 80 88 72 80 88 72 81 88 72 81 89 73 81 89 73 82 90 73 82 90 74 83 90 74 83 91 74 83 91 75 84 92 75 84 92 75 84 92 76 85 93 76 85 93 76 85 93 76 86 94 77 86 94 77 86 95 77 87 95 78 87 95 78 87 96 78 88 96 79 88 96 79 88 97 79 89 97 79 89 98 80 89 98 80 90 98 80 90 99 81 90 99 * Ver definição de Sementes Palhentas no Capítulo 2 − Análise de Pureza (item 2.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 1. 44 . em nível de significância de 1% de probabilidade. HO FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL OR FL FL FL FL FL FL 45 . ex Voss Acacia spp.000 1. Abies homolepis Siebold & Zucc.000 1. Abies veitchili Lindl.000 5. o uso da espécie. Acer platanoides L. Abutilon χhybridum hort. o tamanho máximo do lote. Don) Lindl. bem como o número de sementes por grama.) Mill. Acer campestre L. FR ─ frutífera. Acer negundo L. Abies fraseri (Pursh) Poir. Abies magnifica A. Abies cephalonica Loudon Abies cilicica (Antoine & Kotschy) Carrière Abies concolor (Gordon & Glend.2 ─ Indica.000 1.000 1.000 1.000 1. Abies procera Rehder Abies sachalinensis (F.) ver Acer tataricum L.000 1.) Nutt. GC ─ grande cultura. ex Hildebr. o peso mínimo da amostra média e das amostras de trabalhos para a Análise de Pureza e para a Determinação de Outras Sementes por Número. As abreviaturas têm os seguintes significados: CO ─ condimento.000 1. Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 20.000 1.000 500 500 500 500 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 1. Schmidt) Mast. (Acer ginnala Maxim.000 160 200 40 100 80 50 400 360 500 320 160 60 40 40 70 400 200 100 700 600 Análise Pureza 140 120 100 20 180 500 80 100 20 50 40 25 200 180 250 160 80 30 20 10 35 200 100 50 350 300 Outras Sementes por Número 1.000 1. Acer palmatum Thunb.) Lindl.) Moench (= Hibiscus esculentus L.000 1. Murray Abies nordmanniana (Steven) Spach Abies numidica de Lannoy ex Carrière Abies pinsapo Boiss.000 1. FL ─ florestal. por espécie botânica. IN ─ invasora.000 240 200 40 360 1.000 1. HO ─ hortícola.000 1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES QUADRO 1.000 1.000 1.) Abies alba Mill.) Wesm. Abies lasiocarpa (Hook. ME ─ medicinal e FO ─ forrageira. Acer pseudoplanatus L. subsp.000 1.000 1. Abies firma Siebold & Zucc.000 - Número de Sementes por Grama 19 25 130 35 125 50 65 85 13 30 130 25 6 13 Abelmoschus esculentus (L.000 1. Abronia umbellata Lam.000 1. OR ─ ornamental. Abies grandis (Douglas ex D. Abies amabilis Douglas ex J. ginnnala (Maxim. Forbes Abies balsamea (L. ME OR OR IN FO FL.. ME OR.) Aconitum napellus L. ginnala (Maxim.) (Achillea argentea hort.380 685 430 - Acer rubrum L.000 5.000 5. Adonis aestivalis L.000 360 5 5 25 5 5 20 120 70 500 sementes 5 2 200 40 60 Análise Pureza Outras Sementes por Número 50 500 180 0.) ver Pseudoroegneria spicata (Pursh) Á.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 500 500 500 5. (= Acer ginnala Maxim. Achillea clavennae L. ex Link) Schult.) Scribn. & J.) ver Achillea umbellata Sm. Achillea filipendulina Lam.000 5.) ver Elytrigia intermedia (Host) Nevski (Agropyron repens (L. (Agropyron dasystachyum (Hook.) Gould Agropyron desertorum (Fisch. Agropyron cristatum (L. (Agropyron elongatum (Host) P.) Desv. Acer saccharinum L.000 1.5 0.000 10..5 5 12 500 sementes 0. Ageratum houstonianum Mill.G. Beauv.) ver Elytrigia repens (L.) ver Elymus lanceolatus (Scribn.000 5. non Lam.5 0. Achillea ptarmica L.000 5. & J. Achillea umbellata Sm. Aeschynomene villosa Poir.000 5. Aesculus pavia L.000 10.5 0. Aeschynomene americana L.) P. Aesculus hippocastanum L. ex Nevski FL FL FL FL OR OR OR OR OR.) ver Elytrigia elongata (Host) Nevski (Agropyron inerme (Scribn.000 10.000 10. FR FL OR OR OR FO FO - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 46 .5 50 4 6 5 120 40 60 - Número de Sementes por Grama 50 3 14 8. Beauv. Löve (Agropyron intermedium (Host) P.) Wesm.) ver Helipterum roseum (Hook. Adonis vernalis L. (Acroclinium roseum Hook. Acer saccharum Marshall Acer tataricum subsp. non Lam.5 0. (= Achillea argentea hort.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 100 1.) Gaertn.) Benth. Ageratum mexicanum hort.000 5. Achillea millefolium L.G. Sm.000 10. Sm.5 0.) Rydb. Agrimonia eupatoria L. Beauv. [incluída em Agrostis stolonifera L.25 0.000 10.] Ailanthus altissima (Mill.) ver Althaea Hybrids Althaea Hybrids (= Althaea χhybrida hort.000 10.000 5.f.) Moench Alnus rubra Bong.000 5. & J. Agrostis canina L. & J.) Kuntze Alopecurus arundinaceus (L.000 10. Sm. Agrostis gigantea Roth Agrostis palustris Huds.000 5. Sm. Sm.) Gaertn.000 1. Alysicarpus vaginalis (L. Alyssum argenteum All.) DC.000 10.) Á. Allium cepa L.) Kuntze Alopecurus pratensis L.000 10.25 0.) ver Elymus lanceolatus (Scribn.) ver Elytrigia intermedia (Host) Nevski Agrostemma spp.000 10.) ver Pascopyrum smithii (Rydb.000 1.G.000 1.180 13. Allium schoenoprasum L.) Gould (Agropyron smithii Rydb.880 895 665 1.000 1.5 80 50 70 30 100 20 30 40 - 18.) Duby Alnus glutinosa (L.000 5. Allium porrum L.G.000 10. Allium tuberosum Rottler ex Spreng. (Althaea χhybrida hort. Agrostis capillaris L.) ver Pseudoroegneria spicata (Pursh) Á.000 5. - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - OR FO FO FO FO FO FL OR HO HO HO HO FO FL FL FL FL OR FO FO OR OR GC OR OR 10.25 80 20 8 5 7 3 10 6 4 2 2 2 3 20 20 4 3 3 2.) Swingle Alcea rosea L. Lewis) ver Elymus trachycaulus (Link) Gould ex Shinners (Agropyron trichophorum (Link) K.] Agrostis stolonifera L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama (Agropyron riparium Scribn. [incluindo Agrostis palustris Huds. Alonsoa meridionalis (L.25 0.010 47 . Alnus cordata (Loisel.000 25 25 25 25 160 80 80 50 70 30 100 12 8 4 4 40 30 80 80 40 10 8 0. Richt.5 2.515 30 114 340 300-500 395 1.000 10. Löve (Agropyron spicatum (Pursh) Scribn.G. Allium fistulosum L. Löve (Agropyron trachycaulum (Link) Malte ex H.F.695 13.5 2.) Althaea officinalis L.000 10.5 2.000 10.f. Alnus incana (L. & J.000 5.000 1.055 10. Alyssum compactum hort. Anthemis tinctoria L. (= Pulsatilla vulgaris Mill. Angelica archangelica L.f.410 800-900 - 48 . caerulea (L.000 5.000 5. (Alyssum saxatile L.) Anemone sylvestris L.000 10.) Amaranthus hybridus L.) ver Bothriochloa ischaemum (L. caerulea (L. IN OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR FO FO FO OR OR OR CO. Amorpha fruticosa L.000 5. Andropogon gayanus Kunth Andropogon gerardii Vitman Andropogon hallii Hack. Alyssum procumbens Lam. Anagallis arvensis L.) Keng (Andropogon scoparius Michx. Amaranthus cruentus L. Anethum graveolens L.) Nash Anemone coronaria L.000 10. Anthemis nobilis L. IN OR.) Gouan (= Anagallis arvensis L.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 10 3 10 10 10 10 40 5 1.000 5.670 370 1.000 5.) DC.000 5.) ver Amaranthus cruentus L. Johnst. (Amaranthus paniculatus L.000 5.) ver Aurinia saxatilis (L. Amberboa moschata (L.) Lüdi) ver Anagallis arvensis L. Ampelopsis spp. Anchusa capensis Thunb. OR HO HO 5. (= Amaranthus paniculatus L.000 5. (Anchusa myosotidiflora Lehm. (Andropogon ischaemum L.000 10.000 5.000 5. OR ME.M. IN OR. Anchusa azurea Mill. var.000 100 40 160 70 100 10 10 10 40 40 3 25 10 8 7 10 3 3 3 4 10 1 80 70 100 40 - 342 309 320 215 1.) ver Brunnera macrophylla (Adams) I.000 5.) Desv.000 5. caerulea (L.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5.f.000 10.000 10 Análise Pureza Outras Sementes por Número 3 1 2 2 2 2 10 1 150 2 - Número de Sementes por Grama 1. Anagallis arvensis L. IN OR.200 - Alyssum montanum L. Ammobium alatum R.) Lüdi) (Anagallis arvensis L. caerulea (L. Amaranthus tricolor L.) Gouan Anagallis grandiflora Andr. HO HO. Anthemis sancti-johannis Stoj. Anemone pulsatilla L.) ver Schizachyrium scoparium (Michx. var. Anagallis monelli Blieb. et al.000 1.000 5. OR OR OR. Br. Amaranthus caudatus L. Asclepias spp.000 5.000 5.) ver Arctotis stoechadifolia P.000 5.) Armeria maritima Willd. Gray Aquilegia χcultorum Bergmans Aquilegia longissima A. Wehrh.000 5.000 5. Artemisia maritima L. Arachis pintoi Krapov. Aquilegia chrysantha A. OR OR. Presl Artemisia absinthium L.000 5.000 5. Arabis caucasica Willd. Anthriscus cerefolium (L.J. Arnica montana L. Aquilegia caerulea James Aquilegia canadensis L.000 5.5 0.) P. Gregory Araucaria angustifolia (Bertol. Beauv.5 13 60 Outras Sementes por Número 20 60 60 10 1. Arachis hypogaea L. Arabis χarendsii H.) Asclepias tuberosa L.J. Gray Aquilegia vulgaris L. Bergius Arctotis spp.000 5.5 0. Artemisia dracunculusL. (exceto Arctotis fastuosa (Jacq. Arabis procurrens Waldst. Anthyllis vulneraria L.) Hoffm. Aquilegia alpina L.000 5.) Stapf) (Arctotis grandis Thunb. IN OR OR HO OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR GC FO. Arabis alpina L. & Kit.000 1. IN IN.R. Artemisia vulgaris L.500 616 1-3 2. & Arn.000 1.000 5. Bergius (= Arctotis grandis Thunb. OR ME CO.000 5. Arctotis fastuosa Jacq. (= Venidium fastuosum (Jacq.000 5. OR FL GC.000 10. OR OR 49 .000 50 5 20 20 80 5 5 5 5 130 200 Análise Pureza 2 6 6 0.600 - Anthoxanthum odoratum L.) Stapf e Arctotis stoechadifolia P.000 10. ME CO.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 10.000 5 2 4 5 8 0. HO OR OR OR OR ME GC HO.000 5.000 10.680 2. Antirrhinum spp. HO FO. Apium graveolens L.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 25 60 60 5 25 20 20 20 20 20 10 10 10 10 10 10 1.000 50 80 - Número de Sementes por Grama 1. Presl & C. & W. Antirrhinum majus L.000 5. Arrhenatherum elatius (L.5 0.000 5.) Kuntze Arctium lappa L.000 30. Arabis blepharophylla Hook. Bergius) Arctotis stoechadifolia P.J.000 10.463 662 422 420 4.000 5.C. (exceto Asclepias tuberosa L.5 1 4 4 4 4 4 2 2 2 2 2 2 1. Asparagus densiflorus (Kunth) Jessop (= Asparagus sprengeri Regel) GC CO. GC.600 450 7.000 10. Arabis scopoliana Boiss. ex J.000 5.000 10.000 5.000 10. ) ver Deschampsia flexuosa (L. Aster alpinus L.000 10.000 5.) DC.000 5.000 5. Koch [incluída em Avena sativa L.] Aubrieta graeca Griseb.000 10.000 5.J.) Host OR. Barbarea verna (Mill. Avena sativa L.) Schrad. [incluída em Aubrieta deltoidea (L. Atropa belladonna L. (Axonopus affinis Chase) ver Axonopus fissifolius (Raddi) Kuhlm.000 30.000 10.000 1.) Aschers.000 10.) P. (= Axonopus affinis Chase) GC OR OR OR OR OR OR GC GC GC GC.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 1. ME HO. (Avenella flexuosa (L. Aster dumosus L. (Aster tanacetifolius Kunth) ver Machaeranthera tanacetifolia (Kunth) Nees Astragalus cicer L.) Domin Atriplex hortensis L.) Avena byzantina K. IN Baileya multiradiata Harv.000 40 25 3 2 15 20 1. Astrebla lappacea (Lindl.000 10. Asparagus plumosus Baker Asparagus setaceus (Kunth) Jessop (Asparagus sprengeri Regel) ver Asparagus densiflorus (Kunth) Jessop Asperula spp. Scott) ver Kochia scoparia (L.000 30.) A.) Parl. & A. Aubrieta deltoidea (L.230 Asparagus officinalis L. Gray ex Torr.000 10. Basella alba L.000 10. Koch] Avena strigosa Schreb. [incluindo Aubrieta graeca Griseb.000 500 25 25 Análise Pureza Outras Sementes por Número 100 1. (Bassia scoparia (L.160 - 50 . ME OR OR OR GC GC GC GC GC. Axonopus compressus (Sw.) Desv. IN GC. [incluindo Avena byzantina K.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 20.000 500 10 10 Número de Sementes por Grama 25-50 130 3.] Avena nuda L.000 30-50 35-70 2. OR HO GC 5.000 50 50 5 5 5 9 20 2. Beauv.000 5.5 3 1 3 120 120 50 1 1 90 200 30 1.] Aurinia saxatilis (L.000 1.000 5.) Trin.) DC. Axonopus fissifolius (Raddi) Kuhlm.230 2. (= Alyssum saxatile L.000 10. Aster amellus L. Beckmannia eruciformis (L.000 200 200 20 20 20 90 200 10 30 5 10 1.000 30. ) Columbus (cariopses) (= Buchloe dactyloides (Nutt. (não cariopses) Bouteloua dactyloides (Nutt. Gray) ver Bouteloua gracilis (Kunth) Lag.000 5.000 5.) (Begonia χsemperflorens-cultorum hort.595 FO 10.290 1.000 500 25 250 110 FO 10. Borago officinalis L.000 20. Bothriochloa insculpta (Hoechst. Betula papyrifera Marshall Betula pendula Roth Betula pubescens Ehrh. (Bidens formosa (Bonato) Sch.) Keng (= Andropogon ischaemum L.) Stapf OR 5..) ver Begonia Grupo SemperflorensCultorum Begonia χtuberhybrida Voss Bellis perennis L. ex A.000 1.000 10.750 60 85 55-60 3. Rich. Berberis vulgaris L.000 5 0. Rich.) A.) Engelm.605 350 FO 5.000 5 5 100 60 500 10 10 10 450 25 20 25 40 120 0.) Bouteloua gracilis (Kunth) Lag. OR HO FL FL FL HO GC FO FO FO FO 5. Camus Bouteloua curtipendula (Michx.) Torr.) Columbus (não cariopses) (= Buchloe dactyloides (Nutt.) Roberty) Bothriochloa pertusa (L.000 60 6 60 1.000 300 300 300 10.) Torr.) A.040 5. Ex A. (cariopses) Bouteloua curtipendula (Michx.) Bouteloua dactyloides (Nutt.000 80 4 40 740 FO 5.1 0. ex A.000 10.000 200 10 100 123-145 51 .) Torr.5 50 30 50 3 1 1 45 2 3 1 2 6 500 450 20 15 10 20 60 6. ex Griffiths (= Bouteloua oligostachya (Nutt. Dichanthium ischaemum (L. Ex Griffiths Brachiaria brizantha (Hochst. Berberis thunbergii DC. Bip.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama Begonia Grupo SemperflorensCultorum (= Begonia χsemperflorens-cultorum hort.045 1. ex A. Beta vulgaris L.000 1.1 - OR OR OR IN.) Engelm.) ver Cosmos bipinnatus Cav. Gray) (Bouteloua oligostachya (Nutt.000 10.) Torr. Camus Bothriochloa ischaemum (L. 5 60 200 200 100 50 90 200 90 200 - 465 113 300-330 140 - 52 . Bromus catharticus Vahl Bromus erectus Huds.000 5. Brassica pekinensis (Lour. (Bromus mollis L.J.M.) Rupr.000 10.] Brassica hirta Moench Brassica juncea (L.000 40 60 200 200 100 50 90 200 90 200 5 10 6 20 20 10 5 9 20 9 20 0.H. Brassica chinensis L. Brachiaria humidicola (Rendle) Schweick.. Brassica perviridis (L. & Arn.000 10.H.) Stapf Brachiaria ramosa (L.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 200 200 30 90 300 5 200 40 100 100 40 100 Análise Pureza Outras Sementes por Número 10 100 10 3 9 15 0. Koch Brassica oleracea L.010 315 160-199 5.H.) Reichb. & De Not. IN FO FO FO. Bailey [incluida em Brassica rapa L.000 70 7 70 425-535 5. IN FO FO FO OR 10.) Rupr.000 10.) Brachiaria ruziziensis R.000 10.) W. Germ. Brassica nigra (L.D.000 10. Evrard Brachyscome iberidifolia Benth. Bromus marginatus Nees ex Steud.) Stapf (= Panicum ramosum L.000 10.000 10. OR FO FO FO. Bromus riparius Rehmann Bromus sitchensis Trin.280 160 625 230-345 430 1. [incluindo Brassica campestris L. Bromus arvensis L.000 20.000 10. Bromus hordeaceus L.) Bromus inermis Leyss.) ver Bromus hordeaceus L.000 10.000 10.000 10.] Brassica perviridis (L. Brassica pekinensis (Lour. napobrassica (L.] Brassica rapa L. Bailey) L. [incluida em Brassica rapa L.] Brassica chinensis L.) Czern.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 10. Bailey) L.000 10.3 20 4 10 10 4 10 100 30 90 150 100 40 100 100 40 100 - Número de Sementes por Grama 177-235 241-280 930-1.000 10. [incluida em Brassica rapa L. Bromus carinatus Hook. Brassica napus L.) Stapf ver Brachiaria humidicola (Rendle) Schweick..H.000 10. (= Bromus mollis L. var. Bailey] Briza maxima L.000 10. Brachiaria mutica (Forssk.000 10. [incluida em Brassica rapa L.000 5. Browallia viscosa Kunth FO FO FO FO FO FO OR IN HO HO HO HO HO HO HO HO HO HO GC.. & C.255 315-500 - Brachiaria decumbens Stapf Brachiaria dictyoneura (Fig.000 10. IN. Brassica napus L.000 10. Brassica campestrisL. 000 5.) DC.000 5. OR HO OR. Calceolaria polyrrhiza Cav.) Crantz Camellia japonica L.) (Buchloe dactyloides (Nutt. Camelina sativa (L. Carlina acaulis L. (= Anchusa myosotidiflora Lehm.M. Carica papaya L. OR FR OR 20. OR OR FO OR OR OR OR ME.000 5.000 5.) Florin (= Libocedrus decurrens Torr.) Calopogonium mucunoides Desv.25 20 6 80 40 4 0.) Nees Calocedrus decurrens (Torr. Campanula persicifolia L.000 5. [incluindo Cannabis indica Lam. Campanula lactiflora M.000 1 5 45 150-165 15 60 - 53 .000 5. Campanula fragilis Cirillo Campanula garganica Ten.000 300 20.000 1.000 5.] Cannabis sativa L. Canna indica L.] Capparis spp. Cajanus cajan (L. [incluida em Cannabis sativa L.000 1. Caragana arborescens Lam. IN IN. Cactus spp.000 5.000 - 1.000 20.000 5. Campanula pyramidalis L.2 1 0.000 5.680 25.000 10. Cannabis indica Lam.5 1 1 1.000 600 150 160 400 100 - 300 0.) Calendula officinalis L. Calandrinia spp. Calceolaria χherbeohybrida Voss.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5.000 1.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 50 40 Análise Pureza 25 10 Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama - Brugmansia arborea (L.000 10.) Engelm.000 500 60 15 80 200 50 - 1000 400 40 1. Callistephus chinensis (L.000 5. Campanula carpatica Jacq.1 0.000 5.5 0. (= Datura arborea L. OR OR FL FO GC OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR FO OR GC GC IN.000 5 5 1 80 20 160 800 40 5 5 5 5 5 5 5 5 5 5 2. Calceolaria spp. Campanula portenschlagiana Schult. Campanula rapunculus L.6 0.) Millsp.000 10.000 5. Cardiospermum halicacabum L.) ver Bouteloua dactyloides (Nutt. Canavalia ensiformis (L.000 5.000 10. (exceto Calceolaria χherbeohybrida Voss. Calceolaria polyrrhiza Cav.1 0.) Columbus OR OR - Cacalia spp. Johnst. Bieb.000 5.000 5.) Brunnera macrophylla (Adams) I.000 600 150 - 6-15 160 525 65 830 4.) Lagerh. Campanula medium L. Campanula glomerata L.2 0. Capsicum spp.2 1 0.000 5.. 000 5.000 5. Nord.000 25.000 20. Rich.) G.000 1. Centrosema pascuorum Mart.) G. Centaurea montana L. Celastrus orbiculatus Thunb.000 20. Don) G.000 5. (Castalis tragus (Aiton) Norl. Don (= Vinca rosea L.000 1.000 5.) K. Koch Carya ovata (Mill. ex Bornm. Cerastium tomentosum L. Centrosema pubescens Benth.) Britton & Rose (= Cereus giganteus Engelm. IN GC OR OR IN. Puschk. Centaurea imperialis Hausskn.000 5.ME FL FL OR FL FL FL FL OR OR OR FO.000 54 . Centaurea dealbata Willd. OR. Cenchrus setiger Vahl Centaurea americana Nutt.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 500 900 80 500 sementes 120 20 80 400 600 400 50 100 10 120 150 100 40 40 40 40 40 40 40 40 600 550 1.000 5. Cenchrus ciliaris L.000 5.) ver Dimorphotheca tragus (Aiton) B. Don Cedrus libani A. Manetti ex Carrière Cedrus deodara (Roxb.) Carpinus betulus L.000 10. ex D.000 5.000 1. Centrosema macrocarpum Benth.FR. Casuarina spp.000 1. HO FL FL FL.000 1. Centaurea cyanus L.000 20. Catalpa spp.000 5.) Castanea sativa Mill. Cedrus atlantica (Endl. ME OR OR OR OR OR OR FO FO FO OR 1.000 5. Catharanthus roseus (L. Celosia argentea L.) Cedrela spp. Carum carvi L. Carya illinoinensis (Wangenh.000 1. Centaurea gymnocarpa Moris & De Not. Carthamus tinctorius L.000 10. OR FL CO CO.000 5.000 1.000 5.) K. ex Willd. ex Benth. Koch Cassia spp.200 10 Análise Pureza 250 90 8 500 sementes 60 10 40 200 300 200 25 50 2 6 15 35 10 10 10 10 10 10 10 10 60 55 60 2 Outras Sementes por Número 900 80 60 150 300 550 600 - Número de Sementes por Grama 30 300-310 45 12 8 11 120 55 1.000 5. IN FL.000 10. Centaurea macrocephala Muss.280 460 180 91 213 264 282 45 - Carnegiea gigantea (Engelm. Centaurea cineraria L.000 5. Celastrus scandens L. Centaurea ragusina L. ) ver Glebionis coronaria (L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 10.000 1.) Tzvelev (Chrysanthemum cinerariifolium (Trevir.) ver Tanacetum cinerariifolium (Trevir. Chamaecyparis pisifera (Siebold & Zucc.) Kuntze) ver Tanacetum achilleifolium (M. Ex Spach Chrysanthemum indicum L. Chamaecyparis nootkatensis (D.) ver Erysimum cheiri (L.725 - (Cereus giganteus Engelm.) ver Carnegiea gigante Britt & Rose Chaerophyllum dasycarpum L. Bip.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 100 20 20 12 10 10 5 25 Análise Pureza 10 6 10 6 3 3 1 1 Outras Sementes por Número 100 10 - Número de Sementes por Grama 465 240 240 4. Bieb. (= Dendranthema indicum (L.) ver Glebionis carinata (Schousb. Don) Spach Chamaecyparis obtusa (Siebold & Zucc.000 10. (Chrysanthemum coccineum Willd.) Sch.) ver Coleostephus multicaulis (Desf. Bieb.) Endl. Chloris gayana Kunth (Chrysanthemum achilleifolium (M.) Greene Chamaecyparis lawsoniana (A. Murray) Parl.000 1.) Sch. Chamaecrista rotundifolia (Pers.000 - 30 - 8 - - - 55 .000 5.) Durieu (Chrysanthemum nivellei hort.) Crantz Chelidonium majus L.000 1. non Braun-Blanq.) Vis. Ver Tanacetum coccineum (Willd.000 1. (Chrysanthemum carinatum Schousb..) (Chrysanthemum multicaule Desf. (Cheiranthus χallionii hort. Bip.) Endl.) Cass.000 1. & Maire) ver Heteranthemis viscidehirta Schott IN.) Bois (Cheiranthus cheiri L. OR FO FL FL FL FL FL OR FO - - - - - - - - - - - - - OR - 5.) ver Erysimum χmarshallii (Henfr.) Des Moul. Chamaecyparis thyoides (L.) Britton et al.) Grierson (Chrysanthemum coronarium L. Froehner. OR OR OR OR OR OR OR OR GC 30.) (= Godetia spp. Cobaea scandens Cav.000 5. Cicer arietinum L. OR GC IN.000 5.F.000 20.000 5.) Schur (= Delphinium ajacis L. Collinsia spp. Cichorium intybus L. Clematis spp. Macbr. Cleome spp.990 3. Coix lacryma-jobi L.) ver Glebionis segetum (L.000 40 50 1. Claytonia perfoliata Donn ex Willd.F.. Coleostephus multicaulis (Desf.000 5.) Sch. ) Durieu (= Chrysanthemum multicaule Desf. Clarkia pulchella Pursh Clarkia spp. Coffea canephora Pierre ex A.) Coleus blumei Benth. Cineraria lyratiformis Cron Cistus spp. Cnicus benedictus L. Bip. Coffea arabica L. Coffea robusta L.. (Chrysanthemum ptarmiciflorum (Webb & Berthel.000 5 5 3 5 25 20 1.000 5.) Matsum & Nakai Citrus spp.) A. Collomia spp. Clarkia pulchella Pursh. Citrullus lanatus (Thunb. (exceto Cleome hassleriana Chodat) Cleome hassleriana Chodat Clitoria ternatea L.000 5.000 1. Nelson & J.) Sch.000 10.000 5.000 5.000 600 30 10 30 30 100 150 1.) Fourr.) A.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama (Chrysanthemum parthenium (L. (exceto Clarkia amoena (Lehm.000 40 50 1.200 20 7 16 335 56 . Bip. Macbr.000 4 5 250 1 1 1 1 2 5 150 75 50 400 150 8 2 8 8 25 15 1. Clarkia amoena (Lehm. Clarkia unguiculata Lindl.000 5.000 20.) Clarkia unguiculata Lindl.) Bernh. Cichorium endivia L.) Brenan) ver Tanacetum ptarmiciflorum (Webb & Berthel.) Consolida regalis A.000 5.000 10. Consolida ajacis (L. - - - - GC HO HO OR OR HO FR OR OR OR OR HO OR OR IN. Nelson & J. Gray Convolvulus tricolor L.) ver Tanacetum parthenium (L. Corchorus capsularis L.000 20 300 500 500 150 2-3 600-940 700-940 5-11 2. OR OR GC GC.000 300 200 1.000 5.000 10.000 5. (Chrysanthemum segetum L.660 2.000 10.000 5.000 5. Cornus stolonifera Michx.) ver Coreopsis nuecensis A. Crotalaria lanceolata E. IN IN.400 70 300 Análise Pureza Outras Sementes por Número 15 150 5 5 1 5 1 40 600 150 500 frutos 20 20 20 25 200 15 70 7 15 400 250 150 700 70 150 Número de Sementes por Grama 335 769 486 3.000 5. ex R.000 1.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 150 20 20 5 10 5 400 1. Forst.000 5.F. FR OR. Don) (Coreopsis cardaminifolia (DC. Crossandra infundibuliformis (L. Heller (= Coreopsis coronata Hook.) Cosmus sulphureus Cav. Crataegus mollis Scheele Crataegus monogyna Jacq.) Coreopsis tinctoria Nutt. [incluindo Crotalaria intermedia Kotschy] Crotalaria intermedia Kotschy [incluída em Crotalaria brevidens Benth.) ver Crotalaria pallida Aiton Crotalaria ochroleuca G. Heller Coreopsis lanceolata L.) Coreopsis basalis (A. Cornus mas L. Cordyline australis (G.000 10.000 5.E. (Crotalaria mucronata Desv.] Crotalaria juncea L. Forst.000 10. (= Coreopsis cardaminifolia (DC. Crambe abyssinica Hochst.000 10.) ver Securigera varia (L.000 10. OR OR HO OR OR OR FO FO FO FO FO 57 . (Coreopsis coronata Hook. Cosmos bipinnatus Cav.000 5. (= Bidens formosa (Bonato) Sch.) Hook. Bip. Coreopsis maritima (Nutt.) ver Coreopsis tinctoria Nutt.) Lassen Corylus avellana L.000 10.000 5.000 300 500 frutos 80 80 40 500 400 150 1. (= Leptosyne spp. Forst.000 10.) Coriandrum sativum L.180 70-90 195 139 35 375 - Corchorus olitorius L.) Nutt.) Steud.f. Cornus florida L.) Nutt. Dietr. Coreopsis nuecensis A. (= Dracaena indivisa G. (Coronilla varia L.000 5.000 5. Don GC OR OR OR OR OR OR OR OR CO FL FL FL FL FL. Mey.) S.000 5.) Endl. Cotoneaster spp.000 1.) Nees Crotalaria brevidens Benth. Cordyline indivisa (G.) Coreopsis spp. Blake (= Calliopsis drummondii D.000 1. Fr. Cornus sanguinea L.000 5.000 1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 10. Delphinium cardinale Hook.000 5.000 5.) ver Cynara cardunculus L.000 10.000 20. Cupressus arizonica Greene Cupressus macrocarpa Hartw. Cucurbita Hybrids Cucurbita maxima Duchesne Cucurbita moschata Duchesne Cucurbita pepo L.000 1. ME Dactylis glomerata L.) (Cynara scolymus L. Don Cucumis anguria L.) Link FO FO FO FL HO HO HO HO HO HO HO HO HO CO FL FL FL GC OR OR FL.000 1. Daucus carota L. (Datura arborea L.000 900 10 20 - Número de Sementes por Grama 215 55 80 154 35-45 35-40 5 14 5 330 90 22-35 25 2.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 10. Cyclamen africanum Boiss.000 12.900 - Crotalaria pallida Aiton (= Crotalaria mucronata Desv.000 1.000 1.f.000 20.000 50 100 50 5 900 25 40 25 40 Análise Pureza 15 50 35 10 20 70 70 70 180 700 180 700 180 6 30 20 20 100 25 30 25 0.000 10. Cucurbita spp. Cucumis sativus L.000 5. Cucumis spp. Gaertn.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 300 500 700 20 300 150 150 150 350 1.000 350 1. Drumm. ME IN.950 187 1. Cynara cardunculus L.000 5.000 10. ex Gordon Cupressus sempervirens L.000 10. ex Bergmans Delphinium bellamosum L. Cytisus scoparius (L.000 10.000 10.) Pers. Datura stramonium L. Cymbalaria muralis P. (= Cynara scolymus L.000 10. Cyamopsis tetragonoloba (L.000 10.000 5. OR. Cynoglossum amabile Stapf & J.2 90 1 10 2 20 Outras Sementes por Número 150 250 350 1.000 30 80 100 100 30 20 10 20 3 20 25 25 3 4 4 4 30 30 - 945 143 700-825 - 58 .000 350 60 60 40 40 1.) D.000 20. & Reut.000 1. GC OR IN. Cyclamen persicum Mill.000 1.000 10. Cucumis melo L.) Schur Delphinium χbelladonna hort.000 1. Cuminum cyminum L. OR HO OR OR OR 10. FR OR HO FO.) Lagerh. Cynosurus cristatus L. Datura metel L.000 5. (Delphinium ajacis L. IN OR FO OR.000 5. Cynodon dactylon (L.000 10.000 10.) ver Brugmansia arborea (L.) ver Consolida ajacis (L.R.000 1. Dahlia pinnata Cav. Cydonia oblonga Mill.) Crotalaria paulina Schrank Crotalaria spectabilis Roth Cryptomeria japonica (L. et al.000 10.) Taub.000 60 1.000 5.000 10. ) DC.) Des Moul. Digitaria spp. Digitalis spp.000 20.000 5.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5.) ver Chrysanthemum indicum L. D. OR ME.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 20 20 20 20 25 25 40 120 120 10 20 10 20 20 30 50 5 5 25 40 10 Análise Pureza Outras Sementes por Número 4 10 4 4 1 1 4 6 12 3 5 3 0. (Dendranthema indicum (L. IN OR.000 5. Forst. (Dichanthium ischaemum (L.) Keng) Dichondra repens J.) (Digitaria decumbens Stent) ver Digitaria eriantha Steud.000 5.) Roberty) ver Bothriochloa ischaemum (L.) Moench Dimorphotheca sinuata DC. Nord. (Dimorphotheca aurantiaca DC. & A.5 5 3 5 1 0.000 5.000 5.000 5.000 10. Desmodium uncinatum (Jacq.000 10. IN FO IN FO OR OR OR OR OR OR GC OR. decumbens Stent. Digitalis purpurea L. Hubb.. Dianthus plumarius L. IN ME.2 10 5 10 10 40 30 120 30 50 12 - Número de Sementes por Grama 458 690 755 440 216 936 514 690 814 814 1.000 5. Dictamnus albus L.) P.000 5. & G. Dichanthium aristatum (Poir.000 10. Dianthus barbatus L. Dianthus chinensis L. Dianthus χallwoodii hort. Desmodium tortuosum (Sw.2 1.000 5.000 5.) DC. Forst. OR OR OR OR FO FO FO.E. OR OR FO IN OR OR 59 . smutsii Stent) (Digitaria smutsii Stent) ver Digitaria eriantha Steud.000 10. Dianthus caryophyllus L. (= Avenella flexuosa (L.) Urb. Dimorphotheca pluvialis (L.) C.000 10. Delphinium formosum Boiss.) Trin.) Desmodium intortum (Mill. Deschampsia cespitosa (L.) ver Dimorphotheca tragus (Aiton) B. Digitaria eriantha Steud. Deschampsia flexuosa (L.111 470 9.) Parl. (exceto Digitalis lanata Ehrh. (= D.R. Dianthus deltoides L. Beauv.) ver Trachymene coerulea Graham) Digitalis lanata Ehrh. Huet Delphinium grandiflorum L. Digitalis purpurea L.000 5.000 10.000 5. (Didiscus coeruleus Graham) DC.620 553 Delphinium χcultorum Voss Delphinium elatum L. Elaeagnus angustifolia L. Bieb. A.000 5. Jacq. f. (= Castalis tragus (Aiton) Norl. & J.) P. Vig. Bieb. (Dizygotheca elegantissima (hort.) Sweet (Doronicum caucasicum M. Beauv.. ME OR IN.000 - 20 80 80 40 40 40 800 120 150 - 5 8 20 10 10 4 400 6 15 - 80 40 60 80 - 315 655 190 - FO 10. & Guillaumin) ver Schefflera elegantissima (hort. Echium candicans L.) R. Br.000 5.) Gaertn. Echinops ritro L.) Scribn. Ehrharta calycina Sm. Veitch ex Mast.) Dorotheanthus bellidiformis (Burm. f. & J. (Dracaena indivisa G. (= Echium fastuosum J.) ver Cordyline indivisa (G. Sm.000 10.G. Nord.000 5. Sm.) Dioscorea spp.) (Echium fastuosum J. IN OR OR - 5. Echinochloa crus-galli (L. Forst. (= Doronicum caucasicum M.) OR IN. non Salisb.) Lowry & Frodin (Dolichos lablab L. Veitch ex Mast.. f.000 5.000 - 40 10 5 - 10 2 0.) ver Psathyrostachys juncea (Fisch.. ME. Elymus canadensis L.) Gould (= Agropyron dasystachyum (Hook. Jacq.000 5. Dimorphotheca aurantiaca DC.000 1.000 10. non Salisb.) N.5 - 553 - Echinacea purpurea (L.000 5.. FO OR. OR FO OR FO FO - 5. (Elymus elongatus (Host) Runemark) ver Elytrigia elongata (Host) Nevski) (Elymus junceus Fisch.G. Doronicum orientale Hoffm.) Nevski Elymus lanceolatus (Scribn.) OR HO.000 10.E. Eleusine coracana (L. Echium plantagineum L. riparium Scribn.) ver Echium candicans L. Forst.000 80 8 80 - 60 .) Steud.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama Dimorphotheca tragus (Aiton) B.) ver Doronicum orientale Hoffm.) Moench.) ver Lablab purpureus (L. Elymus repens (L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama (Elymus pauciflorus (Schwein. ex Benth.) Gould. Lewis. Elymus pauciflorus (Schwein. Eucalyptus citriodora Hook. Beauv. Elymus elongatus (Host) Runemark) Elytrigia intermedia (Host) Nevski (= Agropyron intermedium (Host) P.) P. non Kuntze) Eschscholzia californica Cham. non Lam. Eucalyptus astringens (Maiden) Maiden Eucalyptus botryoides Sm...000 80 8 80 295 FO 10.. Muell..) Gould) ver Elytrigia repens (L. non Kuntze) ver Erysimum χmarshallii (Henfr.000 1. Wood Erigeron speciosus (Lindl.000 1.) Alph.) Bois Erysimum cheiri (L.000 5.000 100 25 25 25 5 60 40 10 10 20 40 15 30 15 30 40 40 10 1 1 1 0.270 3.5 6 4 3 3 5 15 5 10 5 10 15 15 100 10 10 10 30 40 - 3.) Gould. Beauv.) Desv. ex Nevski (= Agropyron repens (L.000 1. Richt.F. Eucalyptus bridgesiana R.000 1. Erysimum χ allionii hort.000 1.000 10. (Erysimum χallionii hort.. ex Nevski Elymus trachycaulus(Link) Gould ex Shinners (= Agropyron trachycaulum (Link) Malte ex H.) Gould) Episcia spp.000 5.585 440 550 540 645 - 61 . Erodium cicutarium (L.) DC. - - - - - - - - - - FO 10. Beauv. Eucalyptus cladocalyx F.) Bois (= Cheiranthus χallionii hort.) L’Hér. Agropyron trichophorum (Link) K.) Elytrigia elongata (Host) Nevski (= Agropyron elongatum (Host) P. non Lam. Eruca sativa Mill. Baker Eucalyptus camaldulensis Dehnh.) Desv.000 200 20 200 - FO 10.000 5. Eucalyptus cinerea F.000 10.000 1.000 5.000 1..000 5.T. Muell.000 10.) Erysimum χmarshallii (Henfr.000 5. Eragrostis curvula (Schrad.000 150 15 150 175 FO OR FO FO FO OR IN HO OR OR OR FL FL FL FL FL FL FL 10.) ver Elymus trachycaulus (Link) Gould ex Shinners (Elymus repens (L.) Nees Eragrostis tef (Zuccagni) Trotter Eragrostis trichodes (Nutt.) Crantz (= Cheiranthus cheiri L.) Elytrigia repens (L. Muell. Muell. Baker Eucalyptus radiata Sieber ex DC.000 1. Eucalyptus leucoxylon F.000 1. Baker) R.000 1. Howitt Eucalyptus niphophila Maiden & Blakely [incluida em Eycalyptus pauciflora Sieber ex Spreng. Muell. Eucalyptus fastigiata H.] Eucalyptus mannifera Mudie Eucalyptus melliodora A. Muell.000 1. Hill ex Maiden Eucalyptus gunnii Hook.000 1..000 1.000 1. Deane & Maiden Eucalyptus ficifolia F.A. [incluindo Eucalyptus niphophila Maiden & Blakely] Eucalyptus pilularis Sm. Baker Eucalyptus elata Dehnh.000 1.000 1.000 1. Eucalyptus resinifera Sm. Eucalyptus macrorhyncha F.000 1.000 1.000 1. Eucalyptus maculata Hook. Muell. Muell. Eucalyptus muelleriana A. Eucalyptus cypellocarpa L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 1. E. Eucalyptus robusta Sm. Muell.000 1.T.000 1.] Eucalyptus nitens (H. Eucalyptus regnans F. Muell. Eucalyptus glaucescens Maiden & Blakely Eucalyptus globulus Labill.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 40 30 30 15 10 40 40 40 40 40 60 15 15 15 30 40 40 15 30 15 30 60 30 60 60 60 60 30 30 15 Análise Pureza Outras Sementes por Número 15 - Número de Sementes por Grama - Eucalyptus cloeziana F.000 1. Eucalyptus polybractea R.000 1.000 1.W. Deane & Maiden) Maiden Eucalyptus pauciflora Sieber ex Spreng.T. FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL 10 10 5 2 15 15 15 15 15 20 5 5 5 10 15 15 5 10 5 10 20 10 20 20 20 15 10 10 5 62 . Eucalyptus largiflorens F. ex Benth. ex Schauer Eucalyptus microtheca F.000 1.000 1.000 1. [incluindo Eucalyptus maidenii F.000 1.S. Cunn. Eucalyptus moluccana Roxb. saint-johnii (R. Johnson Eucalyptus dalrympleana Maiden Eucalyptus deanei Maiden Eucalyptus deglupta Blume Eucalyptus delegatensis R.000 1. Eucalyptus maidenii F.000 1. Baker] Eucalyptus grandis W.000 1.000 1.000 1.T.000 1.T. [incluida em Eucalyptus globulus Labill. Muell.000 1.f. 000 10. Eucalyptus viminalis Labill.000 600 1.000 5.000 1.000 10.000 1. Johnson Eucalyptus smithii R.000 1. Festuca ovina L.000 1. [incluida em Zea mays L.] Euonymus europaeus L.000 1. & Planch.5 5 3 6 18 1 120 200 150 100 600 50 25 60 25 50 30 60 180 10 - 45 500 1.000 1. Baker Eucalyptus tereticornis Sm.) ver Festuca arundinacea Schreb.000 1. & Graebn..000 10.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 15 15 30 40 30 15 30 200 50 60 Análise Pureza Outras Sementes por Número 5 5 10 15 10 5 10 100 25 30 - Número de Sementes por Grama 186 88 - Eucalyptus rudis Endl. FL FL FL FL FL FL FL FL GC FL IN OR FL Fagopyrum esculentum Moench Fagus sylvatica L.) Britt.) ver Festuca filiformis Pourr. Cunn. (Festuca tenuifolia Sibth.] Eucalyptus saligna Sm. Baker) R.000 60 50 25 60 25 50 30 60 180 25 240 400 300 200 60 600 15 5 2.) Decne.000 10.A.) (Festuca capillata Lam. Fraxinus nigra Marsh. Baker [incluida em Eucalyptus globulus Labill.5 6 2. & Rose Festuca arundinacea Schreb. χ Festulolium Asch. ME FL FL FL 10.) Festuca heterophylla Lam. (Festuca elatior L.000 10. s.000 10.000 10.000 1.000 5.000 5.T.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 1. Fragaria vesca L. Festuca pratensis Huds. Euchlaena mexicana Schrad.000 1.) ver Festuca filiformis Pourr.000 1.T. Fraxinus excelsior L. Festuca tenuifolia Sibth. (= Festuca elatior L.. Fatsia japonica (Thunb. Euphorbia marginata Pursh Euterpe edulis Mart.T.000 1.S.165 495 900 190 22 13 18 25 63 . Festuca rubra L. Euphorbia heterophylla L. Ex Woolls Eucalyptus sieberi L. Fraxinus latifolia Benth. Festuca filiformis Pourr. [Festuca χ Lolium] Foeniculum vulgare Mill. Eucalyptus saint-johnii (R. Ferocactus wislizenii (Englm. Eucalyptus sideroxylon A.000 10.l. (= Festuca capillata Lam.000 10. GC FL OR OR FO FO FO FO FO GC GC HO HO FL. Fraxinus americana L.000 5. A. Geum quellyon Sweet (= Geum chiloense hort. (Glycine javanica auct.000 5. Ginkgo biloba L.) Gaertn. Gentiana acaulis L.000 5.f.) Britton) Glebionis carinata (Schousb.000 5.) Tzvelev (= Chrysanthemum carinatum Schousb.000 5.) Cass. Gazania rigens (L. Glandularia canadensis (L.000 30.) ver Geum quellyon Sweet Geum coccineum Sm. Galeopsis segetum Neck.) Klatt.000 1.000 30 30 800 1.000 5. Gaura spp. Freesia refracta (Jacq.000 5.) Fourr.000 30 20 600 80 250 20 20 5 40 25 40 20 20 5 500 sementes 20 30 8 6 90 20 20 4 5 0. IN OR IN.) Merr. (Geum chiloense hort. Lackey Glycine max (L.) Nutt.000 8 8 400 500 1. Gilia tricolor Benth. Gerbera jamesonii Bolus ex Hook. (= Soja hispida Moench) OR OR FO ME.000 5.000 5. Galega orientalis Lam.. IN.000 10.) Geum spp. ex Spach (= Chrysanthemum coronarium L. (= Verbena canadensis (L.000 5. OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR FL. Gamolepis tagetes DC.000 5. Gladiolus spp.000 5.000 5.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 200 400 100 Análise Pureza 100 200 25 Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama 25 - Fraxinus pensylvanica Marsh.000 5. (= Chrysanthemum segetum L. non L. Galega officinalis L.000 5. Genista spp.) Gleditsia triacanthos L. Geranium Hybrids Geranium spp. Fuchsia spp.000 6 6-13 64 . Galactia striata (Jacq. Glebionis coronaria (L. Fraxinus spp. FL FL OR OR Gaillardia aristata Pursh Gaillardia pulchella Foug.000 10. Gloxinia spp.7 10 12 10 5 5 1 500 sementes 6 8 300 200 - 336 30 423 218 246 352 OR OR FL OR GC 5.) ver Neonotonia wightii (Wight & Arn.000 5.) J.) Glebionis segetum (L. ME OR OR OR 5.000 1.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 1. OR OR ME.) Urb. ) Müll. Goniolimon tataricum (L.) Andrews Helichrysum monstrosum hort. ex Gard. Hibiscus cannabinus L. FO. (= Acroclinium roseum Hook.000 10. Gomphrena globosa L.000 5. Helianthus debilis Nutt. Arg. Gypsophila repens L.000 10.000 5.000 5.000 150 200 100 10 40 5 30 30 30 20 30 5 700 40 30 12 0.000 25. Helianthus annuus L.. non Braun-Blanq. OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR FL GC OR. Bieb.) Benth.000 5. ex A.000 - Número de Sementes por Grama 359 8 1.000 5.) Mill.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5.000 5. OR. Muell. Gypsophila paniculata L. (sementes grandes) Helianthus spp.031 - (Godetia spp.000 5. Heliopsis helianthoides (L.000 5.000 5. & Maire) Heuchera sanguinea Englm. ME 10. (sementes) Helenium autumnale L.) F. Juss.) ver Abelmoschus esculentus (L.000 300 120 5 20 1.000 10.9 5 200 40 100 50 2 10 1 8 8 8 5 8 0.000 5.000 5. Gypsophila elegans M.) ver Clarkia spp.000 5. FO. ME. ex Benth.000 5.600 - 65 . IN OR GC. (frutos) Hedysarum coronarium L. IN OR.000 700 - 10-20 21 77 1. IN OR.) Boiss. Helipterum humboldtianum (Gaudich.000 5. Helipterum manglesiib (Lindl. Gypsophila pacifica Kom.000 5.) DC.000 5. Grevillea robusta A. Helenium spp. IN.1 70 10 300 120 1. Helipterum roseum (Hook.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 40 20 1.) Moench Hibiscus trionum L. OR OR GC OR OR OR OR OR OR Hedysarum coronarium L.) Sweet Heliotropium arborescens L.) Hesperis matronalis L. (Hibiscus esculentus L.000 5.000 5. (sementes pequenas) Helichrysum bracteatum (Vent. Cunn. Helianthemum nummularium (L. Hevea brasiliensis (Willd.000 25.000 80 10 10 10 Análise Pureza 10 5 350 20 2 2 2 Outras Sementes por Número 1. Gossypium spp. Hetheranthemis viscidehirta Schott (= Chrysanthemum nivellei hort. ex R. Gypsophila carminea hort. Br.000 5. Helianthus spp. OR FO GC OR FO IN. Humulus spp. Hordeum vulgare L. OR OR OR OR OR FL.) ver Ipomoea alba L. FO ME. CO. OR IN. (= Inula grandiflora Willd.000 5.) ver Inula orientalis Lam.000 - 20 10 10 10 200 100 10 120 20 400 1.000 1. Iberis sempervirens L.000 1. ME FL.000 - 144 435 4 - Juniperus communis L. f.000 5.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 80 25 1. Impatiens walleriana Hook.000 10. Hunnemannia fumariaefolia Sweet. IN OR OR IN.000 5. St. Hyparrhenia rufa (Nees) Stapf Hypericum perforatum L.000 5. ME ME. ME FL FL.000 10.000 300 40 70 100 150 20 35 50 - - 66 . (baga) Juniperus communis L.-Hil.000 5. Ilex aquifolium L. CO.000 5.) Ipomoea aquatica Forssk. Impatiens balsamina L. ME 1.300 - Hippeastrum Hybrids (= Hippeastrum χhybridum hort. Inula orientalis Lam. (Ipomoea noctiflora Griff.) Ipomoea alba L.000 5.000 5.) Roth (= Pharbites purpurea (L.) (= Hippeastrum χhybridum hort. OR OR OR 5.000 10.000 10.000 400 200 400 - 6 3 3 3 90 25 2 6 4 100 100 500 100 50 100 - 30 1. OR IN. OR IN.000 20.000 10.000 10. OR.) J. Inula helenium L. (= Ipomoea noctiflora Griff. (sementes) Juniperus scopulorum Sarg. CO.000 5.000 5. Hyssopus officinalis L.000 20 100 5 10 Análise Pureza 20 1 120 10 2 0.000 1.000 30.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5. Ipomoea purpurea (L.3 3 Outras Sementes por Número 10 1. ME OR OR IN. Voigt) Ipomoea quamoclit L. OR Iberis amara L. (Inula grandiflora Willd. FL. Juniperus virginiana L. Ilex paraguariensis A.000 20 15 Número de Sementes por Grama 3. (= Quamoclit vulgaris Choisy) Ipomoea tricolor Cav.360 30 259 1.000 1.000 5. Iris kaempferi Sieb. Iberis umbellata L. Indigofera hirsuta L.000 10.) ver Hippeastrum Hybrids Holcus lanatus L. Iberis gibraltarica L. ) A.) Kummerowia striata (Thunb.) Gordon) Larix laricina (Du Roi) K. Lactuca sativa L.) Schindl. Henry [L. Kalanchoe crenata (Andrews) Haw. decidua Mill.) Oken Kochia scoparia (L.000 1.1 3 3 1 400 5 FO 10.000 1. ME IN.000 10.) Bercht.) Schrad. Perrier Kniphofia uvaria (L. OR OR OR IN. & Arn.J. & J. ME FL FL FL FL FL FL 20. Lagenaria siceraria (Molina) Standl.000 1.000 5.1 0. [incluida em Lantana camara L.000 30 1. ME.000 5.000 1.000 2. (= Bassia scoparia (L. (= Lespedeza striata (Thunb.000 1.000 1.) Hook.] Larix decidua Mill.1 0.) Gordon) ver Larix kaempferi (Lamb. OR. Kalanchoe globulifera H. FO. [incluindo Lantana hybrida hort. OR. Kummerowia stipulacea (Maxim.000 1.) Carrière (Larix χmarschlinii Coaz) ver Larix χeurolepis A. Henry Larix occidentalis Nutt.] Lantana hybrida hort.084 525 Kalanchoe blossfeldiana Poelln.000 500 35 35 25 24 25 25 600 70 70 3 500 250 17 16 10 10 10 10 1.) Carrière (= Larix leptolepis (Siebold & Zucc.000 40 4 40 750 Lablab purpureus (L.) OR OR OR OR OR GC FL FO 5.000 10. kaempferi (Lamb.000 140 140 30 1. Lantana camara L.000 - 800-890 12 170 240 260 315 67 .) Sweet (= Dolichos lablab L.000 5 5 5 10 8 100 800 50 0.000 1.000 5. Koch (Larix leptolepis (Siebold & Zucc. Larix kaempferi (Lamb. Koelreuteria paniculata Laxm.) Schult.000 1.) Carrière] (= Larix χmarschlinii Coaz) Larix gmelinii (Rupr.000 1. Scott) Koeleria macrantha (Ledeb.000 10.000 20. Presl Laburnum anagyroides Medik.) Laburnum alpinum (Mill. χ L. Lagurus ovatus L. Lagenaria spp.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número 10 50 Número de Sementes por Grama 788 1. OR FL FL HO. Larix χeurolepis A.) Makino (= Lespedeza stipulacea Maxim. ME HO.) Rupr.000 10. ME OR ME. Mey. Levisticum officinale W. Leucaena leucocephala (Lam. IN OR OR GC.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 1. Koch Liatris pycnostachya Michx.) A. Lespedeza cuneata (Dum.000 5.000 5.000 30.) Makino) (Lespedeza striata (Thunb. IN OR.) De Wit (variedades florestais) Leucanthemum maximum (Ramond) DC. Wilson Limonium bellidifolium (Gouan) Dumort.000 - 21-28 21-28 652 - 68 . OR OR. HO.000 1. f. Liatris spicata (L.000 10 40 3 5 600 5 10 60 30 Análise Pureza 10 140 70 100 150 450 2 10 1 1 60 0.000 5.H.000 5. IN ME.) ver Coreopsis spp. Lathyrus cicera L.D.000 20.000 5. Layia platyglossa (Fisch. HO ME. Leontopodium alpinum Cass.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 25 1.000 5.000 10. IN HO FO.000 700 1. Lathyrus odoratus L. Lavatera trimestris L.J.) Willd.000 5. FL HO.A.000 5.000 240 20 20 30 30 30 100 40 20 100 120 5 5 8 8 8 50 10 5 1.000 10.000 5. & Arn. & C. Lathyrus sativus L. Lespedeza juncea (L.) De Wit Leucaena leucocephalla (Lam.) ver Calocedrus decurrens (Torr. CO OR OR FL OR OR 20.000 2.000 20. Lepidium sativum L.) Schindl. Lavandula angustifolia Mill.000 5. Don.000 10.) Hook.000 5.000 5. (Libocedrus decurrens Torr.) ver Kummerowia striata (Thunb. Leonurus cardiaca L.000 10. HO OR OR GC. Lathyrus latifolius L. IN FO - FO FL OR.) ver Kummerowia stipulacea (Maxim. (= Larix sukaczewii Dylis) (Larix sukaczewii Dylis) ver Larix sibirica Ledeb.000 600 60 30 - Número de Sementes por Grama 95 40 21 12 8 14-23 425-450 820 - Larix sibirica Ledeb.) Pers.) G. (Lespedeza stipulacea Maxim. Lathyrus hirsutus L. (Leptosyne spp. Lilium regale E. Cours.1 2 6 3 Outras Sementes por Número 1. ME. Gray Legousia speculum-veneris (L.000 10.000 5. IN GC.) Florin Ligustrum vulgare L. Leucanthemum vulgare Lam.000 700 400 600 1.000 5.) Chaix Lens culinaris Medik. perenne L.) Limonium sinuatum (L.) Roxb.2 5 10 5 5 15 15 90 0. Liquidambar styraciflua L.000 10.000 10.000 5.) Lotus uliginosus Schkuhr Luffa acutangula (L. Linum flavum L. Lobelia fulgens Willd.) ver Lolium χboucheanum Kunth Lolium multiflorum Lam.800 500 500 3.000 10. Lotus tenuis Waldst.) Kuntze. (infrutescência) (= Statice sinuata L.000 5.2 0.) (Lolium χhybridum Hausskn.000 10.000 5. Linum perenne L. ME FL FL FR OR OR OR OR. Linaria maroccana Hook.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5.000 5. IN OR OR OR GC.] (= Lolium χhybridum Hausskn.000 5.) Kuntze Limonium gerberi Soldano (= Limonium latifolium (Sm.000 5.000 5. non Moench) (Limonium latifolium (Sm. non Moench) ver Limonium gerberi Soldano Limonium sinuatum (L.000 300 1.4 0.000 10. Liriodendron tulipifera L.000 Análise Pureza 50 5 50 6 0.000 5. ex Willd. Litchi chinensis Sonn.] Lobelia erinus L. ex Willd. & Kit.100 269 180 180-311 32.] Lobularia maritima (L.000 5.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 200 20 200 20 5 5 5 20 40 20 20 150 30 180 5 5 5 60 60 60 60 5 25 30 30 25 1. Lolium perenne L.000 5.2 1 6 6 6 6 0.) Willd. OR OR OR OR OR OR OR. IN FO FO FO FO OR FO FO FO FO GC 69 .1 0. Lestib.multiflorum Lam.000 5.) Linaria bipartita (Vent.) Mill. & Kit. [incluindo Lobelia fulgens Willd.000 10. Lolium χboucheanum Kunth [L. IN OR. Linum usitatissimum L. Linum narbonense L.000 10.) Desv. f.000 20. Linum grandiflorum Desf. Linaria vulgaris Mill.000 5.000 5.945 - Limonium bonduellei (T.000 10. (sementes) (= Statice sinuata L.) ver Lotus tenuis Waldst.) Mill. χ L.315 815 1.000 5.6 1 3 3 2 400 Outras Sementes por Número 150 60 60 60 60 10 30 30 20 - Número de Sementes por Grama 15. (= Lotus glaber Mill.) Kuntze. [incluida em Lobelia cardinalis L.000 10. Lolium rigidum Gaudin Lonas annua (L.100 2. (Lotus glaber Mill.) Vines & Druce Lotononis bainesii Baker Lotus corniculatus L. Lobelia cardinalis L. ) H. Lupinus polyphyllus Lindl.000 1. Krause (Lychnis coronaria (L. Macroptilium lathyroides (L. Solanum lycopersicum L. Macrotyloma uniflorum (Lam. Lycopersicon esculentum Mill.000 10.000 1.) Roem. Lupinus subcarnosus Hook.000 10.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 20. Lupinus luteus L. Karst.) (Lycopersicon lycopersicum (L.000 80 1.000 1. Lupinus nanus Douglas ex Benth. Lycopersicon Hybrids Lycopersicon spp.000 5.) ver Luffa aegyptiaca Mill.) ver Silene coronaria (L.000 20. Mey.000 10.) Verdc. ME HO HO IN. Malope trifida Cav.000 30.000 10. Lythrum spp.) ver Lycopersicon esculentum Mill. Lychnis viscaria L. IN OR GC GC OR GC. Magnolia spp. (Lychnis chalcedonica L.H.000 200 1. Mahonia aquifolium (Pursh) Nutt.000 5. (= Lycopersicon lycopersicum (L.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 1. Lupinus hartwegii Lindl.000 10.) R.000 200 200 200 15 15 15 Análise Pureza 250 20 450 450 60 450 60 60 60 7 7 7 Outras Sementes por Número 1.000 20. (= Luffa cilindrica (L. GC. Karst.000 5.000 1.L.000 - Número de Sementes por Grama 10 7 7 9 - Luffa aegyptiaca Mill.) Roem.) H. Malcomia maritima (L.000 20.) Clairv. Magnolia grandiflora L. Lunaria annua L.) Urb. FL OR OR OR 20. IN FO FO FL AR.) Urb.450 - 70 .) Verdc. Lupinus albus L Lupinus angustifolius L. OR FO FO. Lupinus Hybrids Lupinus spp.000 30. (= Lunaria biennis Moench) (Lunaria biennis Moench) ver Lunaria annua L. Macrotyloma axillare (E. IN OR OR OR OR OR HO.000 30.000 1.000 700 200 500 800 60 10 20 35 20 25 80 30 3 5 350 200 250 800 - 76 130 2.) Desr.) E.. Br. OR Machaeranthera tanacetifolia (Kunth) Nees (= Aster tanacetifolius Kunth) Macroptilium atropurpureum (DC.) (Luffa cilindrica (L.000 10.) ver Silene chalcedonica (L.000 10. FR FR FR.000 5.) Mill. subsp.000 5.000 5 20 10 600 50 100 70 50 80 70 180 50 400 0.000 1. louisianica (Mill. ME IN.000 10.D. Matthiola bicornis (Sm.000 10.000 1.) Bartal.000 1.) Huds.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 180 24 160 50 30 10 Análise Pureza 90 12 80 25 15 2 Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama - Malus domestica Borkh.000 10.) Thell. ME FR IN. Marrubium vulgare L. OR.] Medicago arabica (L.) DC.000 10.) DC. [incluindo Medicago falcata L. Matthiola longipetala (Vent. [incluida em Medicago sativa L. Medicago rugosa Desv.) Huds.000 10. [incluida em Matthiola longipetala (Vent. (= Pyrus malus L. Medicago lupulina L. ME FO.) R. Medicago orbicularis (L.) ver Tripleurospermum maritimum (L. (vagem) Medicago arabica (L.. Medicago sativa L.5 4 2 60 5 10 7 5 8 7 18 5 40 600 50 100 70 50 80 70 180 50 400 658 1.000 10.) W. Malus spp.) Fiori [incluindo Medicago tornata (L.000 5.] Medicago littoralis Rohde ex Loisel.271 50 550 331 585 335 375 500 76 71 . Malus sargentii Rehder.] Matthiola incana (L. Koch (Matricaria perforata Mérat) ver Tripleurospermum perforatum (Mérat) Laínz Matricaria recutita L. IN 5.) DC.) Thell. FO FO FO FO FO. Medicago χvaria Martyn] Medicago scutellata (L. Malus sylvestris (L.000 10.000 10. IN OR OR OR FO FO FO FO FO IN.) Malva sylvestris L. (exceto Malus domestica Borkh.] Medicago italica (Mill. (Martynia proboscidea Gloxin) ver Proboscidea louisianica (Mill. ME - ME.J.) Malus sargentii Rehder (= Pyrus sargentii) Malus sylvestris (L.000 10.000 5. Br.) DC. [incluindo Matthiola bicornis (Sm. OR. (Matricaria maritima L.000 10..) Mill. (semente) Medicago falcata L.) Mill.) Mill.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 1. Medicago polymorpha L. ) Melissa officinalis L.E. IN IN.] Mucuna cochinchinensis (Lour.) Zizka (= Rhynchelytrum repens (Willd.] Mimulus luteus L. ME. IN FO. Melinis repens (Willd.2 0.000 5. Mentha χpiperita L. Momordica spp. [incluida em Medicago italica (Mill. Morus spp. Beauv. χ M.000 10.000 10.] (Mucuna deeringiana (Bort) Merr. ex Dombrain Mimulus χhybridus hort.0009.5 1 2 0.000 20. Mimulus cupreus hort.000 5.) [incluida em Mucuna pruriens (L.2 200 25 450 5 Outras Sementes por Número 100 50 50 50 5 20 5 1.000 5. ME IN.) DC.000 10.500 18 141 - Medicago tornata (L. Hubb.000 5. FO IN.) DC. Melinis minutiflora P.] FO FO FO IN. [incluida em Mucuna pruriens (L.000 5.) All.000 5. OR. ME.000 5..000 - FO - - - - - FO - - - - - 72 . aquatica L. luteus L.) DC.000 20 Análise Pureza 10 5 5 5 0. Melilotus officinalis Lam.000 1.000 10. Mimulus cardinalis Douglas ex Benth.) C. ME OR IN.) A.E.000 10. OR. AR FO 10. Mirabilis jalapa L. guttatus DC. FO ME CO. Melilotus indicus (L.) Mill.] Melilotus albus Medik. Rhynchelytrum roseum (Nees) Stapf & C.000 5.5 10 0. Momordica charantia L. Hubb. ex Voss [M. χ M. Mucuna aterrima (Piper & Tracy) Holland [incluida em Mucuna pruriens (L.000 - Número de Sementes por Grama 310 570 660 570 6. FO FO.] Mimosa pudica L. OR OR OR OR OR IN. Moluccella laevis L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 100 50 50 50 100 100 10 5 40 5 5 5 5 800 100 1.2 0.2 0.) Fiori] Medicago truncatula Gaertn. spicata L.000 5. [M. ME OR FR. Chev. Medicago χvaria Martyn [incluida em Medicago sativa L. Nicotiana tabacum L.) Oerst.000 300 10 5 5 5 3 5 2 20 20 40 50 60 15 2 0. Chev. Nierembergia hippomanica Miers Nierembergia spp. Nemophila menziesii Hook.410 15.2 0. Nigella hispanica L. Neonotonia wightii (Wight & Arn.5 1 1 5 5 5 - 4. & Endl.) A.) Nepeta cataria L.000 - OR OR OR 5.) Lilja Nemophila maculata Benth. Lackey (= Glycine javanica auct.000 5. non.) DC.000 5.000 5.070 Nasturtium officinale R. Br.) ver Pholistoma auritum (Lindl.000 10 10 10 2 2 2 - 1.) Nothofagus obliqua HO. Stizolobium deeringianum Bort] Myosotis Hybrids Myosotis scorpioides L.) Brand) ver Nemophila menziesii Hook.000 25 5 5 20 20 0.000 5. Mey. (Nicotiana affinis hort. (Nemophila aurita Lindl.000 5.A. (= Nemophila menziesii Hook.2 0. Nothofagus alpina (Poepp. Myosotis sylvatica Hoffm. OR OR OR OR GC.000 1. subsp.000 1. FO 20.000 10. Nigella damascena L. (= Nothofagus procera Oerst.520 568 - - - - - - GC. Mucuna deeringiana (Bort) Merr. Watson Nicotiana suaveolens Lehm.000 5.) Nicotiana χsanderae W.5 0.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número Número de Sementes por Grama Mucuna pruriens (L. Nigella sativa L..5 6 6 10 25 30 150 1. ME OR OR OR OR 10. IN OR OR FL FL 10.000 2. HO IN.) Brand) (Nemophila menziesii Hook.170 3. & Arn.000 5.000 5. subsp. Mucuna cochinchinensis (Lour.000 5. [incluindo Mucuna aterrima (Piper & Tracy) Holland. insignis (Douglas ex Benth.3 0.625 6.000 5. & Arn.) ver Nicotiana alata Link & Otto Nicotiana alata Link & Otto (= Nicotiana affinis hort.0005. Nemesia strumosa Benth. & Arn.430 447 - 73 . ex Benth. insignis (Douglas ex Benth. FO CO.000 5.000 1. Nicandra spp.) J.000 5. ME OR OR OR.. ex Lindl.000 1. & Arn. Nemesia versicolor E. L..5 - 8.000 5.000 5.5 0.000 5. 702 26-39 310 - Panicum antidotale Retz. ME.5 0. Löve (= Agropyron smithii Rydb. Ornithopus compressus L. Panicum maximum Jacq. Papaver somniferum L. ME.000 10. & Schult. CO.) Paspalum atratum Sw.) Oerst.000 10. Oenothera biennis L.000 10. (frutos) (= Onobrychis sativa Lam. Papaver nudicaule L. Oryza sativa L.) Norl. Origanum majorana L. ME CO.000 5.000 10.) Ricker Osteospermum ecklonis (DC.000 5. ME ME.000 10. OR FO FO 10.000 5.250 700-1.000 10.000 80 25 25 150 30 5 5 5 5 5 25 150 200 2 2 2 15 5 0.000 5.) Stapf Panicum virgatum L.000 10.645 10 150 100 250 - 74 . OR OR FO FO CO.000 10.000 10.) Á.000 10. Papaver glaucum Boiss. IN. Ornithopus sativus Brot. Oenothera macrocarpa Nutt.000 5.400 200 40 4 1 10 60 40 0.000 10.000 30.) ver Nothofagus alpina (Poepp. & Hausskn. FO FO FO FO FO OR OR OR ME. & Endl.310 1.5 0. (sementes) (= Onobrychis sativa Lam.5 0. Papaver orientale L. (= Oenothera missouriensis Sims) (= Oenothera missouriensis Sims) ver Oenothera macrocarpa Nutt.000 10.) Onobrychis viciifolia Scop.250 185 570 6. OR IN.000 5.000 5. Papaver alpinum L.) (Onobrychis sativa Lam.) ver Brachiaria ramosa (L.000 40 25 40 600 400 25 25 120 90 1. Onobrychis viciifolia Scop.000 5. OR IN. ME FO FO GC GC OR 10.) ver Onobrychis viciifolia Scop. Nyssa aquatica L. Panicum miliaceum L.000 10.5 1 15 10 20 20 20 150 30 - 1. Nyssa sylvatica Marshall FL FL - Ocimum basilicum L. (Panicum ramosum L.5 1 0. Pascopyrum smithii (Rydb. Papaver rhoeas L.120 7. Panicum coloratum L. Origanum vulgare L.5 12 9 70 10 10 40 10 600 400 5 5 120 90 700 100 - 800 50 4. Oryzopsis hymenoides (Roem.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número - Número de Sementes por Grama - (Nothofagus procera Oerst.000 10. ) Roth (Penstemon gloxinioides hort. ex Groenl. f. Pelargonium Grupo Zonale (= Pelargonium χhortorum L.000 10.) R.] Paspalum dilatatum Poir.H..000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 50 200 140 40 80 30 30 100 80 140 300 100 100 10 10 10 Análise Pureza 5 10 7 4 8 3 3 10 20 7 15 5 5 2 2 2 Outras Sementes por Número 50 100 70 40 80 30 30 100 70 150 50 50 - Número de Sementes por Grama 620 280-350 600 1.000 10. ex Chiov. Hubb. Penstemon χhybridus hort.045 425 970 430 180 –195 - Paspalum commersonii Lam. Pennisetum clandestinum Hochst. IN FO FO. Br.) Leeke) ver Pennisetum glaucum (L.) Pennisetum glaucum (L. f.000 10. & Rümpler) (Penstemon χhybridus hort.) R.) Britton FO FO. FO FO IN. Passiflora edulis Sims Pastinaca sativa L.000 5.) Stapf & C.) Willd. Penstemon Hybrids (= Penstemon gloxinioides hort. Paspalum notatum Flüggé Paspalum plicatulum Michx.] Paspalum urvillei Steud.000 5. Penstemon hartwegii Benth.000 5. FO FO FR. (= Pennisetum americanum (L.H.000 OR OR 5. Br. Pennisetum glaucum (L. OR GC OR FO FO FO FO OR OR.000 10 3 - - 75 . (Pennisetum typhoides (Burm. ME OR OR OR 10.000 10. Paspalum wettsteinii Hack. & Rümpler) ver Penstemon Hybrids Penstemon laevigatus Aiton. Br.) R. Penstemon hirsutus (L.) ver Penstemon Hybrids Penstemon grandiflorus Nutt. Bailey) ver Pelargonium Grupo Zonale (Pennisetum americanum (L. Hubb. ex Groenl.000 10.000 5. Paspalum scrobiculatum L.E. Perilla frutescens (L.) ver Pennisetum glaucum (L. Br.) Leeke.000 10.000 10.000 10. [inlcuindo Paspalum commersonii Lam. Bailey) (= Pelargonium χhortorum L. ME. [incluida em Paspalum scrobiculatum L. OR IN.000 10. Paspalum guenoarum Arech. Pennisetum typhoides (Burm. χ Pennisetum purpureum Schumach.E.000 5. Pennisetum purpureum Schumach.) R.) Stapf & C. Penstemon barbatus (Cav. Karst.000 10.) Roth (Phaseolus angularis (Willd.) [incluindo Phalaris stenoptera Hack. (Phleum bertolonii DC. Phalaris canariensis L.) W.000 5.) R.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 10. FR FL 76 . ME OR OR OR OR OR FO FO FO FO GC GC GC FO FO OR OR OR OR OR IN.] (Phalaris tuberosa L.000 1. Hill Petunia χhybrida hort.5 2 5 4 3 20 100 1.000 10.185 150 25 1 2 4 2.) H.000 25 25 20 20 20 20 20 25 40 Análise Pureza 4 0.000 1. [incluida em Phalaris aquatica L. (= Phalaris tuberosa L.W.000 1.000 10. integrifolia (Hook. Picea abies (L.) ver Phleum nodosum L.000 5. axillaris (Lam.) Hepper (Phaseolus radiatus L.) ver Vigna radiata (L. Phlox subulata L.) ver Phalaris aquatica L. Phacelia tanacetifolia Benth. Wilczek Phaseolus coccineus L.) R.000 5. χ P.) ver Phaseolus lunatus L. [P.000 10 10 20 - Número de Sementes por Grama 650 8.000 1.000 1. Wilczek Phaseolus vulgaris L.000 30.000 10.) Lilja (= Nemophila aurita Lindl. Pholistoma auritum (Lindl.000 10. Phalaris stenoptera Hack. Wight) ver Vigna angularis (Willd.240 140 Petroselinum crispum (Mill.000 5.000 1.000 30.000 5. (Phaseolus limensis Macfad.000 5.) ver Vigna mungo (L. CO.) Schinz & Thell.2 0.000 10.000 5. Vilm. ME.) Phleum pratense L.) (Phaseolus mungo L. Phaseolus lunatus L. Gray Phacelia minor Tell. Phacelia campanularia A. (= Phleum bertolonii DC. Phlox paniculata L. (Pharbitis purpurea (Roth) J.770 1.000 10.] Phalaris arundinacea L. Phlox drummondii Hook. Phleum nodosum L.565 616 1. Phalaris aquatica L.) Britton et al. ex E. Physalis pubescens L.) Physalis alkekengi L.883 750 1.000 5.000 30.) Nyman ex A.000 5.) Ohwi & H.000 700 1 1 5 5 5 5 4 2 20 Outras Sementes por Número 40 50 40 30 200 1. (= Phaseolus limensis Macfad. Ohashi (Phaseolus aureus Roxb.) ver Vigna radiata (L. Voigt) ver Ipomoea purpurea (L.] Petunia spp.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 40 5 2 10 50 40 30 200 200 1. 000 1.000 1. var. (Pinus khasya Hook.000 1. Pinus albicaulis Engelm.000 1. Picea omorika (Pancic) Purk.000 5. Christ Pinus jeffreyi Balf.000 1. Pinus aristata Engelm.000 1. Pinus heldreichii H. ME OR CO FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL 77 .) Carrière Picea pungens Engelm. James Pinus glabra Walter (Pinus griffithii McClell) ver Pinus wallichiana A..000 1. Pinus enchinata Mill.000 1.) Carrière Pimpinella anisum L. ex Engelm.000 1.000 1. Schmidt) Mast.) Link Picea polita (Siebold & Zucc.000 1.) Britton et al.000 1. Pinus clausa (Chapm. Jacks.000 120 90 Análise Pureza Outras Sementes por Número 8 5 9 7 9 3 8 15 40 15 9 6 7 5 5 350 50 9 50 30 50 700 700 20 9 900 30 25 700 80 250 40 50 60 300 40 1. Picea sitchensis (Bong.000 1. Don Pinus densiflora Siebold & Zucc. & de Vriese Pinus monticola Douglas ex D. Pinus lambertiana Douglas Pinus merkusii Jungh.000 60 50 1. orth. Pinus canariensis C.000 1.000 1.000 1.000 1.000 1.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 16 10 25 25 25 6 25 30 80 30 25 12 70 20 20 700 100 25 100 60 100 1.000 1.000 1.000 40 25 1.000 1. Pinus halepensis Mill. Picea mariana (Mill. Picea jezoensis (Siebold & Zucc.B.000 1. Pinus brutia L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 1. Pinus elliottii Engelm.f..000 1.000 1.000 1. Picea rubens Sarg.000 500 60 45 70 - Número de Sementes por Grama 300 510 300 405 310 890 320 175 65 235 310 465 200 8 50 290 70 4 4 225-300 3 100 105 30 10 55 45 7 5 60 Picea engelmannii Parry ex Engelm.) Pinus koraiensis Siebold & Zucc.000 1.000 1. orth.000 1. Pinus flexilis E.000 160 500 80 100 120 600 80 2.) ver Pinus kesiya Royle ex Gordon Pinus kesiya Royle ex Gordon (= Pinus khasya Hook.000 1.000 1.) Vasey ex Sarg. Pimpinella saxifraga L. Don FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL CO. Pinus caribaea Morelet Pinus cembra L.000 1.000 1.000 1. Pinus cembroides Zucc.) Huds.000 1. Pinus edulis Engelm.000 5.) Carrière Picea koyamae Shiras. Picea orientalis (L. Sm.000 1.000 1. Picea glauca (Moench) Voss Picea glehnii (F. var.f.000 1.000 10. Pinus contorta Douglas ex Loudon Pinus coulteri D. Pimpinella major (L. Pinus banksiana Lamb.000 1. 000 1.000 1. Don Pinus resinosa Aiton Pinus rigida Mill.000 60 10 10 30 5 Número de Sementes por Grama 135 55 9 9 25 115 135 60 155 40 75 115 20 2.000 10.000 1.000 1.000 1. Jacks. (= Pinus griffithii McClell) Piptatherum miliaceum (L. Pinus virginiana Mill.000 60 25 120 25 25 30 25 25 25 0.000 1. Poa glauca Vahl (= Poa glaucanthos Gaudin) (Poa glaucanthos Gaudin) ver Poa glauca Vahl Poa nemoralis L. Arnold Pinus oocarpa Schiede ex Schltdl. Pinus palustris Mill.000 1.000 1. IN GC. Platanus occidentalis L. Platycladus orientalis (L.000 10. & Cham.) Platycodon grandiflorus (Jacq. Pinus serotina Michx.F. Poa bulbosa L.) Regel Pinus radiata D. Lawson Pinus pumila (Pall.000 10.000 100 20 80 25 20 45 20 50 70 50 35 25 125 2 900 6 6 60 1 1 3 0. Poa compressa L.000 1. AR FL FL OR OR FO FO.000 1. Pinus patula Schiede ex Schltdl.050 Pinus mugo Turra Pinus muricata D.000 10.500 585 5.000 1.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 40 50 100 70 500 500 40 240 240 1.) Coss. Platanus spp.) A. DC.000 1.000 1.000 1. Lawson & C. Pinus parviflora Siebold & Zucc. Pinus sylvestris L.635 2. [incluida em Poa secunda J. Poa arachnifera Torr. Presl] Poa annua L.000 1. FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL FL GC. Pinus wallichiana A. Don Pinus nigra J. Poa ampla Merr.000 10.000 1.5 Outras Sementes por Número 20 1.B. Pisum sativum L. Pinus taiwanensis Hayata Pinus thunbergii Parl.010 3-4 50 2.000 1. Pinus ponderosa P.000 5.000 200 40 160 50 40 90 40 100 140 100 70 50 250 25 1.000 1.) Franco (= Thuja orientalis L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 1.000 10.000 1.000 10.000 1.000 1.000 1. ME IN. Pinus strobus L.000 1. GC FO 4.000 30. Plantago lanceolata L.000 1.330 78 .5 5 Análise Pureza 20 25 50 35 250 250 20 120 120 1. Pinus tabuliformis Carrière Pinus taeda L. Pinus pinaster Aiton Pinus pinea L. Plumbago auriculata Lam. IN FO FO FO FO. ME FL. Pinus peuce Griseb. ) Hill Primula japonica A. & J.] Poa trivialis L.000 5.000 10. ME. Portulaca grandiflora Hook.5 2 1 0. ME FR FO FO FL FR.000 5. & J. χ P.000 275 85 - 79 .5 1 1 1 150 500 450 500 180 1.000 1. OR FO FO OR FL OR. Agropyron spicatum (Pursh) Scrib.000 5.065 2.) ver Poa secunda J.) Rydb.000 125 60 1.000 1.) Pseudoroegneria spicata (Pursh) Á. ME FR. Prunus avium (L.5 1 1.305 4. Prunus domestica L. Presl Poa palustris L. Primula veris L. Polemonium spp. (= Martynia proboscidea Gloxin) Prosopolis juliflora (Sw. Primula vulgaris Huds.) [incluindo Poa ampla Merr.000 5. verticillata Forssk.000 1. Sm. ME FR FR.000 1. Primula denticulata Sm.5 1 0. ME 10. Populus spp. Potentilla spp.000 10. Psophocarpus tetragonolobus (L.000 20.000 1.G.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 25 25 25 25 5 5 25 5 5 10 5 5 5 5 5 5 5 500 1.. louisianica (Mill. [= P.000 360 1.) Franco Psidium guajava L.) L.) DC.000 1.) DC. Proboscidea louisianica (Mill.610 10. Prunus padus L.) Thell.000 10. FR FR.000 900 1.5 0. Prunus persica (L. OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR OR FL.G.000 10. subsp. Poa pratensis L. Primula auricula L.000 250 6 Outras Sementes por Número 5 5 15 5 5 300 60 Número de Sementes por Grama 3.000 5. Presl (= Poa nevadensis Vasey ex Scribn.000 5.000 500 60 Análise Pureza 0.) Thell.000 5.000 5. Primula elatior (L. Gray Primula χkewensis W. ME FR. ME HO.000 8 30 1. Portulaca oleracea L.000 50 5. floribunda Wall.] Primula malacoides Franch.000 5.5 1 2 0. Psathyrostachys juncea (Fisch.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 10.) Thell.000 80 1.000 1.5 0.000 10. Prunus armeniaca L.000 5.) Batsch Prunus serotina Ehrh. Watson. Primula obconica Hance Primula praenitens Ker Gawl.800 10-20 1 6 2 - (Poa nevadensis Vasey ex Scribn. FO FO. Proboscidea louisianica (Mill.3 0.) Nevski (= Elymus junceus Fisch. Sm.) Pseudotsuga menziesii (Mib. Löve (= Agropyron inerme (Scrib. Poa secunda J.000 10. IN IN. (Pyrethrum spp. Raphanus sativus L.080 80 . ME.000 10.000 30 30 75-120 928 40-60 5 55 100 100 1.000 10. [incluindo Rudbeckia bicolor Nutt. Rheum χhybridum Murray Rheum palmatum L. OR HO. Rudbeckia bicolor Nutt. Hubb. Rheum rhaponticum L.000 5.) ver Malus domestica Borkh. Rhododendron spp. ME OR HO.] Rumex acetosa L.000 20.000 5. IN IN.000 5.000 10. IN.) C.) Zizka (Rhynchelytrum roseum (Nees) Stapf & C.000 10. (Pulsatilla vulgaris Mill.000 1.] Rudbeckia fulgida Aiton Rudbeckia hirta L. ME HO OR GC. OR.) ver Melinis repens (Willd. [incluida em Rudbeckia hirta L.000 5.000 (Quamoclit vulgaris Choisy) ver Ipomoea quamoclit L.000 5.000 3. Reseda odorata L.000 500 sementes 500 sementes - - Ranunculus asiaticus L.E.000 20.000 10.000 10. Pyrus spp.) Ohwi Pueraria phaseoloides (Roxb. FL 5. Rosa spp.000 5. Hubb.000 5. FO. ME. Quercus spp.) Zizka Ricinus communis L.) Benth. (exceto Rosa multiflora Thunb. OR FO FO FR 5.E. OR HO. OR OR OR. Ranunculus spp.700 1.000 1. (Rhynchelytrum repens (Willd.000 5 300 10 450 100 450 1. Robinia pseudoacacia L. IN IN. Rosa multiflora Thunb. IN FL OR OR CO.000 100 60 50 30 10 5 30 1 30 3 45 30 45 500 50 30 25 3 2 1 3 300 450 450 1.) ver Tanacetum spp. HO 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 20 350 600 -180 Análise Pureza 5 35 30 90 Outras Sementes por Número 350 300 - Número de Sementes por Grama 80 97 - Psylliostachys suworowii (Regel) Roshkova (= Statice suworowii Regel ) Pueraria lobata (Willd.) Rosmarinus officinalis L.) ver Anemone pulsatilla L.) ver Melinis repens (Willd. (Pyrus malus L. 000 5 5 5 30 20 30 30 30 80 30 20 250 10 20 20 20 20 60 80 20 0.5001.038 1. Scabiosa atropurpurea L.000 10.000 5. IN CO. Sempervivum spp. Salvia splendens Sellow ex Schult.000 5.000 5.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5. non Vis. Saponaria officinalis L. OR OR OR ME.] Sanvitalia procumbens Lam. [incluida em Senecio cineraria DC. Salvia sclarea L.5 50 300 1. OR. IN ME. & Guillaumin) Schizachyrium scoparium (Michx. OR OR OR 10.000 100 5 5 2 30 120 10 0. Salvia coccinea Buc’hoz ex Etl. Bieb.000 10. Veitch ex Mast.000 5.000 5. Salvia viridis Sanguisorba minor Scop. Saponaria calabrica Guss.) Lassen (= Coronilla varia L.000 30.000 5. Senecio bicolor (Willd.] Senecio cineraria DC. Schefflera elegantissima (hort. Salvia patens Cav.] OR FL OR OR OR CO. ME Saintpaulia ionantha H. Saponaria ocymoides L.000 100 - 1. [incluindo Sanguisorba muricata Spach) Gremli] Sanguisorba muricata Spach) Gremli [incluida em Sanguisorba minor Scop. Salix spp. Salvia officinalis L. Salpiglossis sinuata Ruiz & Pav. ME OR OR. GC OR OR OR 5.700 120 264 110 1.000 5.000 5. Secale cereale L.000 5. IN OR IN.000 5.) Tod. Securigera varia (L.) Nash (= Andropogon scoparium Michx. IN HO GC FO.000 10. Scabiosa caucasica M.000 5.000 50 5.. IN ME OR OR OR ME. non Vis.000 5. Salvia pratensis L.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 20 Análise Pureza Outras Sementes por Número 6 - Número de Sementes por Grama - Ruta graveolens L.000 5.) R. Satureja hortensis L.1 2 1 8 5 20 8 8 20 8 5 25 2 5 5 5 2 15 20 6 250 20 - 3. Vig.) Tod.) Lowry & Frodin (= Dizigotheca elegantissima (hort.. Salvia farinacea Benth.000 5.000 5. [incluindo Senecio bicolor (Willd.000 10. Wendl.515 90 40 305 - 81 . Veitch ex Mast.000 100 10 300 1. Scorzonera hispanica L.) Sedum acre L.750 142 - FO OR.000 5.) Schizanthus pinnatus Ruiz & Pav. Sesbania exaltata (Raf.) J. ME FR FO 82 .000 5.] Setaria italica (L. ME HO. Solanum marginatum L.) Silene coronaria (L.000 10. Bucholz (= Sequoia gigantea (Lindl.000 1.000 5. f.) Nash OR OR FL FL CO. (= Solanum capsicastrum Link ex Schauer) Solanum giganteum Jacq.) Decne.) J.000 10. Lodd.2 5 5 5 5 5 15 10 10 7 Outras Sementes por Número 70 120 90 30 200 25 150 70 Número de Sementes por Grama 210 200 300-360 105 480 1.) Sesamum indicum L. Sorghastrum nutans (L.000 10.) Rydb.000 10. (Sophora japonica L.) Clairv.E.000 5.5 12 12 7 25 9 3 1 5 2 50 20 0. Solanum gilo Raddi Solanum laciniatum Aiton (Solanum lycopersicum L.000 10.000 5. (= Lychnis coronaria (L.000 1.) Desr.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 5 5 25 25 70 250 90 60 5 20 10 200 200 5 20 20 150 20 20 150 25 25 70 Análise Pureza 0.1031.000 5.310 539-890 230-250 395 Senecio cruentus (Masson ex L’Hér) DC.E. Hubb.000 10.000 5.) ver Styphnolobium japonicum (L. IN OR IN. Senecio elegans L. ME IN.5 0.000 5. Silybum marianum (L.) Schott Sorbus spp.) Stapf & C. Setaria sphacelata (Schumach.) P.000 5. Sequoiadendron giganteum (Lindl. Hill Setaria anceps Stapf [incluida em Setaria sphacelata (Schumach.) Stapf & C. Beauv.H.) E.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5.) Hiern (Soja hispida Moench) ver Glycine max (L. Hubb. ME OR IN. Solanum tuberosum L. (Sequoia gigantea (Lindl. OR OR HO. Sinapis alba L. Don) Endl.) ver Lycopersicon esculentum Mill.000 10. Bucholz Sequoia sempervirens (D.) Merr. Solanum diflorum Vell. (Solanum capsicastrum Link ex Schauer) ver Solanum diflorum Vell.L. Solanum melongena L.W.000 10.) Silene pendula L.000 5.000 5. ex A. [incluindo Setaria anceps Stapf] Silene chalcedonica (L. Krause (= Lychnis chalcedonica L. Sinningia speciosa (G. ME GC. FO FO FO FO OR OR OR IN.) Decne. OR HO.) Gaertn.) ver Sequoiadendron giganteum (Lindl.000 10. 000 5.) Snowden [incluida em Sorghum bicolor] Sorghum halepense (L.000 FO FO FO IN. FO HO.) Moench χ S.) Pers. IN FO FO FO FL OR 5. Stizolobium deeringianum Bort [incluida em Mucuna pruriens (L. Stylosanthes humilis Kunth Stylosanthes macrocephala M.) Benth.000 20 140 140 140 70 70 140 80 100 30 5 7 7 7 7 7 7 8 50 15 70 70 70 70 70 70 80 - 370 350 350 346 - Tagetes erecta L.000 40 10 - 358 83 .000 30. FO 30.) [incluindo Sorghum dochna (Forssk. Stylosanthes hamata (L.000 10.000 10.000 1.) ver Limonium sinuatum (L.) Taub.) Schott (= Sophora japonica L. Spergula arvensis L.000 10.000 10. & S.000 10.) Snowden] Sorghum bicolor (L.) DC.] Stokesia spp. Ferr.) ver Sorghum bicolor (L. ME - 30.) Sw.000 10. sudanense (Piper) Stapf Sorghum dochna (Forssk. OR 5.000 10. halepense (L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 200 Análise Pureza 20 Outras Sementes por Número 200 Número de Sementes por Grama 150 Sorghum χalmum Parodi [S. FO FO OR IN. (Statice suworowii Regel) ver Psylliostachys suworowii (Regel) Roshkova Stipa viridula Trin.B.) Moench (= Sorghum vulgare Pers.000 10. Sorghum sudanense (Piper) Stapf (Sorghum vulgare Pers. IN FO. bicolor (L.) Pers] Sorghum bicolor (L. non Host) ver Stachys macrantha (K..000 5. Spinacia oleracea L. Koch) Stearn (= Stachys grandiflora (Stephan ex Willd.000 10.000 - 900 500 90 250 40 40 250 - 90 30 9 25 20 4 25 - 900 300 90 250 40 250 - 50-60 265 100 90-100 - OR FO FO OR FO FO. Koch) Stearn Stachys macrantha (K.) Moench Spartium junceum L.) Mill..) Benth.000 5. Costa Stylosanthes scabra Vogel Styphnolobium japonicum (L.000 5. Stylosanthes capitata Vogel Stylosanthes guianensis (Aubl.) Moench χ S.) Syringa spp. Sporobolus cryptandrus (Stachys grandiflora (Stephan ex Willd. non Host) (Statice sinuata L. 000 10.000 60 200 4 3 50 0. Thymus vulgaris L. OR FL.) S.000 1.) Sch.000 10.000 25 10 200 5 25 180 500 50 5 20 400 60 3 250 160 1. (= Chrysanthemum cinerariifolium (Trevir. Blake Torenia fournieri Linden ex E. (= Pyrethrum spp.000 1. ME. Bieb. Tetragonia tetragonoides (Pall.) Tanacetum parthenium (L. ME OR OR OR HO FO 10. Tephrosia candida DC.) Bernh. (= Chrysanthemum ptarmiciflorum (Webb & Berthel.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5.000 5 400 60 1. OR CO. Tithonia rotundifolia (Mill. ME FL. ME FL FL FL GC HO OR FL FL IN. Taxodium distichum (L. Tanacetum achilleifolium (M.000 1.000 1. (Thuja orientalis L.) Tragopogon porrifolius L. Don Thunbergia alata Bojer ex Sims Thymus serpyllum L.) Kuntze Thalictrum spp.) Vis.F. Fourn. Bip.) Tanacetum ptarmiciflorum (Webb & Berthel. Tilia platyphyllos Scop.000 105 13. OR ME.l.) Tanacetum coccineum (Willd. (= Chrysanthemum parthenium (L.000 1. Bip.) Brenan) Tanacetum spp. Taxus spp. OR 5.000 30 20 8 5 - 770 - OR OR IN. Trachymene coerulea Graham (= Didiscus coeruleus (Graham) DC.000 5.2 10 40 6 30 300 1.000 5.) Franco Thuja plicata Donn ex D.000 30 500 320 2. f.220 363 65-100 455 84 .) ver Platycladus orientalis (L. Tilia cordata Mill.) Sch.H.000 10. s.000 10 3 - - OR ME..233 - Tagetes patula L. (= Chrysanthemum achilleifolium (M.000 5.5 0. Bip. OR OR OR ME. Wigg.000 1. Trifolium alexandrinum L.240 42 10-13 765 915 44 6.000 5.000 5.000 5. Thuja occidentalis L.000 10.) Taraxacum officinale F.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 40 20 30 Análise Pureza Outras Sementes por Número 10 5 8 - Número de Sementes por Grama 1.5 90 250 25 0. Tectona grandis L.) Sch.000 300 1. Tagetes tenuifoli Cav. Bip. OR 5. Bieb.) Kuntze) Tanacetum cinerariifolium (Trevir) Sch.000 1.000 5.) Rich. HO.) Grierson (= Chrysanthemum coccineum Willd.000 20. Trifolium michelianum Savi [incluindo Trifolium balansae Boiss.000 1.000 10.000 - Ulmus americana L.000 10. Triticum spelta L. ex A.000 1. Tropaeolum peregrinum L.500 600 1.J.) Sarg. Tripleurospermum maritimum (L.000 10.] Trifolium pratense L.000 10.000 1.500 330 1.000 1. Triticum dicoccon Schrank (= Triticum dicoccum Schrank) (Triticum dicoccum Schrank) ver Triticum dicoccon Schrank Triticum durum Desf.000 1.435 1. Trifolium fragiferum L.000 1.000 10. FO FO FO FO FO FO FO FO FO FO FO FO FO FO FO FO.000 10. Trifolium vesiculosum Savi Trigonella foenum-graecum L. Trifolium repens L.000 30 20 15 8 - 150 355 85 .000 30.000 10.000 10. Trifolium squarrosum L. Camus [Secale χ Triticum] Triticum aestivum L.000 5.5 120 120 270 120 270 350 350 350 7 4 Outras Sementes por Número 5 20 40 1 70 20 80 20 20 50 20 20 20 150 250 30 450 5 1. OR OR OR FL FL - 10.5 2 4 1 7 2 8 2 2 5 2 2 2 15 25 3 45 0. Trifolium incarnatum L.000 10.950 635 2.) Carrière Tsuga heterophylla (Raf.000 1.000 10.) Tripleurospermum perforatum (Mérat) M.000 10.000 10. GC FO FO.000 1. IN OR OR FO GC GC GC GC GC ME.000 10. Tropaeolum majus L. [incluida em Trifolium michelianum Savi] Trifolium campestre Schreb.000 25 10 Análise Pureza 0.000 30. Tsuga canadensis (L. Trifolium resupinatum L.000 30.000 1. Laínz (= Matricaria perforata Mérat) Trisetum flavescens (L. Trifolium dubium Sibth. Tropaeolum peltophorum Benth.D. ME. FL FL 1.000 1.000 10.000 10.5002. Trifolium hybridum L.5 0. Ulmus parvifolia Jacq.) P. Tunica spp.000 10.000 1.000 10.000 5.000 1.000 30.) W.000 1. Koch (= Matricaria maritima L.000 - Número de Sementes por Grama 5. Trifolium hirtum All.415 120 25 25 7 410 655 - Trifolium balansae Boiss.000 1.000 1. Trifolium subterraneum L.5 0. Trifolium lappaceum L.000 10.000 10.000 30.000 10. χ Triticosecale Wittm.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 25 25 40 25 70 25 80 25 25 50 25 25 20 150 250 100 450 5 5 25 1. Trifolium glomeratum L.925 360 1. Trifolium semipilosum Fresen. Beauv. 5 0.000 380 22 24-60 19 25-35 86 . GC FO. FO IN. OR FO. OR. Urena lobata L.) Britton) ver Glandularia canadensis (L. OR OR OR IN. IN FO FO. FO. Vicia pannonica Crantz Vicia sativa L. Verbena Grupo Hybrida (= Verbena χhybrida hort.000 5. Vicia narbonensis L. GC FO. Vicia benghalensis L.000 1.000 1.000 5.000 20.000 1. Vicia angustifolia L. ex Groenl. IN FO.000 5 2 7 0. IN - Vaccaria hispanica (Mill. Veronica austriaca L.000 1.000 1.000 5. [incluida em Vicia sativa L. Verbascum phlomoides L.000 1. IN IN.000 30.000 600 120 140 100 70 500 1. Verbascum thapsus L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 1.000 30. Valerianella locusta (L. Viburnum opulus L.000 1. OR ME. Verbena bonariensis L.000 20 10 70 5 5 5 20 20 10 160 1. (Verbena canadensis (L. [incluindo Vicia angustifolia L. Verbascum densiflorum Bertol. ME. & Rümpler) ver Verbena Grupo Hybrida Verbena rigida Spreng.000 5.) Rauschert Valeriana officinalis L. OR HO.000 1.000 10.000 5.OR IN.] Vicia articulata Hornem.] IN. & Rümpler) (Verbena χhybrida hort. Vicia dasycarpa Ten. IN OR.000 30.000 5.000 1. ex Groenl.) Willd. FL IN.000 10.000 30.) Stapf) ver Arctotis fastuosa Jacq. ME.000 1. Vicia faba L. IN OR. [incluida em Vicia villosa Roth] Vicia ervilia (L.000 - Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 30 100 30 Análise Pureza Outras Sementes por Número 15 40 100 3 30 - Número de Sementes por Grama 145 75 870 - Ulmus pumila L.3 0.000 30.000 1. FO 5. OR OR FO IN. IN FO.000 30.000 1.000 5. Urochloa mosambicensis (Hack.) Dandy Ursinia spp.000 5.000 1.) Laterr.000 1.) Nutt.] Vicia villosa Roth [incluindo Vicia dasycarpa Ten. OR. Veronica spicata L. IN ME. IN IN.5 6 6 2 80 100 120 120 1.000 30. (Venidium fastuosum (Jacq. ) (Vigna sesquipedalis (L.000 1. Vitis vulpina L.) Walp.) W. sesquipedalis (L. (= Vigna sesquipedalis (L.000 1. subsp. Gray (Zinnia angustifolia Kunth) ver Zinnia haageana Regel Zinnia elegans Jacq.) ver Catharanthus roseus Don. OR OR.) Verdc.) Hepper (= Phaseolus mungo L.000 8 5.) Walp.000 30.) Ohwi & H.000 800 1.) Walp.) [incluindo Dolichos biflorus L. GC GC GC FO. [incluindo Euchlaena mexicana Schrad.) Walp.000 1. Phaseolus radiatus L.000 30.] Vigna unguiculata (L.) Makino Zinnia acerosa (DC.) Fruwirth) (= Vigna unguiculata (L.000 250 80 700 120 11 35 - GC FO.) R. Viola tricolor L.000 1.000 5. (= Vigna sinensis (L.) Walp. OR IN.) Merr.000 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) Peso Mínimo em Gramas Amostra Média Análise Pureza Outras Sementes por Número 1. Ohashi (= Phaseolus angularis (Willd.000 60 80 20 900 30 20 6 1. Viola cornuta L.000 1. sesquipedalis (L. GC 30.000 Número de Sementes por Grama Vigna angularis (Willd.000 5. subsp.000 30.000 - 20 10 10 10 - 5 3 3 3 - - 881 764 - Xeranthemum annuum L. Vigna mungo (L. Zinnia grandiflora hort.000 800 1. Zinnia haageana Regel (= Zinnia angustifolia Kunth) GC FL OR OR OR OR 40.000 30.000 10 3 - - Yucca filamentosa L. ME OR.000 5. ver Vigna unguiculata (L.000 1.] Zelkova serrata (Thunb.. IN GC ME. (Vinca rosea L.) A.) Fruwirth) ver Vigna unguiculata (L. Vigna unguiculata (L.000 - 3 141 811 87 .) Verdc). Wight) Vigna marina (Burm.) Savi ex Hassk.000 5.) Vigna radiata (L.000 500 400 1. Vinca minor L. ME OR 30.) Verdc.000 1.000 1. GC. Viola odorata L. OR 5. Wilczek (= Phaseolus aureus Roxb. - - - - - - Zea mays L. (Vigna sinensis) ver Vigna unguiculata Vigna subterranea (L. p. Instrução Normativa nº30. BRASIL. de 23 de maio de 2008. Decreto nº5. cap. transporte. de 6 de agosto de 2003.196-199.7. OR FO BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. ed. de 16 de dezembro de 2005 (estabelece normas específicas e padrões de identidade e qualidade para produção e comercialização de diversas sementes). 2008.) L. Comercialização e Utilização de Sementes). BRASIL.000 10.6-18.8. Sampling. Diário Oficial da União: Brasília.4-26.19. seção 1. In: Regras para análise de sementes.711.2-1 a 2-47. item 8. de 21 de maio de 2008 (estabelece normas e padrões para produção e comercialização de sementes de espécies forrageiras de clima tropical). p. p. Diário Oficial da União: Brasília. BRASIL.153. 1992. Diário Oficial da União: Brasília. Instrução Normativa nº18. In: International rules for seed testing.18-26. p. de 5 de agosto de 2003). Instrução Normativa nº25. para distribuição.000 Peso Mínimo em Gramas Amostra Média 80 25 40 Análise Pureza 8 1 2 Outras Sementes por Número 40 10 20 Número de Sementes por Grama 1.45-48. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. Instrução Normativa nº9. de 18 de dezembro de 1986 (estabelece procedimentos e padrões de sementes olerícolas. 2008. BRASIL.000 10. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. OR GC FO. seção 1. de 2 de junho de 2005. Amostragem. In: Regras para análise de sementes. Zornia latifolia Sm. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Uso da Espécie Tamanho Máximo do Lote (kg) 5.11-15. Portaria nº57. p.711. BRASIL.1. Diário Oficial da União: Brasília. de 23 de julho de 2004 (aprova Regulamento da Lei nº10. seção 1. Diário Oficial da União: Brasília. Diário Oficial da União: Brasília. de 5 de agosto de 2003 (dispõe sobre o Sistema Nacional de Sementes e Mudas). p. seção 1. (aprova Normas para Produção. BRASIL. Bassersdorf. Brasília: SNAD/DNDV/ CLAV. de 19 de abril de 2006. de 23 de dezembro de 1986. seção 1. BRASIL. Zoysia matrella Steud. de 13 de abril de 2006 (aprova Modelos e Instruções de Preenchimento dos Boletins Oficiais de Análise de Sementes e Boletins de Análise de Sementes). 88 . p. 1992. cap. 26 de julho de 2004. cap.325 - Zinnia peruviana (L.2.13-54. seção 1. 20 de dezembro de 2005. de 10 de junho de 2005. Determinações adicionais – teste de heterogeneidade (H) para sementes embaladas em sacos. BRASIL. seção 1. Zoysia japonica Steud.1-4.653 -19. Diário Oficial da União: Brasília. p. Lei nº10. p. comércio de sementes fiscalizadas e para importação). Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. p.659. 73p.gov/~sbmljw/ istalisteo. Bassersdorf: Nomenclature Committee.2009.gov/~sbmljw/ istalistad.ars-grin. Disponível em: http:// www.html. 5.2009.ars-grin. 89 .2008 e em 01 mar. www.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION.ars-grin.gov/cgi-bin/npgs/html/taxassoc.ed. List of stabilized plant names.ars-grin. a ago. www.html.pl acessado para verificar nomes científicos e sinonímias. até outubro de 2008 e em 01 mar. www. 2007.html acessado em jul.gov/~sbmljw/ istalistpz. . ANÁLISE DE PUREZA . enrugadas. declarada pelo requerente. Em Poaceae a) Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse com endosperma b) Cariopses B . desde que elas possam ser identificadas definitivamente como sendo da espécie em análise) a não ser que transformadas em esclerócio fúngico visível (ver 2.Em certos gêneros de Poaceae a) Um tamanho mínimo da cariopse é exigido (2. Cupressaceae e Taxodiaceae com o tegumento da semente inteiramente removido são consideradas material inerte (2.8. 2.8.5. nos quais os apêndices permanecem aderidos às sementes.B para exceções quando o Método de Ventilação Uniforme é usado).3. por gênero e família botânica.3.2.Pedaços de unidades de dispersão maiores do que a metade de seu tamanho original. Brassicaceae.E). e) Antécios estéreis ligados a um antécio fértil não são removidos (2. esses não são removidos. de tamanho menor. Além das sementes inteiras. ou como sendo a predominante na amostra e deve incluir todas as variedades botânicas e cultivares da espécie. B .8).1 OBJETIVO Determinar a composição percentual por peso e a identidade das diferentes espécies de sementes e do material inerte da amostra e por inferência a do lote de sementes.Unidades de dispersão intactas também designadas como diásporos.. núculas. As Definições de Semente Pura e o quadro com o número da Definição de Semente Pura (DSP).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 2.4. etc.b).5. c) A separação da semente pura e do material inerte é feita pelo Método de Ventilação Uniforme (ver 2. certas exceções são feitas para alguns gêneros ou espécies apresentadas em 2. independentemente se o eixo hipocótilo-radícula + plúmula e / ou se mais da metade de seu tegumento estiverem aderidos.8.).3.2 DEFINIÇÕES 2. f) Em certos gêneros.4).1 SEMENTE PURA São consideradas puras todas as sementes e/ou unidades de dispersão pertencentes à espécie em exame. encontram-se em 2.7. cremocarpos. As seguintes estruturas (mesmo se imaturas. 92 .5. mas são informados de acordo com 2. antécios. esquizocarpos. b) A presença de cariopses em espiguetas e antécios férteis não é sempre obrigatória (2.2: A . como definido para cada gênero ou espécie na Definição de Semente Pura (2. aquênios. estruturas típicas de carvão ou galhas de nematóides: A .3.b). n°33).Sementes de Fabaceae.2. d) A unidade-semente múltipla (USM) e deixada intacta na fração “Semente Pura” (2. Dos princípios gerais acima. 2. isto é. maduras e não danificadas das espécies devem ser incluídas como puras as sementes que se encontrarem nas seguintes condições: 1.5. infectadas ou germinadas. Quadro 2. Em Fabaceae: cotilédones separados são considerados material inerte.8. D. as características distinguíveis descritas na Definição de Semente Pura (item 2. A. as cápsulas de Oxalis spp.Sementes de Cuscuta spp. Spermacoce. Chamaecrista.Sementes de Plantago lanceolata enrugadas e de coloração preta sem nenhuma porção de coloração marrom são classificadas como material inerte.8). Richardia. Ludwigia spp.A unidade-semente múltipla deve ser separada e as unidades individuais são classificadas de acordo com a Definição de Semente Pura (2.3. com invólucro gamófilo e pericarpo ausente.2 OUTRAS SEMENTES Em outras sementes devem ser incluídas as unidades de dispersão de qualquer outra espécie de planta que não aquela da semente pura.5. G.3 MATERIAL INERTE Material inerte deve incluir unidades de dispersão e todos os outros materiais e estruturas não definidas como semente pura ou outras sementes. frágeis e de coloração cinzenta a creme-esbranquiçada.Sementes de Plantago lanceolata enrugadas e de coloração preta sem nenhuma porção de coloração marrom são classificadas como material inerte.2.b com a cariopse menor do que o tamanho mínimo prescrito. B. deve-se usar as definições citadas em 2. 2. Para espécies e gêneros sem definições nas Definições de Semente Pura (2. o solanídio de Solanum.Unidades de dispersão de Ambrosia spp. Crotalaria. Em Fabaceae: cotilédones separados são considerados material inerte. são classificadas como material inerte.8).b C.Antécios das espécies listadas em 2. B. C. independentemente se o eixo hipocótilo-radícula + plúmula e / ou se mais da metade de seu tegumento estiverem aderidos. D. Mimosa e Senna devem ser separados ou abertos e as sementes devem ser removidas. Sidastrum. exceto em alguns gêneros listados em 2. como segue: A. Cupressaceae e Taxodiaceae com tegumento inteiramente removido. Sida. Desmodium. A unidade-semente múltipla como os esquizocarpos das espécies de Malva. Brassicaceae.Apêndices não classificados como parte da Semente Pura nas Definições de Semente Pura para as espécies (2.5. frágeis e de coloração cinzenta a creme-esbranquiçada.2. Malvastrum.. e Silene gallica e os legumes. F. como de Aeschynomene.8) também devem ser aplicadas. 93 .2. Com respeito à classificação como outras sementes ou material inerte. o receptáculo cônico de Anthemis cotula. Apêndices não citados nas Definições de Semente Pura devem ser removidos e incluídos no material inerte. são classificadas como material inerte. Pavonia.1.Pedaços de unidades de dispersão quebrados ou danificados iguais ou menores do que a metade de seu tamanho original.8). O material que não é semente deve ser classificado como material inerte..3. são classificadas como material inerte.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 2.8).Sementes de Cuscuta spp. Antécios estéreis ligados a um antécio fértil devem ser removidos. exceto para algumas espécies ou gêneros como indicado nas Definições de Semente Pura (2.Sementes de Fabaceae. E.Unidades de dispersão nas quais é óbvio que não contenha a semente. com invólucro gamófilo e pericarpo ausente.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES H. lemas.2). exceto outras sementes (2. larvas e qualquer outro material que não seja semente. glumas vazias. páleas. luz transmitida.2). das sementes pesadas (2. que são indicados em porcentagem por peso da amostra de trabalho. É importante o uso da luz transmitida do diafanoscópio para espécies de Poaceae na separação de antécios estéreis dos férteis e pode ser usada. outras pequenas partículas. As peneiras podem ser utilizadas na análise de pureza na separação de palhas. sua porcentagem em peso pode ser determinada. colmos. J.Todos os materiais da “fração leve”.4). areia. terra. K. principalmente antes do uso do soprador de sementes. as outras sementes encontradas na análise de pureza são identificadas e incluídas nessa determinação.2. peneiras e sopradores são frequentemente usados na análise de pureza para a separação da amostra de trabalho em seus componentes. alas. também. pedras. quando a separação for feita pelo Método da Ventilação Uniforme (2. O microscópio estereoscópico é obrigatório para a correta identificação das sementes.2. para detectar galhas de nematóides e frutificações de fungos. escamas de cones. Quando a Determinação de Outras Sementes por Número for realizada (Capítulo 4). partículas de solo. separação de pequenas sementes e/ou unidades de dispersão.2. são classificadas como material inerte. quando solicitado pelo requerente. quando a separação for feita pelo Método da Ventilação Uniforme (2. flores. folhas. 2. cascas. pedrinhas.Unidades de dispersão de Ambrosia spp. para separar material leve.5 PROCEDIMENTO 2.4 EQUIPAMENTOS Lentes de diversos aumentos (de no mínimo 4X).4). pedaços de tegumento ou pericarpo. Os sopradores podem ser usados em Poaceae.Antécios estéreis não aderidos. luz refletida. 2. 2.5. Outras Sementes e Material Inerte.3 PRINCÍPIOS GERAIS A amostra de trabalho é separada em três compo nentes: Semente Pura.1 AMOSTRA DE TRABALHO A amostra de trabalho deve ser obtida por homogeneização e divisão da amostra média de acordo com 1.1) e outras sementes (2. Cada tipo de material inerte presente deve ser identificado tanto quanto possível e.5. 94 . galhas de nematóides.5. esclerócio e estruturas típicas de carvão. fragmentos e a revisão das amostras de sementes de forrageiras.Na “fração pesada”.4). frutificações de fungos como ergot.5. palhas. I. insetos.5. como uma ferramenta auxiliar na execução da análise de pureza. antécios quebrados e cariopses iguais ou menores do que a metade de seu tamanho original e qualquer outro material que não seja semente pura (2. como palhas e antécios vazios. em peso complementar. 00 a 99.número mínimo de casas decimais para a pesagem).1 − Número mínimo de casas decimais.000 a 9. Em misturas constituídas de duas ou mais espécies ou grupos de espécies. além de separar o material inerte e as outras sementes. deve ser determinado pelo peso da espécie ou do grupo de espécies que compõem mais de 50% da amostra. d) Mistura de espécies Em misturas constituídas de sementes com uma espécie predominante ou com um grupo de espécies.0 a 999. desde que nenhuma delas ocorra em mais de 50% da amostra.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 2.2. c) Espécies de sementes exageradamente grandes ou pequenas O peso da amostra de trabalho deve basear-se numa amostra contendo nunca menos que 2.2 do Capítulo de Amostragem.500 sementes. A média encontrada deverá ser arredondada para o número inteiro mais próximo. para cada uma das espécies que compõem a amostra. o peso da amostra de trabalho. o peso da amostra de trabalho deve ser a média ponderada dos pesos relacionados no Quadro 1. de tamanho semelhante.2 Os pesos mínimos das amostras de trabalho para as diferentes espécies de sementes encontramse no Quadro 1. desde que não seja maior do que 1.99 100. os quais podem ser maiores até um limite de 3% do peso prescrito. para a Análise de Pureza e para a Determinação de Outras Sementes por Número. conforme 2.1g. cada uma retirada independentemente da amostra média. Peso da amostra de trabalho ou subamostras (g) < 1. com no mínimo a metade deste peso.2.2 O peso da amostra de trabalho pode ser determinado por comparação com uma espécie de semente que tenha tamanho e peso semelhante.000g e nunca menor do que 0.5.500 sementes.000 Número de casas decimais exigidas para a amostra de trabalho ou subamostras e para cada um de seus componentes 4 3 2 1 0 95 .2 PESO MÍNIMO DA AMOSTRA DE TRA BALHO a) Espécies relacionadas no Quadro 1. desde que contenha no mínimo 2.e (Quadro 2.999 10.000 1. A análise de pureza é realizada separando-se cada uma das espécies que compõem a porção “Semente Pura”.1 .1. QUADRO 2.9 > 1. b) Espécies não relacionadas no Quadro 1. A análise pode ser realizada sobre uma amostra de trabalho deste peso ou sobre duas subamostras. e) Número mínimo de casas decimais para a pesagem O número mínimo de casas decimais necessárias para a pesagem com a finalidade de calcular a porcentagem com uma casa decimal é indicado no Quadro 2.5. de tamanhos diferentes. A amostra de trabalho ou as subamostras devem ser pesadas com o número de casas decimais necessário para calcular a porcentagem de seus componentes com uma casa decimal. Se nesse exame for óbvio que os frutos não contenham sementes. devem ser pesadas separadamente e informadas. sem diafanoscópio ou outro equipamento especial. esquizocarpos. cremocarpos. deve(m) ser examinada(s) e separada(s) nos três componentes: semente pura.8) nos 15.8) para a espécie em exame e deve ser realizada através das características visíveis da semente. de acordo com 2. outras sementes e material inerte. Chloris. Em outros gêneros ou espécies. Esses apêndices devem ser deixados aderidos aos frutos e se solicitado pelo requerente. os frutos podem ter vários apêndices aderidos como aristas.1. XFestulolium e Elytrigia repens um antécio fértil (lema e pálea) com uma cariopse de pelo menos um terço do comprimento da pálea. outros frutos e sementes devem ser examinados apenas superficialmente. os apêndices mais longos que o maior comprimento da semente devem ser informados.7. e) Unidade-Semente Múltipla Quando solicitado pelo requerente.8) nos 47. deve permanecer aderido e deve ser incluído na fração semente pura. b) Poaceae Em Lolium. hastes. Koeleria. exceto em Poaceae As unidades de dispersão como os aquênios. Avena. Dactylis. um antécio fértil com a cariopse em qualquer estádio de desenvolvimento é considerado como semente pura. XFestulolium. Bromus.5.7. Em Arrhenatherum. depois de pesadas e conferidas quanto à autenticidade dos dados do requerente com relação à espécie. carpídios. Koeleria e Lolium. Sorghum e Triticum spelta um antécio estéril preso a um antécio fértil não é removido. de acordo com 2. conforme Quadro 2. Dactylis. XFestulolium. Bromus. Poa. para Triticum spelta e nos gêneros Avena. 38. de acordo com 2. essas devem ser separadas e sua porcentagem por peso deve ser informada em separado. com ajuda mecânica (peneiras ou sopradores) ou utilizando pressão sem prejudicar a sua capacidade de germinação. d) Sementes com apêndices aderidos Em certos gêneros. um antécio fértil com uma cariopse menor do que um terço do comprimento da palea é considerado material inerte. sem o uso de pressão. c) Sementes aladas Quando em amostras de sementes com Definição de Semente Pura (2. Holcus. Festuca.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 2. Festuca.3 SEPARAÇÃO DOS COMPONENTES A amostra de trabalho ou as subamostras. Lolium. núculas. como consta na Definição de Semente Pura (2. a Unidade-Semente Múltipla. mericarpos.8) n° 33. 96 . Por outro lado. esses devem ser considerados material inerte. A separação da Sementes Pura deve ser realizada com base na Definição de Semente Pura (2. medido a partir da base da ráquila.7. mas sementes pequenas devem ser examinadas na lupa. 51 e 64 estiverem presentes sementes aladas. As seguintes particularidades devem ser consideradas na separação dos componentes: a) Em todas as famílias. como na Definição de Semente Pura (2. Os componentes devem ser pesados em gramas com a precisão necessária para calcular a porcentagem com uma casa decimal. 46 e 62. etc. Festuca. é considerado semente pura ou outra semente. Se este procedimento for seguido. Quando do peso inicial (PI) da amostra média forem removidas impurezas (IM) consideravelmente diferentes.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES f) Procedimento quando determinadas impurezas causam dúvidas nos resultados Impurezas consideravelmente diferentes em tamanho ou peso da semente da amostra que está sendo analisada podem comprometer os resultados do teste. Se as impurezas são fáceis de eliminar pelo uso de peneiras. IM1 = peso das impurezas (g) que possuem efeito indevido. removidas e classificadas como material inerte. de material inerte (MI) e de outras sementes (OS): Semente pura SP2 (%) = MI2 (%) = OS2 (%) = SP1 x MI1 x OS1 x PI – IM PI PI – IM PI PI – IM PI + D1 + D2 Material inerte Outras sementes Onde: D1 = Onde: D2 = IM1 PI X 100 IM2 PI X 100 Onde: D PI = porcentagem de impurezas indevidas = peso inicial das sementes (g) de onde são tiradas as impurezas que têm efeito indevido sobre os resultados. Esses casos podem acontecer com pedras ou sementes grandes de cereais em amostras de sementes pequenas. Verificar se: SP2 + MI2 + OS2 = 100% Exemplo: Em uma amostra média (60g) de Azevém aparecem sementes de Trigo e Material Inerte (pedras fragmentos de plantas muito grandes) A amostra média é peneirada. as porcentagens dessas impurezas devem ser informadas. IM2 = peso das impurezas (g) que possuem efeito indevido. dividida e executar a análise normalmente na amostra de trabalho. o seguinte cálculo deverá ser realizado para porcentagem de semente pura (SP). homogeneizada e dividida: Removeu-se da amostra média (60g = PI): 12g de sementes de trigo (IM2) 14g de material inerte (IM1) Soma das impurezas (IM) = 26g 97 . removidas e classificadas como outras sementes. remove-las em toda a amostra média (ou em uma amostra de pelo menos 10 vezes o peso usado para análise de pureza). Em seguida a amostra média deve ser homogeneizada. 74 x 0.010 4.33 OS1 x = 16.566 + 23.00 onde: = 16.180 % 66.00 Semente Pura SP2(%) = SP1 x PI – IM PI • Substituindo os valores: SP1 = semente pura (%) PI = material removido da amostra média (peso) IM = amostra média (peso) SP2(%) = 66.008 0.42 16.9 32.26 60 MI1 x = 66.997 0.004 5.3% • Verificar se: SP2 + MI2 + OS2 = 100.180 .a diferença entre o peso inicial e o peso final: 6.00 37.997 = 0.42 x 0.8 + 29.83 16.8 29.013 que é < 0.42 x 60 – 26 60 + 20.56 PI – IM PI = 37.0% 98 .9% + D1 Material inerte MI2(%) = • Substituindo os valores: MI1 = material inerte da análise de pureza (%) MI2(%) = 16.74 x 60 – 26 60 + 23.010 – 5.83 x 0.74 - Resultado Final (%) 37.0% = 29.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Amostra de Trabalho Peso inicial Semente Pura Outras Sementes Material Inerte Peso Final 3% do Peso Inicial g 6.83 x 60 .9 + 32.3 = 100.33 + D2 = 32.3 100.0 - • Compara-se o peso inicial e o final da amostra de trabalho: .985 1.33 D2 = x 100 substituindo os valores D2 = x 100 = 20.180 • Cálculo para % do Resultado Final: D1 = IM1 PI IM2 PI x 100 substituindo os valores D1 = 14 60 12 60 x 100 = 23.566 + 20.8% Outras sementes OS2(%) = PI – IM PI • Substituindo os valores: OS1 = outras sementes da análise de pureza (%) OS2(%) = 16.3% do peso inicial é 0. ovina.23 = 26. Lolium. a unidade de dispersão será classificada como Semente Pura ou Outras Sementes.93 15. Porém. Triticum e XTriticosecale e em outros casos semelhantes. Poa. Pesa-se cada um dos três componentes.898 5. Separa-se a semente pura (azevém + festuca).2. F. quando ocorrer um dano no tegumento ou pericarpo devese decidir se a parte remanescente da unidade de dispersão é maior do que a metade de seu tamanho original e então aplicar essa regra. elas são consideradas Semente Pura ou Outras Sementes. os detalhes devem ser informados. independentemente se estão vazias ou cheias. A%= peso das sementes da espécie A peso total de 400 ou 1.07 .015 4.0 - 99 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES g) Sementes danificadas Se as unidades de dispersão definidas em 2.898 0.23 = 57.8). Se esse procedimento for seguido. Festuca rubra.1 não mostram evidências de dano no tegumento ou pericarpo.015g) observa-se a presença de um grande número de sementes de Festuca. Brassica.70 +10.000 sementes A = espécie contaminante a ser calculada P1 = % inicial de semente pura x P1 Onde: • Essa porcentagem (A%) é adicionada à porcentagem do componente Outras Sementes. Antécios e cariopses quebrados são classificadas como Semente Pura ou Outras Sementes se o pedaço for maior do que a metade de seu tamanho original (2.985 0.0%. • Quando a amostra contém sementes semelhantes de duas ou mais espécies. 015 0. Se esta avaliação não puder ser facilmente realizada. procedendo-se sobre esta porção a separação e o cálculo da porcentagem de cada espécie presente. apenas o nome do gênero deve ser informado no Boletim de Análise de Sementes. Peso inicial Semente Pura Outras Sementes Material Inerte Peso Final 3% do Peso Inicial g 6. Da porcentagem inicial de Semente Pura é subtraída a porcentagem da espécie indistinguível (A%) para retornar ao total de 100. cuja separação seja muito difícil de ser realizada na amostra inteira.9 26.84 16. incluindo o número de sementes analisadas. h) Sementes de espécies indistinguíveis • Quando for difícil ou impossível a distinção entre espécies botânicas de um gênero. Não é necessário que cada unidade de dispersão seja virada para determinar a presença ou ausência de orifícios ou outras áreas danificadas na parte inferior.2 100.10.9 15.22 Resultado Final (%) 57. o material inerte e as outras sementes. ou preferivelmente 1.180 % 68. • Esse procedimento é aplicável para sementes de Agrostis. permite-se separar ao acaso 400.000 sementes. Exemplo: Na análise de pureza de sementes de Azevém (6. 150 x 68.2 Tamanho da amostra O tamanho da amostra de trabalho é de 1g para Poa pratensis e Poa trivialis e de 3g para Dactylis glomerata. Soma-se a porcentagem de festuca (10. A pressão de ventilação para Poa trivialis é obtida pela multiplicação do índice de ajuste do soprador para Poa pratensis por 0.3% do peso inicial é 0.998 = 10.93%.23% • Subtrai-se a porcentagem de sementes de festuca (10.07 0.015 – 5.82 (aplicável somente para o soprador de sementes General Seed Blowers).4 MÉTODO DE VENTILAÇÃO UNIFORME O Método de Ventilação Uniforme pode ser utilizado para Poa pratensis. Portanto: % de festuca = 0.5.180 • Da porção semente pura (azevém + festuca) retira-se ao acaso 1. deve ser calibrada e dotada de marcações que permitam fácil leitura.1 Equipamento Para a realização do Método de Ventilação são utilizados os sopradores de sementes. sob qualquer pressão requerida.82 (aplicável somente para o soprador de sementes General Seed Blowers).000 sementes < 0. 2.35g é obtida pela multiplicação do índice obtido para Poa pratensis por 0. 100 . É desejável para a padronização do soprador que este tenha um manômetro. para ser usado no Método de Ventilação Uniforme.117 que é < 0.07%) obtendo-se a porcentagem de semente pura de azevém (57. A pressão da ventilação é determinada para Poa pratensis e Dactylis glomerata através de uma amostra de calibração fornecida pela ISTA.898g). determinadas pelo uso de amostras de calibração.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES • Compara-se o peso inicial e o final da amostra: .180 .5. nessa quantidade encontrou-se 150 sementes de festuca (que pesaram 0. 2.5. A fim de manter um fluxo de ar uniforme. d) Marcar com precisão o tempo. A válvula ou registro que regula o fluxo de ar deve ser capaz de ajustes precisos. e meios para sua padronização.4.a diferença entre o peso inicial e o peso final: 6. A válvula de pressão deve ser verificada periodicamente através da ventilação de uma amostra padrão. c) Ser rapidamente ajustável a qualquer intensidade de pressão.23%) da porcentagem de Semente Pura (azevém + festuca 68.000 sementes. o soprador deve ter uma ou mais câmaras de compressão de ar e um ventilador movido por motor de velocidade uniforme.898 = 0. 2.998g. as amostras de calibração e de trabalho devem ser expostas às condições de ambiente. A pressão de ventilação para variedades de Poa pratensis com peso médio de 1. deve ser capaz de: a) Soprar em diferentes pressões.150g) e 850 sementes de azevém (que pesaram 0. Sua confecção e localização devem assegurar correntes de ar uniformes ao longo do tubo de ventilação.23%) com a porcentagem de outras sementes (16. que pesam 0. Um bom soprador de sementes deve proporcionar um fluxo de ar uniforme. Poa trivialis e Dactylis glomerata. Antes da calibração.4. além de possuir compartimentos para reter todas as partículas que ele separa. b) Manter um fluxo uniforme de ar ao longo do tubo. para se adaptar a diferentes espécies. Um soprador.70%) e obtém-se 26.84%). O diâmetro do tubo de ventilação do soprador deve ser proporcional ao tamanho da amostra de trabalho e ser suficientemente longo para permitir a separação satisfatória da amostra. cortiçadas. Pelo menos 400 ou preferivelmente 1. C. 2. b) Outras sementes (incluindo outras espécies de Poa em Poa pratensis e Poa trivialis).Ventilação Ajuste o soprador para o índice de ventilação obtido com a amostra de calibração uniforme. Estas são separadas mediante uso da lupa nas diferentes espécies de Poa presentes. c) Outras sementes (incluindo outras espécies de Poa). devem ser considerados como material inerte.3 Procedimento A. é geralmente mais fácil remover todos os antécios das frações pesada e leve e determinar a porcentagem de outras sementes com base no peso total. Quando sementes de outras espécies de Poa estão presentes em uma amostra de Poa pratensis ou Poa trivialis em quantidades maiores (3-5%). brancas ou quebradiças.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 2. a) Todos os antécios e cariopses de Poa pratensis. hastes.2 e 2.2 e 2. b) Todos os antécios múltiplos intactos de Poa pratensis e Poa trivialis e unidades múltiplas de sementes de Dactytis glomerata (2.2.6). galhos. etc. Todas as unidades de dispersão da espécie em análise que permanecem no recipiente após a ventilação (isto é. d) Antécios e cariopses livres (lema e pálea ausentes) danificadas por insetos ou doenças. incluindo cariopses esponjosas. (por ex. A porcentagem de cada espécie é. etc. areia. retida nas aletas. engloba as unidades de sementes e outros materiais removidos através da ventilação.8 n° 33. se nenhuma outra espécie de Poa estiver presente na fração leve). B. Quando antécios férteis de Poa spp. areia. D.000 antécios devem ser tomados aleatoriamente dessa mistura (ou dos antécios da fração pesada. o analista pode utilizar o método alternativo descrito a seguir em “D”. hastes.2. Poa trivialis ou Dactylis glomerata como material inerte: a) Antécios com ergot projetando-se para além da ponta do antécio.4. Se as sementes dessas espécies estão presentes em pequena quantidade (1-3%).8 n° 33).2. c) Antécios com frutificações de fungos como ergot. galhos. então. devem ser classificadas de acordo com os itens 2. iguais ou menores do que a metade de seu tamanho original. devem ser classificados de acordo com 2. Para Dactylis glomerata considerar o disposto em 2. contidos na fração leve.Separação da fração pesada 1. Poa trivialis ou Dactylis glomerata.5.2.3. a fração pesada) devem ser consideradas como semente pura incluindo: a) Antécios individuais intactos. 101 . Coloque a amostra de trabalho no recipiente e acione o soprador por exatamente três minutos. Poa compressa) estão presentes em amostra de Poa pratensis ou Poa trivialis é necessário examinar toda a fração leve sob a lupa.3. Classificar os seguintes antécios e cariopses de Poa pratensis.Separação da fração leve A fração leve. b) Antécios e cariopses quebrados.Procedimento alternativo para outras espécies de Poa classificadas como outras sementes em Poa pratensis ou Poa trivialis Antécios férteis de outras espécies cultivadas de Poa são removidas da fração leve e em seguida homogeneizados com os antécios da fração pesada. inteiramente fechados dentro da lema e da pálea. determinada por peso (2. e) Antécios quebrados e cariopses maiores do que metade de seu tamanho original. Em situações especiais. 102 . das sementes pesadas. para verificar se ocorreu ganho ou perda de peso.4. o qual é retido na(s) aleta(s).1) subtrair ou adicionar 0. ou de algum tipo de material inerte específico.6.6.1 UMA AMOSTRA DE TRABALHO 2. exceto se solicitado pelo requerente.6. como palhas e antécios vazios. a análise de pureza da amostra deve ser realizada pelo método manual. quando a amostra apresentar material muito diversificado.0%. A intensidade da corrente de ar deve ser controlada de modo a separar o material leve.1. com uma casa decimal.3 Procedimento de arredondamento Frações que devem ser informadas como “Traço” (ver 2. assim como fragmentos de sementes resultantes de quebras ou danos causados por insetos ou moléstias. A fração considerada semente pura no final do procedimento deverá ser homogeneizada antes da obtenção de amostras de trabalho para outros testes.5. 2.7.1 Teste para ganho ou perda de peso durante a análise Somar o peso de todas as frações da amostra de trabalho.Procedimento para sementes tratadas Quando tratamentos químicos afetam as características de ventilação das sementes. deve constar no Boletim de Análise de Sementes: “Devido ao tratamento químico. na realização da análise de pureza.4 Uso alternativo de ventilação Equipamentos de ventilação podem ser utilizados como ferramenta auxiliar. Se a soma não totalizar 100. 2.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES E. Não é necessário calcular a porcentagem de sementes de espécies diferentes da semente pura.1. de acordo com 2. enquanto o material pesado permanece no fundo do recipiente.2 Cálculo da porcentagem dos componentes A porcentagem por peso de cada componente deve ser informada no Boletim de Análise de Sementes. deve constar no Boletim de Análise de Sementes: “Devido ao tratamento químico a porção “Semente Pura” usada para a germinação foi obtida pelo método manual”. Somando as porcentagens de todas as frações estas devem totalizar 100. Quando a análise de pureza for realizada antes do tratamento das sementes e apenas for solicitado o resultado de germinação após o tratamento.6 CÁLCULO E EXPRESSÃO DE RESULTADOS 2. como por exemplo em Poaceae. Esta soma deve ser comparada com o peso inicial. 2.6.1% ao maior valor (normalmente na fração de semente pura). As porcentagens devem ser baseadas na soma dos pesos dos componentes e não no peso inicial da amostra de trabalho.9 ou 100.7) são excluídas do cálculo. Todas as frações devem ser examinadas para a separação dos três componentes. qualquer fração poderá ser repassada no ventilador para facilitar a separação. Se for necessário uma correção maior do que 0. Se houver diferença maior do que 3% do peso inicial.0% (99. a análise de pureza foi executada pelo método manual”.1% deve-se verificar se não houve erro de cálculo.1. para separar o material leve. um novo teste deve ser realizado. Nesse caso. O resultado do novo teste é então informado. 2. na Determinação do Grau de Umidade (Capítulo 7 – Tabelas 7.5).6. Material Inerte e Outras Sementes de cada subamostra e recalcular as porcentagens baseadas na soma total do peso de cada fração da análise de pureza. Se houver diferença maior do que 3% do peso inicial.2. respectivamente. 1. Aplicar o mesmo procedimento para todos os componentes.3 e 7. ou algum tipo específico de Material Inerte.2 o “P” indica o gênero que apresenta unidade de dispersão que não deslizam facilmente.2.f. usar o procedimento como descrito em 2. usar o seguinte procedimento: a) Analisar mais pares de subamostras (porém não mais do que quatro ao todo) até que seja obtido um par com seus componentes dentro da tolerância.2 deste Capítulo. c) A porcentagem de um componente ao ser informada deve ser calculada através da média de todos os pares remanescentes. É recomendável verificar a causa da variação apresentada. calcular a média de cada componente como prescrito em 2. ou indica outros gêneros que apresentam unidades de dispersão com apêndices (ganchos. como as palhentas em Poaceae (a não ser que suas estruturas palhentas tenham sido previamente removidas). Nestes casos. deve ser realizado um novo teste com duas novas subamostras de trabalho. 1.5.3. São consideradas ‘palhentas’ as unidades de dispersão que não deslizam facilmente e são propensas a aderirem umas às outras ou a outros objetos. Todas essas estruturas estão agrupadas sob o termo “palhentas” tanto no Quadro 2. b) Descartar qualquer par no qual a diferença entre seus componentes exceder o dobro da tolerância. como na Amostragem (Capítulo 1 – Tabelas 1.2. 2. Somar as porcentagens originadas de cada subamostra e calcular a média para cada componente (agora as porcentagens podem ser arredondadas para um mínimo de duas casas decimais. Conferir as tolerâncias e arredondamentos conforme descrito em 2.2 e 2.6.1. não podem ser limpas ou não são amostradas facilmente e podem fazer com que outras sementes fiquem presas ou aderidas às sementes cultivadas.2. Localizar a média do componente em questão nas colunas A e B.2.1 Teste para ganho ou perda de peso durante a análise Somar o peso de todas as frações componentes de cada subamostra de trabalho independentemente.2 Cálculo das porcentagens dos componentes Para cada subamostra de trabalho.4. alas. porém. A base de cálculo da porcentagem deve ser a soma dos pesos dos componentes de cada subamostra de trabalho e não o seu peso inicial.3 Teste para variação entre as duas subamostras de trabalho A diferença para cada componente das duas subamostras de trabalho não deve exceder a tolerância dada no Capítulo 18.6. as colunas C e D (palhenta) fornecerão a máxima diferença permitida entre os dois valores do componente.6.4) e nas Tabelas de Tolerância (Capítulo 18). Se atendido esse requisito. Tabela 18.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 2. especialmente. conforme 2. No Quadro 2. Não é necessário calcular a porcentagem de sementes de espécies diferentes da Semente Pura.2.3. Se todos os componentes estiverem dentro da tolerância. Essa soma deve ser comparada com o peso inicial para verificar se ocorreu ganho ou perda de peso.2 DUAS SUBAMOSTRAS DE TRABALHO 2. não corrigir para 100. o resultado do novo teste é então informado.3).2. Uma amostra deve ser considerada palhenta se o total de todas as estruturas palhentas (incluindo material inerte palhento) é de um terço ou mais do peso da amostra.6.3 e 2. espinhos.2.4. com pelo menos duas casas decimais.6.7.0%).6. 2.4 e 1. se os testes adicionais também mostraram muita diferença. 103 .6. somar os pesos da Semente Pura. 7. calcular a porcentagem em peso de cada componente (2.4.2. Para determinar a porcentagem final a ser informada. etc) ou que apresentam superfície rugosa. Se qualquer um dos componentes estiver fora da tolerância. exceto se solicitado pelo requerente. 1. 45 0.080 que é < 0.028g x x = 0.938 = 0.01 0.95% 2ª subamostra 2.018 2.92 0.04 Média (%) 95.3% do peso inicial é 0.842 94.938g ———— 100% 0.028 0.007 – 3.a diferença entre o peso inicial .01 0.45% • Cálculo da porcentagem de outras sementes: 1ª subamostra 3.060g x x = 2. 104 .938 0.a diferença entre o peso inicial e o peso final: 3.63 2.007 2.73 1.090 .938g ———— 100% 0.63 3.088 2. 1ª subamostra g % 3.079g x x = 2.090 2ª subamostra g % 3.59 * Fora da tolerância (portanto deve-se analisar mais pares de subamostras).079 2.92% • Cálculo da porcentagem de material inerte: 1ª subamostra 3.009g ———— 100% 0.63 2ª subamostra (%) 97.009 = e o peso final: 3.090 - Peso Inicial Semente Pura Outras Sementes Material Inerte Peso Final 3% do Peso Inicial • Compara-se o peso inicial e o final de cada subamostra: 1ª subamostra 2ª subamostra .938g ———— 100% 2. entra-se com a média de cada um dos três componentes nas colunas A ou B e procura-se a tolerância na coluna D.009g ———— 100% 0.01% 2ª subamostra 2.090 • Cálculo da porcentagem de semente pura: 1ª subamostra 3.002 que é < 0.12 1.94 2.95 2.04 2.842g x x = 94.090 0.56* 1.62% 2ª subamostra 2.088g x x = 2.97* 0.92 Material Inerte 2.4.47 1.45 Outras Sementes 2. porque o azevém é uma espécie palhenta: 1ª subamostra (%) Semente Pura 94.3% do peso inicial é 0.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Exemplo: A análise de pureza de Azevém (semente palhenta) foi realizada com duas subamostras de trabalho.04% • Usar a Tabela de Tolerância – 18.34 Tolerâncias Diferenças 2.018 – 2.090 .060 2.009 0.850g x x = 97.850 97.95 0.009g ———— 100% 2. • Usar a Tabela de Tolerância – 18.090 .48 0.a diferença entre o peso inicial .86 2.4.80 1.142 0.11 2.5 - Semente Pura Outras Sementes Material Inerte Peso Final 105 .090 4ª subamostra g % 3.005 = e o peso final: 3.090 0. porque o azevém é uma espécie palhenta: 3ª subamostra 4ª subamostra (%) (%) Semente Pura 94.67 Média Tolerâncias Diferenças (%) 94.080 2.800 94.022 – 2.090 - Peso Inicial Semente Pura Outras Sementes Material Inerte Peso Final 3% do Peso Inicial • Compara-se o peso inicial e o final de cada subamostra: 3ª subamostra 4ª subamostra .839+2.090 • Calcular a porcentagem de semente pura.081 2.1 2.149 5.005 0.842+2. • Cálculo da porcentagem final – fazer a média de todos os pares de subamostras remanescentes: g 2. outras sementes e material inerte da 3ª e 4ª subamostra.060+0.003 que é < 0.088+0.028+0.008 – 3.839 94. da mesma forma que calculada para 1ª e 2ª subamostra.086 2.008 2. entra-se com a média de cada um dos três componentes nas colunas A ou B e procura-se a tolerância na coluna D.957 Resultado final (%) 95.01 • Desprezar qualquer outro par no qual a diferença entre os componentes exceda o dobro da tolerância.86 0.70 0.4 2.a diferença entre o peso inicial e o peso final: 3.66 2.062 que é < 0.079 g 5.74 Material Inerte 2.080+0.079+0.67 2.666 0.74 0.800 0.3% do peso inicial é 0.081 0.086+0.850+2.78 0.59 0.59 Outras Sementes 2.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES • Analisar mais pares de subamostras (não mais do que quatro) até um par ter seus componentes dentro da tolerância: 3ª subamostra g % 3.960 0.090 .079 2.48 94.960 = 0.66 3.67 1.022 2.38 0.54 2.3% do peso inicial é 0.12 2. 6. analisar mais uma ou duas amostras de trabalho até que um par de amostras é obtido com seus componentes dentro da tolerância (não mais do que quatro amostras no total).). em porcentagem e com uma casa decimal. Neste caso.6.6. Quando se tratar de uma mistura de sementes. Procedimento de cálculo e arredondamento Para cada uma das amostras a serem incluídas no resultado final somar os pesos de cada componente e proceder ao cálculo de acordo com 2. Neste caso. Utilizar a média das amostras nas quais o maior e o menor resultado não apresentem diferença maior do que o dobro da tolerância (de acordo com 2.3.2 Teste para variação entre amostras Quando dois testes completos são executados. calcule as porcentagens e faça o arredondamento para uma casa decimal.3. de novo. 2.6.7.0” no espaço apropriado.6. INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS O peso real examinado deve ser informado no Boletim de Análise de Sementes individual. este deve ser informado como “0. 106 .6.2.3).6. Outras Sementes e Material Inerte devem ser informadas nos espaços apropriados do Boletim de Análise de Sementes.3. descartar o(s) teste(s) com erro(s).6. a menos que seja óbvio que um ou mais dos resultados seja(m) devido(s) a erro(s) e não à variação aleatória entre amostras. Neste caso.1.amostras de trabalho (2.1. conforme descrito em 2. Os nomes científicos das espécies devem estar de acordo com o Quadro 2.3.3. 2. porém usar a Tabela 18. para determinar a diferença máxima permitida entre dois valores de um determinado componente.1.3.4 Procedimento para Arredondamento Se as repetições de todas as frações estão dentro da tolerância.6. Se o resultado de um componente for nulo. colunas C e D do Capítulo 18. o seguinte procedimento deve ser seguido: 2. O tipo de material inerte e o nome científico de cada espécie de Outras Sementes deve ser informado. cada espécie deverá ser citada separadamente em ordem de preponderância de sua participação como semente pura.6.2. a palavra MISTURA deverá constar clara e destacadamente no Boletim de Análise de Sementes. No Boletim de Análise de Sementes coletivo deve ser informado o peso prescrito no Quadro 1. Se a diferença entre os resultados exceder a tolerância.2.1.1.2 e a tolerância estabelecida nestas RAS.5.f.3.5 e o cálculo como descrito em 2.3.3.1 Procedimento Efetuar as análises de acordo com 2. O resultado da análise de pureza deve ser fornecido com uma casa decimal e a porcentagem de todos os componentes deve totalizar 100. As porcentagens de Semente Pura. proceder como na análise de duas sub. some os pesos. é recomendado procurar a causa das variações encontradas em 2. Componentes com menos de 0.3 DUAS OU MAIS AMOSTRAS DE TRABALHO INTEIRAS Há ocasiões em que é necessário testar uma segunda amostra de trabalho inteira.1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 2. O nome científico da espécie da Semente Pura deve ser informado no Boletim de Análise de Sementes.05% devem ser informados como “Traço” ou conforme normas e padrões de qualidade estabelecidos. Obter a média dos resultados e. e arredondar de acordo com 2. respeitando-se a prescrição do Quadro 1.6. arredondar de acordo com 2. 2.0%.2.6. Se nenhum par de resultados está dentro da tolerância.2 ou com a Lista de Nomes de Plantas Estabilizados atualmente em vigor e publicada pela ISTA ou pelo Mapa. 2. alas.1 13 14 10 53 10 10 Palhenta (P) P P P P P P P P P P P P 107 .5.1 50 52 1 4 65 10 23 65 23 10 10 4 3 28 10 34 52 16.3. No quadro encontra-se o número da Definição de Semente Pura (DSP) por gênero e família botânica.5. a porcentagem deve ser informada em “Observações”. ou sementes com apêndices aderidos como especificado em 2. Gênero Abelmoschus Abies Abutilon Acacia Acer Achillea Achyrocline Aconitum Acystasia Adesmia Adonis Aeschynomene Aesculus Agave Ageratum Agrimonia Agropyron Agrostemma Agrostis Ailanthus Alcea Aleurites Allamanda Allium Alnus Aloe Alonsoa Família Botânica Malvaceae Pinaceae Malvaceae Fabaceae (Leguminosae)–Mimosoideae Aceraceae Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Ranunculaceae Acanthaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Ranunculaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Hippocastanaceae Amaryllidaceae Asteraceae (Compositae) Rosaceae Poaceae (Gramineae) Caryophyllaceae Poaceae (Gramineae) Ailanthus Malvaceae Euphorbiaceae Apocynaceae Liliaceae Betulaceae Aloeaceae Scrophulariaceae Definição Semente Pura (nº) 10 64 16.c. ou uma unidade-semente múltipla (UMS). Na última coluna do quadro. espinhos.3. Esta observação (“P” − Palhentas) tem o propósito de indicar a coluna correta a ser usada nas Tabelas de Tolerância do Capítulo 18. o “P” indica as unidades de dispersão que não deslizam facilmente. a pedido do requerente. 2. ou sementes aladas conforme 2.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Quando. etc.2 – Definição de Semente Pura por gênero e família botânica. A Definição de Semente Pura refere-se a todas as espécies pertencentes ao mesmo gênero e tem a finalidade de facilitar a classificação das estruturas como “Semente Pura”e “Outras Sementes” durante a análise de pureza.d. for identificado um determinado tipo de material inerte.8 DEFINIÇÃO DE SEMENTE PURA QUADRO 2. ou uma espécie de uma outra semente. como as palhentas em Poaceae (a não ser que suas estruturas palhentas tenham sido previamente removidas) ou indica outros gêneros que apresentam unidades de dispersão com apêndices (ganchos.) ou ainda por apresentarem superfície rugosa. 1 P P P P P P P P P Baccharis Baileya Barbarea Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Brassicaceae (Cruciferae) 4 4 11 P P 108 .1 20 11 10 10 15 22 4 1 18 42 65 15 15 4 29 15 11 10 15 10 11 11 Palhenta (P) P P P P P P P P P P P P P P P P Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Papaveraceae Aristolochiaceae Plumbaginaceae Asteraceae (Compositae) Poaceae (Gramineae Asteraceae (Compositae) Asclepiadaceae Liliaceae Rubiaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Poaceae (Gramineae) Chenopodiaceae Solanaceae Brassicaceae (Cruciferae) Brassicaceae (Cruciferae) Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) 4 1 4 10 14 2 1 35 1 14 10 2 11 41 2 10 11 11 33 36.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Alopecurus Althaea Alysicarpus Alyssum Amaranthus Anagallis Ammi Amorpha Amberboa Ammobiun Anchusa Andropogon Anemone Anethum Angelica Anthemis Anthoxanthum Anthriscus Anthyllis Antirrhinum Apium Aquilegia Arabis Arachis Aralia (ver Schefflera e Fatsia) Arctium Arctotheca Arctotis Argemone Aristolochia Armeria Arnica Arrhenatherum Artemisia Asclepias Asparagus Asperula Astragalus Astrebla Atriplex Atropa Aubrieta Aurinia Avena Axonopus Família Botânica Poaceae (Gramineae) Malvaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Brassicaceae (Cruciferae) Amaranthaceae Primulaceae Apiaceae (Umbelliferae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Boraginaceae Poaceae (Gramineae) Ranunculaceae Apiaceae (Umbelliferae) Apiaceae (Umbelliferae) Asteraceae (Compositae) Poaceae (Gramineae) Apiaceae (Umbelliferae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Scrophulariaceae Apiaceae (Umbelliferae) Ranunculaceae Brassicaceae (Cruciferae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Definição Semente Pura (nº) 34 16. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Basella Bauhinia Beckmannia Begonia Bellis Berberis Beta Betula Bistorta Bixa Boehmeria Boehrhavia Borago Bothriochloa Bougainvillea Bouteloua Brachiaria Brachyscome Brassica Briza Bromus Browallia Brugmansia Brunnera Buchloe Buphthalmum Família Botânica Basellaceae Fabaceae (= Leguminosae) Poaceae Begoniaceae Asteraceae (Compositae) Berberidaceae Chenopodiaceae Betulaceae Polygonaceae Bixaceae Urticaceae Nyctaginaceae Boraginaceae Poaceae (Gramineae) Nyctaginaceae Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Brassicaceae (Cruciferae) Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Solanaceae Solanaceae Boraginaceae Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Definição Semente Pura (nº) 3 11 34 10 1 66 46 53 2 13 2 3 18 42 3 42 36.1 5 11 34 33 10 10 18 43 1 Palhenta (P) P P P P P P P P P P P Cajanus Calceolaria Calendula Calliandra Callistephus Calocedrus Calopogonium Calotropis Camelina Campanula Cannabis Canavalia Canna Capparis Capsella Capsicum Caragana Cardaria Cardiospermum Carduus Carica Carnegiea Carpinus Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Scrophulariaceae Asteraceae (Compositae) Fabaceae (Leguminosae)–Mimosoideae Asteraceae (Compositae) Cupressaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Apocynaceae Brassicaceae (Cruciferae) Campanulaceae Cannabaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Cannaceae Capparaceae Brassicaceae (Cruciferae) Solanaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Brassicaceae (Cruciferae) Sapindaceae Asteraceae (Compositae) Caricaceae Cactaceae Betulaceae 11 10 1 11 1 51 11 14 11 10 2 11 10 10 11 10 11 11 10 4 10 10 57 P P P P 109 . REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Carthamus Carum Cassia Castalis Castanea Catalpa Catharanthus Cedrela Cedrus Celosia Cenchrus Centaurea Centella Centrosema Cerastium Cereus Chaerophyllum Chamaecrista Chamaecyparis Chaptalia Cheiranthus Chelidonium Chenopodium Chloris Chrysanthemum Cicer Cichorium Citrullus Citrus Clarkia Claytonia Clematis Cleome Cnicus Cnidosculus Cobaea Coffea Coix Coleostephus Coleus Collinsia Collomia Conium Consolida Convolvulus Corchorus Cordia (exceto seção Gerascanthus) Cordia (seção Gerascanthus) Coreopsis Família Botânica Asteraceae (Compositae) Apiaceae (Umbelliferae) Fabaceae (Leguminosae)–Caesalpinioideae Asteraceae (Compositae) Fagaceae Bignoniaceae Apocynaceae Meliaceae Pinaceae Amaranthaceae Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Apiaceae (Umbelliferae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Caryophyllaceae Cactaceae Apiaceae (Umbelliferae) Fabaceae (Leguminosae)–Caesalpinioideae Cupressaceae Asteraceae (Compositae) Brassicaceae (Cruciferae) Papaveraceae Chenopodiaceae Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Asteraceae (Compositae) Cucurbitaceae Rutaceae Onagraceae Portulacaceae Ranunculaceae Capparaceae Asteraceae (Compositae) Euphorbiaceae Polemoniaceae Rubiaceae Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Lamiaceae (Labiateae) Scrophulariaceae Polemoniaceae Apiaceae (Umbelliferae) Ranunculaceae Convolvulaceae Tiliaceae Boraginaceae Boraginaceae Asteraceae (Compositae) Definição Semente Pura (nº) 4 15 11 8 57 48 10 48 64 10 43 4 15 11 10 10 15 11 49 4 11 13 2 42 1 11 4 10 10 10 10 65 10 4 13 14 25 37 1 18 10 10 15 10 10 10 55 59 8 Palhenta (P) P P P P P P P P P P P P P P P P P P P 110 . adscendens. barbatum. incanum e D.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Coriandrum Cornus Coronilla Corylus Cosmos Cotoneaster Crambe Crataegus Crocus Crotalaria Cryptomeria Cucumis Cucurbita Cuminum Cupressus Curcuma Cuscuta Cyamopsis Cyclamen Cydonia Cymbalaria Cymbopogon Cynara Cynodon Cynoglossum Cynosorus Cyperus Cytisus Família Botânica Apiaceae (Umbelliferae) Cornaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Betulaceae Asteraceae (Compositae) Rosaceae Brassicaceae (Cruciferae) Rosaceae Iridaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Taxodiaceae Cucurbitaceae Cucurbitaceae Apiaceae (Umbelliferae) Cupressaceae Zingiberaceae Convolvulaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Primulaceae Rosaceae Scrophulariaceae Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Poaceae (Gramineae) Boraginaceae Poaceae (Gramineae) Cyperaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Definição Semente Pura (nº) 15 55 21 57 4 56 23 56 10 11 49 10 10 15 49 10 10 11 10 10 10 42 4 28 18 28 27 50 Palhenta (P) P P P P P P P P P P Dactylis Dahlia Datura Daucus Delphinium Dendranthema (ver Chrysanthemum) Deschampsia Desmanthus Desmodium (semente) Desmodium (artículo) (D.1 8 16. tortuosum) Dianthus Dichanthium Dichondra Digitalis Digitaria Dimorphotheca Diodia Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Solanaceae Apiaceae (Umbelliferae) Ranunculaceae 33 9 10 15 10 P P P P Poaceae (Gramineae) Fabaceae (Leguminosae)–Mimosoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae 28 11 11 23 P P Caryophyllaceae Poaceae (Gramineae) Convolvulaceae Scrophulariaceae Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Rubiaceae 10 42 10 10 36. D. D.2 P P P P 111 . REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Dizygotheca Dolichos (ver Lablab) Doronicum Dorotheanthus Duranta Araliaceae Família Botânica Definição Semente Pura (nº) 10 4 10 25 Palhenta (P) Asteraceae (Compositae) Aizoaceae Verbenaceae P Echinacea Echinochloa Echinops Echium Ehrharta Elaeagnus Eleusine Elionurus Elymus Elytrigia Eragrostis Erianthus Erigeron Eriochloa Erodium Eruca Erysimum Erythrina Eschscholzia Eucalyptus Euchlaena (ver Zea) Eupatorium Euonymus Euphorbia Asteraceae (Compositae) Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Boraginaceae Poaceae (Gramineae) Eleagnaceae Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Poaceae (Gramineae) Geraniaceae Brassicaceae Brassicaceae Fabaceae (Leguminosae) Papaveraceae Myrtaceae Asteraceae (Compositae) Celastraceae Euphorbiaceae 1 36.1 17 11 11 11 10 60 4 10 13 P P P P P P P P P P P P Fagopyrum Fagus Fallopia Fatsia Ferocactus Festuca X Festulolium Foeniculum Fragaria Fraxinus Freesia Fuchsia Polygonaceae Fagaceae Polygonaceae Araliaceae Cactaceae Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Apiaceae (Umbelliferae) Rosaceae Oleaceae Iridaceae Onagraceae 2 57 2 10 10 33 33 15 65 52 10 10 P P P P P P Gaillardia Galactia Galega Galeopsis Asteraceae (Compositae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Lamiaceae (Labiateae) 4 11 11 18 P 112 .1 26 18 29 57 61 42 28 28 28 42 4 36. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Gamolepis Gazania Genista Gentiana Genipa Geranium Gerbera Geum Gilia Ginkgo Gladiolus Gleditsia Gloxinia (ver Sinningia) Glycine Gmelina Godetia (ver Clarkia) Gomphrena Goniolimon Gossypium Grevillea Gypsophila Família Botânica Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Gentianaceae Rubiaceae Geraniaceae Asteraceae (Compositae) Rosaceae Polemoniaceae Ginkgoaceae Iridaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Verbenaceae Amaranthaceae Plumbaginaceae Malvaceae Proteaceae Caryophyllaceae Definição Semente Pura (nº) 1 4 11 10 10 17 4 65 10 10 10 11 11 25 2 27 12 14 10 Palhenta (P) P P P P P P P Hedysarum Helenium Helianthemum Helianthus Helichrysum Heliopsis Heliotropium Helipterum Hesperis Heteranthemis Heuchera Hevea Hibiscus Hippeastrum Holcus Hordeum Hunnemannia Hyparrhenia Hypericum Hyptis Hyssopus Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Asteraceae (Compositae) Cistaceae Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Boraginaceae Asteraceae (Compositae) Brassicaceae Asteraceae (Compositae) Saxifragaceae Euphorbiaceae Malvaceae Amaryllidaceae Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Papaveraceae Poaceae (Gramineae) Clusiaceae (Guttiferae) Lamiaceae (Labiateae) Lamiaceae (Labiateae) 11 4 10 4 4 1 18 4 11 1 10 13 10 10 35 62 10 42 10 18 18 P P P P P P P P Iberis Ilex Ilicium Impatiens Imperata Brassicaceae Aquifoliaceae Schisandraceae Balsaminaceae Poaceae (Gramineae) 11 25 10 10 42 P 113 . 1 10 11 1 18 18 11 22 11 1 15 4 10 10 27 10 10 48 52 18 10 11 P P P P P P P P P P P P P P P 114 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Indigofera Inula Ipomoea Iris Ischaemum Família Botânica Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Asteraceae (Compositae) Convolvulaceae Iridaceae Poaceae (Gramineae) Definição Semente Pura (nº) 11 4 10 10 42 Palhenta (P) P P Jacaranda Juniperus Justicia Bignoniaceae Cupressaceae Acanthaceae 48 11 10 P Kalanchoe Kniphofia Kochia Koeleria Kummerowia Crassulaceae Liliaceae Chenopodiaceae Poaceae (Gramineae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae 10 10 2 33 22 P P P P Lablab Laburnum Lactuca Lagenaria Lagurus Lantana Larix Lathyrus Lavandula Lavatera Legousia Lens Leontopodium Leonotis Leonurus Lepidium Lespedeza Leucaena Leucanthemum Levisticum Liatris Libocedrus (ver Calocedrus) Ligustrum Lilium Limonium Linaria Linum Liquidambar Liriodendron Lithospermum Lobelia Lobularia Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Asteraceae (Compositae) Cucurbitaceae Poaceae (Gramineae) Verbenaceae Pinaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Lamiaceae (Labiateae) Malvaceae Campanulaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Asteraceae (Compositae) Lamiaceae (Labiateae) Lamiaceae (Labiateae) Brassicaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Asteraceae (Compositae) Apiaceae (Umbelliferae) Asteraceae (Compositae) Oleaceae Liliaceae Plumbaginaceae Scrophulariaceae Linaceae Hamamelidaceae Magnoliaceae Boraginaceae Campanulaceae Brassicaceae 11 11 4 10 34 25 51 11 18 16. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Lolium Lonas Lotononis Lotus Luffa Lunaria Lupinus Lychnis Lycopersicon Lythrum Família Botânica Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Cucurbitaceae Brassicaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Caryophyllaceae Solanaceae Lythraceae Definição Semente Pura (nº) 33 4 11 11 10 11 11 10 10 10 Palhenta (P) P P P Machaerium Macroptilium Macrotyloma Mahonia Malcomia Malope Malus Malva Malvastrum Manihot Marrubium Matricaria Matthiola Medicago Medicago (M. lupulina) Melilotus Melinis Melissa Mentha Mespilus Mikania Mimosa Mimosa (M. pigra.1 13 18 1 11 11 21 21 36.1 16.1 18 18 56 4 11 23 10 3 18 10 57 11 18 59 P P P P P P Narcissus Nasturtium Nemesia Nemophila Amaryllidaceae Brassicaceae Scrophulariaceae Hydrophylaceae 10 11 10 10 P P 115 . M. pudica e M. M. verrucosa) Mimulus Mirabilis Moluccella Momordica Morus Mucuna Myosotis Myracrodruon Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Berberidaceae Brassicaceae Malvaceae Rosaceae Malvaceae Malvaceae Euphorbiaceae Lamiaceae (Labiateae) Asteraceae (Compositae) Brassicaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Poaceae (Gramineae) Lamiaceae (Labiateae) Lamiaceae (Labiateae) Rosaceae Asteraceae (Compositae) Fabaceae (Leguminosae)–Mimosoideae Fabaceae (Leguminosae)–Mimosoideae Scrophulariaceae Nyctaginaceae Lamiaceae (Labiateae) Cucurbitaceae Moraceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Boraginaceae Anacardiaceae 11 11 11 50 11 16.1 10 16. invisa. 1 10 11 10 28 36.1 10 15 17 43 10 18 2 15 10 10 29 11 28 10 10 10 10 47 15 P P P P P P P P P P P P P 116 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Neonotonia Nepeta Nicandra Nicotiana Nierembergia Niggela Nothofagus Nymphaea Nyssa Família Botânica Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Lamiaceae (Labiateae) Solanaceae Solanaceae Solanaceae Ranunculaceae Fagaceae Nymphaeaceae Cornaceae Definição Semente Pura (nº) 11 18 10 10 10 10 57 10 55 Palhenta (P) P P Ocimum Oenothera Onobrychis Onopordum Opuntia Origanum Ornithopus Orobanche Oryza Oryzopsis (ver Piptatherum) Osteospermum Oxalis Lamiaceae (Labiateae) Onagraceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Asteraceae (Compositae) Cactaceae Lamiaceae (Labiateae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Orobanchaceae Poaceae (Gramineae) 18 10 21 4 10 18 23 10 38 P P P P Asteraceae (Compositae) Oxalidaceae 8 10 P Panicum Papaver Parapiptadenia Parthenocissus Pascopyrum Paspalum Passiflora Pastinaca Pelargonium Pennisetum Penstemon Perilla Persicaria Petroselinum Petunia Phacelia Phalaris Phaseolus Phleum Phlox Pholistoma Phyllanthus Physalis Picea Pimpinella Poaceae (Gramineae) Papaveraceae Fabaceae (=Leguminosae) Vitaceae Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Passifloraceae Apiaceae (Umbelliferae) Geraniaceae Poaceae (Gramineae) Scrophulariaceae Lamiaceae (Labiateae) Polygonaceae Apiaceae (Umbelliferae) Solanaceae Hydrophyllaceae Poaceae (Gramineae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Poaceae (Gramineae) Polemoniaceae Hydrophyllaceae Euphorbiaceae Solanaceae Pinaceae Apiaceae (Umbelliferae) 36. bulbosa) Poa bulbosa Polemonium Polygonum Populus Porophyllum Portulaca Potentilla Primula Proboscidea Prosopis Prunella Prunus Psathyrostachys Pseudotsuga Pseudoroegneri Psophocarpus Psylliostachys Pterocarpus Pueraria Pulsatilla Punica Pyrethrum (ver Tanacethum) Pyrus Pinaceae Pinaceae Família Botânica Definição Semente Pura (nº) 64 47 55 31 61 11 10 58 27 10 41 63 10 2 12 4 10 10 10 10 11 18 56 28 51 28 11 27 11 11 4 50 Palhenta (P) P Piperaceae Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Plantaginaceae Platanaceae Plumbaginaceae Apocynaceae Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Polemoniaceae Polygonaceae Salicaceae Asteraceae (Compositae) Portulacaceaee Rosaceae Primulaceae Pedaliaceae (ñ Martyniaceae) Fabaceae Lamiaceae (Labiateae) Rosaceae Poaceae (Gramineae) Pinaceae Poaceae (Gramineae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Plumbaginaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Ranunculaceae Punicaceae P P P P P P P P P P Rosaceae 10 Quercus Fagaceae 57 Ranunculus Raphanus raphanistrum Raphanus (todas as espécies) Rapistrum Reseda Rheum Rhodanthe (ver Helipterum) Ranunculaceae Brassicaceae Brassicaceae Brassicaceae Resedaceae Polygonaceae 65 23 11 23 10 2 P P 117 . rigida) Pinus II (todas as outras espécies de Pinus) Piper Piptatherum Piptochaetium Pisum Plantago Platanus Plumbago Plumeria Poa (não P. palustris e P.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Pinus I (P. 1 16.1 10 P P P P P P P P P P 118 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Rhynchelytrum Ribes Richardia Ricinus Robinia Roemeria Rosa Rosmarinus Rottboelia Rubus Rudbeckia Ruellia Rumex Ruta Família Botânica Poaceae (Gramineae) Saxifragaceae Rubiaceae Euphobiaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Papaveaceae Rosaceae Lamiaceae (Labiateae) Poaceae (Gramineae) Rosaceae Asteraceae (Compositae) Acanthaceae Polygonaceae Rutaceae Definição Semente Pura (nº) 36.2 13 11 10 57 18 42 65 1 10 2 10 Palhenta (P) P P P Saccharum Saintpaulia Salix Salpiglossis Salsola Salvia Sanguisorba Sanvitalia Saponaria Sarothamnus (ver Cytisus) Satureja Scabiosa Schefflera Schizachyrium Schizanthus Schizolobium Shrankia leptocarpa Scirpus Scoparia Scorzonera Secale Sechium Sedum Senecio Senna Sequoia Sequoiadendron Sesamum Sesbania Setaria Sicana Sida Sidastrum Silene Poaceae (Gramineae) Gesneriaceae Salicaceae Solanaceae Chenopodiaceae Lamiaceae (Labiateae) Rosaceae Asteraceae (Compositae) Caryophyllaceae 42 10 12 10 2 18 55 5 10 P P P P Lamiaceae (Labiateae) Dipsacaceae Araliaceae Poaceae (Gramineae) Solanaceae Fabaceae (=Leguminosae) Fabaceae (Leguminosae)–Mimosoideae Cyperaceae Scrophulariaceae Asteraceae (Compositae) Poaceae (Gramineae) Cucurbitaceae Crassulaceae Asteraceae (Compositae) Fabaceae (Leguminosae)–Caesalpinioideae Taxodiaceae Taxodiaceae Pedaliaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Poaceae (Gramineae) Cucurbitaceae Malvaceae Malvaceae Caryophyllaceae 18 6 10 42 16 11 23 27 10 4 40 10 10 4 11 49 49 10 11 36.2 10 16.1 10 16. 1 49 10 18 57 4 10 15 42 P P P P P P P P P 119 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Silybum Sinapis Sinningia Solanum Solidago Sonchus Sophora Sorbus Sorghastrum Sorghum Spartium Spergula Spermacoce Spinacia Sporobolus Stachys Statice (ver Limonium) Stellaria Stevia Stipa Stizolobium (ver Mucuna) Strelitzia Striga Stylosanthes Swietenia Symphytum Syringa Família Botânica Asteraceae (Compositae) Brassicaceae Gesneriaceae Solanaceae Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Rosaceae Poaceae (Gramineae) Poaceae (Gramineae) Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Caryophyllaceae Rubiaceae Chenopodiaceae Poaceae (Gramineae) Lamiaceae (Labiateae) Caryophyllaceae Asteraceae (Compositae) Poaceae (Gramineae) Musaceae Scrophulariaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Meliaceae Boraginaceae Oleaceae Definição Semente Pura (nº) 4 11 10 10 4 4 20 10 42 42 11 10 10 2 61 18 10 4 61 10 10 24 48 18 48 Palhenta (P) P P P P P P P P P Tabebuia Taeniatherum Tagetes Talinum Tanacetum Taraxacum Taxodium Taxus Tectona Tephrosia Teramnus Tetragonia Thalictrum Thespesia Thuja Thunbergia Thymus Tilia Tithonia Torenia Torilis Trachypogon Bignoniaceae Poaceae (Gramineae) Asteraceae (Compositae) Portulacaceae Asteraceae (Compositae) Asteraceae (Compositae) Taxodiaceae Taxaceae Verbenaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Aizoaceae Ranunculaceae Malvaceae Cupressaceae Acanthaceae Lamiaceae (Labiateae) Tiliaceae Asteraceae (Compositae) Scrophulariaceae Apiaceae (Umbelliferae) Poaceae (Gramineae) 48 30 4 10 1 4 11 50 54 11 11 19 65 16. 1 57 P P Vaccaria Vaccinium Valeriana Valerianella Vanilla Verbascum Verbena Vernonia Veronica Viburnum Vicia Vigna Vinca Viola Vitis Vulpia Caryophyllaceae Ericaceae Valerianaceae Valerianaceae Orquidaceae Scophulariaceae Verbenaceae Asteraceae (Compositae) Scrophulariaceae Adoxaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Apocynaceae Violaceae Vitaceae Poaceae (Gramineae) 10 10 7 25 10 10 18 4 10 55 11 11 10 13 10 33 P P P P Xeranthemum Asteraceae (Compositae) 4 P Yucca Agavaceae 10 120 . Poaceae (Gramineae) dicoccum) Triticum (somente Poaceae (Gramineae) T.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Família Botânica Tragopogon Asteraceae (Compositae) Trifolium Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Trigonella Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Triplaris Polygonaceae Tripleurospermum Asteraceae (Compositae) Trisetum Poaceae (Gramineae) X Triticosecale Poaceae (Gramineae) Triticum (exceto T. dicoccum) Triumfetta Tiliaceae Tropaeolum Tropaeolaceae Tsuga Pinaceae Tulipa Liliaceae Ulex Ulmus Urena Urochloa Urtica Definição Semente Pura (nº) 4 11 11 2 4 28 40 40 33 25 16 64 10 Palhenta (P) P P P P P Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Ulmaceae Malvaceae Poaceae (Gramineae) Urticaceae 11 52 16. spelta e T. spelta e T.1 36. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Gênero Zea Zelkova Zingiber Zinnia Zizania Zizyphus Zornia Zoysia Família Botânica Poaceae (Gramineae) Umaceae Zingiberaceae Asteraceae (Compositae) Poaceae (Gramineae) Rhamnaceae Fabaceae (Leguminosae)–Papilionoideae Poaceae (Gramineae) Definição Semente Pura (nº) 40 59 10 9 38 25 23 39 Palhenta (P) P P P P P A seguir são citadas as Definições de Semente Pura onde diversos gêneros com definições semelhantes de ‛Semente Pura’ estão agrupados sob o mesmo número: 1. • Núcula – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. Persicaria. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. é considerada semente pura. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. 2. Rheum e Triplaris (Polygonaceae): Núcula – envolta pelo perigônio (cálice pentâmero) inteiro. Apenas para Gomphrena (Amaranthaceae): Núcula – envolta ou não pelo perigônio (sépalas) piloso. 121 . • Núcula – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. parcial ou totalmente removido. 3. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Núcula – com ou sem hipanto. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. Em Spinacia (Chenopodiaceae): Núcula – com as brácteas endurescidas e concrescidas até o ápice do fruto. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Aquênio – a menos que seja óbvio que não contenha semente. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Aquênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Núcula – com ou sem perigônio. Em Rumex (Polygonaceae): Núcula – envolta pelo perigônio (cálice hexâmero com três sépalas externas reflexas e menores do que as três internas) inteiro. a menos que seja óbvio que não contenha semente. Fagopyrum. é considerada semente pura. Em Bistorta. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. Polygonum. é considerada semente pura. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. parcial ou totalmente removido. sépalas externas com ou sem a presença de tubérculos. a menos que seja óbvio que não contenha semente. a menos que seja óbvio que não contenha semente. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. Fallopia. acrescente que envolve o fruto com pericarpo – crustáceo. 4. 122 . • Aquênio – com ou sem ala e/ou com ou sem papus ou cerdas. Em Basella (Basellaceae): Perigônio – carnoso-sucoso. calículo ou papus. a menos que seja óbvio que não contenha semente. 9. • Aquênio – com ou sem ala. tetrâmero. a menos que seja óbvio que não contenha semente. que concresce até o ápice e forma uma estrutura mais ou menos endurecida. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. denominada de antocarpo. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Aquênio – com ou sem involucelo. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Aquênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Aquênio – com ou sem cerdas. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Aquênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Aquênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. 5. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Aquênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. 8. 6.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Em Mirabilis (Nyctaginaceae): Núcula – envolta pela porção inferior do perigônio. • Aquênio – com ou sem cálice plumoso. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Aquênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Aquênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Aquênio – com ou sem rostro. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. a menos que seja óbvio que não contenha semente. a menos que seja óbvio que não contenha semente. a menos que seja óbvio que não contenha semente. a menos que seja óbvio que não contenha semente. a menos que seja óbvio que não contenha semente. 7. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. com ou sem papus. a menos que seja óbvio que não contenha semente. Esquizocarpo/Mericarpo/Coca 16. • Mericarpo – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos.: Frutos com pedaços de pedicelos maiores do que o maior comprimento do maior cremocarpo/ carpídio devem ser informados no Boletim de Análise de Sementes. • Sementes – com ou sem tegumento.5. a menos que seja óbvio que não contenha semente. com ou sem tegumento. independentemente se o eixo hipocótilo-radícula + plúmula e/ou se mais da metade de seu tegumento estiverem aderidos. • Cremocarpo/Carpídio – com ou sem pedicelo (de qualquer comprimento). com ou sem tegumento. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. Manihot e Ricinus (Euphorbiaceae): Semente – com ou sem carúncula. com ou sem ala. Em Cuscuta (Convolvulaceae): Sementes – frágeis e de coloração cinzenta a creme-esbranquiçada. 11. 13. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. com pericarpo parcial ou inteiramente removido. 12. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Sementes – com ou sem tegumento. com ou sem tegumento.d). • Carpídio – com pericarpo parcial ou inteiramente removido.3. 14. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. • Sementes – com ou sem tegumento. com ou sem tegumento. Em Bixa (Bixaceae): Semente – apresenta um arilo córneo que tem a estrutura de um funículo.1. • Semente – desde que uma porção do tegumento esteja aderida.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 10. • Sementes e pedaços de sementes – inteiramente sem tegumento são considerados como material inerte. de acordo com 2. Em Chelidonium (Papaveraceae) e em Viola (Violaceae): Semente – com ou sem estrofíolo. • Sementes – com ou sem tegumento. Obs. • Esquizocarpo/Mericarpo – a menos que seja óbvio que não contenha semente. 16. • Pedaço de carpídio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de mericarpo – maior do que a metade de seu tamanho original. 123 . • Pedaço de carpídio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. Apenas para Fabaceae: Cotilédones separados são considerados material inerte. Cnidosculus. são classificadas como material inerte. com ou sem estrofíolo (funículo)/carúncula. 15. desde que uma porção do tegumento esteja aderida.7 (consultar também 2. Em Euphorbia. Hevea. • Semente – desde que uma porção do tegumento esteja aderida. 19. • Carcerulídio – a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. Apenas para Fabaceae (= Leguminosae): Sementes e pedaços de semente sem tegumento são considerados material inerte. • Legume nucóide – inteiro ou pedaço.2. a menos que seja óbvio que não contenha semente. 124 . formado pelo cálice com quatro sépalas providas de cornículos apicais. a menos que seja óbvio que não contenha semente. Em Tetragonia (Aizoaceae): Nuculânio – com quatro pirênios lenhosos e com perianto acrescente no ápice. 20. a menos que seja óbvio que não contenha semente. com pelo menos uma semente. Em Tropaeolum (Tropaeolaceae): Fruto – esquizocarpáceo do tipo tricoca. • Semente – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Esquizocarpo/Coca – a menos que seja óbvio que não contenha semente. desde que uma porção do tegumento esteja aderida. • Pedaço de nuculânio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço do nuculânio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Semente – desde que uma porção do tegumento esteja aderida. • Pedaço de carcerulídio – maior do que a metade de seu tamanho original. a menos que seja óbvio que não contenha semente. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. a menos que seja óbvio que não contenha semente. 21. 18. independentemente se o eixo hipocótilo-radícula + plúmula e / ou se mais da metade de seu tegumento estiverem aderidos. • Pedaço de coca – maior do que a metade de seu tamanho original. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. contendo semente(s). • Legume nucóide – com ou sem cálice. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Regmídio/Mericarpo – com ou sem rostro. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES • Pedaço de mericarpo – maior do que a metade de seu tamanho original. • Nuculânio – incluíndo o perianto. • Pedaço de coca – maior do que a metade de seu tamanho original. 17. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Carcerulídio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Coca – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. desde que uma porção do tegumento esteja aderida. • Pedaço de carcerulídio – maior do que a metade do tamanho original. • Nuculânio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. 16. Cotilédones separados são considerados material inerte. • Pedaço de mericarpo – maior do que a metade de seu tamanho original. a menos que seja óbvio que não contenha semente. Cotilédones separados são considerados material inerte. Em Fabaceae e em Brassicaceae: Sementes e pedaços de sementes sem tegumento são considerados material inerte. 24. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. independentemente se o eixo hipocótilo-radícula + plúmula e/ou se mais da metade de seu tegumento estiverem aderidos. • Semente – desde que uma porção do tegumento esteja aderida. independentemente se o eixo hipocótilo-radícula + plúmula e/ou se mais da metade do tegumento esteja aderido. 25. com ou sem tegumento.: Sementes e pedaços de semente sem tegumento são considerados material inerte. • Semente – com ou sem tegumento. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. com cálice basal tetrâmero ou hexâmero e com estigma séssil apical. • Semente – desde que uma porção do tegumento esteja aderida. • Semente – desde que uma porção do tegumento esteja aderida. 125 . • Nuculânio – com 1 a 3 lóculos ou pirênios loculados. Em Coffea (Rubiaceae): Nuculânio – com dois pirênios livres. com ou sem cálice ou pedaço de pedicelo ou de pedúnculo. independentemente se o eixo hipocótilo-radícula + plúmula e/ou se mais da metade de seu tegumento estiverem aderidos. a menos que seja óbvio que não contenha semente. com uma única semente.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Obs. Apenas para Ornithopus compressus (Fabaceae): Artículo unisseminado – aderido ou não a um artículo vazio ou a um pedaço de artículo. desde que uma porção do tegumento esteja aderida. • Legume (craspédio) – com ou sem rostro. Cotilédones separados são considerados material inerte. Cotilédones separados são considerados material inerte. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. 22. Apenas para Fabaceae: Cotilédones separados são considerados material inerte. a menos que seja óbvio que não contenha semente. Apenas para Fabaceae: Sementes e pedaços de semente sem tegumento são considerados material inerte. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. com lado dorso convexo e ventral com sulco longitudinal. desde que uma porção do tegumento esteja aderida. independentemente se o eixo hipocótilo-radícula + plúmula e/ou se mais da metade de seu tegumento estiverem aderidos. Em Ilex (Aquifoliaceae): Nuculânio – com 4-6 pirênios uniloculares. • Artículo unisseminado (de um craspédio ou lomento) ou síliqua lomentácea. com ou sem pedúnculo ou rostro. desde que uma porção do tegumento esteja aderida. 23. Apenas para Fabaceae: Sementes e pedaços de semente sem tegumento são considerados material inerte. • Legume – com ou sem cálice ou brácteas. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. • Capítulo com uma única flor – a menos que seja óbvio que não contenha aquênio. a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Aquênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. medido a partir da base da ráquila. • Cariopse • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. • Antécio fértil (lema e pálea) – envolvendo uma cariopse. a menos que seja óbvio que não contenha semente. Em Festuca.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 26. 32. • Cariopse • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. Lolium. a menos que seja óbvio que não contenha núcula. 30. • Aquênio – com ou sem papus. com ou sem arista. • Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. • Cariopse • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. 33. • Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse – com ou sem arista. com ou sem arista. com ou sem arista. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse – com ou sem arista. 27. • Pedaço do antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. medido a partir da base da ráquila. • Cariopse. • Núcula – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse – mas excluindo-se a arista inteira quando o seu comprimento for maior do que a do antécio. 126 . χFestulolium. • Núcula – com ou sem perianto. Apenas para Phalaris (Poaceae): incluindo as anteras protuberantes do antécio fértil – se presentes. a menos que seja óbvio que não contenha semente. Apenas para Elytrigia repens (Poaceae): Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse – com pelo menos um terço do comprimento da pálea. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. 28. Consulte Definição n° 33. • Pedaço de aquênio – maior do que a metade de seu tamanho original. 29. • Inflorescência – com ou sem pedicelo. • Cariopse • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. • Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse – mais lemas estéreis aderidas. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. 31. Vulpia (Poaceae): Cariopse – deve ter pelo menos um terço do comprimento da pálea. • Cariopse. Fonte: ISTA. 2008. 127 . Obs. estruturas 8 a 12).5.1. Estas não devem ser separadas na análise de pureza. excluindo-se o comprimento da arista (Figura 2. desde que nenhum deles ultrapasse o ápice do antécio fértil.: Quando o Método de Ventilação Uniforme for usado (consultar 2. como o tipo da estrutura 13 (Figura 2.4).1). • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. Essas estruturas com ou sem as glumas são denominadas de Unidade-Semente Múltipla (USM) e são formadas pelas seguintes estruturas: – um antécio fértil – com um antécio fértil ou um antécio estéril aderido.: Em Triticum spelta e T.5. com ou sem arista. antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. Obs.: Unidade-Semente Múltiplas (USM) de Avena (Poaceae). Obs. de qualquer comprimento (Figura 2.: Unidade-Sementes Múltiplas (USM) devem ser deixadas intactas e devem ser incluídas na fração “Semente Pura” (consultar 2. excluindo-se o comprimento da arista (Figura 2. A unidade-semente pode ser a espigueta ou parte da espigueta com mais de um antécio. – um antécio fértil – com mais de um antécio fértil e/ou antécio estéril aderidos. • Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse – com ou sem arista. estruturas de 1 a 4). 34. Todas as outras estruturas (5 a 12 e 14 a 15) têm que ser consideradas como USM. estruturas 5 a 7). dicoccon (Poaceae): com ou sem o segmento da ráquis aderido. Em Alopecurus (Poaceae): a pálea fértil é ausente. estruturas 13.: Apenas para Triticum spelta e T. (A estrutura pontilhado representa o antécio fértil e o claro representa o antécio estéril).1.1.: Antécio fértil – pode ou não estar acompanhado por outro antécio fértil ou por um antécio estéril. 14 e 15). onde a lema do antécio basal envolve o antécio fértil interno não necessitam ser informadas como USM.e).1 – Classificação em Unidade-Semente Simples e Unidade-Semente Múltipla.3. Obs. FIGURA 2. Obs. • Espigueta – com glumas.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Obs.1. – um antécio fértil – com antécio basal estéril aderido ou com glumas de qualquer comprimento (Figura 2. dicoccon (Poaceae): podem ser encontradas combinações de UnidadeSemente Múltiplas (USM). que se estenda até o ápice do antécio fértil ou o ultrapasse. com ou sem arista. incluindo a arista independente de seu tamanho. Em Echinochloa e Melinis (Poaceae): Espigueta – com lema estéril aderida. mais lema estéril aderida. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original.2. antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse.3.5. com ou sem arista. 36. • Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse – com ou sem arista. Obs. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original.7 (consultar também 2. Em Axonopus (Poaceae): Espigueta – com uma única gluma. incluindo a arista independente de seu tamanho.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 35. • Cariopse. mais o antécio estaminado aderido. • Cariopse. Em Holcus (Poaceae): Espigueta – com glumas. 36. mas com antécio estaminado aderido.: Presença de aristas maiores do que o comprimento do antécio devem ser informa-dos. 38. • Cariopse. • Antécio fértil (lema e pálea) – envolvendo uma cariopse.: A espigueta fértil é formada pelas glumas. • Espigueta – com antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. • Antécio fértil (lema e pálea) – envolvendo uma cariopse.1. incluindo a arista independente de seu tamanho.d). • Espigueta – antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. de acordo com 2. com antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. Em Panicum e Digitaria (Poaceae): Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. 128 . • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. • Espigueta – (uma fértil* e duas estéreis) envoltas por um invólucro córneo em forma de contas. *Obs. • Antécio – com ou sem lema estéril. mais antécio estaminado aderido. mais lema estéril aderida. • Cariopse. • Espigueta – com glumas. mais a lema estéril aderida. mais lema estéril aderida. Em Arrhenatherum (Poaceae): Espigueta – sem glumas. • Cariopse. Espigueta 36. antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. • Espigueta – com glumas. pelo antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. • Antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. 37. com ou sem arista. Em Bouteloua (Poaceae): Espigueta – com um ou mais antécios estéreis. 40. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. mais lema estéril aderida. antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. segmento(s) do ráquis e do pedicelo(s).: Espigueta com glumas.4. com ou sem arista. algumas vezes a pálea é pouco desenvolvida (atrofiada ou rudimentar). • Antécio fértil (lema e pálea) – envolvendo uma cariopse. espigueta e antécio. Em Cenchrus (Poaceae): Invólucro-de-cerdas – com 1-4 espiguetas.: Primeira gluma ausente e segunda gluma envolvendo completamente a lema e a pálea (ambas muito finas).2) Em Astrebla (Poaceae): Espigueta e Antécio fértil – com ou sem cariopse. mais antécio estéril aderido. com cariopse. Em Andropogon (Poaceae): Espigueta e Antécio – com ou sem cariopse. com cariopse.: Se o Método de Ventilação Uniforme for usado para Poa pratensis e Poa trivialis (Poaceae) (consultar 2. • Espigueta – com antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. 42. Consulte Definição n°42. • Antécio fértil (lema e pálea) – envolvendo uma cariopse. • Cariopse. 45. com ou sem arista. 41. • Cariopses. Em Pennisetum (Poaceae): Invólucro-de-cerdas – com 1-5 espiguetas. • Espigueta – com uma única gluma*. com ou sem arista. espigueta e antécio. • Pedaço de cariopse – maior do que do que a metade de seu tamanho original. • Antécio (lema e pálea) – envolvendo ou não uma cariopse.5. Chloris e Hyparrhenia (Poaceae): Cariopse – não há necessidade de verificar se está ou não presente. Consulte Definição n° 42. Obs. com ou sem: pálea hialina ou lemas. arista(s) e antécio(s) estéril ou fértil aderidos. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade do tamanho original. • Invólucro-de-cerdas – com 1-5 espiguetas*. Em Andropogon. • Espigueta – com glumas envolvendo uma cariopse. 44. *Obs. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. • Cariopse. *Obs.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 39. 129 . • Cariopse. 43. antécio fértil (lema e pálea) envolvendo uma cariopse. • Cariopse. Bouteloua. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. com 1-3 aristas cada. • Semente – desde que uma porção do tegumento esteja aderida.: Em Beta (Chenopodiaceae): Glomérulo – com pedaços de pedúnculo ou de folhas aderidos. desde que uma porção do tegumento esteja aderida. Entretanto. a semente alada e o restante da porção “Semente Pura” (não alada) devem ser recombinadas (homogeneizadas).3. desde que uma porção do tegumento esteja aderida. Neste caso. 48. esta deve ser considerada “semente alada” e deixada intacta. com (mas as vezes sem) tegumento sobre o núcleo seminífero.7 (consultar também 2. 50. desde que uma porção deste esteja aderida. • Glomérulo – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. desde que uma porção do tegumento esteja aderida ao núcleo seminífero. desde que uma porção do tegumento esteja aderida. • Semente – com ou sem ala(s). a não ser que seja óbvio a ausência do embrião. desde que uma porção deste esteja aderida. • Semente – sem ala.d). semente com tegumento fundido aderido deve ser considerada “Semente Pura”. • Sementes – sem ala e sem tegumento. independente da porcentagem da “Semente Pura”. se o tegumento (com ou sem ala) ainda estiver preso a alguma semente. com (mas as vezes sem) tegumento sobre o núcleo seminífero. sem ala e tegumento. com ou sem tegumento.5. a menos que seja óbvio que não contenha semente.: Tegumento é o tecido que forma a ala e envolve o núcleo seminífero. Em Pinaceae como em Calocedrus. 49. a não ser que seja óbvio a ausência do embrião. bem como a ala. essas devem ser pesadas 130 . Em Pinaceae como em Picea e todas as espécies de Pinus (exceto Pinus palustris e Pinus rigida) o tegumento não está intimamente aderido à semente. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de glomérulo – maior do que a metade do tamanho original. desde que uma porção do tegumento esteja aderida ao núcleo seminífero.3. antes de se tomarem as repetições para o teste de germinação. com ou sem arilo. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original.c e 2. o tegumento está fundido com as outras estruturas da semente (endosperma e embrião). • Semente – com ou sem ala(s) e com ou sem o tegumento que envolve o núcleo seminífero. 47. Obs. Sementes aladas – por ex: quando o tegumento mais a ala ainda estão presas na semente. 51. de acordo com 2. devem ser informados de acordo com 2.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 46. maiores do que a maior dimensão do glomérulo. • Pedaço de semente – maior do que a metade do tamanho original. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. e é impossível uma remoção completa e consistente. Obs. raramente é removido no beneficiamento. sem causar danos à semente. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removido. • Glomérulo ou pedaço deste – com ou sem pedúnculo e com ou sem pedaços de folhas aderidas.: Tegumento é o tecido que forma a ala e envolve o núcleo seminífero. Após a pesagem. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. Sementes aladas (com o tegumento aderido. com ou sem ala de qualquer tamanho) devem ser pesadas e sua porcentagem deve ser informada em separado.5. No beneficiamento o tegumento geralmente é removido. Larix e Pseudotsuga. sem ala. Obs. durante a análise de pureza. Nem o tegumento e nem a ala devem ser removidos deliberadamente.7. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de pirênio – maior do que a metade de seu tamanho original. 52. • Pedaço de pirênio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Núcula – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de sâmara – maior do que a metade de seu tamanho original. a não ser que seja óbvio que não contenha semente. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. a não ser que seja óbvio que não contenha semente. Após a pesagem. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. 54. 56. • Sâmara – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Drupa – contendo um único pirênio central. a não ser que seja óbvio que não contenha semente. 58. • Pedaço de pirênio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pirênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. a não ser que seja óbvio que não contenha semente. 55. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de pirênio – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pedaço de sâmara – maior do que a metade de seu tamanho original. • Pirênio – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. de acordo com 2. a não ser que seja óbvio que não contenha semente.5. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original. 57. • Sâmara – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pirênio – a não ser que seja óbvio que não contenha semente. com ou sem tegumento. a semente alada e o restante da porção “Semente Pura” (não alada) devem ser recombinadas (homogeneizadas) antes de se tomarem as repetições para o teste de germinação. • Pedaço de sâmara – maior do que a metade de seu tamanho original. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Semente – com ou sem tegumento. 131 . com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Núcula – a não ser que seja óbvio que não contenha semente.c e 2. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de sâmara – maior do que a metade de seu tamanho original. • Sâmara – com ou sem ala(s). • Núcula – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos.3. • Sâmara – com ou sem ala(s). com ou sem estiletes aderidos. • Pirênio – a não ser que seja óbvio que não contenha semente. • Drupa – com ou sem cálice. • Núcula – com ou sem pêlos. 53.7. • Pedaço de drupa – a não ser que seja óbvio que não contenha semente.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES e ser informadas em separado da porcentagem de “Semente Pura”. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 59. • Drupa – com ou sem perianto, a não ser que seja óbvio que não contenha semente. • Pedaço de drupa – maior do que a metade de seu tamanho original, a não ser que seja óbvio que não contenha semente. • Drupa – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de drupa – maior do que a metade de seu tamanho original, com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. 60. • Semente – com ou sem tegumento. • Pedaço de semente – maior do que a metade de seu tamanho original, com ou sem tegumento. Obs.: em muitas espécies de Eucalyptus (Myrtaceae) é impossível diferenciar, com segurança, entre a semente e os óvulos não fertilizados ou os que não se desenvolveram numa semente madura. Nesses casos, e também para as espécies onde se pode fazer a distinção, um procedimento simplificado pode ser adotado como descrito no Capítulo 17 − Teste de Sementes por Repetições Pesadas. Na informação dos resultados deve-se citar o método utilizado. 61. • Antécio fértil (lema e pálea) – envolvendo uma cariopse. • Cariopse – com ou sem pericarpo. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original, com ou sem pericarpo. Em Stipa e Piptochaetium (Poaceae): incluir também pedaço do antécio fértil maior do que a metade de seu tamanho original. 62. • Antécio fértil (lema e pálea) – envolvendo uma cariopse, com ou sem arista ou com ou sem segmento da ráquis, independente do seu tamanho. • Pedaço de antécio fértil – contendo uma cariopse, maior do que a metade de seu tamanho original. • Cariopse. • Pedaço de cariopse – maior do que a metade de seu tamanho original. Obs.: Antécios com arista ou segmento da ráquis maior do que o comprimento do antécio fértil, como em Hordeum (Poaceae), devem ser informados de acordo com item 2.7 (consultar também 2.5.3.d). 63. • Bulbilho. • Pedaço de bulbilho – maior do que a metade de seu tamanho original. 64. • Semente – sem ala, com (mas as vezes sem) tegumento desde que uma porção deste esteja aderida. • Pedaço de semente – maior do que a metade do tamanho original, sem ala, com (mas as vezes sem) tegumento desde que uma porção deste esteja aderida. Obs.: Tegumento é o tecido que forma a ala e envolve o núcleo seminífero. Em Pinaceae como nos gêneros Abies, Cedrus e Tsuga e nas espécies de Pinus palustris e Pinus rigida, o tegumento não está fundido com as outras estruturas da semente (endosperma e embrião), geralmente não é removido no beneficiamento, e é impossível uma remoção completa e consistente, sem causar danos à semente. Neste caso, semente com tegumento intimamente aderido deve ser considerada “Semente Pura”. Sementes aladas – por ex: quando o tegumento mais a ala ainda estão presas na semente, essas devem ser pesadas e ser informadas em separado da porcentagem de “Semente Pura”, de acordo com 2.5.3.c e 2.7. Após a pesagem, a semente alada e o restante da porção “Semente Pura” (não alada) devem ser recombinadas (homogeneizadas) antes de se tomarem as repetições para o teste de germinação. 132 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 65. • Núcula – com ou sem rostro, a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original, a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Núcula – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de núcula – maior do que a metade de seu tamanho original, com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removido. 66. • Bacáceo – com ou sem rostro, a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Pedaço de bacáceo – maior do que a metade de seu tamanho original, a menos que seja óbvio que não contenha semente. • Bacáceo – com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removidos. • Pedaço de bacáceo – maior do que a metade de seu tamanho original, com pericarpo e o tegumento da semente parcial ou inteiramente removido. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. Análise de pureza. In: Regras para análise de sementes. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV, 1992. cap.2, p.55-63. BRASIL. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. Categoria de semente pura. In: Regras para análise de sementes. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV, 1992. apêndice 1, p.255-291. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. The purity analysis. In: International rules for seed testing. ed.2008. Bassersdorf, 2008. cap.3, p.3.1-3.37. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. Manual de definições de sementes puras. Zürich, 1987. 108p. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. List of stabilized plant names. 5.ed. Bassersdorf: Nomenclature Committee, 2007. 73p. Disponível em: http://www.ars-grin.gov/~sbmljw/ istalistad.html; www.ars-grin.gov/~sbmljw/ istalisteo.html; www.ars-grin.gov/~sbmljw/ istalistpz.html acessado em 2007 e out.2008. http://www.ars-grin.gov/npgs/tax/taxassoc.html consulta de nomes científicos e sinonímias acessado em 2007 e out.2008. 133 VERIFICAÇÃO DE OUTRAS CULTIVARES REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 3.1 OBJETIVOS Verificar o número de sementes de outras cultivares presentes em uma amostra de trabalho, de peso igual ao da análise de pureza retirada da amostra média; Verificar qual a porcentagem de sementes da amostra média que está de acordo com a cultivar indicada pelo remetente. 3.2 APLICAÇÃO Essa análise deverá ser realizada sempre que os padrões de qualidade da espécie incluírem tolerâncias máximas para “verificação de outras cultivares por número”. A determinação é válida para a cultivar declarada pelo remetente e quando há disponibilidade de uma amostra padrão autêntica e descritores agronômicos adequados para comparar com a amostra em exame. Se excepcionalmente uma amostra padrão não for utilizada na determinação, este fato deve ser informado na emissão dos resultados, conforme 3.6. 3.3 PRINCÍPIOS GERAIS Nos testes para a Verificação de Outras Cultivares a determinação deve ser feita por especialista familiarizado com os caracteres da espécie e da cultivar atentando para o conjunto de conhecimentos e experiências encontrados na bibliografia nacional ou internacional. As características a serem comparadas podem ser de natureza morfológica, fisiológica, citológica, química e bioquímica. A determinação é realizada, dependendo da cultivar em questão, em sementes, plântulas ou plantas desenvolvidas em laboratório, casa de vegetação, câmara de crescimento ou campo. As sementes da amostra em análise são comparadas com as sementes de uma amostra padrão e as plântulas e plantas são comparadas com plântulas ou plantas no mesmo estádio de desenvolvimento, procedentes de uma amostra padrão, semeadas simultaneamente, próximas e em idênticas condições ambientais. Excepcionalmente, dependendo da precisão do exame a comparação com uma amostra padrão não é obrigatória, como por exemplo no caso de ploidia. No caso de cultivares que são suficientemente uniformes para uma ou mais características, como freqüentemente ocorre nas espécies autógamas, é feita uma contagem do número de sementes, plântulas ou plantas que não estão em conformidade com a amostra padrão. Se a cultivar não é suficientemente uniforme (espécies alógamas) é feita uma contagem das plantas atípicas. O julgamento geral é expresso quanto à autenticidade da amostra em exame, conforme descrito em 3.6. 3.4 INSTALAÇÕES, EQUIPAMENTOS E ACESSÓRIOS O laboratório deve dispor de instalações e equipamentos compatíveis com o método a ser utilizado para a condução do teste. Em geral é necessário ter: a) no laboratório: aparelhos e reagentes apropriados para exames morfológicos, fisiológicos, citológicos, testes químicos e de germinação de sementes, conforme os métodos a serem executados; b) em casa de vegetação e câmara de crescimento: condições ambientais controladas e adequadas para induzir o desenvolvimento das características a serem avaliadas; c) em campo: condições climáticas, edáficas e culturais para permitir o desenvolvimento normal das características a serem avaliadas, com suficiente proteção contra pragas e doenças. 136 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 3.5 PROCEDIMENTO 3.5.1 PESO DA AMOSTRA MÉDIA A amostra média para a verificação de outras cultivares por número usualmente é a mesma enviada para a realização dos outros testes exigidos pelo padrão em vigor. Quando forem realizados testes que exijam mais sementes (ex: testes em campo) devem ser solicitadas amostras maiores. 3.5.2 EXAME DE SEMENTES NO LABORATÓRIO a) Amostra de Trabalho O tamanho da amostra de trabalho e a quantidade de subamostras dependerão do método usado e do grau de precisão exigida. a.1. Para estimar o número de outras cultivares presentes na amostra de trabalho: Obter uma amostra de peso determinado, estabelecido em regulamento do MAPA, tomada ao acaso da amostra média. O método poderá ser realizado simultaneamente, na amostra de trabalho para análise de pureza. a.2. Para estimar qual a porcentagem de sementes da amostra média que está de acordo com a cultivar nela indicada: A amostra de trabalho deverá ter no mínimo 400 sementes tomadas ao acaso da amostra média e coletadas de acordo com as RAS (1.4). b) Determinação Para as características morfológicas, as sementes podem ser observadas por exame visual direto ou quando necessário examinadas com o auxílio de lupas e microscópios adequados. Para as características de cor, as sementes devem ser examinadas sob luz natural ou de espectro limitado, como a luz ultravioleta. Para as características químicas, as sementes devem ser tratadas com reagentes adequados e anotada a reação de cada semente. b.1. Poaceae (=Gramineae) Em Hordeum spp. as características mais comuns são a forma da semente, base da lema e pálea, coloração, disposição ventral de pelos, abertura da dobra central, pelos da ráquila, dentes das nervuras laterais dorsais, sulcos da lema e hirsutismo das lodículas. Em Avena spp. as características mais comuns são a coloração da semente, que pode ser branca, cinza-amarelada ou preta, presença de pelos e aristas. Em Avena spp. e Hordeum spp. a coloração da semente pode ser também verificada pela exposição à luz ultravioleta. Em Oryza spp. são importantes as características da coloração das glumas, pubescência, presença de arista, formato do ombro e pigmentação do ápice. Em Triticum spp. a reação das sementes a solução de fenol diluído a 1% é uma característica própria de cada cultivar. Repetições de 100 sementes são umedecidas em água destilada durante a noite, secas e colocadas em placas de Petri com papel-filtro, adicionando-se sobre elas algumas gotas da solução de fenol. A observação é feita uma hora depois. As sementes são classificadas pela intensidade da coloração, que varia do castanho pálido ao muito escuro de acordo com cada cultivar. b.2. Fabaceae (=Leguminosae) Em alguns gêneros como Glycine, Lupinus e Pisum as verificações das diferenças na coloração, brilho, tamanho e forma da semente, na coloração e formato do hilo, podem ser feitas por exame visual direto sob luz natural ou ultravioleta, ou sob a lupa. Em Pisum spp. as características mais comuns são a coloração do tegumento que varia de cinza a marrom-avermelhada e a textura do tegumento, que pode ser lisa ou rugosa. 137 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Em Lupinus spp. a presença ou ausência de alcalóide é um método de identificação. Após umedecer as sementes em água durante 24 horas, corta-se uma fina fatia de cada semente e coloca-se as fatias em um recipiente de vidro sobre uma superfície branca. Em cada fatia pinga-se de uma a duas gotas de solução de lugol. O aparecimento de um precipitado castanho-avermelhado indica a presença do alcalóide. Em Glycine max o tegumento das sementes apresenta reação da enzima peroxidase, que permite a separação das cultivares em dois grupos: um com alta atividade, designada como reação positiva e outro com baixa atividade, caracterizada como reação negativa. Essa característica pode auxiliar na confirmação de eventuais dúvidas na distinção das cultivares. Retira-se o tegumento das sementes, com o auxílio de bisturi ou lâmina, com cuidado para não deixar aderido ao mesmo nenhum fragmento do eixo embrionário ou dos cotilédones. Os tegumentos são colocados individualmente em tubos de ensaio e a cada tubo adiciona-se 10 gotas de solução alcoólica de guaiacol a 0,5%. Após 10 minutos, adiciona-se se uma gota de solução aquosa de água oxigenada (H2O2), formada de uma parte de H2O240vv para 32 partes de água destilada. Após 60 segundos procede-se a avaliação, observando-se a formação ou não de coloração da solução e do tegumento no interior do tubo. As cultivares com alta atividade da peroxidase no tegumento produzem coloração marrom-avermelhada, designada como reação positiva. As cultivares com baixa atividade não mostram alteração quanto à coloração, caracterizando a reação negativa. Deve-se evitar o uso de recipientes plásticos, pois o guaiacol reage com eles. 3.5.3 EXAME DAS PLÂNTULAS NO LABORATÓRIO a) Amostra de Trabalho Para estimar a porcentagem de plântulas da amostra média que está de acordo com a cultivar indicadas pelo requerente, a amostra de trabalho deverá ter, no mínimo 400 sementes, tomadas ao acaso da amostra média e coletadas de acordo com as RAS. Para estimar o número de Outras Cultivares presentes na amostra de trabalho são tomadas ao acaso, no mínimo, 400 se mentes da porção “Semente Pura”. No caso de ploidia (Avena spp., Beta spp., Lolium spp. e Trifolium spp.) utilizam-se inicialmente 100 se mentes, com adição de mais 100, quando a primeira determinação não for conclusiva. b) Determinação As sementes devem ser colocadas para germinar em repetições de, no máximo 100 sementes, em substrato apropriado. Quando as plântulas atingirem um estádio de desenvolvimento que permita a observação de suas características, as mesmas devem ser examinadas no todo ou em partes. Para a determinação de ploidia, a extremidade da raiz ou outro tecido é cortado e preparado para exa me microscópico. b.1. Poaceae Algumas cultivares podem ser identificadas pela coloração dos seus coleóptilos. As sementes são colocadas para germinar sobre papel, como descrito no Capítulo 5, na presença de luz e com manutenção da umidade. A coloração do coleóptilo pode variar de verde a violeta e pode ser observada quando as plântulas atingirem estádio de desenvolvimento adequado. A coloração pode ser intensificada umedecendo-se o papel com solução de NaCI ou HCI a 1%, ou submetendo-se as plântulas à luz ultravioleta por 1-2 horas antes do exame. b.2. Fabaceae Para auxiliar a identificação de cultivares de soja (Glycine max) pode-se usar o teste de hipocótilo, que é baseado no pigmento antocianina presente no hipocótilo das plântulas, que pode ser púrpura ou verde. As sementes são colocadas para germinar em areia ou 138 Brassica spp. a proporção de plântulas de coloração branca e vermelho-clara dá indicações da cultivar. colocadas sob luz fraca e à temperatura ambiente. Após cinco dias.5. no entanto. concomitantemente. As parcelas de verão ser de tamanho adequado para permitir a comparação das características de interesse com a amostra padrão ou descritores 139 .5 EXAME DE PLANTAS EM CAMPO a) Amostra de Trabalho As sementes devem ser tomadas ao acaso da amostra média quando for para verificar a autenticidade da cultivar nela indicada e da porção “Semente Pura”. que são coloração verde-limão para as brancas e laranja para as amarelas. as características específicas devem ser observadas em cada planta e anotadas. A antocianina é um pigmento cuja intensidade varia muito. b. com ausência de luz. semear toda a porção retirada da “Semente Pura”. Quando as plantas tiverem atingido um estádio de desenvolvimento adequado.4 EXAME DE PLANTAS EM CASA DE VEGETAÇAO OU CÂMARA DE CRES CIMENTO a) Amostra de Trabalho É constituída por um número de sementes suficiente para produzir. amarelas. examina-se a coloração do hipocótilo das plântulas. Em nabo e nabo-forrageiro. Após sete dias. b. A avaliação deve ser feita de 5-10 dias após a semeadura. as cultivares carnosas brancas podem ser distinguidas das carnosas amarelas pela coloração dos cotilédones. 3. desde o início da emergência e que ocorra. no caso de se verificar a presença de Outras Cultivares. essa coloração desenvolve-se bem em condições de laboratório. transfere-se os cotilédones para placas de Petri contendo álcool (85 -96°). No caso da verificação de Outras Cultivares. Para beterrabaaçucareira e beterraba-forrageira-branca.5. no mínimo. Beta spp. As sementes são colocadas para germinar à temperatura de 20-30°C.3. nos últimos dias. luz natural ou lâmpadas fluorescentes (luz fria).4. mas este número pode ser reduzido no caso de espécies rasteiras ou trepadeiras. As sementes da amostra média deverão ser semeadas (totalmente ou em parte) logo após o seu recebimento. vermelho-claras ou vermelhas. 3. em duas repetições localizadas em campos diferentes ou locais diferentes dentro do mesmo campo. verifica-se a coloração.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES solo umedecido. as quais podem ser brancas. no caso de verificar a presença de Outras Cultivares. Semear as se mentes em areia umedecida. no mínimo. 100 plantas. Após quatro horas. b) Determinação As sementes devem ser distribuídas em substratos apropriados e mantidas em condições ambientais necessárias ao desenvolvimento das características a serem examinadas. Pa ra que a coloração se torne evidente. Algumas cultivares de beterraba e acelga podem ser distinguidas pela coloração das plântulas. uma ligeira deficiência hídrica no substrato. As sementes devem ser tomadas ao acaso da amostra média quando for para verificar a autenticidade da cultivar nela indicada e da porção “Semente Pura”. colocando-as sobre uma superfície branca. é necessário que as plântulas permaneçam sob iluminação adequada. sendo maior na presença de raios solares. b) Determinação As sementes de cada amostra devem ser semeadas. observando-se a coloração do hipocótilo da plântula. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES agronômicos.2. espécies aberrantes (aveias fatuóides e trigo espelta) devem ser contadas e anotadas. deve-se fazer uma contagem ou uma estimativa do número de plantas nas parcelas. deve ser feito prefe rencialmente em linha e mecanicamente. Plantas reconhecidamente pertencentes a outra cultivar. os números ideais de plantas por metro. se possível. Outra opção para se obter plantas isoladas é a semeadura direta. No entanto. neste caso. Quando possível. Glycine spp. plantas individuais da amostra padrão devem ser transplantadas. deve-se tomar o máximo cuidado para que não permaneçam sementes de outras amostras na semeadora. a mistura de outras cultivares pode ser determinada previamente por métodos de laboratório. são permitidos. as plantas são desbasta das para plantas isoladas. as épocas ideais de avaliação das plantas vão do início da floração (trevo) ou da formação das sementes (gramíneas) ao final do crescimento. quando as condições são favoráveis e. distanciadas de 20-25cm para cereais e linho e de 40 -50cm para as outras espécies. Forrageiras São recomendadas linhas de aproximadamente 15m de comprimento espaçadas de 30-45cm. b. O número de plantas dependerá das repetições e do delineamento estatístico a ser usado. Quando há necessidade de avaliar plantas isoladas para distinguir duas ou mais cultivares. com posterior transplante para as parcelas em campo. O transplante e o desbaste são possíveis fontes de erro. Lupinus spp. para as espécies listadas são os seguintes: Espécies Cereais Linum spp. conseqüentemente é durante esses períodos que cada planta deve ser examinada individualmente. A distância entre plantas deve ser de no mínimo 60cm em ambas as direções. Para comparação. Pisum spp. Cereais. Número de Plantas 60 100 30 10 30 50 30 30 30 Embora seja possível distinguir diferentes cultivares em plantas jovens de muitas espécies. o mesmo número de plantas no teste e nas parcelas de controle. Se a semeadura for em local definitivo. Na semeadura mecânica.1. Plantas isola das podem ser obtidas por semeadura em laboratório ou casa de vegetação. As diferenças entre as cultivares tor nam-se visíveis durante todo o período de crescimento das plantas. 140 . b. Papaver spp. Em cada linha. aproximadamente. As plantas necessitam ser inspecionadas várias vezes durante este período. preferencialmente na mesma época em que as plantas são examinadas. Leguminosas e Oleaginosas As sementes de cada amostra devem ser semeadas em parcelas com um número adequado de linhas . quando absolutamente necessário. Em algumas espécies. A densidade de semeadura deve ser ajustada para produzir. no entanto. Brassica spp. Durante todo o período de crescimento ou em período especificado para cada espécie devem ser feitas observações e anotadas todas as variações em relação à amostra padrão. é no início da floração ou na formação das sementes (cereais) que a maioria das diferenças entre plantas de cultivares distintas se tornam mais evidentes. Vicia faba Vicia spp. Tais misturas devem ser removidas e anotadas antes de semear a amostra. um espaçamento adequado entre plantas deve ser usado. o exame principal deve ser realizado após o completo crescimento. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. 3. No caso de plantas forrageiras e espécies similares. EXAME DE PLANTAS EM CAMPO Sempre que possível.4. como é difícil saber o número to tal de plantas examinadas por parcela. o número de plantas de outras cultivares não conformes com a amostra padrão e/ou descritores deve ser transformado em porcentagem com base no número de plantas examinadas.2008. o resultado é expresso em número de sementes de outras cultivares observadas no material em exame. Verificação de espécies e cultivares.8. ed. 3. Cultivares de espécies alógamas tais como cen teio. Species and variety testing. quando as raízes são desenterradas e deixadas nas linhas. os resultados são expressos em porcentagem com base no número de plântulas normais examinadas (como definidas no Capítulo 5). O material examinado será indicado pelo peso (g).6.32. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV.1 EXAME DE SEMENTES NO LABORATÓRIO Na determinação de sementes. no caso de culturas para produção de raízes.6. Deve-se examinar as plantas durante todo o período de desenvolvimento. contudo.3. forrageiras e outras. 1992. 3.6.6 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS 3. 141 . algumas vezes podem apresentar variabilidade gradativa de características que dificultam definí-las seguramente como atípicas. 3. no mínimo. EXAME DE PLÂNTULAS NO LABORATÓRIO Na determinação de plântulas.1-8. 400 plantas para exame. O resultado deve ser expresso pela porcentagem de plantas não conformes com a amostra padrão e/ou descritores.8. In: International rules for seed testing. pois é nesta ocasião que as diferenças de formato e de coloração podem ser claramente observadas. In: Regras para análise de sementes. o cálculo de porcentagem de plantas de outras cultivares deve ser complementado por comentário apropriado sobre a conformidade da amostra em exame com a amostra padrão e descritores agronômicos. em tais casos. cap. p.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES b. cap.3 EXAME DE PLANTAS EM CASA DE VEGETAÇÃO OU CÂMARA DE CRESCIMENTO O número de plantas examinadas deve ser anotado. Culturas produtoras de raízes tuberosas e outras culturas semeadas em linhas Cada parcela consistirá de duas ou mais linhas para comportar. culturas produtoras de raízes tuberosas.6. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. p.65-73. Bassersdorf. quando semeadas a lanço.5.2. 2008. o resultado pode ser expresso pelo número de plantas não conformes produzidas com base no peso das sementes semeadas. . REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 4 .DETERMINAÇÃO DE OUTRAS SEMENTES POR NÚMERO DETERMINAÇÃO DE OUTRAS SEMENTES POR NÚMERO 143 . silvestres e nocivas) ─ são sementes de outras espécies que não aquela da amostra em exame. - Semente silvestre ─ é aquela reconhecida como invasora e cuja presença junto às sementes comerciais é globalmente limitada. fixados em normas e padrões estabelecidos. específicos e globais. sendo expressa em número de sementes encontradas no peso da amostra de trabalho.1 OBJETIVO Estimar o número de sementes (inclusive bulbilhos e tubérculos) de outras espécies presentes na amostra de trabalho. por ser de difícil erradicação no campo ou de remoção no beneficiamento. - Semente nociva tolerada ─ semente de espécie cuja presença junto às sementes da amostra é permitida dentro de limites máximos. 4. sendo relacionada e limitada conforme normas e padrões estabelecidos. - Teste limitado: é aquele no qual o exame é realizado no peso total da amostra de trabalho para determinada(s) espécie(s). - Teste reduzido-limitado: é aquele no qual o exame é realizado somente em uma parte da amostra de trabalho e para apenas determinada(s) espécie(s). - Semente nociva ─ semente de espécie que. - Semente cultivada ─ é aquela reconhecida como de interesse agrícola e cuja presença junto às sementes comerciais é individual ou globalmente limitada.5. 4. - Semente nociva proibida ─ semente de espécie cuja presença não é permitida junto às sementes do lote.3 PRINCÍPIOS GERAIS A determinação é realizada por identificação e contagem das outras espécies. 4.2 (coluna “Outras Sementes por Número”) ou conter no mínimo 25. 144 . conforme normas e padrões estabelecidos. de coleção de sementes (de preferência certificada por especialista) e de literatura especializada para a identificação de sementes. conforme normas e padrões estabelecidos. é permitido relatar apenas o nome do gênero ou então o nome da família botânica. Quando as sementes encontradas não puderem ser identificadas em nível de espécie. - Teste reduzido: é aquele no qual o exame é realizado somente em uma parte da amostra de trabalho. é prejudicial à cultura ou a seu produto.4 EQUIPAMENTOS E MATERIAIS DE REFERÊNCIA É obrigatório dispor de microscópio estereoscópico. conforme normas e padrões estabelecidos. Peneiras.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 4. sopradores. 4. - Teste completo: é aquele no qual o exame é realizado no peso total da amostra de trabalho para todas as espécies presentes.000 sementes para espécies não contempladas neste Quadro.5 PROCEDIMENTO 4.1 AMOSTRA DE TRABALHO O tamanho da amostra de trabalho deverá seguir o estabelecido no Quadro 1.2 DEFINIÇÕES - Outras sementes (cultivadas. descascadores de sementes e outros equipamentos podem ser usados para auxiliar a análise. 1-4. Para identificar as sementes de arroz-vermelho entre as sementes de arroz comum há a necessidade do descascamento. Com relação à classificação como outras sementes ou material inerte (2. 4. p. 145 . ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION.8 para comparação de resultados de duas amostras de trabalho obtidas de diferentes amostras médias do mesmo lote. seção 1. As duas amostras comparadas devem ter aproximadamente o mesmo peso. Os nomes científicos das espécies devem estar de acordo com o Quadro 1. Para tanto.1 e 2. Exame de sementes nocivas. somar o número de sementes encontradas nesta amostra ao número de sementes encontradas na análise de pureza.75-78. cap.4. 26 de julho de 2004.2007. Quando se trabalhar com uma amostra complementar.5. ed. que permita atingir o peso mínimo exigido para a determinação de outras sementes por número indicado no Quadro 1.4. é permitido relatar apenas o nome do gênero ou então o nome da família botânica. Bassersdorf.DETERMINAÇÃO DE OUTRAS SEMENTES POR NÚMERO 4. de 23 de julho de 2004 (aprova Regulamento da Lei nº 10. podendo ser um pouco maior do que esse mínimo.2. Bassersdorf.7 INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS O número e nome botânico das espécies encontradas. complementar a amostra com a quantidade necessária estabelecida no Quadro 1. BRASIL.6 CÁLCULOS E COMPARAÇÃO DE RESULTADOS O resultado desta determinação deve ser expresso em número de sementes de cada espécie encontrada na quantidade examinada (peso da amostra).4.4.711.4. In: International rules for seed testing. p. até um limite de 3% da amostra de trabalho ou em um peso reduzido. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. usando-se a Tabela 18.2 para a Determinação de Outras Sementes por Número. cap. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL.1-4.3). após a análise de pureza e retirada de Sementes Puras para o teste de germinação. conforme estabelecido nos padrões.8). ed. In: Regras para análise de sementes. Diário Oficial da União: Brasília.2008. quando se tratar de duas amostras de trabalho provenientes da mesma ou de diferentes amostras médias e Tabela 18. Determination of other seeds by number. 1992. Brasília: SNAD/DNDV/ CLAV. p. quando o resultado da segunda análise for maior do que o resultado da primeira análise.2 ou com a Lista de Nomes de Plantas Estabilizados atualmente em vigor e publicada pela ISTA ou pelo MAPA. são utilizadas as mesmas características da Definição de Semente Pura (2. Depois essa amostra é passada pelo descascador de arroz para verificar a presença e quantificar as sementes de arroz-vermelho. 4.3. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. p. devem ser informados no Boletim de Análise de Sementes.2 DETERMINAÇÃO A amostra de trabalho é avaliada para determinar as outras sementes. para categorias específicas de sementes. A determinação de outras sementes pode ser executada usando-se o peso da amostra para a análise de pureza mais o peso de uma amostra complementar.6. de 5 de agosto de 2003). realizada no mesmo laboratório ou em diferentes laboratórios. 2007.2.2. 2008.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 4 .3. A comparação entre os resultados de duas determinações deverá ser feita conforme as instruções do Capítulo 18 (Tolerâncias). Quando as sementes encontradas não puderem ser identificadas em nível de espécie. Decreto nº5. International rules for seed testing.6-18. cap. pelo peso da amostra examinada.153. . TESTE DE GERMINAÇÃO . cotilédones (um ou mais) e coleóptilo em Poaceae). A realização deste teste em condições de campo não é geralmente satisfatória. 5.2 PORCENTAGEM DE GERMINAÇÃO Nos testes de laboratório a porcentagem de germinação de sementes corresponde à proporção do número de sementes que produziu plântulas classificadas como normais. Estas condições. • 148 . completas.1. 5. formado por: 99 raiz primária longa e delgada geralmente revestida por numerosos pelos absorventes e terminando numa extre midade afilada. 5. têm sido estudados e desenvolvidos de maneira a permitir uma germinação mais regular. consideradas ótimas. Hordeum.3 ESTRUTURAS ESSENCIAIS Para que uma plântula possa continuar seu desen volvimento até tornar-se uma planta normal deve apre sentar as seguintes estruturas essenciais: sistema radi cular (raiz primária e em certos gêneros raízes seminais). dependendo da espécie que está sendo testada. proporcionais e sadias. 99 raízes secundárias produzidas dentro do período de duração do teste.2.2. o qual pode ser usado para comparar a qualidade de diferentes lotes e também estimar o valor para semeadura em campo. as plântulas devem estar de acordo com uma das seguintes categorias: a) Plântulas Intactas Plântulas com todas as suas estruturas essenciais bem desenvolvidas. pois. mesocótilo (Poaceae). Métodos de análise em laboratório.1 OBJETIVO Determinar o potencial máximo de germinação de um lote de sementes. rápida e com pleta das amostras de sementes de uma deter minada espécie. 99 mais de uma raiz seminal em vez de uma raiz primária.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 5. mostra uma combinação específica de al gumas das seguintes estruturas essenciais: Sistema radicular bem desenvolvido.1 GERMINAÇÃO Germinação de sementes em teste de laboratório é a emergência e desenvolvimento das estruturas essenciais do embrião. Triticum e χTriticosecale.2 DEFINIÇÕES 5. Uma plântula intacta.4 PLÂNTULAS NORMAIS Plântulas normais são aquelas que mostram poten cial para continuar seu desenvolvimento e dar origem a plantas normais. gemas terminais. den tro de limites tolerados pelas RAS. efetuados em condições controladas. dada a variação das condições ambientais. epicótilo. Secale. os resultados nem sempre podem ser fielmente reproduzidos. parte aérea (hipocótilo. Cyclamen. Para serem classificadas como normais. em certos gêneros como Avena. de alguns ou de todos os fatores externos.2. quando desenvolvidas sob condições favoráveis.2. em condições e períodos especificados no Quadro 5. 5. demonstrando sua aptidão para produzir uma planta normal sob condições favoráveis de campo. são padronizadas para que os resultados dos testes de germinação possam ser reproduzidos e comparados. raiz pri mária deficiente. em alguns gêneros com ger minação epígea. Em plântulas com germinação epígea. duas folhas primárias. Gema apical: uma. geralmente delgado e alongado. como em Cucumis. em certos gêneros de Poaceae. Secale. também em dicotiledôneas (pode ser verde e foliáceo ou modifi cado. eles geralmente são verdes e foliáceos. no ápice da parte aérea. número variável de cotilédones (2–18) em Coníferas. em Poaceae como em Zea. desde que todas as estruturas envolvidas estejam intactas. Número específico de cotilédones: um cotilédo ne em monocotiledôneas ou. excepcionalmente. nas plântulas de germinação epígea. em plântulas com folhas alternadas. eventualmente. Folhas primárias verdes e em expansão: uma fo lha primária. 99 hipocótilo e epicótilo. em plântulas com folhas opostas. Pisum e Vicia. Para uma lista mais comple ta veja “Handbook for Seedling Evaluation” da ISTA. com tamanho e forma variando com a espécie em análise. Hordeum. como em certos gêneros de Fabaceae. 99 epicótilo bem desenvol vido. Plântulas apresentando pequenos defeitos em suas estruturas essenciais. dois cotilédones em dicotiledôneas. em todos os gêneros de Cucurbitaceae. Plântulas de espécies arbóreas com germinação epígea: quando a raiz primária e o hipocótilo juntos excedem em quatro vezes o comprimento da semente. longos e estreitos. que se es tende até o ápice ou. cujo desenvolvimento varia com a espécie em análise.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES • Parte aérea bem desenvolvida e formada por: 99 hipocótilo reto. em Malvaceae. 99 mesocótilo alongado. permanecendo total ou parcialmente no interior da semente). especialmente em sementes grandes como em Phaseolus. • • • • • b) Plântulas com Pequenos Defeitos • 149 . como em Gossypium. desde que mostrem um desenvolvi mento satisfatório e equilibrado. Citrullus. emergindo através dele. Coleóptilo: um. ambos alongados. com uma folha verde. apenas uma raiz seminal forte em Avena. em Poaceae. onde são geralmente verdes. mas com raízes secundárias suficiente mente bem desenvolvidas. algumas vezes precedida por folhas escamiformes (catáfilos). quando comparadas com uma plântula intacta do mesmo teste. nas plântulas de germinação hipógea. reto e bem desenvolvido. São conside rados pequenos defeitos: Sistema radicular: raiz primária com dano limi tado ou com pequeno retardamento no crescimento. Triticum e χTriticosecale e duas em Cyclamen. Cucurbita. a plúmula. coleóptilo com danos limitados. por que está preso sob a lema e a pálea ou pericarpo do fruto. desde que atenda a regra dos 50%. 5 – Fendida na parte posterior FIGURA 5.1b). folhas primárias com danos limitados. devem ser classificadas como normais. regra dos 50%. no en tanto não maior do que um terço do comprimento total (para Zea mays: plântulas com defeitos no coleóptilo. mas alcança pelo menos a metade do comprimento total.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES • Parte aérea: hipocótilo. coleóptilo com leve torção ou formando um laço. Avaliação do coleóptilo em Zea mays (Figura 5. três cotilédones ao invés de dois. em dicotiledô neas (se não houver evidência de dano ou deterioração do ápice da parte aérea ou dos tecidos adjacentes). três folhas primárias ao invés de duas (por ex. cotilédones com danos limitados (se metade ou mais da área total do tecido ainda funcionar normalmente. 3 – Ápice do coleóptilo ausente. somente uma folha primá ria normal (por ex. regra dos 50%. 4 – Fendida a partir da base.1b). folhas primárias em Phaseolus que estão completamente formadas. desde que atendam a regra dos 50%. epicótilo ou meso cótilo com danos limitados (pequenas lesões que não atinjam os tecidos condutores). como descrito na Figura 5.1a ─ Plântulas normais de Zea mays com pequenos defeitos. se a primeira folha estiver intacta ou com pequenos defeitos como na Figura 5. 150 . somente um cotilédone normal. desde que sejam maiores do que um quarto do tamanho normal.Fendido por mais de 1/3 a partir do ápice.: Phaseolus).: Phaseolus) se não houver evidência de dano ou deterioração da gema apical. 2 – Coleóptilo fortemente curvado. mas com tamanho reduzido. 1 .1a. se a me tade ou mais da área total do tecido ainda funcionar normalmente. coleópti lo com uma fenda que se estende do ápice à base.1a e 5. e se não hou ver evidência de dano ou deterioração do ápice da parte aérea ou dos tecidos adjacentes). coleóptilo com uma folha verde (plúmula) que não se estende do interior até o ápice. mesmo crescendo em condições favoráveis. como resultado de uma infecção primária (da própria semente). c) Plântulas com Infecção Secundária Plântulas que estão seriamente deterioradas devido a presença de fungos ou bactérias.1b ─ Folha primária intacta. ou com dis túrbios fisiológicos. desde que o teste permita essa avaliação. levemente danificada e danificadas. ou desproporcionais. b) Plântulas Deformadas Plântulas com desenvolvimento fraco.1b.1b.2. se ficar evidente que a própria semente não é a fonte da infecção e se possa verificar que todas as estruturas essenciais estão presentes. c) Plântulas Deterioradas Plântulas com qualquer uma de suas estruturas es senciais muito infectadas ou muito deterioradas.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES FIGURA 5. quando ela apresenta um ou mais dos seguintes defeitos: 151 . são classificadas co mo normais.5 PLÂNTULAS ANORMAIS Plântulas anormais são aquelas que não mostram potencial para continuar seu desenvolvimento e dar ori gem a plantas normais. Observação: Em substrato areia. Classifica-se ainda como plântula anormal. que comprometa o seu desenvolvimento normal. as plântulas apresentadas na Figura 5. São consideradas anormais se a primeira folha estiver danificada conforme ilustrações de 3 a 7 da Figura 5. para avaliação de plântulas com defeitos no coleóptilo. As seguintes plântulas são classificadas como anormais: a) Plântulas Danificadas Plântulas com qualquer uma das suas estruturas es senciais ausentes ou tão danificadas que não possa ocor rer desenvolvimento proporcional.1a são consideradas normais se a primeira folha estiver intacta ou levemente danificada. conforme ilustrações 1 e 2 da Figura 5. 5. ou com estruturas essenciais defor madas. Cucumis). atingindo os tecidos condutores ausente com estrangulamento torção completa ao longo de todo o comprimento da estrutura curvado retorcido formando um laço ou espiral hialino deteriorados devido a uma infecção primária Cotilédones (aplicar a regra dos 50%): in chados ou enrolados deformados quebrados separados da plântula ou ausentes descoloridos necrosados hialinos 152 . como em Cyclamen com rachadura profunda ou quebrado com fenda que atravessa a estrutura.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES • Sistema radicular Raiz primária: atrofiada curta e grossa desproporcional em relação as outras estruturas da plântula ausente quebrada fendida a par tir da ponta com estrangulamento fina e fraca retorcida pre sa dentro do tegumento da semente com geotropismo negativo hialina deteriorada devido a uma infecção primária Raízes seminais: apenas uma raiz seminal fraca ou ausente Observação: Raízes secundárias ou seminais que apresentam um ou mais dos defeitos citados são anormais e não podem substituir uma raiz primária anormal em casos onde a pre sença de várias raízes secundárias (por ex. Triticum). Cyclamen). ou duas seminais fortes (por ex. possibilitam a classificação da plântula como normal. epicótilo e mesocótilo: curto e gros so. exceto em Cyclamen não formando um tubér culo. ou pelo menos uma raiz seminal forte (por ex. • Parte aérea Hipocótilo. porém menor que ¼ do tamanho nor mal deterioradas devido a uma infecção primária Gema apical e tecidos adjacentes: deformados danificados ausentes deteriorados. devido a uma infecção primária Observação: Se a gema apical é defeituosa ou ausente. grosso ou deformado quebrado ausente com ápice danificado ou ausente curvado ou for mando um laço for mando uma espiral retorcido fendido por mais de um ter ço do comprimento a partir do ápice fendido na base do coleóptilo por onde frequentemente emerge a plúmula deteriorado devido a uma infecção primária Plúmula (em monocotiledôneas): estendendo-se por menos da metade do comprimento do coleóptilo 153 .: Pisum) tenham se desenvolvido. Coleóptilo (em monocotiledôneas): curto. ⇒ Defeitos específicos para o cotilédone de Allium: curto e grosso com estrangulamento curvado formando um laço ou espiral sem joelho defini do retorcido Folhas primárias (aplicar a Regra dos 50%): deformadas danificadas ausentes descoloridas necrosadas de formato normal. independente da regra dos 50%.: Phaseolus) ou brotos axilares (por ex. no ápice da parte aérea ou nos tecidos adjacentes classificam a plântula como anormal.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES deteriorados devido a uma infecção primária Observação: Danos ou deterioração dos cotilédones no ponto de união com o eixo embrionário. a plântula é anormal mesmo que uma ou duas gemas axilares (por ex. b) Semente verdadeira contendo mais que um embrião.2.1a e 5.1b.6 UNIDADE-SEMENTES MÚLTIPLAS Sementes de diversas espécies podem produzir mais de uma plântula. pode ser também determi nado o número de plântulas normais produzidas por cem sementes ou. em nuculânios de espinafre-da-NovaZelândia (Tetragonia tetragonoides) e em frutos de Tectona grandis). ambas são de tamanho aproximadamente normal. em glomérulos de Beta vulgaris. nos testes de germinação. c) Embriões unidos: ocasionalmente duas plântulas que estão fundidas são oriundas da mesma semente. quando uma unidade-semente produz mais de uma plântula normal. Nesses casos. excepcionalmente. duas ou mais plântulas normais. como mostra as Figuras 5. deve ser mantida por meio de contagens e remoções pe riódicas das mesmas. fendido por mais de um terço do comprimento a partir do ápice fortemente curvado com o ápice danificado ou ausente fendido em qualquer região abaixo do ápice • Se a primeira folha não tiver emergido em tempo de avaliação: ápice do coleóptilo danificado ou ausente coleóptilo fendido por mais de um terço do comprimento a partir do ápice • Se a folha se projetar abaixo do ápice do coleóptilo • Plântula como um todo deformada quebrada cotilédones emergindo antes da raiz duas plântulas fundidas endosperma anelar persistente branca ou amarela retorcida hialina deteriorada devido a uma infecção primária 5. que possibilita manter as “Unidades-Sementes Múltiplas” separadas durante todo o teste. em outras espécies com embriões gê meos. em esquizocarpos não separados de Apiaceae (=Umbelliferae). como no caso de espécies poliembriônicas ou. a plântula é anormal se o coleóptilo apresentar algum dos seguintes defeitos juntamente com danos na primeira folha. Festuca.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES ausente retalhada em tiras ou deformada emergindo de uma fenda na base do co leóptilo amarelada ou hialina deteriorada devido a uma infecção primária ⇒ Coleóptilo e plúmula somente para Zea mays: • Se a primeira folha tiver emergido em tempo de avaliação. uma das plân tulas é fraca ou retorcida mas. antes que elas se separem ou. 154 . χFestulolium e Lolium.: unidades-sementes múltiplas em Dactylis. sendo que nestas. frequentemente. o número de sementes que tenham produzido uma. Quando solicitado. por meio de um dispositivo qualquer. somente uma é contada para a de terminação da porcentagem de germinação. A identidade das plântulas provenientes de uma mesma “Unidade-Semente Múltipla”. ocasionalmente. como: a) Unidades contendo mais de uma semente verda deira (por ex. como papel plissado. por tanto. ainda se encontram intu mescidas ou em estado inicial de germinação. nem dormentes. Relativamente comum em determinadas espécies. mas não germi nam nem apodrecem até o final do teste.7 SEMENTES NÃO GERMINADAS a) Sementes Duras São as sementes que permanecem sem absorver água por um período mais longo que o normal e se apresentam. atacadas por microorganismos e não apresentam nenhum sinal de início de germinação. a cavida de embrionária ou o embrião. sendo. As plântulas normais encontradas no fim do período adicional se rão incluídas na porcentagem de germinação. Neste caso. Nem todas as sementes classificadas como dormentes ao final do teste de germinação são viáveis. sementes não germinadas podem ser classificadas como: Sementes vazias São as sementes que estão completamente vazias ou contêm apenas algum tecido residual. não intumescidas. o laboratório conduz um novo teste com sementes retiradas da fração “Semente Pura”. são também vários os métodos empregados nos laboratórios.2. apresen tam-se amolecidas. 155 . d) Outras Categorias de Sementes não Germinadas (só é realizado quando solicitado) Em algumas circunstâncias. Os métodos mais conhecidos acham-se descritos em 5. No Boletim de Análise de Sementes será informado o maior resultado dos dois testes de germinação. aparentemente. e geralmente. no final do teste com aspecto de sementes recém colocadas no substrato. para provocar a germinação dessas semen tes. Ao se verificar a presença de sementes duras no fi nal do teste de germinação elas deverão permanecer no substrato por um período adicional de até sete dias juntamente com aquelas que. c) Sementes Mortas São as sementes que no final do teste não germinam. isto é.1.7 e recomendadas no Quadro 5. Algumas dessas sementes são capazes de absorver água e intumescer. A viabilidade das sementes classificadas como dormentes pode ser verificada pelo teste de tetrazólio. portanto. Como são várias as causas que determinam a dor mência. Este fenôme no é motivado pela impermeabilidade do tegumento das sementes à água. um tipo de dormência. b) Sementes Dormentes São as sementes que embora viáveis não germinam. nessa ocasião. e as sementes que permanecerem duras serão informadas em local apropriado. Quando se verificar a presença de sementes duras. mesmo quando colocadas nas condições es pecificadas para a espécie em teste.7 e recomendados no Quadro 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 5.1. descritos em 5. principalmente em Fabaceae e Malvaceae. o laboratório poderá usar um dos prétratamentos específicos para supe rar a dureza das sementes da espécie. Sementes danificadas por insetos São as sementes que contêm larvas ou mostram evidências de ataque de insetos afetando a sua capacidade germinativa. Sementes sem embrião São as sementes que contêm embrião em formação ou tecido gametofítico nas quais não existe. mas também podem ocorrer em outras famílias. podendo haver entre elas sementes mortas. não estão duras. • Estrutura . • Esterilização do papel . toalha e de filtro. 156 . A avaliação desses substratos é feita comparando-se o desenvolvimento das raízes das plântulas germinadas em ambos os papéis e. a) Especificações Gerais • Composição . ou dano durante o transporte e armazenamento. Lycopersicon esculentum. Esta verificação poderá ser feita por meio do teste biológico (5.b). de qualidade conhecida e aceitável. o pacote de papel deverá estar embalado para protegê-lo de poeira. Eragrostis curvula.o papel deve ser acondicionado. como por exemplo: Agrostis gigantea.a textura do papel deve ser tal que as raízes das plântulas se desenvolvam sobre e não através do papel. • Armazenamento .0-7. tipo crepom.3.1. Os sintomas são raízes mais curtas e algumas vezes extremidades radiculares escurecidas. preferencialmente. Pode ser necessário esterilizar o papel. raízes levantadas do papel e pelos absorventes aglomerados. sementes de certas espécies que são reconhecidamente sensíveis às substancias tóxicas no papel são usadas.caso necessário. a uma atmosfera e a 120ºC durante 30 minutos. Allium cepa. e ser isento de detritos ou impurezas que possam afetar as análises. as folhas devem ser en voltas em papel e mantidas em estufas reguladas a 105ºC durante duas horas. ou em autoclave. Lactuca sativa. quando manuseado durante o teste. envoltas em papel alumínio ou outro material adequado. • Pureza microbiológica . é preferível para papéis mataborrão. um teste biológico para substâncias nocivas deve ser executado. Phleum pratense e Taraxacum officinale.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 5.3.deve ser de fibra de madeira.todo papel deve ser isento de fungos e bactérias que possam interferir no crescimento ou avaliação das plântulas. umidade. preferivelmente.o papel deve ter um pH de 6. Cichorium intybus. • Toxidez . • Resistência . em ambiente arejado e com umidade relativa baixa.o papel deve ter uma estrutura aberta e porosa.o papel não deve conter substâncias tóxicas em quantidades que possam causar dano às raízes das plântulas. Apium graveolens.3 MATERIAIS 5.5. Em Poaceae os coleóptilos podem ser achatados e mais curtos. b) Controle de Qualidade • Teste biológico para substâncias nocivas – para comparar papel de qualidade desconhecida com o papel em estoque. para eliminar microorganismos que podem se desenvolver durante o armazenamento.o tamanho das folhas deve ser especificado de acordo com a finalidade do teste.o papel deve ter a capacidade de reter água suficiente de forma a assegurar o suprimento de umidade para as sementes. de algodão ou de outra celulose vegetal purificada. • Textura . o papel toalha e o de filtro.1 SUBSTRATO PAPEL Os tipos de papel comumente utilizados como substrato são o mata-borrão. Uma superfície enrugada. • Tamanho . commutata. • Capacidade de retenção de água . Festuca rubra var.o papel deve ter resistência suficiente para não rasgar. Para este teste. • pH . por ocasião da primeira contagem porque os sintomas de inibição são mais pronunciados nas raízes em estádio inicial de desenvolvimento. Lepidium sativum. b) Controle de Qualidade Recomenda-se realizar uma análise periódica da água para assegurar a sua qualidade. que possam interferir na germinação das semen tes em teste. em autoclave a uma atmosfera e 120ºC durante 60 minutos.5.5. sis tema empregado para a acomodação das amostras.a areia deve apresentar pH de 6.0-7. ou em estufa a 200ºC durante duas horas. além disso. esta deve ter suficiente capacidade de retenção para suprir as sementes e plântulas continua mente de água. umidade relativa do ar interno e de outros detalhes. ESPECIFICAÇÕES PARA A ÁGUA a) Especificações Gerais • Qualidade . Se a água da torneira não atender es sas características. a areia deve ser peneirada. luz. É recomendada a padronização do tamanho. permitir a aeração adequada para possibilitar a germinação e crescimento das raízes.1 GERMINADORES Embora bastante variáveis quanto ao tamanho. bactérias ou substâncias tóxicas.caso necessário.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 5. no crescimento e na avaliação das plântulas.0-7. 5. b) Controle de Qualidade Para assegurar que a areia esteja livre de substâncias tóxicas. A areia deve estar livre de sementes. lavada.4 EQUIPAMENTOS PARA GERMINAÇÃO 5.05mm. • pH . os germinadores mais usados na grande maioria dos Labora tórios de Análise de Sementes podem ser incluídos em um dos tipos a seguir descritos: 157 .3. • Esterilização — a areia pode ser lavada e esterili zada antes do uso a fim de eliminar microorganismos presentes.a água usada para umedecer o substrato deve ser livre de impurezas orgânicas e inorgânicas. • Reutilização . dispositivos adotados para o controle de temperatura. seca e esterilizada antes da reutilização. • Capacidade de retenção de água — quando uma quantidade apropriada de água é adicionada às partículas de areia. fungos.a areia deve ser razoavelmente uniforme e isenta de partículas muito pequenas ou mui to grandes.2 SUBSTRATO AREIA a) Especificações Gerais • Composição .3.3.a água deve apresentar pH de 6. de modo que a maioria das partículas passe através de uma peneira de orifícios de 0. pode ser usada água destilada. A esterilização é feita. 5.8mm de malha e fique retida sobre outra de orifício de 0. • pH .4. A areia utilizada em testes com sementes tratadas quimicamente deve obrigatoriamente ser descartada. pode ser feito um teste biológico semelhante ao descrito para o papel. e equipada com um conjunto de bandejas ou de tipo de suporte. ervilha. c) Combinação de Germinadores (Sala x Câmara) Outra modificação é a combinação dos germinado res de sala e de câmara. 5. Após verificar se todos os orifícios contêm apenas uma semente. As semen tes são distribuídas sobre a placa superior e. Às vezes a umidade relativa interna do germinador não é suficiente e neste caso. a) Placas Perfuradas São em geral usadas para sementes grandes. regulado à temperatura diferente. a pla ca é colocada sobre o substrato e. a circulação da umidade no interior da câmara.2 CONTADORES DE SEMENTES Dois tipos de contadores são frequentemente usa dos: placas perfuradas e contadores a vácuo. As amostras são colocadas em prateleiras laterais ao longo da passagem central. ao acaso. é necessário que os substratos contendo as sementes sejam envolvidos por recipientes ou materiais resistentes a troca do vapor d’água com o ambiente. O tamanho da placa aproxima-se ao do substrato (papel) a ser usado e sua par te superior consiste em uma superfície contendo 50 ou 100 orifícios de tamanho e forma semelhantes ao das sementes a serem contadas. das sementes sobre o substrato. em seguida. 158 . é suficientemente grande para permitir a entrada de pessoas. Os modelos mais modernos são providos de sistemas que possibilitam não só o aquecimento e a refrigeração da água mas também. Devem ser instalados ventiladores para reduzir a possibilidade de estratificação da temperatura. O fundo do germinador é construído de modo a formar um depósito onde deve ser colocada a água. Acoplada sob essa placa. são colocados nessa sala e individualmente regulados à temperatura desejada. as sementes devem ser contadas com o uso desses contadores. quando os testes não forem colocados em recipientes à prova de umidade. tais co mo: milho. bem co mo umidificadores para manter um alto grau de umidade relativa. onde as amostras são colocadas para germinar. Alguns possibilitam ainda o controle do fotoperíodo e do termoperíodo. de uma câmara de paredes duplas. Se o teste exigir temperaturas alternadas e se o equipamento disponível é capaz de proporcionar apenas temperaturas constantes deve-se transferir as amostras em testes de um germinador para outro. a fim de diminuir as variações internas de temperatura. b) Germinador de Sala Este tipo de germinador. uma outra fixa e menos espessa serve de fundo falso com orifícios paralelos aos da placa superior. ou alternativamente sobre carrinhos que são levados para dentro da sala. soja e outras. por meio de termostato. a qual deve ser mantida em nível adequado. Os germinadores de câmara mais simples possuem apenas sistema de aquecimento só podendo ser regula dos à temperatura igual ou superior a do ambiente. feijão. puxando-se a parte superior há a coincidência dos orifícios e as sementes são transferidas para o mesmo. aí permanecendo por todo o período do teste. A sala é construída com isola mento térmico e o ambiente é mantido por meio de ar condicionado ou outro sistema de refrigeração. Sempre que possível. pois facilita a operação em si e a distribuição. cujos princípios de construção e funcionamento são semelhantes ao de câmara. A parte superior movimen ta-se no sentido horizontal. a uma temperatura cons tante correspondente à mais baixa normalmente usada nos testes de germinação. inclinando-se a mesma retira-se o excesso. adequadamente isoladas por uma camada de ar ou de material isolante. em linhas gerais.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES a) Germinador de Câmara Os germinadores deste tipo consistem. Germinadores dotados apenas de aquecimento elétrico. Tanto temperaturas constantes como alternadas podem ser obtidas com este tipo de combinação. para conseguir o ciclo alternado.4. Os substratos devem ser guardados em local seco. como as de cereais. arejado e protegido de pó. da proce dência e condição da amostra. glutaraldeido e outros. Um contador a vácuo consiste de três partes essen ciais: sistema de vácuo. 5.1. As sementes são despejadas. cada um deles empregado na dosagem re comendada na embalagem. Utensílios como caixas plásticas. Por exemplo. usando-se outros métodos alternativos. se necessário. Devem ser tomadas precauções. Não deve haver escolha de sementes para não causar resultados tendenciosos. 8 de 50 ou 16 de 25 sementes. A desinfestação pode ser feita com álcool a 70%. por exemplo Eucalyptus spp. na repetição do mesmo. uniformemente. ocasião em que também se procede à substituição da água mantida no fundo do germinador. ou aplicar o vácuo quando as semen tes estão sendo distribuídas sobre a placa. depois de homogenei zada.1 AMOSTRA DE TRABALHO As sementes a serem utilizadas no teste de germina ção devem ser tomadas ao acaso.1.6 PROCEDIMENTO O tipo de substrato. uma válvula de controle de vácuo. qualquer um deles pode ser usado. devem ser ligeiramente menores do que o substrato e providas de bor das para impedir que as sementes rolem para fora das mesmas. so bre a placa contadora com o vácuo desligado. devendo ser lavados com água e sabão e desinfetados periodicamente. a temperatura. Os germinadores devem merecer especial atenção. A escolha dependerá da expe riência técnica. grades e bandejas de germinadores. recipientes de alumínio e de plástico usados para testes de areia. devem ser cuidadosamente lavados com água e sabão. pois estes procedimentos selecionam as mais leves. Quando são indicados métodos alternativos. Caso a amostra não res ponda satisfatoriamente ao método escolhido é necessá rio repetir o teste. o excesso de sementes é removido e ve rificado se todos os orifícios estão preenchidos com ape nas uma semente. conjuntos de placas ou chapas para contagem. A placa é em seguida colocada sobre o substrato de germinação e o vácuo é interrompido a fim de que as sementes caiam bem distribuídas sobre o mes mo. contendo 50 ou 100 orifícios. É recomendável que a assepsia seja efetuada logo após o uso. de Brassica e de Trifolium. são contadas 400 sementes em repeti ções de 4 de 100. paraformol. O res tante da “Semente Pura” deve ser conservado até o fi nal do teste para ser usado. a análise deve ser feita com ba se no peso indicado no Quadro 5.6.5 CONDIÇÕES SANITÁRIAS DE MATERIAIS E EQUIPAMENTOS Os substratos e todos os utensílios usados no teste de germinação devem ser conservados limpos para evitar a ocorrência de contaminação nos testes. O vácuo é então aplicado. “Lysoform”. Em algumas espécies. das condições dos laboratórios e até certo ponto. As placas. e secos. para que não haja seleção de sementes causando variação entre as repeti ções. da disponibilidade de equipamentos.. Da porção “Semente Pura”. a duração do teste. da porção “Semente Pura” da análise de pureza. 5. “Unidades-Sementes Múltiplas” não são separadas para o teste de germinação. 5. porém são testadas como se fossem sementes individuais. placas de Petri. não se deve mergulhar a placa na massa de sementes.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES b) Contador a Vácuo São aparelhos usados principalmente para sementes de espécies que possuem forma regular e são relativamente lisas. adequadas aos tipos de sementes testadas e ao tamanho dos substratos de germinação. 159 . O diâmetro dos orifícios deve estar em corres pondência com o tamanho da semente e com o vácuo aplicado. as exigências quanto à luz e outras instruções adicionais estão indicados para cada espécie de semente no Quadro 5. Os tipos de substratos mais usados para testes de germinação em laboratório são papel e areia. 160 . bem como. sua exigência com rela ção à quantidade de água. sementes de forrageiras e sementes de hortaliças de tamanho relativamente grande e que não são sensíveis à luz. a facilidade que o mesmo oferece para a realização das contagens e para a avaliação das plântulas.2). • colocando as sementes em envelopes de papel dobrados. é conhecido como EP). Em 5. Observação: As sementes não devem sofrer nenhum pré-trata mento no laboratório. 5. No Quadro 5. é conhecido como RP).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Quando for solicitado apenas o teste de germina ção. Um espaçamento entre as sementes de 1.1 acham-se indicados quais desses substratos são os mais recomendados para cada espécie. Entre papel (EP.3 são dadas recomendações para esses papéis e instruções relativas ao exame biológico. Isto pode ser obtido: • cobrindo frouxamente as sementes com uma camada adicional de papel (este método é o mais recomendado para as sementes pequenas que preferem ambientes úmidos e não são sensíveis à luz.0 vezes a sua largura ou diâmetro. Embora a semeadura de quatro repetições de 100 sementes seja a mais utilizada. é o ideal. é conveniente usar repetições com 50 ou 25 sementes e mais espaçadas. Quando as sementes são muito infestadas pode ser necessário trocar o substrato. da por ção “Semente Pura” que foi obtida de uma amostra de trabalho. que podem ser posicionados na vertical ou na horizontal dentro dos germinadores. as sementes devem ser retiradas ao acaso. 5. com peso equivalente a no mínimo metade da quantidade indicada para a análise de pureza da espécie em análise (Quadro 1.6. a não ser aqueles indicados nestas RAS. para verifica ção da toxicidade do substrato. RP) As sementes são colocadas para germinar entre duas ou mais folhas de papel. sua sensibilidade à luz. embrulhados em forma de rolos e depois colocados no germinador em posição horizontal ou vertical (este método é o mais recomendado para sementes de grandes culturas. em uma contagem intermediária. toalha e o de filtro. a) Papel Os tipos de papel mais comumente utilizados co mo substrato são o mata-borrão.2 ESPAÇAMENTO DE SEMEADURA As sementes devem ser colocadas no substrato com espaçamento uniforme e suficiente para minimizar a competição e contaminação entre as sementes e plântulas em desenvolvimento.5-5. Este espaçamento é recomendado para sementes que dobram de tamanho durante o teste ou são portadoras de microorganismos. às vezes. de que forma devem ser preferivelmente em pregados. para não alterar a representatividade da amostra em relação ao lote original. • colocando as sementes para germinar entre duas ou mais folhas de papel toalha.3 ESCOLHA DO SUBSTRATO Na escolha do substrato deve ser levado em consideração o tamanho da semente.6. já que este excesso restringe a aeração prejudicando a germinação. Kalanchoe e Nicotiana. para assegurar condições uniformes de umidade. tais como Begonia. incolor e trans parente.3. A quantidade de água apropriada é adicionada no início do teste e a evaporação pode ser minimizada por uma tampa justa ou colocando as placas ou caixas em sacos plásticos. A adição subsequente de água. como uma sanfona. Tetragonia tetragonoides. pode ficar a critério do analista. não deve ser tão umedecido a pon to de formar uma película de água em torno das semen tes.1. requerem substratos saturados para uma germinação normal. O substrato deve ser. com cinco sementes por canaleta. mas deve ser evitada sempre que possível. espe cialmente o de papel. se necessária. b) Areia Recomendações sobre as especificações deste mate rial são dadas em 5. uma vez que aumenta as variações entre as repetições e entre os testes. Papel plissado (PP) As sementes são colocadas para germinar entre folhas de papel plissado. Trifolium pratense e Pinus sylvestris são sensíveis ao excesso de umidade no substrato. durante todo o teste. Entre areia (EA) As sementes são colocadas so bre uma camada uniforme de areia umedecida e cobertas com areia solta. de forma a obter uma camada de aproximadamente 1cm sobre as sementes. Sobre areia (SA) As sementes são colocadas so bre uma camada uniforme de areia umedecida e comprimidas contra a superfície da mesma. este material não é reco mendado como substrato preferencial nos testes de ro tina em laboratório. Este método é o mais recomendado para as sementes pequenas e sensíveis à luz. Outras espécies como o Pinus palustris. 5.4 UMIDADE E AERAÇÃO O fornecimento de água é condição essencial para que a semente inicie a germinação e se desenvolva normalmente. em placas de Petri ou caixas de plástico. bem como espécies de sementes muito pequenas.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Sobre papel (SP) As sementes são colocadas para germinar sobre duas ou mais folhas de papel que podem ser colocadas diretamente nas bandejas do germinador. quando a avaliação de uma amostra for impraticável por excesso de infecção. com uma folha lisa geralmente ao redor do papel plissado. quando apresentarem sintomas fitotóxicos ou quando recomendado. O substrato. Entretanto devem ser toma das precauções para garantir que o substrato se mante nha suficientemente úmido durante todo o teste. A areia é um substrato usado alternativamente para confirmar a avaliação de plântulas em caso de dúvidas. O solo pode ser usado para avaliação de problema de fitotoxidez. A areia pode ser usada no lugar do papel mesmo se não for indicada no Quadro 5. Este sistema é o mais recomendado para “Unidades-Sementes Múltiplas” de Beta vulgaris. suficien temente úmido a fim de dar às sementes a quantidade de água necessária para sua germinação. ou diretamente na bandeja do germinador. A umidade suficiente para o bom desenvolvimento depende da espécie testada.6. As folhas plissadas são colocadas em caixas. 161 . etc. Usualmente são cinco canaletas. c) Solo Como ge ralmente é difícil obter estoques padronizados de solo. deverá ser adicionada uma quantidade de água previa mente determinada. Cálculo da quantidade de água para os substratos • Substrato de papel − para que se calcule a quan tidade de água a ser adicionada é conveniente utilizar a relação volume de água (mL) por peso do substrato (g). exceto as de milho. Supondo-se que a quantidade de água drenada foi de 80mL. todo o excesso de água deverá estar drenado. nos testes de germinação con duzidos em areia. O cálculo da quantidade de água a ser adicionada quando se utiliza areia como substrato. Essa umidade relativa elevada pode ser proporcionada colocando-se quantidade suficien te de água na cuba do germinador.8mL de água.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES A fim de evitar a perda de água por evaporação a amostra deve ser mantida em ambiente com alta umidade.700g de areia. envelopes ou rolos não devem ficar muito apertadas. Por esse motivo. Decorridos aproximadamente 15 minutos. para a maioria das sementes deve ser adicionado um vo lume de água em quantidade equivalente a 2. como por exemplo sacos ou caixas plásticas. um recipiente contendo 3. As semen tes que foram colocadas entre papel. por exemplo. deverá ser cal culada. a areia deve ser umedecida a 60% dessa capacidade. é efetuado pesan do-se 500g desse material seco. tipo coador de café comercial. determinado para possibilitar o cálculo. Semen tes de cereais. que deverá ser colocado em um filtro de papel. Desta quantidade. ou ainda manten do-se os substratos em recipientes fechados. podem ser colocadas a germinar em areia cuja umidade seja igual a 50% de sua capacidade de retenção.700g de areia X X = 3. Exemplo: Cálculo da quantidade de água retida em 500g de areia. para não impedir a aeração. Utilizando-se. da quantidade de água que ficou retida na areia (100%). 50% da ca pacidade de retenção de água para gramíneas ou 60% pa ra as leguminosas que corresponderá à quantidade de água que deverá ser adicionada a 500g de areia. este volume será. a camada que cobre as semen tes também não deve ser comprimida e nem ser espessa.0 ve zes o peso do substrato. enquanto que para as sementes grandes de Fabaceae e de milho.700 x 120 = 888mL de água 500 Estes 888mL de água correspondem a 100% de reten ção. o cálculo deverá ser feito da seguinte manei ra: 500g de areia 120mL de água 3. Resultados de pesquisas mostraram que. ficando re tidos 120mL de água no substrato (100% da capacidade de retenção). visando reduzir a necessidade de reumedecimento do substrato após a semeadura. por diferença. em segui da. onde foram colocados 200mL de água. • Substrato de areia − a quantidade ótima de água a ser adicionada depende da granulometria da areia. Para se obter 60% desta capacidade deve-se colocar 532. 162 . das características da semente a ser semeada e deve ser determina da previamente para que sempre seja usada a mesma quantidade nos testes de rotina do laboratório.0-3. então. em função da espécie a ser semeada. que germinam no escuro e on de a presença de luz pode inibir a germinação.5 TEMPERATURA As temperaturas indicadas no Quadro 5. significa tem peratura constante e quando são dois números separados por um traço significa a indicação de temperaturas alternadas.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 5. Plântulas que crescem em condições de completa escuridão são es tioladas e hialinas e. Já as sementes dormentes necessitam de uma rápida mudança de temperatura e que não exceda uma hora. co mo Phacelia tanacetifolia. A luz pode promover a germinação de sementes. a avaliação e reduzindo a possibilidade de ataque de microrganismos. Isto irá assegurar que todo o pe ríodo de luz ocorrerá durante o período quente do ci clo. as sementes devem ser mantidas à temperatura mais baixa durante os fins de semana e nos feriados. essa iluminação deve ser pro porcionada durante o período de temperatura alta. deve ser dividido de tal forma que a metade é dada quando a temperatura está subindo e a outra metade quando está descendo. a luz fluorescente fria e branca promove a germinação mais efetivamente do que a luz solar ou pro veniente de filamentos incandescentes que contêm radia ção infravermelha. mas há também algumas poucas espécies. Quando temperaturas al ternadas são indicadas.6. Recomendações específicas para a luz encontram-se na ultima coluna do Quadro 5. quando for indicado um número isolado. no mínimo. a iluminação durante o teste.1 foram de terminadas pela pesquisa para cada espécie e devem per manecer tão uniformes quanto possível no interior do germinador. inibidora de germinação. oito horas a cada ciclo de 24 horas e devem ser colocadas para germinar sobre o substrato pa ra evitar qualquer filtração diferencial da luz antes que esta alcance as sementes. Lâmpadas fluorescentes de luz branca e fria são recomendadas por que tem uma emissão de raios infravermelhos relativa mente baixa e uma alta emissão espectral na região ver melho que é favorável à germinação. seja de fon te natural ou artificial. 163 .1.6. em cada período de 24 horas.6 LUZ Sementes da maioria das espécies germinam tanto na presença de luz como no escuro. Mesmo quando a luz não é indicada.1. Para sementes não dormentes uma mudança gra dual de temperatura que leva três horas é considerada sa tisfatória. e a mais alta por oito horas. 5. a temperatura mais baixa deve ser mantida durante 16 horas. geralmente é recomendada a fim de favorecer o desenvolvimento das estruturas essenciais das plântulas. período diurno. a variação de temperatura devida ao equipamento não deve ser maior do que ± 2ºC. Nos testes de germinação realizados na ausência de luz ou com luz solar indireta ou artificial. A luz. facilitando assim. Na coluna referente a temperatura do Quadro 5. Se a alternância de temperatura não for automati camente controlada. muitas vezes mais sensíveis ao ata que de microrganismos. o período de iluminação que não foi dado na temperatura mais al ta. Caso o germinador não mude rapidamente é ne cessária a imediata remoção das sementes para outro germinador. No caso de uma mudança lenta de temperatura. Para algumas espécies de sementes. deve ser bem distribuída por toda a superfície do substrato. Quando o teste é efetuado em temperaturas alternadas. como em algumas gramíneas forrageiras tropicais e subtropicais. Além disso. quando indicada. certos defeitos co mo a deficiência de clorofila não podem ser detectados. período noturno. previamente regulado à temperatura desejada. As sementes para as quais a luz é indicada devem ser iluminadas durante. 7799g de fosfato monoácido de sódio bihidratado (Na2HPO4. Os tratamentos recomendados encontram-se na última coluna do Quadro 5. como no teste regular de germinação. χTriticosecale. Quando uma concentração maior do que 0. deve ser feito com água. A solução tampão é preparada pela dissolução de 1. Em alguns casos. as sementes são transferidas para o germinador à temperatura indicada para a espécie em análise.1.05% de GA3 preparada por meio da dissolução de 500mg de GA3 em um litro de água. O substrato de germinação é umedecido com uma solução 0. iniciando-se então.02% pode ser sufi ciente. Para as espécies que requerem um longo período de pré-esfriamento e onde o teste de germinação não pode ser completado dentro de dois meses. em temperatura alternada diminuindo-se ainda mais. d) Nitrato de Potássio ─ KNO3 As sementes são colocadas a germinar no substrato inicialmente umedecido com uma solução de 0.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 5.08% for necessária.1. Triti cum aestivum e Valerianella locusta. e) Acido Giberélico ─ GA3 Este método é recomendado para cereais de clima temperado como Avena sativa.: dormência fisiológica. os testes devem ser iluminados pelo menos oito horas a cada ciclo de 24 ho ras. e são levadas para uma temperatura entre 5-10ºC. são recomendados testes rápidos de viabilidade. Nesse caso. condimentos e medicinais são colocadas no substrato umedecido. Quando a dormên cia é menos intensa uma solução de 0. ornamentais.H2O) em um litro de água destilada. quando for mais intensa pode ser usada concen tração de até 0. b) Pré-esfriamento Sementes de grandes culturas. o teste de germinação propriamente dito. Uma germinação mais completa pode ser obtida realizando-se um novo teste e usando-se um tratamento ou uma combinação de tratamentos. g) Luz Sementes que exigem a presença da luz e condições de temperaturas alternadas. muitas vezes para superá-la é suficiente armazenar a amostra em local seco por um curto período. florestais. O período de pré-tratamento não está incluído na duração do teste de germinação.1%. como o Teste de Tetrazólio (Capítulo 6) ou Teste de Embrião Excisado (Capítulo 15). a dissolução do GA3 em solução tam pão de fosfato é recomendada.7 TRATAMENTO PARA PROMOVER A GERMI NAÇÃO Por várias razões (por ex. onde permanecem conforme a indicação do Quadro 5. a germina ção poderá ser mais lenta e a duração do teste pode ser estendida por mais alguns dias. um número considerável de sementes duras ou dormentes podem permanecer sem germinar no final do teste. Após esse período. Pré-tratamento e duração do prétratamento devem ser informados no Boletim de Análise de Sementes.000mL de água).1 MÉTODOS PARA SUPERAR A DORMÊNCIA FISIOLÓGICA a) Armazenamento em locais secos Para as espécies nas quais a dormência é de curta duração.3799g de fosfato biácido de só dio monohidratado (NaH2PO4. se necessário. Estes também podem ser realizados no teste inicial se existe a suspeita de dormência. mas o seu reumedecimento. dormência física ou substâncias inibidoras). O substrato é previamente saturado com essa solução. Secale cereale. pode ser necessário reumedecer o substrato e estender o período de pré-esfriamento ou repeti-lo. a temperatura mínima especificada. no período de temperatura mais alta. c) Pré-aquecimento Algumas sementes podem ser submetidas a métodos para superar a dormência por préaquecimento. conforme recomendação do Quadro 5.2H2O) e 1. Para 164 . hortaliças. Hordeum vulgare. f) Germinação a Baixa Temperatura A germinação de certas sementes que apresentam dormência pode ser estimulada se o teste for conduzido em temperatura constante inferior à recomendada ou.7.1. 5. forrageiras.2% de ni trato de potássio (2g de KNO3 dissolvidos em 1. As unidades de dispersão são colocadas no ácido até a escarificação dos envoltórios e o tempo de permanência no ácido para algumas espécies constam no Quadro 5. lema ou pálea em certas Poaceae. 5. Para este método devem ser contadas 400 semen tes. remoção de uma lasca. ao acaso. e agitando-se com um bastonete. etc. núculas. por um período de 24 a 48 horas. A ilu minação é recomendada principalmente para certas espé cies de gramíneas forrageiras tropicais e subtropicais. por exemplo para algumas espécies de Trifolium. cariopses.2 MÉTODOS PARA SUPERAR DORMÊNCIA FÍSICA Podem ocorrer se mentes dormentes e/ou duras. co brindo-se com uma quantidade suficiente de ácido sul fúrico concentrado e mexendo-se frequentemente com um bastonete de vidro.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES estas sementes a intensidade de luz deve ser de no mínimo 750lux. a) Embebição Sementes com tegumento duro podem germinar mais rapidamente após embebição em água. O teste de germinação só inicia após o período de embebição. co mo Chloris gayana. se nenhum trata mento foi feito para promover a germinação. em temperatura ambiente.1. da porção “Semente Pura” e colocadas em um becker ou outro recipiente não corrosível. Verter o conteúdo em uma peneira plástica de malha fina. antécios férteis.) de algumas espécies.7. c) Escarificação Química O tratamento com ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) é indicado para superar a dormência das unidades de dispersão (sementes. despejar o conteúdo do becker em um ou tro recipiente de vidro contendo um litro de água.7.: Beta vulgaris). aquênios. Para secar e facilitar a se meadura. O tratamento pode ser feito antes do início do teste de germinação ou de pois. Cynodon dactylon ou Lolium spp. proveniente de luz branca e fria.000lux. que não permita a passagem da se mente. b) Escarificação Mecânica A escarificação mecânica é recomendada para supe rar a dureza. e lavar em água corrente até eliminar completa mente os resíduos do ácido. Cuidadosa perfuração. em algumas espécies. como um método para superar mais facilmen te a dormência. 165 . colocar as sementes sobre folhas de papel absorvente. Após a lavagem as sementes devem ser secas em tempera tura ambiente (por ex. h) Envelopes de Polietileno Lacrado Envelopes de polietileno bem ajustados e lacrados po dem ser usados para envolver os substratos contendo as sementes. Após o período determinado pa ra a espécie. Deve-se tomar cuidado ao escarificar o tegumento da semente na parte apropriada..3 MÉTODOS PARA REMOVER AS SUBSTÂNCIAS INIBIDORAS a) Lavagem Prévia Quando a germinação é afetada pela ocorrência de substância inibidora no pericarpo dos frutos ou no tegumento das sementes. Alguns tratamentos específicos podem ser usados para se obter a germinação máxima. esta pode ser removida por lavagem em água corrente antes do teste. deve ser feito na parte oposta ao eixo do embrião. para evitar danos ao embrião. isto é. 5. No caso de Nicotiana tabacum a intensidade deve ser acima de 2. b) Remoção de Estruturas que Envolvem as Unidades de Dispersão A germinação de certas espécies é estimulada pela remoção das estruturas externas que envolvem a “unidades de dispersão” como o invólucro de cerdas. uso de lima ou lixa de papel no tegumento da semente pode ser suficiente para superar a condição de dormência. apenas nas sementes que permaneceram duras no final do teste. 4 DESINFESTAÇÃO DA SEMENTE Somente para amostras de Arachis hipogaea e Beta vulgaris. 5. as plântulas que não apresentam desenvolvimento sufici ente para serem avaliadas e as que apresentam alguma anormalidade. tratamento com fungicida pode ser utilizado antes de semear a semente para o teste de germinação.1 pelo número de dias da contagem final. O estádio de desenvolvimento das estruturas essen ciais das plântulas deve ser suficiente para permitir uma avaliação correta das mesmas e a diferenciação entre plântulas normais e anormais.8 DURAÇÃO DO TESTE A duração do teste para cada espécie é indicada no Quadro 5. Em caso de dúvidas quanto a anormalidades de plântulas. o analista poderá fazer contagens intermediárias. e evitar que elas afetem o desenvolvimento de outras plântulas. 166 . Para testes em areia com dura ção não maior do que 10 dias. Se for utili zada a temperatura mais baixa. as plântulas normais. Os testes de germinação em substratos artificiais permitem uma fácil avaliação das plântulas. No final do período do teste.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 5. Os períodos indicados no Quadro 5. a primeira contagem po derá ser adiada. Outra amostra da mesma cultivar. quando já foi obtida a germinação máxima. referemse a utiliza ção da temperatura mais alta recomendada. pode ser simultaneamente semeada para servir de testemunha ao novo teste. o teste pode ser prolon gado por mais sete dias ou por até a metade do período indicado. Às vezes.7. adiar a primeira contagem para que as plântulas atinjam o desen volvimento adequado. O teste pode ser encerrado antes do tempo indicado. não está incluído o período de pré-tratamen to. um novo teste deve ser feito em areia esterilizada de boa qualidade e nas condições indicadas nessas RAS. Nesta duração. para os testes mais demorados. a fim de facili tar as contagens subsequentes. A finalidade dessas contagens é remover plântulas que estão suficientemente desenvolvidas. Tratando-se de sementes cujo período de germinação é longo ou no caso de amostras contendo se mentes infeccionadas. é necessário. Quando um pré-tratamento fungicida é usado. plântulas seriamente deterioradas devem ser removidas para reduzir o risco de infecção secundária. São conservadas as sementes ain da não germinadas ou em estado inicial de germinação. as sementes mortas e as plântulas infeccionadas. 5. na ficha. a porcentagem de ingrediente(s) ativo(s) e sua(s) dosagem(ns) deve(m) ser informado(s) no Boletim de Análise de Sementes. Nessas contagens são avaliadas e eliminadas do substrato. quando é sabido que o lote de sementes não recebeu este tratamento. Para orientar este trabalho.1. a perda de umidade do substrato e a contaminação do teste. se algumas sementes apenas iniciaram a germinação. devem ser removidas do teste na primeira e em qualquer outra contagem intermediária. a primeira contagem pode ser omitida. o nome do produto químico. que tenha germinado de mo do satisfatório. O número de contagens intermediárias deve ser o mínimo para reduzir o risco de danificar as es truturas das plântulas que não estejam bem desenvolvidas. com a finalidade de superar a dormência das semen tes. estão relacionadas no subitem Plântulas Anormais.2). O número de dias para a primeira contagem é apro ximado e um desvio de um a três dias é permitido. as principais categorias de anormalidades.9 INTERPRETAÇÃO DOS TESTES a) Plântulas As plântulas devem ser avaliadas de acordo com os princípios gerais indicados nestas RAS (5. Plântulas que alcançaram o estádio em que todas as estruturas essenciais podem ser precisamente verificadas. desde que seja suficiente para a avaliação correta das plântulas. mas plântulas anormais com outros defeitos devem ser deixadas no substrato até a contagem final. após anotação. 167 . medidas como as descritas em 5. as sementes duras são contadas e informadas no Boletim de Análise de Sementes. a porcentagem de sementes vazias. a porcentagem de sementes vazias e danificadas por insetos podem também ser determinadas durante a preparação e avaliação. somente uma é contada para determinar a porcentagem de germinação. Cada semente é cortada no sentido longitudinal. os seguintes métodos podem ser usados: – Antes do teste de germinação: • Teste de Raio X. depois observada e classificada em uma das categorias anteriores. O resultado deste novo teste é o que deve ser informado no Boletim de Análise de Sementes. – Após o teste de germinação: • Teste do corte de sementes dormentes não germinadas. o qual é executado em quatro repetições de 100 sementes embebidas em água por até 24 horas em temperatura ambiente.7. sem embrião ou danificadas por insetos podem ser determinadas e informadas em “Outras Determinações” no Boletim de Análise de Sementes. duas ou mais plântulas normais pode ser determinado. mofadas) são contadas e informadas no Boletim de Análise de Sementes. Após essa verificação e no caso de existir qualquer dúvida quanto a semente. 5.7 devem ser tomadas para induzir a germinação. se está dormente ou morta. especialmente.: a ponta de uma raiz primária). incorreção nas conta gens ou anotações na ficha. o qual é conduzido nas repetições usadas no teste de germinação. é contada como plântula anormal e não como semente morta. • Teste de Tetrazólio nas sementes dormentes não germinadas. retestes devem ser feitos usando-se o mesmo método. Observação: Quando o Teste de Tetrazólio é executado. então ela deve ser considerada como morta. o número de plântulas normais produzidas por 100 unidades ou o número de unidades as quais tenham produzido uma. incluído o período adicional. Quando se pode observar que uma semente produziu qualquer parte de uma plântula (por ex. No entanto. Isto pode ser feito com o Teste de Tetrazólio (Capítulo 6) ou outro método apropriado como dissecação.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES b) Unidade-Semente Múltipla Quando uma unidade-semente produz mais de uma plântula normal. • Sementes dormentes − As medidas descritas em 5. se um grande número de sementes dormentes é encontrado. Quando solicitado. deve ser verificado se estas sementes possuem potencial para produzir plântulas normais. Para determinar estas categorias de sementes. retirada do embrião (Teste de Embrião Excisado – Capítulo 15) ou Teste de Raio X (Capítulo 16). • Outras categorias de sementes vazias ou não germinadas − por solicitação do requerente. na avaliação de plântulas. • Teste do Corte. mesmo que deteriorada no momento da avaliação. Se sementes dormentes foram encontradas a uma taxa de 5% ou mais.2 devem ser tomadas. quando for necessário superar a dormência das sementes antes do teste de germinação. • Sementes mortas − Sementes obviamente mortas (moles.10 REPETIÇÃO DO TESTE DE GERMINAÇÃO (RETESTE) Nos seguintes casos o reteste deve ser efetuado: a) quando há evidência de erros nas condições do teste. c) Sementes não germinadas • Sementes duras − Ao final do teste de germinação. deve ser feito um terceiro teste usando o mesmo método. sementes duras: 1. retestes devem ser executados usando um ou mais métodos alternativos. sementes mortas: 0. sementes duras. expressando os resultados como porcentagem do 168 . Para Unidade-Semente Múltipla. plântulas anormais. 5. cuja soma é 101%. O melhor resulta do e o método devem ser informados no Boletim de Análise de Sementes. O melhor resultado e o método utilizado devem ser informados no Boletim de Análise de Sementes.75%. Pegar apenas o número inteiro dos outros três valores e refazer a soma. A soma das porcentagens de plântulas normais. que é então aproximada para 1%.0%. Mantém-se então a aproximação 96% para as plântulas normais e seleciona-se o valor com a maior parte fracionária.1. Se não.1. que é a porcentagem de sementes mortas: 0. Selecionar. como indicados no Quadro 5. a diferença não exceder à tolerância. A média dos resultados compatíveis deve ser informada no Boletim de Análise de Sementes.5%. têm-se então: 96% de plântulas normais. Quando solicitado. f) quando houver evidência. em 5. Quando isto não ocorrer. quaisquer dos métodos indicados na coluna apropriada do Quadro 5. O melhor resultado e o método utilizado devem ser informados no Boletim de Análise de Sementes. em areia ou solo.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES b) quando o resultado do teste de germinação não é confiável devido à fitotoxicidez ou disseminação de fungos ou bactérias. Esse novo teste pode tam bém ser feito em substrato de papel no qual a distância entre as sementes deve ser aumentada.1.7. como os indicados no Qua dro 5. isto é.1. Se fechar em 100%.25%.5%.11 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS O resultado do teste de germinação é a média das quatro repetições de 100 sementes (sub-repetições de 50 ou 25 sementes são combinadas em repetições de 100). cuja soma é 100%. 1% de plântulas anormais. 1% de sementes duras. e) quando a variação entre as repetições de 100 sementes exceder a tolerância máxima permitida na Tabela 18. a média dos dois testes deve ser informada no Boletim de Análise de Sementes. informar esses resultados. somente uma plântula normal por unidade é contada para calcular o resultado do teste de germinação. sementes duras. Se o segundo resultado for compatível com o primeiro. da ocorrência de qualquer um dos casos. sementes dormentes: 1.75%. Estes devem ser os valores informados. Os valores aproximados para números inteiros são: 96%. duas ou mais plântulas normais pode também ser informado. o número de unidades produzindo uma. a prioridade é: plântulas anormais. testes de germinação simultâneos podem ser realizados utilizando-se os métodos alternativos indicados no Quadro 5. aproximar também o valor com a segunda maior parte fracionária e repetir o cálculo. Quando houver partes fracionárias iguais. plântulas anormais: 1. em areia. antes ou durante o teste normal de germinação. 1%. dentre os outros valores apenas aquele com a maior parte fracionária e fazer a aproximação do mesmo. manter a aproximação do número inteiro para a porcentagem de plântulas normais.10. 2% e 1%. dormentes e mortas deve totalizar 100%. foram obtidos os seguintes valores: plântulas normais: 95. retestes devem ser feitos usando-se um ou mais métodos alternativos. Considerando apenas a parte inteira de cada um dos outros valores. d) quando houver suspeita da ocorrência de dormência. devem ser utilizados em um ou mais testes adicionais. dormentes e mortas. 1%. Exemplo: Ao fazer as médias das quatro repetições de um teste de germinação. Se o segundo resultado não for compatível com o primeiro e a diferença exceder à tolerância indicada na Tabela 18. 1% de sementes dormentes e 1% de sementes mortas.9 (coluna C ou D) o reteste deve ser feito usando-se o mesmo método. c) quando houver um certo número de plântulas que são difíceis de serem avaliadas. 9.9 a nova tolerância máxima permitida. 4- substrato e temperatura usadas. procurar nas colunas E ou F da Tabela 18. o teste de germinação deve ser repetido. este deve ser expresso como “0”. Antes de realizar novo teste po de-se desprezar a repetição cuja porcentagem de germinação for a mais baixa das quatro e. cada espécie cultivada deverá ser semeada separadamente para o teste de germinação. Neste caso devem ser consideradas as tolerâncias contidas na Tabela 18. determina-se a média das quatro repetições. 5- Qualquer tratamento especial ou método utilizado para promover a germinação (Quadro 5. Quando solicitado pelo interessado. Se a diferença entre as porcentagens de germinação des sas três repetições for inferior ou igual à nova tolerân cia.12.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES número total de unidades que tenham produzido pelo menos uma plântula normal ou. após calcular a média das outras três repetições. a média representará o resultado do teste de ger minação. A tolerância deve ser aplicada no mínimo para a categoria de plântulas normais.12. como as de Eucaliptus (Capítulo 17). sementes duras. essa média é considerada válida para a emissão do resultado. alternativamente. Se a variação for maior do que a to lerância indicada. dormentes e mortas. • categorias de sementes não germinadas e o método utilizado para determiná-las. duas ou mais do que duas plântulas normais. as porcentagens de sementes vazias. onde o teste de germinação é feito com base no peso das quatro repetições. em seguida localiza-se esse va lor na coluna A ou B. Tabelas para comparação de resultados entre dois testes encontram-se no Capítulo 18 – Tolerâncias. a média em questão não deve ser informada no Boletim de Análise de Sementes. • a viabilidade de sementes não germinadas e o método utilizado para determiná-la. as tolerâncias entre re petições de peso determinado encontram-se na Tabe la 18. • nas unidades-sementes múltiplas: número de plântulas normais produzidas por 100 unidades. Os seguintes itens devem ser preenchidos nos espaços apropriados do Boletim de Análise de Sementes: 1- duração do teste. Se essa variação for superior à tolerância per mitida. Se a variação entre as porcentagens de germinação das quatro repetições for inferior ou igual a essa tole rância.quando solicitado: • o resultado de qualquer teste adicional. Sempre que se tratar de MISTURA. o resultado deve ser expresso pelo número de plântulas germinadas no total do peso de sementes testadas. No caso de Eucalyptus spp. isto é. da Tabela 18. Para se fazer essa verificação. Para as sementes de algumas espécies. 2- data da conclusão do teste. proporção de unidades produzindo uma. 3- porcentagem de plântulas normais. o número total de plântulas produzidas por um dado número de unidades de sementes. é preciso que a variação entre as porcenta gens de germinação das repetições de 100 sementes es teja dentro das tolerâncias máximas permitidas.1) e o método utilizado para confirmar a presença de sementes dormentes. O resultado de germinação de cada espécie e o método utilizado devem ser informados no mesmo Boletim de Análise de Sementes. 169 . 6. 5.12 APLICAÇÃO DAS TABELAS DE TOLERÂNCIA Para que o resultado de um teste de germinação possa ser considerado satisfatório e válido para emissão do resultado. Se o resultado de qualquer uma destas categorias for zero. se mais de uma espécie estiver presente na amostra. anormais. sem embrião ou danificadas por insetos podem ser informadas em “Outras Determinações”. obtendo-se na coluna C ou D a respectiva tolerância máxima permitida. ) 170 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES FIGURA 5.2 – Estruturas da unidade de dispersão de uma Conífera (Araucaria sp. 3 – Germinação hipógea da semente de Araucaria sp. 171 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES FIGURA 5. 4 – Germinação hipógea de Triticum sp.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Triticum sp Zea mays Allium sp FIGURA 5. e Zea mays e germinação epígea de Allium sp. (Monocotiledôneas) 172 . 9 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES GERMINAÇÃO HIPÓGEA GERMINAÇÃO EPIGEA Pisum sp. (Dicotiledôneas) 173 . e Phaseolus sp. 5 . Phaseolus sp.Raiz adventícia. Helianthus sp.Raiz lateral. I = Embrião II = Plântula III = Desenvolvimento posterior 1 . 11 .Embrião. 3 . 12 . FIGURA 5.Epicótilo. 7 .5 – Germinação hipógea de Pisum sp.Radicula.Plúmula. e germinação epígea de Helianthus sp.Broto axilar.Raiz primária.Gema apical.Cotilédone. 6 .Hipocótilo. 8 .Folha primordial. 10 . 4 . 2 . 6 – Germinação hipógea da semente de pêssego (Dicotiledônea).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES FIGURA 5. 174 . pl – plúmula. r – raizes FIGURA 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES col – coleóptilo.7 – Categorias de anormalidades em Monocotiledôneas 175 . FIGURA 5. 176 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES col – coleóptilo.8 – Categorias de anormalidades em Monocotiledôneas. pl – plúmula. r – raizes. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES FIGURA 5.9 – Categorias de anormalidades em Dicotiledôneas. 177 . 10 – Categorias de anormalidades em Dicotiledôneas.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES FIGURA 5. 178 . L = Fornecer LUZ por 8-16 horas. omitida. a primeira contagem pode ser. a duração do teste e as instruções adicionais. Para testes em areia com a contagem final após 7-10 dias. Quando vários métodos e/ou alternativas são indicados. pode ser benéfico ao teste. a primeira contagem pode ser adiada. quando for indicado um número isolado. SA SP. 16 19. os substratos. SA SP SP SP. SA SP SP. por espécie botânica. Dentro de cada coluna encontra-se a seqüência das alternativas. A iluminação dos testes é geralmente recomendada para se obter um melhor desenvolvimento das plântulas. Os substratos Entre Papel e Sobre Papel poderão ser substituídos por Papel Plissado. podendo ter uma variação de 1-3 dias. incluindo as recomendações para superar a dormência. GA3 = Umedecer o substrato inicialmente com uma solução de Ácido Giberélico(GA3). 78 12 ou 16 Abelmoschus esculentus (= Hibiscus esculentus) Abies spp. As abreviações têm os seguintes significados: EA = Entre Areia EP = Entre Papel PP = Papel Plissado RP = Rolo de Papel SA = Sobre Areia SP = Sobre Papel EE = Extrair os embriões. Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 4 − 7 7 7 7 7 7 7 7 7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 21 − 28 28 28 28 28 28 28 28 28 38 TZ 19 12. Na coluna referente a temperatura. Abies alba Abies amabilis Abies balsamea Abies cephalonica Abies cilicica Abies concolor Abies firma Abies fraseri Abies grandis SP. o(s) menos desejado(s) é(são) indicado(s) entre parênteses. significa temperatura constante e quando são dois números separados por um traço significa temperaturas alternadas. em vez de água. as temperaturas. 78 16 19 16 19 19. a luz pode inibir a germinação e o substrato deve ser mantido no escuro. SA SP 20-30 − 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 179 . Na primeira contagem o tempo indicado é aproximado. isto está indicado na última coluna. H2SO4 = As sementes são escarficadas em ácido sulfúrico concentrado antes de iniciar o teste de germinação. mas não indica nenhuma preferência. de modo geral. conforme o substrato e a temperatura escolhida. LC = Fornecer LUZ CONTINUA ou por mais de 16 horas por dia. em vez de água. Se em certos casos a luz é necessária para promover a germinação de sementes dormentes ou se. por espécie botânica. EA − SP SP.2% de Nitrato de Potássio (KNO3).1 ─ Instruções para realizar os testes de germinação de sementes. por outro lado. os pesos das subamostras de trabalho para o teste de sementes por repetições pesadas.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES QUADRO 5. TZ = Realizar o Teste de Tetrazólio. EP. O Quadro indica. Se a escolha for pela temperatura mais baixa ou quando o teste for realizado em areia. KNO3 = Umedecer o substrato inicialmente com uma solução a 0. EP SP SP. ginnala Acer palmatum Acer platanoides Acer pseudoplatanus Acer rubrum Acer saccharinum Acer saccharum Acer tataricum subsp.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7 7 7 7 7 7 7 7 7 10 5-7 7 − − − − − (7) − − − (7) − − (7) − − (7) 7 7 − − (7) − − 5 5 5 5 5 6 − Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 28 28 28 28 28 28 28 28 28 28 21 21 − − − − − (21) − − − (21) − − (21) − − (21) 21 21 − − (21) − − 14 14 14 14 14 21 − 19. EP SP. EP SP − − − − − (EA. EP SP. 20 20-30. SA SP. SA SP SP SP SP. (SP)) − − − (EA. SA SP. L 76. 20 20 − (Acer ginnala) ver Acer tataricum subsp. Acer campestre Acer negundo SP. 78 16 19 16 16 19 16 − − 34. (20) − − − − − (20) − − − (20) − − (20) − − (20) 20 20 − − (20) − − 20-30. EP. SA SP SP. (SP)) − − (EA. (SP) − − (EA. L L 40 − Abies homolepis Abies lasiocarpa Abies magnifica Abies nordmanniana Abies numidica Abies pinsapo Abies procera Abies sachalinensis Abies veitchii Abronia umbellata Abutilon χhybridum Acacia spp. SA EA SP. (46) TZ (EE) (18). (SP)) − − (EA. 20 20-30. 46. (46) − TZ (EE) (18). 20 20-30 20-30. ginnala (= Acer ginnala) (Achillea argentea) ver Achillea umbellata Achillea clavennae Achillea filipendulina Achillea millefolium Achillea ptarmica Achillea umbellata (= Achillea argentea) Aconitum napellus (Acroclinium roseum) Ver Helipterum roseum 180 . (SP) EA. Acer spp. (60) TZ TZ TZ TZ (EE) (18). (SP)) EA. EA − 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30. (SP)) − − SP. 78 19 19. (46) − − TZ (EE) (18). 20 20-30. SA SP. 41. (46) TZ (EE) (18). (78) TZ − L L 76. Agrostis spp. (EA) SP SP. 15 20. 10-30 20-30. 15-25. EA SP. 90. Allium cepa Allium fistulosum EP. 10 20-30. 92. KNO3 1. KNO3 − 1. SA − SP. EP − SP. KNO3 1. 15-25. KNO3. 10 15. EA − SP. 20 20-30. EA 12-17. KNO3 − − 1. (20) 20-30 20-30. 15-25. 15-25. KNO3. SA SP. 15-25 − 20-30. 17-30 − 20-30. EP. SA SP SP. 17-30 20-30 − 20-30. 20 − 20. Agropyron cristatum (Agropyron dasystachyum) ver Elymus lanceolatus Agropyron desertorum (Agropyron elongatum) ver Elytrigia elongata (Agropyron inerme) ver Pseudoroegneria spicata (Agropyron intermedium) ver Elytrigia intermedia (Agropyron repens) ver Elytrigia repens (Agropyron riparium) ver Elymus lanceolatus (Agropyron smithii) ver Pascopyrum smithii (Agropyron spicatum) ver Pseudoroegneria spicata (Agropyron trachycaulum) ver Elymus trachycaulus (Agropyron trichophorum) ver Elytrigia intermedia Agrostemma spp. 20-35 − 20-30. SA SP. 10-30 20-30. EA SP − SP − SP − − − − − − − − − EP. L − − − − − − − − − 8 TZ 1. SA SP. KNO3 46.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 14 7-14 4 − 7 − 3-5 7 7-14 − 5 − 5 − − − − − − − − − 5 − 7 7 5 − 7 7 4-7 − 6 6 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 35 35 14 − 21 28 14 14 60 − 14 − 14 − − − − − − − − − 21 − 21 28 10 − 28 21 21 − 12 12 (TZ) 1. EP. 10-30 20-30 20-30. 15 181 . 51 39 TZ 1 1 Adonis aestivalis Adonis vernalis Aeschynomene americana Aeschynomene villosa Aesculus hippocastanum Aesculus pavia Ageratum houstonianum Ageratum mexicanum Agrimonia eupatoria Agropyron spp. 15-25 − − − − − − − − − 10-20. EP SP − SA. 95 − − − 51 seguido do 39 TZ 1. Agrostis canina Agrostis capillaris Agrostis gigantea Agrostis palustris [incluída em Agrostis stolonifera] Agrostis stolonifera [incluindo Agostis palustris] Ailanthus altissima Alcea rosea Allium spp. 10-30 − 20-30. L − 1. EA SP. KNO3 − 39 − 54 1. 10 20-30. KNO3 KNO3. 15 20-30. 20 − 15-30 20-30. SA − SP. EP EP. 20 20-30. EP. SA. KNO3 1. 20. SP − SP. EP 20. KNO3 1. KNO3 1. SA SP. EP SP − SP. Alopecurus arundinaceus Alopecurus pratensis (Althaea χhybrida) Ver Althaea Hybrids Althaea Hybrids (= Althaea χhybrida) Althaea officinalis Alysicarpus vaginalis Alyssum argenteum Alyssum compactum Alyssum montanum Alyssum procumbens (Alyssum saxatile) ver Aurinia saxatilis Amaranthus caudatus Amaranthus cruentus (= Amaranthus paniculatus) Amaranthus hybridus (Amaranthus paniculatus) ver Amaranthus cruentus Amaranthus tricolor Amberboa moschata Ammobium alatum Amorpha fruticosa Ampelopsis spp. SA SP. 20. 20 − 20-30. EP. 10 15. EP. caerulea (= Anagallis arvensis f. 20 20-30. EP. KNO3 1. 20. SA. 10 − 15. EA SP. 20 35 20-30. KNO3 − 22. 15 15 − 20-30. EA − SP. EA SP. 35. EP. KNO3 22. KNO3 22. EP. 20 20-30 − 17-30 20-30. caerulea Anagallis grandiflora Anagallis monelli Anchusa azurea Anchusa capensis SP. L − 1. 10-30 − 20-30. KNO3 − 35 Allium porrum Allium schoenoprasum Allium tuberosum Alnus cordata Alnus glutinosa Alnus incana Alnus rubra Alonsoa meridionalis Alopecurus spp. 35. EP SP. 10 15. EA SP SP SP SP SP SP. SP SP SP. KNO3 − 1. 15 20-30.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 6 6 6 7 7 7 7 6 − 14 7 − 4-7 4-7 4 4-7 4-7 − − 4-5 4-5 4-5 − 4-5 4-7 5-7 10 − 7 7-10 10 − 10 10 5-7 5-7 − 21 21 21 21 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 14 14 14 21 21 21 21 21 − 21 14 − 21 21 21 21 08 21 08 − 14 14 14 − 14 21 14 28 − 42 21 21 1 1 1 − − − − − TZ 1. L − L TZ − 22. EP SP. EP SP. KNO3 1. SA − SP. SA SP. 15. 15 15 20-30. caerulea) (Anagallis arvensis f. SA SP. 15 182 . KNO3 1. 20 20-30. SA SP. Anagallis arvensis Anagallis arvensis var. EP. 20 20-30. EA SP SP. 20 20-30 20-30 20-30 20-30 17-30. 20 20-30. 15-25. 15 20. SA SP EP. 35. 35. caerulea) ver Anagallis arvensis var. EA − SP. KNO3 32. KNO3.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − − 28 28 28 − − 28 28 28 21 28 14 14 14 − 14 21 10 21 12 21 28 30 28 28 28 30 28 21 21 21 21 21 21 10 − − − 35 10 − TZ KNO3. L − 35. EP. L TZ L 1. 25. EP SP. SA SP. L 14. 20 20-30. KNO3. SP SP. EP. SA SP. SA SP. L 14. EA. KNO3 1. L 12. 15 20-30. L 35. L 1. EP. TZ L (Anchusa myosotidiflora) ver Brunnera macrophylla Andropogon spp. 20 20-30. 15 20-30. SA SP. L 14. EP. 15 20-30. EP SP SP SP SP SP SP RP. 10-30 20-30 20-30. 15 20-30. L 1. Apium graveolens Aquilegia alpina Aquilegia caerulea Aquilegia canadensis Aquilegia chrysantha Aquilegia χcultorum Aquilegia longissima Aquilegia vulgaris Arabis alpina Arabis χarendsii Arabis blepharophylla Arabis caucasica Arabis procurrens Arabis scopoliana Arachis hypogaea Arachis pintoi Araucaria spp. SA 183 . SA SP. L 1. 15 20-30. EP SP SP SP. 20 20-30 − − 7 7 7 − − 7-14 7-14 7-14 7 7-10 4 − − − 6 7 5 5-7 5 10 7-14 14 7-14 7-14 7-14 14 7-14 5-7 5-7 5-7 5-7 5-7 5-7 5 − − − 14 − − SP. 15-25. 15 20-30. 15 20-30. L 22. EP. L. SA SP. 15 20-30. SA − SP. 30 − − − 20-30. 15 20-30. L − − 1 1 1 1. EP. 15 20. EP SP. L 14. EA − − − EP. SA SP. L 80. 15 20-30. 15 20-30. Anthoxanthum odoratum Anthriscus cerefolium Anthyllis vulneraria Antirrhinum majus Antirrhinum spp. KNO3 1. 107 12. SA SP. 20-35 20-30 20-30 − − 20. KNO3 1. L 1 1. KNO3 1. 15 20-30. 15 20. SA SP. L 14. SA SP. 55 TZ − TZ 1. KNO3. 15 20-30. KNO3 1. L 14. Andropogon gayanus Andropogon gerardi Andropogon hallii (Andropogon ischaemum) ver Bothriochloa ischaemum (Andropogon scoparius) ver Schyzachyrium scoparium Anemone coronaria Anemone pulsatilla (= Pulsatilla vulgaris) Anemone sylvestris Anethum graveolens Angelica archangelica Anthemis nobilis Anthemis sanct-johannis Anthemis tinctoria Anthoxanthum spp. KNO3. SA SP. SA − − SP SP SP SP. EP. 15 20-30. EP SP: EP SP. Arctium lappa Arctotis fastuosa (= Venidium fastuosum) − − 15-35. SA. 102. 20 15 15 − 20-30 20-30 20 20-30. 15 20-30. EA − SP. EP SP. 20. KNO3 TZ − 2. 20 − 15-25. SA SP. 40 19. 71. 71. 76 76 − 51. 20. 78 2. 35 − 1. 20 20-30. stoechadifolia) Arctotis stoechadifolia (= Arctotis grandis) Armeria maritima Arnica montana Arrhenatherum elatius Artemisia absinthium Artemisia dracunculus Artemisia maritima Artemisia vulgaris Asclepias spp. L 76.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − 21 21 21 14 14 − 21 21 21 21 21 28 35 28 − 35 − 28 14 14 14 − 21 14 28 28 21 − 21 − − 10 10 − 76. SA − SP SP SP SP EP. L 1. 20 20-30 − 20-30. 15 20-30. EP. EA 184 . Aster alpinus Aster amellus Aster dumosus (Aster tanacetifolius) ver Machaeranthera tanacetifolia Astragalus cicer Astrebla lappacea Atriplex hortensis Atropa belladonna Aubrieta deltoidea [incluindo Aubrieta graeca] Aubrieta graeca [incluída em Aubrieta deltoidea] Aurinia saxatilis (= Alyssum saxatile) Avena spp. (exceto Arctotis fastuosa e A. 20 20-30. Avena byzantina [incluída em Avena sativa] Avena nuda Avena sativa [incluindo Avena byzantina] − 17-30 20-30. 10 − 20-30. (exceto Asclepias tuberosa) Asclepias tuberosa Asparagus densiflorus (= Asparagus springeri) Asparagus officinalis (Asparagus plumosus) ver Asparagus setaceus Asparagus setaceus (= Asparagus plumosus) (Asparagus sprengeri) ver Asparagus densiflorus Asperula spp. 15 − 7 7 4-7 5 6 − 4-7 4-7 4-7 7 7 7 7-14 10 − 7-14 − 7 3-5 3-5 3-5 − 10 7 7 10 7 − 4-7 − − 5 5 SP SP. SA S. 20 20-30 20. KNO3. EA SP. EP. EP SP SP. SA SP − SP − − EP. 12. 10-30 20-30. 30. 76 − − 1 1 1 − − KNO3 − 1. L KNO3 − 1. EP SP SP. EP. 30 (Arctotis grandis) ver Arctotis stoechadifolia Arctotis spp. L TZ − − − − 19. 20 20-30 − 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30. EP SP. 15 20-30. EP. 20 − 10 20-30. 15 − − 20 20. 20 32 20-30. EP SP SP SP − SP. EA − SP. EP. L 51. EA RP. 15. SA. L Avena strigosa (Avenella flexuosa) ver Deschampsia flexuosa (Axonopus affinis) ver Axonopus fissifolius Axonopus compressus Axonopus fissifolius (= Axonopus affinis) RP. 62. EP. RP − SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 10 − − 21 21 2. SA SP. EA SP. SA SP. SA SP. L KNO3. 20 20-35 20-30 20-35 15-30 20-35 20-35 20-30. KNO3. 15-30 − − 4 − 5 7 7-14 7-14 4-7 10 10 4 − 7 7 7 5 3 5 3 7 5 7 7 − 14 7 − 10 21 21 21 14 14 14 14 − 21 21 21 14 21 21 21 28 14 28 28 − 66. SA − RP SP SP SP.10 (opcional) 0. KNO3. L 17. SA SP. 15-25 − 20-30 20-30 20-30 20-30. 20 18-22 18-22 20-30.10 (opcional) − − − − − − − − − SP. SA SP. SA SP. 20 20-30. SA SP. Dichanthium ischaemum) Bothriochloa pertusa Bouteloua curtipendula Bouteloua dactyloides (cariopses) (= Buchloe dactyloides) Bouteloua dactyloides (não cariopses) (= Buchloe dactyloides) Bouteloua gracilis (= Bouteloua oligostachya) (Bouteloua oligostachya) ver Bouteloua gracilis − − − − − − − − − − − − − 0. EA SP. L KNO3. EP. L. 50 − 1 1 1 EE EE 52 TZ − 81 − L KNO3. 20. SA SP SP. 62. L 12. L KNO3. EP. KNO3. 20 20-30. L KNO3 − 185 . 107 62. SA 20 − − 20-35 20-35 5 − − 10 10 Baileya multiradiata Barbarea verna Basella Alba Beckmannia eruciformis Begonia semperflorensGrupo Cultorum (= Begonia χsemperflorenscultorum) Begonia χtuberhybrida Bellis perennis Berberis thumbergii Berberis vulgaris Beta vulgaris Betula papyrifera Betula pendula Betula pubescens Borago officinalis Bothriochloa insculpta Bothriochloa ischaemum (= Andropogon ischaemum. SA SP SP. EP. PP. SA SP − 20-30 30 − 30 20-30. EA. EA SP. 20 20-30. EP. L KNO3. SA SP. SA. EA − − SP. 30 − − KNO3. EP. L TZ 38. Bromus arvensis Bromus carinatus Bromus catharticus Bromus erectus Bromus hordeaceus (= Bromus mollis) Bromus inermis Bromus marginatus (Bromus mollis) ver Bromus hordeaceus Bromus riparius Bromus sitchensis Browallia viscosa Brugmansia arborea (= Datura arborea) − SP SP − SP SP SP SP SP. KNO3 57. 15-25 20-30. 20 − 20-30. 20-35 20-30. 20 20-30. L − TZ − − L 9. 20. napobrassica Brassica nigra Brassica oleracea Brassica pekinensis [incluída em Brassica rapa] Brassica rapa [incluindo Brassica campestris. KNO3. EP. L 1. 30. SA SP. 15-25 20-30. KNO3 1. SA SP SP. EP. L 1. 15-25 − 20-30. 20-35 − 15-35. EP. KNO3 − 1. EP SP SP SP: EP SP. RP. B. 15-35 15-35. L 1 1 6. L 6. pekinensis. SA − − − SP. KNO3. L − 1. Brachiaria brizantha Brachiaria decumbens Brachiaria dyctioneura ver Brachiaria humidicola Brachiaria humidicola Brachiaria mutica Brachiaria ramosa (= Panicum ramosum) Brachiaria ruziziensis Brachycome iberidifolia Brassica spp. SA − SP − SP. KNO3 1 4. KNO3. KNO3 30. 15-25 − 20-30. chinensis. 20-35 20-30. B. SA SP. 68. 20 20-30. SA − SP SP SP. 20-35 15-35. SA EP. 20 − 20-30. KNO3 1. KNO3. 15-25 20-30 20-30. 10-30 20-30 20-30. KNO3. KNO3. 15-25 20-30. 80 − 1 TZ 7. 20 20-30: 20 20-30: 20 20-30. KNO3 1. KNO3. L − 1. 20 186 . B. KNO3. 15-25. 57. KNO3. L 57. EP. 20-35 15-35. L − 56. 15 − − − 20-30 20-30. SA SP SP SP. SA − SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª − 7 7 − 7 7 4 7 4-7 − − − 3 5 5 5 5 5 − 5 − 4-7 − 7 7 7 7 7 7 7 − 7 7 7 5-7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − 21 21 − 21 21 14 21 14 − − − 5 7 7 14 10 10 − 7 − 21 − 21 14 28 14 14 14 14 − 14 21 21 21 TZ 31. KNO3. Brassica campestris [incluída em Brassica rapa] Brassica chinensis [incluída em Brassica rapa] Brassica hirta Brassica juncea Brassica napus Brassica napus var. perviridis] Brassica perviridis [incluída em Brassica rapa] Briza máxima Bromus spp. EA − 15-35. KNO3 57. 39 Brachiaria spp. 15-25 20-30. L TZ 20 TZ (EE) 38 − 40 1. 25. KNO3 1. L 1. SA SP.EA 17-30 20-30 − 20-30. SA SP. 20 20-30. L 1. SA − − SP SP SP. EP. EP. SA SP. EP. EP. 30 20 − 20-30. EA SP. EP. EP. L 1. SA . KNO3 1. 20 20-30. 15 20-30. Cajanus spp. EA. Cactus spp. EP. 20 20-30 20-30 − 20-30 20-30 5 7 − 4 7 7 7 8 4-7 4-7 − 7 − − 3 4 10 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4 5 − 3 7 7 − 7 10 14 18 − 10 21 21 21 18 14 14 − 28 − − 10 10 35 21 21 21 21 21 21 21 21 21 21 8 7 − 7 21 14 − 21 35 − 71. 20. L 1. SA SP. 20 20-30. 20 − 20-30 − − 25. 30 17-30 20-30. L 38 39 − − − KNO3 TZ 39. L TZ 38 L 1. SA − SP. L 1. SA SP. SP. SA SP. (= Libocedrus spp. L 1. EP − 20-30. 20 20-30 20 20-30. SA SP.) Calocedrus decurrens (= Libocedrus decurrens) − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − EA. EP. Calceolaria polyrrhiza) Calendula officinalis Callistephus chinensis Calocedrus spp. L 1. (exceto Calceolaria χherbeohybrida. EA SP. SP SP. 20 20-30: 20 20-30. SA SP. EP EP SP. SA − RP. EP. EP SP − SP. 20 20-30. Capsicum spp. L 1. EP. 15 20-30. 40 Calopogonium mucunoides Camelina sativa Camellia japônica Campanula carpatica Campanula fragilis Campanula garganica Campanula glomerata Campanula lactiflora Campanula medium Campanula persicifolia Campanula portenschlagiana Campanula pyramidalis Campanula rapunculus Canavalia ensiformis Canna indica Cannabis indica [incluída em Cannabis sativa] Cannabis sativa [incluindo Cannabis indica] Capparis spp. SA SP. 20 20-30. SA − RP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7 − Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 21 − − − Brunnera macrophylla (= Anchusa myosotidiflora) (Buchloe dactyloides) ver Bouteloua dactyloides SP. Caragana arborescens Cardiospermum halicacabum 187 . 15 20-30. SA. SA SP. SA SP. EP. 20 − Cacalia spp. SA RP. EA SP. 41 38. SA SP. SA SP. SA SP. 20 20-30. L 1. 20 20-30. 15 20-30. Calceolaria χherbeohybrida Calceolaria polyrrhiza Calceolaria spp. KNO3 1. Cajanus cajan Calandrinia spp. KNO3 66. 20 20-30. EA SP. 15 20-30. EP − SP. 95 L − 71. Catalpa spp. EP SP. EA SP SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7 5 − − − (14) 4 7 − − − − − 7 − 7 6 7 7 7 7 10 3-5 7 3 4-7 7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 − 4 3 4 4-7 − 7 4 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 30 14 20 − − (42) 14 21 28 28 − − − 21 14 21 23 28 21 21 21 14 14 28 14 21 21 21 21 21 21 21 21 21 − 10 7 10 21 − 21 14 110 L L. SP SP SP. 66. L − 19 19 19 EE 1. (20-30) 20. (20-30) 20. Catharanthus roseus (= Vinca rosea) Cedrela spp. 62. 30 20-35 20-30. 51. L 1. 15 15 20-30. − − (EA) SP. L − 1. 15-20 20-30 20-30 20-30 − − − 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20. L 11. SA SP SP − − − SA. EP. L − Carica papaya Carlina acaulis Carnegiea gigantea (= Cereus giganteus) Carpinus spp. 71 TZ TZ (96 seguido do 84) − − 18 18 TZ − TZ 89. 20-35 20-30 20-30 − − (20) 20-30. EP SP. 20. L 1. 20. EA SP SP. Centrosema macrocarpum Centrosema pascuorum Centrosema pubescens Cerastium tomentosum (Cereus giganteus) ver Carnegiea gigantea Chaerophyllum dasycarpum Chamaechrysta rotundifolia RP. Celosia argêntea Cenchrus ciliaris Cenchrus setiger Centaurea americana Centaurea cineraria Centaurea cyanus Centaurea dealbata Centaurea gymnocarpa Centaurea imperialis Centaurea macrocephala Centaurea montana Centaurea ragusina Centrosema spp. EP SP 20-30. EP SP SP SP SP SP. L 1. L 32. 80. 20 − 15 20-30 188 . EP SP. 15 20-30. 15 20-30. L TZ − − − KNO3 − 76. 20. L 1. 20. 63. 20. L 1. Cedrus atlântica Cedrus deodara Cedrus libani Celastrus spp. L 1. EA SP. L 1. 20. 20. KNO3. 37. 15 20-30. EP − SP SP SP SP. 20-30. 20. KNO3. EP SP. (EA) EA. 15 20-30. EP SP. (Castalis tragus) ver Dimorphotheca tragus Castanea spp. 80. 25. 15 − 20-35 35 20-35 20-30. 15 20-30. EP SP SP. EP SP.SA. Carpinus betulus Carthamus tinctorius Carum carvi Carya illinoensis Carya ovata Cassia spp. EP. Castanea sativa Casuarina spp. 20 20-35. (20-30) 18-22 20-30. SA SP. SA. SA SP. 189 . 25.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − 0. EA − − 20. SA SP. 30 − 1 Chloris gayana ─ Para teste de sementes por repetições pesadas. L TZ − − 50. 20 − 20-30. 102. 103 TZ Chamaecyparis spp. L − − − − − − 64. 20 − 20-30. 68. 20 20-30. L − − − − − 1. KNO3. Chamaecyparis lawsoniana Chamaecyparis nootkatensis Chamaecyparis obtusa Chamaecyparis pisifera Chamaecyparis thyoides (Cheiranthus χallionii) ver Erysimum χmarshallii (Cheiranthus cheiri) ver Erysimum cheiri Chelidonium majus Chloris spp. SA − (SP) − − SP − SP. SA SP. L TZ 68. SA − − − − − SP. a primeira contagem deverá ser com 5dias. 20 − − − − − 20-30.25 (opcional) − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª − 7 7 7 7 − (7) − − 7-14 − 7 e 51 − − − − − 4-7 − − − − − 5 5 − 5 − 5 4 5 − Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − 28 28 21 21 − (28) − − 28 − 14 − − − − − 21 − − − − − 08 14 − 14 − 14 14 14 − TZ − 19 − − TZ (83) − − 1 TZ 1. Citrullus lanatus − SP. (20-30) 20. 20 20 20-30. (20-30) 20-30 20-30 − (20) − − 20-30 − 20-35. 20-30 − − − − − 20-30. Chloris gayana1 (Chrysanthemum achilleifolium) ver Tanacetum achilleifolium (Chrysanthemum carinatum) ver Glebiones carinata (Chrysanthemum cinerariifolium) ver Tanacetum cinerariifolium (Chrysanthemum coccineum) ver Tanacetum coccineum (Chrysanthemum coronarium) ver Glebiones coronaria Chrysanthemum indicum (= Dendranthema indicum) (Chrysanthemum multicaule) ver Coleostephus multicaulis (Chrysanthemum nivellei) ver Heteranthemis viscidehirta (Chrysanthemum parthenium) ver Tanacetum parthenium (Chrysanthemum ptarmiciflorum) ver Tanacetum ptarmiciflorum (Chrysanthemum segetum) ver Glebionis segetum Cicer arietinum Cichorium endívia Cichorium intybus Cineraria lyratiformis Cistus spp. EA SP − SP − SP SP RP. EP − − − − − RP. 102. KNO3. KNO3. KNO3. L − − 1. 15 10 10-30 20-30 20-30. 15 20-30. RP SP. EP SP SP EP SP SP. Delphinium ajacis) (Consolida ambigua) ver Consolida ajacis Consolida regalis Convolvulus tricolor Corchorus capsularis Corchorus olitorius Cordyline australis Cordyline indivisa (= Dracaena indivisa) Coreopsis basalis (= Coreopsis drummondii) (Coreopsis cardaminifolia) ver Coreopsis tinctoria (Coreopsis coronata) ver Coreopsis nuecensis Coreopsis lanceolata Coreopsis maritima Coreopsis nuecensis (= Coreopsis coronata) Coreopsis tinctoria (= Coreopsis cardaminifolia) − SP. EP SP. L 38 − KNO3 KNO3 57 1 − 46 TZ 46 TZ 46 TZ − 1. EA − RP. L L − − 1 − 1 39 L L 48. EP SP − − SP. 15 20-30. EA SP. EP. EP SP. EA SP. L 1. 15. KNO3. 20 30 30 20-30 20-30 20-30. L 1. KNO3. EP. EA − 20-30. 30 − 20-30 20-30. L 1. EP SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª − 4-7 3-5 3-5 7 7 7 7 7 7 4-7 15 − 15 − 15 − 7-10 4-7 5-7 7 5 10 − 7-10 4-7 3 3 15 15 4-7 − − 4-7 4-7 7 4-7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − 14 14 14 21 28 14 28 14 21 21 30 − 30 − 30 − 21 21 21 14 21 21 − 21 14 5 5 30 30 14 − − 14 14 14 14 TZ 1. 10 20-30. 20 20-30. L 48. Collomia spp. EP SP. 20 20-30. EA − RP. 20 − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP EP. 20 20-30. Cleome spp. (exceto C. Clarkia amoena Clarkia pulchella Clarkia unguiculata Claytonia perfoliata Clematis spp. EP 190 . EP SP. L 1. 15. EP SP SP. 10 − 20. L Citrus spp. EP RP. EP SP. Consolida ajacis (= Consolida ambigua. 20 10 20 20. EP. L 1. hassleriana) Cleome hassleriana Clitoria ternatea Cnicus benedictus Cobaea scandens Coffea arábica Coffea canephora Coffea robusta Coix lacryma-jobi Coleostephus multicaulis (= Chrysanthemum multicaule) Coleus blumei Collinsia spp. 20 − − 20-30. RP − SP. SA. EP SP. 30 − 20-30. EP EP EA SP. 20 20-30 20-30 20-30. 20. 15 20-30. KNO3. KNO3. 30 − 20-30. L 1. 20 20-30. EP. EA − RP. (= Leptosyne spp. 20-30 − 20-30 − − (20-30) 20-30 − 20-30 − 20-30 20-30 − 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30. RP. SP − − (EA) SP − EP − RP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − - Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 5 7 − − − − − − − − (14) 3-5 3-5 − 4 − (7) − − (7) 12 − 4 − 4 4 − 4 4 4 7 4 4 4 4 4 - Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 16 21 28 − − − 10 − − − (35) 14 14 − 7 − 14 − − (28) 28 − 10 − 10 10 − 10 10 10 28 8 8 8 8 8 − 103 84. EA EP. EE − TZ TZ (92 seguido do 18) 1. EA RP. 80.) Coriandrum sativum Cornus florida Cornus spp. KNO3. 20 − 20. PP EA. KNO3. 25 - 191 . EA - 20-30 20-30. EP. RP − SP. SA − − − (EA) SP. L. Corylus avellana Cosmos bipinnatus (= Bidens formosa) Cosmos sulphureus Cotoneaster spp. SP. Crataegus mollis Crataegus monogyna Crossandra infundibuliformis Crotalaria spp. SP. 25 20-30. (20-30)) 20-30. EP SP. SP. L 1. 25 20-30 . 103 69. EA SP SP. 103 PP TZ Coreopsis spp. EA RP. Cucumis anguria Cucumis melo Cucumis sativus Cucurbita spp. 15 20-30 − − − 18-22 − − − (20. 99 seguido do 84 TZ TZ (99 seguido do 87) L TZ − − 38 38 − 38 38 38 − PP TZ 69. EA − SA. 25. 25 20-30. EA RP. EE TZ TZ TZ 83. (32) 20-30. EA − EP. Crambe abyssinica Crataegus spp. SP. 20. SA SP. EP. Cornus mas Cornus sanguinea Cornus stolonifera (Coronilla varia) ver Securigera varia Corylus spp. Crotalaria brevidens [incluindo Crotalaria intermedia] Crotalaria intermedia [incluída em Crotalaria brevidens] Crotalaria juncea Crotalaria lanceolata (Crotalaria mucronata) ver Crotalaria pallida Crotalaria pallida (= Crotalaria mucronata) Crotalaria paulina Crotalaria spectabilis Cryptomeria japonica Cucumis spp. EA EP. SP. 103 69. L TZ KNO3 TZ 94. 25. 20 20-30. EA RP. SA − − − SP. EA EP. 103 69. SP. EP SP. RP SP. EP − 20-30. Dactylis glomerata Dahlia pinnata (Datura arborea) ver Brugmansia arborea Datura metel Datura stramonium Daucus carota (Delphinium ajacis) ver Consolida ajacis Delphinium χbelladonna Delphinium bellamosum Delphinium cardinale Delphinium χcultorum Delphinium elatum (híbridos) Delphinium formosum Delphinium grandiflorum − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP. KNO3. KNO3. EP SP. EP − − SP. EA RP. KNO3. 20 − − 20-35. EP SP. 15-25 − 20-30. Cyamopsis tetragonoloba Cyclamen africanum Cyclamen persicum Cydonia ablonga Cymbalaria muralis Cynara cardunculus (= Cynara scolymus) (Cynara scolymus) ver Cynara cardunculus Cynodon dactylon Cynoglossum amabile Cynosurus spp. 103 − TZ 16. 25 20-30. 10 20. 15. L 1. 20 − 20-30 20-30 − − − − − − − Dactylis spp. L TZ 6. RP SP. L 1. L 1. 103 69. L 37 1. EP. 25 20-30. KNO3 TZ 1 − TZ − 1. EA RP. EP. EA − SP. EP. 20-30 − 20-30. 10 15-20. 35. 20. EP. 10 20. 37 − 1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 4 4 4 4 5 − 7 14 7 − 5 14 14-21 − 4-7 7 − − 7 − 4-7 − 10 7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 8 8 8 8 14 − 28 35 28 − 14 28 35 − 21 21 − − 21 − 14 − 21 28 PP 69. EA SP. EA − SP. 20 20. EA − SP RP. Cynosurus cristatus Cytisus scoparius EP. L − − TZ 38 71 51. 15. 102. EA SP − SP SP SP − RP. EP SP. EA RP. 25 20-30 − 20-30 20-30 20 − 20-30. EA SP. EA − − SP. EP. L 39 seguido do 41 Cucurbita Hybrids Cucurbita máxima Cucurbita moschata Cucurbita pepo Cuminum cyminum Cupressus arizonica Cupressus macrocarpa Cupressus sempervirens Cyamopsis spp. 39 − TZ − 1. EP SP. 10 20. L 192 . 15 − 15. 20 20-30. L TZ 1. 15 − 20-30. 20 20-30. 39 1.SA. EA SP 20-30. 20 − − 20. EA SP. 30 20 20. KNO3. 80 1. 15. EP − SP. 15. 25 20-30. 15. L TZ 1. 10 20. 10 − 7 − 4-7 − 5-7 5-7 7 − − 7-10 10 7-10 7-10 8 7-10 7-10 − 21 − 21 − 21 21 14 − − 21 21 21 21 18 21 21 TZ 1. EP − SP. 10 20-30. 15. EP. EP. EP SP. Dimorphotheca pluvialis Dimorphotheca sinuata Dimorphotheca tragus (= Castalis tragus) Dioscorea spp. 20 20-30. EP SP. SP SP SP SP. EP. 20 20-30 30 20-30 20 20-30. 1 1. 74 1 1 KNO3 − 38 21. D. KNO3 1. 20-35 20-30. EP SP. H2SO4 − 1 1. (Dizygotheca elegantissima) ver Scheflera elegantissima Dolichos biflorus [incluída em Vigna unguiculata] (Dolichos lablab) ver Lablab purpureus Doronicum orientale Dorotheanthus bellidiformis (Dracaena indivisa) ver Cordyline indivisa − − 20-30. L − 1 1 L − − − KNO3. 15 − − − − 20-30. 76 1. L TZ − − − 1. SA − 193 . EP SP. EP SP. KNO3 38. 20 20-30. Deschampsia cespitosa Deschampsia flexuosa (= Avenella flexuosa) Desmodium intortum Desmodium tortuosum Desmodium uncinatum Dianthus χallwoodi Dianthus barbatus Dianthus caryophyllus Dianthus chinensis Dianthus deltoides Dianthus plumarius Dichanthium aristatum (Dichanthium ischaemum) ver Bothriochloa ischaemum Dichondra repens Dictamnus albus (Didiscus coeruleus) ver Trachymene coerulea Digitalis lanata Digitalis purpurea Digitalis spp. EP − − − − SP. 20 20-30. KNO3 − (Dendranthema indicum) ver Chrysanthemum indicum Deschampsia spp. SA − SP. 20. 20 20-30 − 20-30 − 15-35. 76. H2SO4 38 38. KNO3. KNO3. EP SP. 20 20-30. KNO3 1. (exceto Digitalis lanata. 20 20-30. 20 20-35 − 20-30 20-30 − 20-30. EP SP − SP SP. 20 20-30.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − − 16 16 10 28 10 8 14 14 14 14 14 21 − 21 21 − 14 14 7 − 10 − 14 14 10 14 − − − − 21 35 − − TZ 1. L 23. SA SP SP − SP − SP SP. smutsii) (Digitaria smutsii) ver Digitaria eriantha Digitaria spp. 15 15 20-30. D. purpurea) (Digitaria decumbens) ver Digitaria eriantha Digitaria eriantha (=Digitaria decumbens. 76. 74 1. 15 − − − 7 7 4 5 4 − 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 7 − 7 10 − 4-7 4-7 − − 4 − 7 4-7 4 4-7 − − − − 4-7 5-7 − − SP SP SP EP. 20 20. SA SP. 62. L L 39 TZ − − 1. L − − 2. SA SP EP. EP SP. EP. 26. SA SP SP − SP. 20 20-30. 20 20. SA SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 4-7 4 7-14 4-7 7 7 − − 4 − 7 − − 7 − − 5 − 5 5 7 − − 6 4 5 7 3 − 4 − 4-5 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 21 10 21 14 14 21 − − 8 − 21 − − 21 − − 14 − 21 28 21 21 − 10 10 14 28 14 − 7 − 14 1. riparium) (Elymus pauciflorus) ver Elymus trachycaulus (Elymus repens) ver Elytrigia repens Elymus trachycaulus (= Agropyron trachycaulum. KNO3 1. trichophorum) Elytrigia repens (= Agropyron repens. EA − − SP − − SP − SP. SA − − SP − SP. 15-25 − − 20-30. KNO3 5. KNO3. KNO3 TZ 1. EA. KNO3. 20 20-30. L LC TZ 1. Elymus pauciflorus) Elytrigia spp. 20. SA SP. EP SP. 10-30 − − 20-30 − 15-30 − − 20-30. L TZ TZ KNO3 TZ 12. SP − SP. KNO3. 15-25 20-30. 15 194 . Elymus elongatus) Elytrigia intermedia (= Agropyron intermedium. L 32 − − − 1. 15-25 20-30. A. A. EP SP. SA SP. 15-25 20 − 20-35. 20 20-30 − 20 − 20-30. Elymus canadensis (Elymus elongatus) ver Elytrigia elongata (Elymus junceus) ver Psathyrostachys juncea Elymus lanceolatus (= Agropyron dasystachyum. Elytrigia elongata (= Agropyron elongatum. Eragrostis curvula Eragrostis tef Eragrostis trichodes Erigeron speciosus Erodium cicutarium Eruca spp. EP SP. 80. L 1. Elymus repens) Episcia spp. 25 20-30 20-30. Eragrostis spp. EP − SP 20-30. L − − 1. KNO3. L Echinacea purpurea Echinochloa crus-galli Echinops ritro Echium candicans (= Echium fastuosum) Echium plantagineum Ehrharta calycina Elaeagnus spp. 15-25 − 20-30. KNO3. EP SP. 15-30 20-30 20-30 20-30. KNO3 1. Eruca sativa (Erysimum χallioni) ver Erysimum χmarshallii Erysimun cheiri (= Cheiranthus cheiri) SP. Elaeagnus angustifolia Eleusine coracana Elymus spp. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − 0,50 0,10 0,25 0,10 0,25 0,50 0,50 0,50 0,25 0,25 0,10 0,10 0,50 0,50 0,50 1,00 0,50 1,00 0,10 0,10 0,10 0,25 0,50 0,50 − 0,10 0,25 0,10 0,25 1,00 − 0,25 1,00 1,00 0,10 Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 14 14 − 15 15 14 14 14 14 14 21 14 14 21 14 14 21 21 14 21 14 14 28 14 14 28 14 − 14 14 14 14 21 − 21 21 14 21 1; KNO3 KNO3 TZ − − − − − − − − − − − − 20 − − − 16 − − − − − − − − − − − − − − 16 − − − Erysimum χmarshallii (= Cheirantus χallionii; Erysimum χallioni) Eschscholzia californica Eucalyptus spp. Eucalyptus astringens Eucalyptus botryoides Eucalyptus bridgesiana Eucalyptus camaldulensis Eucalyptus cinerea Eucalyptus citriodora Eucalyptus cladocalyx Eucalyptus cloeziana Eucalyptus cypellocarpa Eucalyptus dalrympleana Eucalyptus deanei Eucalyptus deglupta Eucalyptus delegatensis Eucalyptus elata Eucalyptus fastigiata Eucalyptus ficifolia Eucalyptus glaucescens Eucalyptus globulus [incluindo Eucalyptus maidenii; E. saint-johnii] Eucalyptus grandis Eucalyptus gunnii Eucalyptus largiflorens Eucalyptus leucoxylon Eucalyptus macrorrhyncha Eucalyptus maculata Eucalyptus maidenii [incluída em Eucalyptus globulus] Eucalyptus mannifera Eucalyptus melliodora Eucalyptus microtheca Eucalyptus moluccana Eucalyptus muelleriana Eucalyptus niphophila [incluída em Eucalyptus pauciflora] Eucalyptus nitens Eucalyptus pauciflora [incluindo Eucalyptus niphophila] Eucalyptus pilularis Eucalyptus polybractea SP SP; EP − SP SP SP SP SP SA SP SA SP SP SP SA SP SP SP SP SP SP SP SP SP SP SP SP − SP SP SA SP SP − SP SP SP SP 20-30; 20; 15 15; 10 − 20 25 25 30 30 25 20 25 25 25 20 35 20 15 15 20 20 25 25; (20-30) 20 35 25 15 25 − 25 25 30 30 15 − 20 15 25 15 4-7 4-7 − 5 5 5 3 3 5 5 14 5 5 5 5 3 10 10 5 7 5 5 7 3 5 10 5 − 5 5 3 3 10 − 7 10 5 10 195 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* 0,50 0,25 0,25 0,10 0,10 − 0,10 0,25 0,50 0,25 0,10 0,25 − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 5 10 5 7 3 − 5 5 5 5 3 5 − − − (7) − 6 − 20 − − Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 14 21 21 14 14 − 14 14 14 14 14 14 − − − − − − − − − − − − − − − (28) − 16 14 Eucalyptus radiata Eucalyptus regnans Eucalyptus resinifera Eucalyptus robusta Eucalyptus rudis (Eucalyptus saint-johnii) ver Eucalyptus globulus Eucalyptus saligna Eucalyptus sideroxylon Eucalyptus sieberi Eucalyptus smithii Eucalyptus tereticornis Eucalyptus viminalis Euchlaena mexicana [incluída em Zea mays] Euonymus spp. Euonymus europaeus Euphorbia spp. Euphorbia heterophylla Euphorbia marginata Euterpe edulis SP SP SA SP SP − SP SP SP SP SP SP − − − (SP) − SP SP SA; EA − 20 15 25 20 35 − 25 20 25 20 30 25 − − − (20-30) − 20-30 20 25; 20-30 − TZ TZ (21) TZ L 18; 65 92 seguido do 21 e 45-90 39; L − TZ Fagopyron esculentum Fagus spp. Fagus sylvatica Fatsia japonica Ferocactus wislizenii Festuca spp. Festuca arundinacea (= Festuca elatior) (Festuca capillata) ver Festuca filiformes (Festuca elatior) ver Festuca arundinacea Festuca filiformis (= Festuca capillata; F. tenuifolia) Festuca heterophylla Festuca ovina Festuca pratensis Festuca rubra − − − − − − − − − − − − − − − − SP; RP; EP − − SP − SP SP − SP; SA − − SP SP; SA SP; SA SP; SA SP; SA 20-30; 20 − − 3-5 − 20-30; 20 20-30 − 20-30; 15-25 − − 20-30; 15-25 20-30; 15-25 20-30; 15-25 20-30; 15-25 20-30; 15-25 4 − − − − 7-14 4 − 7 − − 7 7 7 7 7 7 − − − − 28 10 − 14 − − 21 21 21 14 21 − TZ TZ 77 (TZ) − 71; L TZ 2; KNO3; L − − 1; KNO3 1; KNO3 1; 80; KNO3; L 1; KNO3; L 1; KNO3; L 196 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − 14 14 28 − − (56) 35 28 − 1; KNO3 − − TZ (EE) (97 seguido do 85) 1; 39 L (Festuca tenuifolia) ver Festuca filiformis χ Festulolium [Festuca χLolium] Foeniculum vulgare Fragaria spp. Fraxinus spp. − 20-30; 15-25; 20 20-30 20-30; 20 − − (20-30) 20; 15 15 − 5 7 7 − − (14) 7-10 16 SP SP; EP; SA SP − − (SP) SP; EP SP Freesia refracta Fuchsia spp. Gaillardia aristata Gaillardia pulchella Gaillardia spp. Galactia spp. Galactia striata Galega officinalis Galega orientalis Galeopsis segetum Gamolepis tagetes Gaura spp. Gazania rigens Genista spp. Gentiana acaulis Geranium Hybrids Geranium spp. Gerbera jamesonii (Geum chiloense) ver Geum quellyon Geum coccineum Geum quellyon (= Geum chiloense) Geum spp. Gilia tricolor Ginkgo biloba Gladiolus spp. Glandularia canadensis (= Verbena canadensis) Glebiones carinata (= Chrysanthemum carinatum) Glebiones coronaria (= Chrysanthemum coronarium) Glebionis segetum (= Chrysanthemum segetum) − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP; EP SP; EP SP − SP; RP; EA SP; EP SP; EP SP; EP EP; EA EP; EA SP; EP EP; SP SP SP; EP SP; EP SP; EP − SP; EP SP; EP SP SP; EP SP; EP − SP; EP SP SP; EP SP; EP SP; EP 20-30; 20 20-30; 20 20-30 − 20-30; 25 20-30; 20 20 20-30; 20 17-30 17-30; 20 20-30; 15 20-30 20-30; 20 20-30 20-30 20-30; 20 − 20-30; 20 20-30; 20 20-30 20-30; 15 20-30; 20 − 20 20-30; 15 20-30; 15 20-30; 15 20-30; 15 4-7 4-7 4 − 4 5 5 7 7 7 4-7 3 7-14 7 7 4-7 − 7-10 7-10 7-10 4-7 10 − 7 7-10 4-7 4-7 4-7 21 21 10 − 10 14 14 21 21 21 21 5 28 28 28 14 − 21 21 21 14 30 − 16 28 21 21 21 1; 76; L 1; 76; L 76; L TZ 38 51 − 1; 39 − − 1; 76 − 1 39 38 − − L L 37 − 108 TZ 43; 71 1; KNO3 1; L 1; L 1 197 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 21 28 − 8 − 14 14 21 12 − 28 8 14 8 14 14 39 seguido do 41; (94) − − 38; 70 TZ − KNO3 51 38 TZ 1; KNO3 − KNO3; L − KNO3; L L Gleditsia triacanthos Gloxinia spp. (Glycine javanica) ver Neotonia wightii Glycine max Godetia whitnoyi Gomphrena globosa Goniolimon tataricum Gossypium spp. Grevillea robusta Gypsophila carminea Gypsophila elegans Gypsophila pacifica Gypsophila paniculata Gypsophila repens SP SP; SA − RP; EA − SP; EP SP; EP; SA SP; EP RP; EA − SP; SA SP SP; EP SP SP; EP SP; EP 20 17-30 − 20-30; 25; 30 − 15; 20-30 20-30; 20 15; 10 20-30; 25; 30 − 20-30 15 20; 15 15 20; 15 20; 15 7 7 − 5 − 4 4-7 5-7 4 − 7-10 − 4-7 − 4-7 4-7 Hedysarum coronarium Helenium autumnale Helenium spp. Helianthemum nummularium Helianthus annuus Helianthus debilis Helianthus spp. Helichrysum bracteatum Helichrysum monstrosum Heliopsis helianthoides Heliotropium arborescens Helipterum humboldtianum Helipterum manglesii Helipterum roseum (= Acroclinium roseum) Hesperis matronalis Heteranthemis viscidehirta (= Chrysanthemum nivellei) Heuchera sanguinea Hevea brasiliensis Hibiscus spp. Hibiscus cannabinus (Hibiscus esculentus) ver Abelmoschus esculenthus Hibiscus trionum − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP; EP SP; EP; SA SP; EP; SA SP; EP RP; EA − SP; EP; EA RP; EP SP; EP; SA SP; SA SP; EP SP; SA SP; EP SP; EP SP; EP SP; SA SP; EP SP; SA − − RP; EA − SP; EP 20-30; 20 20-30; 20 20-30 20-30; 20 20-30; 25; 30; 20 − 20-30; 20 20-30 20-30; 15 15 20-30 20-30; 20 20-30; 15 20-30; 15 20-30; 15 20-30; 20 20-30; 20 20-30; 20 − − 20-30 − 20-30 7 5 − 5-7 4 − 3-5 3 4-7 − 4-7 7 7-14 7-14 7-14 4-7 4-7 7 − − 4 − 4-7 14 14 16 28 10 − 14 7 14 10 21 21 21 21 21 14 21 21 − − 8 − 21 − − 76; L KNO3 1; 30 TZ 1 − 1; KNO3; L KNO3; L 51; KNO3 − 1 1 1 1; KNO3 1 1; KNO3 TZ TZ 38 − 38 198 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7-10 − − 6 4 − 14 7 6 4-7 4-7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 28 − − 14 7 − 28 18 15 21 14 − − TZ 1; KNO3 1; 30; 78 TZ − 71; L KNO3; L − L Hippeastrum Hybrids (= Hippeastrum χhybridum) (= Hippeastrum χhybridum) ver Hippeastrum Hybrids Holcus spp. Holcus lanatus Hordeum vulgare Humulus spp. Hunnemannia fumariaefolia Hyparrhenia rufa Hypericum perforatum Hyssopus officinalis SP; EP − − SP; SA RP; EA − SP; SA SP SP SP SP; EP 20-30 − − 20-30 20; 15 − 10 20-30 20-30; 15-35 20-30; 20 20-30; 20 Iberis amara Iberis gibraltarica Iberis sempervirens Iberis umbellata Ilex spp. Ilex aquifolium Ilex paraguariensis Impatiens balsamina Impatiens walleriana Indigofera hirsuta (Inula grandiflora) ver Inula orientalis Inula helenium Inula orientalis (= Inula grandiflora) Ipomoea alba (= Ipomoea noctiflora) Ipomoea aquatica (Ipomoea noctiflora) ver Ipomoea alba Ipomoea purpurea (= Pharbites purpurea) Ipomoea quamoclit (= Quamoclit vulgaris) Ipomoea tricolor Iris kaempferi − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP; EP; SA SP; EP; SA SP; EP; SA SP; EP; SA − − EA SP; EP SP; EP; SA EP; SP − SP SP; SA SP; EP; EA EP; EA − SP; EP; EA SP; EP; SA SP; EP; EA SP; SA 20-30; 20; 15 20-30; 20; 15 20-30; 20; 15 20-30; 20; 15 − − 20-30 20-30; 20 20-30; 20 20-30 − 20-30; 20 20-30 20-30; 20 30 − 20-30; 20 20-30; 20 20-30; 20 20-30 4-7 4-7 4-7 4-7 − − 45 4-7 4-7 5 − 7-10 6 4-7 4 − 4-7 4-7 4-7 6 14 14 14 14 − − 365 21 21 14 − 28 14 21 10 − 21 21 21 18 1; KNO3 1; KNO3 1; KNO3 1; KNO3 TZ TZ TZ 1; KNO3; L 1; 35; KNO3; L 38 − − L 38; 39 − − 39 39 39 19 Juniperus spp. Juniperus communis Juniperus scopulorum − − − − − − − (SP; (EA)) − (SP; (EA)) − − (20) − (15) − − (14) − (14) − − (28) − (42) TZ TZ (83) TZ (97 seguido do 21) 199 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª − (14) Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − (28) TZ (97 seguido do 21) Juniperus virginiana − (SP; (EA)) − (15) Kalanchoe blossfeldiana Kalanchoe crenata Kalanchoe globulifera Kniphofia uvaria Kochia scoparia (= Bassia scoparia) Koeleria macrantha Koelreuteria spp. Koelreuteria paniculata Kummerowia stipulacea (= Lespedeza stipulacea) Kummerowia striata (= Lespedeza striata) − − − − − − − − − − SP; SA SP SP SP SP; EP SP − − EP EP 20-30; 20 20-30; 20 20-30; 20 20-30 20-30; 20 20-30 − − 20-35 20-35 7-14 14 7-14 4-7 3-5 5 − − 5 7 21 21 21 21 14 14 − − 14 14 − − − − 1; 78 1; L TZ TZ - Lablab purpureus (= Dolichos lablab) Laburnum alpinum Laburnum anagyroides Lactuca sativa Lagenaria siceraria Lagenaria spp. (sementes grandes) Lagenaria spp. (sementes pequenas) Lagurus ovatus Lantana camara [incluindo Lantana hybrida] Lantana hybrida [incluída em Lantana camara] Larix decidua Larix χeurolepis [L. decidua χL. kaempferi] Larix gmelinii Larix kaempferi (= L arix leptolepis) Larix laricina (Larix leptolepis) ver Larix kaempferi Larix occidentalis − − − − − − − − − − − − − − − − − − − EP; EA − SP SP SP; EP; SA − EP; EA SP; EP; RP SP; EP; RP SP; SA EP; RP − SP SP SP SP SP − SP 20-30; 25 − 20-30 20-30 20; 15 − 20-30 20-30 20-30 17-30 20-30 − 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 − 20-30 − 4 − 7 7 4 − 4 4 3 7 12 − 7 7 7 7 7 − 7 10 38 TZ 39 seguido do 41; (60) 39 seguido do 41; (60) 6; 67; L TZ 103 42 42 − 48 − − − − 16 − − 16; 94 21 21 7 − 14 10 7 21 30 − 21 21 21 21 21 − 21 200 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7 − − 5 7 7-10 5-7 5 7-10 4-7 4 4-7 5 − 5 5-7 − 4 − − 7 7 − − − 4 4-7 4-7 10 5-7 5-7 − − − − 7 5-7 5-7 5-7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 21 − − 10 14 21 14 14 21 21 8 21 10 − 14 42 − 10 − − 21 21 − − − 10 21 21 21 28 28 − − − − 28 21 21 21 − − TZ 38 38 1; 38; 39; 80 1; 38 38 1; 78 1; 38 35; L 1; L 1; 38 TZ 1 1 TZ 1; L − TZ 38 38 − − TZ 38; 39 1; L 1; L − − − − − TZ TZ − 51 51 51 Larix sibirica (= Larix sukaczewii) (Larix sukaczewii) ver Larix sibirica Lathyrus spp. Lathyrus cicera Lathyrus hirsutus Lathyrus latifolius Lathyrus odoratus Lathyrus sativus Lavandula angustifolia Lavatera trimestris Layia platyglossa Legousia speculum-veneris Lens culinaris Leontopodium alpinum Leonurus cardiaca Lepidium spp. Lepidium sativum (Leptosyne spp.) ver Coreopsis spp. Lespedeza spp. Lespedeza cuneata Lespedeza juncea (Lespedeza stipulacea) ver Kummerowia stipulacea (Lespedeza striata) ver Kummerowia striata Leucaena spp. Leucaena leucocephala Leucanthemum maximum Leucanthemum vulgare Levisticum officinale Liatris pycnostachya Liatris spicata (Libocedrus spp.) ver Calocedrus spp. (Libocedrus decurrens) ver Calocedrus decurrens Ligustrum spp. Ligustrum vulgare Lilium regale Limonium bellidifolium Limonium bonduellei Limonium gerberi (= Limonium latifolium) SP − − EA; SA RP; EA SP; EP; EA SP; EP; EA; SA EP; EA SP; EP; SA SP; EP SP; SA SP; EP RP; EA − SP SP − SP; SA − − EP; SP; EA EP; EA − − − SP; EP SP; EP SP; EP SP; EP SP SP − − − − SP; EA SP; EP SP; EP; EA; SA SP; EP 20-30 − − 20 20 20 20 20 20-30; 20 20-30; 20 15 20-30; 20 20 − 20-30; 20 20-30 − 20-30; 20; 15 − − 20-35 20-35 − − − 25 20-30; 20 20-30; 20 20-30; 20 20-30 20-30 − − − − 20-30; 20 15; 10 20; 15 15; 10 201 perenne] (= Lolium χhybridum) Lolium multiflorum Lolium perenne Lolium rigidum Lonas annua Lotononis bainesii Lotus spp. 38 − − − 1. EP SP. (SA) SP. 15-25. 30 − 20. 38 − 1. KNO3. SA SP SP SP − SP. 38 1. L 3. EP SP. 15. 10 15. EP SP. SP. EP EP. L 3. 20 30 20-30. 15 − 20-30. 10 15. EA. 15 20. 15-25. 10 15. Lotus corniculatus (Lotus glaber) ver Lotus tenuis Lotus tenuis (= Lotus glaber) Lotus uliginosus Luffa acutangula Luffa aegyptiaca (= Luffa cilindrica) (Luffa cilindrica) ver Luffa aegyptiaca Lunaria annua (= Lunaria biennis) SP. EA − SP. 20 − 20-30. 20 20-30. 10 20-30. 10 20-30. 20. KNO3 TZ 1. KNO3. 20 20-30. 10 20-30. KNO3 3. KNO3 − 1. EA EP. SA SP. KNO3. 20 20-30. 20. EA. EA. KNO3 Limonium sinuatum (= Statice sinuata) Linaria bipartita Linaria maroccana Linaria vulgaris Linum flavum Linum grandiflorum Linum narbonense Linum perenne Linum usitatissimum Liquidambar styraciflua Liriodendron spp. KNO3 1. Lolium χboucheanum [L. Liriodendron tulipifera Litchi chinensis Lobelia cardinalis [incluindo Lobelia fulgens] Lobelia erinus Lobelia fulgens [incluída em Lobelia cardinalis] Lobularia maritima Lolium spp. L − − TZ 1. SA SP SP SP SP. EP 15. EP SP. 20 − 20-30. 15-25 20-30 20-30 − 20-30. 20 − 20-30 − − − (20-30) 20-30 20-30. 15. 15-25. multiflorum χL. EP EP. 37 TZ TZ (EE) (18) − 1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 21 21 21 21 21 21 21 21 7 − 21 − − − (28) 28 21 21 − 21 − 14 14 14 14 14 21 − 12 − 12 12 14 14 − 21 51 1 1 1 KNO3 KNO3 KNO3 KNO3 1 TZ L. 15 20. SA SP SP − SP − SP SP. EP − SP. EA − SP − − − (SP). 15 5-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 3 − 7 − − − (7) 7 7-14 4-14 − 4-7 − 5 5 5 5 4-5 7 − 4 − 4 4 4 4 − 7 202 . EP. 20 20-30. 20 20-30. EP. EA SP. SP − − − SP. SA − 15 25 25 25 20-30. 20 20 20-30. Magnolia grandiflora Mahonia spp. EP. 38 38 − − L KNO3 KNO3. RP − − SP. EP − − (SA). Lupinus albus Lupinus angustifolius Lupinus hartwegii Lupinus Hybrids Lupinus luteus Lupinus nanus Lupinus pollyphyllus Lupinus subcarnosus (Lychnis chalcedonica) ver Silene chalcedonica (Lychnis coronaria) ver Silene coronaria Lychnis viscaria Lycopersicon spp. (EP) − − SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − − 10 10 21 21 21 21 21 21 − − 14 14 14 − 14 − 14 − TZ 1. sargentii) − − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP. 15 20-30. EP. EA. 20 − − (22-48) − − 20-30. H2SO4 20 min. RP − SP. SA − SA. 39 38 1. 203 . 39 39 TZ 21 TZ TZ TZ 1. SA SP SP EP SP. EP. H2SO4 20 min. 20 − 4 4 4 4 4 − 20 − − − 4-5 4-7 − − (7) − − 7 − 10 10 10 10 10 − 42 − − − 14 14 − − (10) − − 21 − 35 38. EA − SP. EA Machaeranthera tanacetifolia (= Aster tanacetifolius) Macroptilium atropurpureum Macroptilium lathyroides Macrotyloma axillare Macrotyloma uniflorum Magnolia spp. EA EP. SA SP. 38. 20. Mahonia aquifolium Malcomia maritima Malope trifida Malus spp. EA SP. EA. 38 38 1. EA SP. (exceto Malus sylvestris. EP. L TZ KNO3 − − (Lunaria biennis) ver Lunaria annua Lupinus spp. 38. EA RP. Lycopersicon esculentum (= Lycopersicon lycopersicum) Lycopersicon Hybrids (Lycopersicon lycopersicum) ver Lycopersicon esculentum Lythrum spp. EA SP. EP. SA SP. 30 − − 5 5 4-7 4-7 10 4-7 4-7 10 − − 10 5 5 − 5 − 6 − RP. 20 20-30. 38. EP. 38 1. 20 20-30 − − 20-30 20-30 20-30 − 20-30 − 20-30. − − 20 20 20-30. 20 20-30. 25 − 20-30 − − − 20-30. M. 38 1. L 1 TZ (EE) − TZ TZ − TZ Malus sargentii (=Pyrus sargentii) Malus sylvestris Malva spp. KNO3. EA SP. EA RP. 20 − 20-30. KNO3. 28. 38 1. louisianica (Matricaria maritima) ver Tripleurospermum maritimum (Matricaria perforata) ver Tripleurospermum perforatum Matricaria recutita Matthiola bicornis [incluída em Matthiola longipetala] Matthiola incana Matthiola longipetala [incluindo Matthiola bicornis] Medicago spp. 20 20-30 20-30. 51 Malva sylvestris Marrubium vulgare (Martynia proboscidea) ver Proboscidea louisianica subsp.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7 − 5-7 − − − 4-7 − 4-7 4-7 − 4 − 4 4 4 4 4 4 4 4 − 4 − − 4 3 4 − 7 4-7 7-14 4-7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 21 − 21 − − − 14 − 14 14 − 14 − 14 14 10 10 14 14 10 14 − 10 − − 7 14 7 − 21 21 21 28 − TZ 1 − − − 1. 38 TZ 1. EP 20-30. SP. KNO3 38. SA − SP. 38 38 1. EP − SP. 28. EP SP SP. SA SP. 28. 20 − 20-30 − − − 20-30. 38 1. EP SP. 45 − 27. 38 38 1. 15 20 20 20. 38. EP − SP. EA SP. 38 28. 45 28. Medicago arabica (sementes e frutos) Medicago falcata [incluída em Medicago sativa] Medicago italica [incluindo Medicago tornata] Medicago littoralis Medicago lupulina Medicago orbicularis Medicago polymorpha Medicago rugosa Medicago sativa [incluindo Medicago falcata. EA SP. 15 − 20 − 20. SA SP. 20 20-30. EP − − SP. EP − SP. 15 20 20 20 20 − 20 − − 20 20 20 − 20-30 20-30. L − 1. L 1. EP SP. EP SP. KNO3. EP. EA SP. EP. EA EP. L 1 1. EP. EP. 38 − 28. EP SP. 38 − TZ 1. Melinis minutiflora Melissa officinalis Mentha χpiperita Mimosa pudica SP − SP − − − SP − SP. M. L TZ 38. Melilotus albus Melilotus indicus Melilotus officinalis Melinis spp. KNO3. 20. 38 29. 20 204 . EP. SA SP. χvaria] Medicago scutellata Medicago tornata [incluída em Medicago italica] Medicago truncatula Medicago χvaria [incluída em Medicago sativa] Melilotus spp. deeringiana.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 5-7 4 14 14 − − − − − Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 21 21 21 21 14 21 14 21 28 − − − − − 1 1 1 1 1. EP SP. 15 20. EP − SP SP − 20-30 20. 15 20-30. SA SP. 30 20-30. L Nasturtium spp. 20 20-30. 10 15. EP 20-30. 15 20-30. EA. SA SP SP. 20. 20 20-30. SA − SP SP. L 1. SA SP. EA SP. EP. Stizolobium deeringianum] Myosotis Myosotis scorpioides Myosotis sylvatica SP SP SP. L 1. Morus spp. L − 1 1 − 38 1 − − KNO3 KNO3 205 . EP. Nasturtium officinale Nemesia strumosa Nemesia versicolor (Nemophila aurita) ver Pholistoma auritum Nemophila maculata Nemophila menziesii (= Nemophila menziesii subsp. 20. 20 20-30. SA SP. insignis) ver Nemophila menziesii Neonotonia wightii (= Glycine javanica) Nepeta cataria Nicandra spp. 10 − 20-30. EP. Mucuna spp. 20 20-30. insignis) (Nemophila menziesii subsp. M. 10-35 20-30. L 1. (Nicotiana affinis) ver Nicotiana alata Nicotiana alata (=Nicotiana affinis) Nicotiana χsanderae − − − − − − − − − − − − − − − SP. 15 − 20-30. L − − − TZ TZ − − − Mimulus cardinalis Mimulus cupreus Mimulus χhybridus Mimulus luteus Mirabilis jalapa Moluccella laevis Momordica charantia Momordica spp. 20 20-30. EP. 20 20-30. SA − SP. EP. EA SP. 39 1. 15 20-30. EP SP. EP SP. 15 − 15. 15 3 5-7 5-7 5-7 14 21 21 21 38. RP. SA EP. EP. SA SP − − − − − SP. 20. cochinchinensis. SA SP. 30 17-30 20-30 − − − − − − − − − 20-30. Mucuna aterrima [incluída em Mucuna pruriens] Mucuna cochinchinensis [incluída em Mucuna pruriens] Mucuna deeringiana [incluída em Mucuna pruriens] Mucuna pruriens [incluindo Mucuna aterrima. L 1. M. 20 20-30. EP. 20 − 4 5-7 5-7 − 5-7 5-7 − 4 7–14 5 − 5-7 5-7 − 14 21 21 − 21 21 − 10 28 15 − 14 14 TZ L 1. 20. 20 − 20-30. 15. Panicum antidotale Panicum coloratum Panicum maximum Panicum miliaceum (Panicum ramosum) ver Brachiaria ramosa Panicum virgatum − − − − − − − − SP. L − − 1. 20 20-30 20-30 − 20-30 20-30 Ocimium spp. SA − 20-30 20-35. EP SP. KNO3. 12. 20 15-35. KNO3. SA SP. 15 20-30. 15 20-30. EP SP SP. EP. 34. L TZ L L 1. 20. 15°C − L. L − 80 1. EP RP. EP SP − SP SP. 24. EP 20-30. KNO3. EA − SP. 15 20-30. Ornithopus compressus Ornithopus sativus Oryza sativa Oryzopsis hymenoides Oryzopsis hymenoides (Método alternativo) Osteospermum ecklonis − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP. SA SP. 20 − 4 7 4-7 − 4 − 7 7 − 7 7 5 − 7 7 4-7 − 14 21 21 − 14 − 21 21 − 21 14 14 − 42 28 14 TZ KNO3 KNO3 KNO3 − 1. EA EA SP. 20 20-30. EP SP SP − SA SA. 106 − 20 19 Nicotiana suaveolens Nicotiana tabacum Nierembergia hippomanica Nierembergia spp. 20 20-30 20-30. 24. 20-30. KNO3. 38 − − − TZ − − 33. 71 TZ 15 16 1. 20. SP. KNO3 1. 25. 20 − 20-30. EP − 20-30 20-30. 15-25 20-30. 25 − 15-30 − 7 7 10 3 − 7 − 28 28 28 7 − 28 206 . KNO3 1. L Panicum spp. EP − SP. SA SP. EA − SP. 61. Nigella damascena Nigella hispanica Nigella sativa Nothofagus alpina (= Nothofagus procera) Nothofagus obliqua (Nothofagus procera) ver Nothofagus alpina Nyssa aquatica Nyssa sylvatica SP SP SP. (20-35) 20-30. EP SP. Ocimum basilicum Oenothera biennis Oenothera macrocarpa (= Oenothera missouriensis) (Oenothera missouriensis) ver Oenothera macrocarpa Onobrychis viciifolia (= Onobrychis sativa) (Onobrychis sativa) ver Onobrychis viciifolia Origanum majorana Origanum vulgare Ornithopus spp. SA SP. EP − SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 5-7 7 5-7 6 7-10 7-10 7-10 7 7 − 7 14 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 14 16 21 14 21 21 21 28 28 − 21 28 KNO3 KNO3. 20 − 15 20 20-30. SA SP. 112. 20 20-30 20-30. 30 − 15 5-15. EP. 20. 58. KNO3. SA SP. SA SP SP SP 15. 101 − TZ. 15 15 20-30. RP. 10 20-30. 40 39 TZ − 1. KNO3. χhybridus) SP. L 46. 10 15. 15 20 − 20-30. SA SP. 20-35. EP − − SP SP. SA SP. KNO3. RP EP. SA SP SP. 15 207 . Pascopyrum smithii (= Agropyron smithii) Paspalum spp. EA SP. (Pennisetum americanum) ver Pennisetum glaucum Pennisetum clandestinum Pennisetum glaucum (= Pennisetum americanum. SA SP. 20-30 20-30 17-30. EA SP. P. SA SP. Paspalum atratum Paspalum commersonii [incluída em Paspalum scrobiculatum] Paspalum dilatatum Paspalum guenoarum Paspalum notatum Paspalum plicatulum Paspalum scrobiculatum [incluindo Paspalum commersonii] Paspalum urvillei Paspalum wettsteinii Passiflora edulis Pastinaca sativa Pelargonium spp. L 1. SA. 62. 20-35. 20-30 20-30. 20-30. 15-35 20-35. KNO3 − − − 1 − − 1 − 1 Papaver alpinum Papaver glaucum Papaver nudicaule Papaver orientale Papaver rhoeas Papaver somniferum Pascopyrum spp. L 1. 20 − − 20-35. 15-25 − − − 20-35 20-30. P. SA SP. 10 15. L KNO3. 20 20-30. L KNO3. L KNO3. 25 20-30 − 20-30. RP SP. 68. SA SP. 20. 20 20-30. L 82. SP − SP. L KNO3. typhoides) Pennisetum purpureum (Pennisetum typhoides) ver Pennisetum glaucum Penstemon barbatus (Penstemon gloxinioides) ver Penstemon Hybrids Penstemon grandiflorus Penstemon hartwegii Penstemon hirsutus Penstemon Hybrids (= Penstemon gloxinioides. SA SP. SA − SP. EP. 15 − 15 20-30. L KNO3. KNO3. 30-35 20-35 20-30 20-35 20-35 25. Pelargonium Grupo Zonale (= Pelargonium χhortorum) Pennisetum spp. EP. SA SP − SP − − − SP. L 1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 5 − 7 − − − 7 7 7 7 7 7 7 7 6 7 7 − − 7 3 3 − 7 − 8 7 8 7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 14 14 14 14 14 10 − 28 − − − 28 21 28 28 20 21 28 28 28 35 28 − − 14 7 10 − 21 − 18 21 18 21 KNO3 KNO3. KNO3 TZ − − KNO3. L 1 TZ 1. SA SP. (Phleum bertolonii) ver Phleum nodosum Phleum nodosum (= Phleum bertolonii) Phleum pratense Phlox drummondii Phlox paniculata Phlox subulata Pholistoma auritum (= Nemophila aurita) − 15 20-30. 15-25) 20-30 20-30. KNO3 − − TZ − − 38 − 38 − − 71. SA SP. SA SP. 15-25 − − − − − 20-30. 20 20-30. 20 − 20-30. (EA) SP. EA − − SP SP. 15-25 20-30. 15-25 20-30. EA − SP. integrifolia] Petunia spp. KNO3 1. 10 − 8 5-7 10 − 5-7 7 5 5 5 − 7 7 7 − − − − − 5 − 5 − − 5 − − 7 7 5-7 5-7 5-7 7 SP SP. L 21 21 − − − − − 9 − 9 − − 9 − − 10 10 21 21 21 21 1. KNO3 1. KNO3. (Phaseolus angularis) ver Vigna angularis (Phaseolus aureus) ver Vigna radiata Phaseolus coccineus (Phaseolus limensis) ver Phaseolus lunatus Phaseolus lunatus (= Phaseolus limensis) (Phaseolus mungo) ver Vigna mungo (Phaseolus radiatus) ver Vigna radiata Phaseolus vulgaris Phleum spp. 20. 10 15. 20. 25 − − 20-30. 15 15. EA − − RP. 25. SA SP. SA SP. 15 20. (10-30. EP. 80. SA − SP. EP SP. 82 TZ (Penstemon χhybridus) ver Penstemon Hybrids Penstemon laevigatus Perilla frutescens Petroselinum crispum Petunia χhybrida [P. KNO3 1. 20 15. KNO3 1. KNO3. Phalaris aquatica (= Phalaris tuberosa) [incluindo Phalaris stenoptera] Phalaris arundinacea Phalaris canariensis Phalaris stenoptera [incluída em Phalaris aquatica] (Pharbitis purpurea) ver Ipomoea purpurea Phaseolus spp. KNO3 2. 20. 20. KNO3. 10 20-30. SA − SP. EP. 15 20. 30 − − 20-30. SA SP. EP. axillaris χP. 35. EP. SA SP. KNO3 1. EP. 38 TZ − 2. EP SP. 20 − 20-30. 20 20-30. KNO3 1. Phacelia campanularia Phacelia minor Phacelia tanacetifolia Phalaris spp. EP 21(14) 1. L 1. 102. 15 − 20-30.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − 18 21 28 − 14 10 21 21 14 − − L 1 − TZ 1. EP − − − − − SP. EP SP. L 1. KNO3. EA SP. SA. SA. (51). KNO3 1 208 . 29. 20. KNO3. (EA) 20-30 20-30 20-30. EE − − − − − TZ (EE) (86) 19 69 16 TZ (EE) (18) 12 106 LC 104. EP SP. 16. L − − 16. 12 19 19 − − TZ (EE) (21) 20 Physalis alkekengi Physalis pubescens Picea abies Picea engelmannii Picea glauca Picea glehnii Picea jezoensis Picea koyamai Picea mariana Picea omorika Picea orientalis Picea polita Picea pungens Picea rubens Picea sitchensis Pimpinella anisum Pimpinella major Pimpinella saxifraga Pinus spp. Pinus albicaulis Pinus aristata Pinus banksiana Pinus brutia Pinus canariensis Pinus caribaea Pinus cembra Pinus cembroides Pinus clausa Pinus contorta Pinus coulteri Pinus densiflora Pinus echinata Pinus edulis Pinus elliottii Pinus flexilis Pinus glabra (Pinus griffithii) ver Pinus wallichiana Pinus halepensis Pinus heldreichii SP. SA SP SP SP SP SP SP SP SP SP SP SP SP SP SP. L 16. L − − − − − − − L. 20-30 20-30 20-30 − 20 − − (20-30) 20-30 Pinus jeffreyi 209 . 25 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 20-30 − 20-30 20-30 20-30 20 20 20-30 − − (20-30) 20 20 20-30 − − (20-30) 20-30 20-30 20-30 22. L KNO3. EP − SP SP SP SP SP SP − − (EA) EA SP. (SA) SP − − (EA) SP SP SP SP SP SP − SP − − (SP) SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 4-7 7 7 7 7 7 7 7 7 7 7 7 7 7 7 7 7-10 5-7 − 7 7 7 7 7 7 − − (7) 7 7 7 − − (7) 7 7 7 7 7 7 − 7 − − (7) 7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 28 28 21 21 21 21 21 21 21 21 21 21 21 21 21 21 21 21 − 28 14 14 28 28 21 − − (28) 28 21 21 − − (28) 21 28 28 28 21 21 − 28 − − (28) 28 1. SA SP. EP SP. KNO3 − 1 − TZ 20. EP. L 16. 20-30 20-30 22 20-30. (20) 20-30 22. SA SP EA. (EA)) SP − SP SP − (EA) SP SP SP SP SP − SP SP SP SP SP SP Pinus lambertiana Pinus merkusii Pinus monticola Pinus mugo Pinus muricata Pinus nigra Pinus oocarpa Pinus palustris Pinus parviflora Pinus patula Pinus peuce Pinus pinaster Pinus pinea Pinus ponderosa Pinus pumila Pinus radiata Pinus resinosa Pinus rigida Pinus serotina Pinus strobus Pinus sylvestris Pinus tabuliformis Pinus taeda Pinus taiwanensis Pinus thunbergii Pinus virginiana 210 . (SP) − − (SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª − − − 7 − − (7) − − (7) 7 − − (7) 7 7 7 7 7 − − (7) 7 − − (7) 7 − 7 7 − (7) 7 7 7 7 7 − 7 7 7 7 7 7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − − − 21 − − (28) − − (28) 21 − − (28) 21 21 21 21 21 − − (28) 21 − − (28) 35 − 28 21 − (21) 28 14 14 21 28 − 21 14 28 21 21 21 TZ (EE) − − TZ (EE) (98 seguido do 83) TZ (EE) (18) − TZ (EE) (18) − − − − 104 TZ (EE) (86) − TZ (EE) (86) 16. 20-30 20-30 20-30 20-30 (Pinus khasya) ver Pinus kesiya Pinus kesiya (= Pinus khasya) Pinus koraiensis − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP − − (EA) − − (SP. (EA)) SP − − (SP. 91 (TZ) 51 16 TZ (84) − − − − 16 (TZ) 19 − 16 − − − − − − 20-30 − − (20-30) − − (20-30) 20-30 − − (20-30) 20-30 20-30 20-30 20-30 20 − − (20-30) 20. (EA)) SP − − (SP) SP SP SP. (20-30) − − (20-30) 20 − 20 20-30 − (20-30) 20 (25). 20 − 20-30. 15-25. 15-25. 10-30 20-30. 20. 15-30 15-25. 20. Poa ampla [incluída em Poa secunda] Poa annua Poa arachnifera Poa bulbosa Poa compressa Poa glauca (= Poa glaucanthos) (Poa glaucanthos) ver Poa glauca Poa nemoralis (Poa nevadensis) ver Poa secunda Poa palustris Poa pratensis Poa secunda (= Poa nevadensis) [incluindo Poa ampla] Poa trivialis Polemonium spp. L KNO3. 10-30 20-30. EA EP. 15 20-30. EA RP. 20 20-30 20-30 − 20 20-30 20-30. 15 211 . L − L. SA SP SP SP SP SP SP SP SP 20-30 15. 10-30. KNO3 1. 15-25 20-30 15-25 15-25. L KNO3 1. SA SP. L − 1. EP. 20. SA SP. KNO3. 80 13. KNO3. EP. L − 1. L 1. KNO3 1. 15-25 17-30 20-30 20-30. L 12. 15 20-30. 15 20-30. KNO3. KNO3 1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7 7 5 4-7 7 7 − 7 8 6 − − 7 7 10 10 10 − 10 − 10 10 7 7 5 3 4-7 5 7 7-14 7-14 7-14 7-14 7-14 7-14 7-14 7-14 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 28 42 8 21 14 21 − 21 21 18 − − 21 28 35 28 28 − 28 − 28 28 28 21 16 10 14 14 21 28 28 28 28 28 28 28 28 − 12. KNO3 1. KNO3 Pinus wallichiana (= Pinus griffithii) Piptatherum miliaceum Pisum sativum Plantago lanceolata Platanus occidentalis Platanus spp. SA − SP. 15 20-30. 15-25. L 38 − − − TZ − L − TZ − 1. Platycladus orientalis (= Thuja orientalis) Platycodon grandiflorus Plumbago auriculata Poa spp. 20-30 20 20-30. KNO3. 15-30 − 20-30. 15 20-30. EP SP SP − SP SP. EA − SP SP. KNO3 1. L 1 − 1. 20 20-30 20-30 20-30. 20. EA SP. SA SP − − SP. EA SP. KNO3 1. EA SP SP. EP. EA SP. 20. 15 20-30. 20 − − 20-30. EA SP. 15-25. EP SP. KNO3. Portulaca grandiflora Portulaca oleracea Potentilla spp. 20. SP. 20. 10-30 20-30. KNO3 1. KNO3. EA SP SP. EP. KNO3 7. 15 20-30. 20. Primula auricula Primula denticulata Primula elatior Primula japonica Primula χkewensis Primula malacoides Primula obconica Primula praenitens SP SA. KNO3. 10-30 − 20-30. KNO3 1. Populus spp. 20 − − (20-30. EA EA − − − − (EA) − − − (EA) − (EA). 20-30.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7-14 7-14 − − 5 − − − − (7) − − − (7) − 7 − − (7) 5 − 7 − 7 − 4 5-7 − 5 4 − − − 7 − Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 28 28 10 10 10 − − − − (28) − − − (28) − 28 − − (28) 14 − 21 − 21 − 14 21 − 14 10 − − − 14 − 1. 10 − 20-30 25 − − − 18-22 − Prunus domestica Prunus padus Prunus persica Prunus serotina Psathyrostachys juncea (= Elymus junceus) Pseudoroegneria spp. H2SO4 20min. KNO3 L. Pseudoroegneria spicata (= Agropyron inerme. (20)) − − − (20-30. 30 15. EP − EP. 65. EA SP. SP SP − − − SP. L TZ 16 − − 51 TZ 38 38. 20. (20)) 20-30 − 20-30. KNO3 1. 15-25 − 20-30 − 20-30. (20)) − 18-22. A. 15 20-30. EP SP. 65 18. L − TZ − TZ (EE) (84) − TZ (EE) (84) TZ EE (84) TZ (EE) (84) 1 TZ 1. KNO3. EP − SP − EP. Pseudotsuga menziesii Psidium guajava Psophocarpus tetragonolobus Psylliostachys suworowii (= Statice suworowii) Pueraria spp. − − − TZ (EE) Primula veris Primula vulgaris Proboscidea louisianica Proboscidea louisianica subsp. Pyrus communis (= Pyrus domestica) − − − − − − − − − − − − − − − − − − − 212 . Prunus armeniaca Prunus avium SP SP SP. 20.) ver Tanacetum spp. louisianica (= Martynia proboscidea) Prosopis juliflora Prunus spp. spicatum) Pseudotsuga spp. Pueraria lobata Pueraria phaseoloides (Pulsatilla vulgaris) ver Anemone pulsatilla (Pyrethrum ptarmicifolium) ver Tanacetum ptarmiciflorum (Pyrethrum spp. 15 20 20 30 − − − − (20-30. SA − 20-30. SA − − (EA) SP − SP. EP. SP SP − RP. EA − 20-30 20-30 20 20-30 − 7 7 7 7 − 28 28 28 28 − 89 seguido do 95 89 seguido do 95 89 seguido do 95 e 92 89 seguido do 95 e 92 Ranunculus asiaticus Ranunculus spp. EA − SP. EP SP SA. Q. EA SP. 15. 30 20-30. EP 20. Robinia pseudoacacia Rosa multiflora Rosa spp. EP SP. Quercus spp. muehlenbergii. 20 20-30. Ricinus communis Robinia spp. EP SP. L 1. 80 TZ 1 L − − − L KNO3. (EA) SP. Q. EA − SP − (SP) − (EA). (exceto Rosa multiflora) Rosmarinus officinalis Rudbeckia bicolor [incluída em Rudbeckia hirta] Rudbeckia fulgida Rudbeckia hirta [incluindo Rudbeckia bicolor] Rumex acetosa Ruta graveolens − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − SP. L 1 213 . EP. 20 20-30 20-30. EA SP. virginiana) Quercus virginiana − − − − − − SA. EA SA. EA SP. 20. (SA) RP. Raphanus spp. SA. L TZ 100 TZ 39 seguido do 41ou (94) TZ (20) TZ (88) L − 1. 20 7-14 12 − 4 4-7 4 7 7 7 6 − 7 − 7 − (7) − (35) 7 − 4-7 4-7 3 7 28 30 − 10 14 12 21 21 21 15 − 14 − 14 − (28) − (70) 28 − 21 21 14 28 − 76. 20 20-30. EA SP. Raphanus sativus Reseda odorata Rheum χhybridum Rheum palmatum Rheum rhaponticum Rhododendron spp. L 1. EP SP. (exceto Pyrus communis) − − (20-30) − − (7) − (EA) (Quamoclit vulgaris) ver Ipomoea quamoclit Quercus alba Quercus muehlenbergii. 15 15 − 20-30. 25 20-30. Rhynchelytrum roseum Ricinus spp. RP SP. EA.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − − (28) TZ (EE) (84) ( Pyrus sargentii) ver Malus sargentii Pyrus spp. 20 20-30 20-30. EP. (exceto Quercus alba. EA − SP. 15-35 − 20-30 − 20-30 − (10-30) − (20) 20-30. 15 − 20-30. 20 20-30. 20 20-30. SA SP SP SP. L 1 1 2. 10 20-30 20-30. EP SP. 20 20-30. SA SP SP. 20 20-30. EP SP. EP − SP. EA RP. L 1. 20 20-30. EP. 20 20-30. SA − SP SP. 20 20. EA SP SP SP. 20 20-30. 31. KNO3. EA. SA SP. L 1 1 1 1 1 1 1 1 − − 1 1. EP 20-30. EP SP SP. 20 20-30. SP − SP. 20 − 20-30 20-30 20-30 20-30 214 . 20. 78 TZ (38) L L − 1 1 1 − − − − 38 Saintpaulia ionantha Salix spp. EP SP. Senecio bicolor [incluída em Senecio cineraria] Senecio cineraria [incluindo Senecio bicolor] Senecio cruentus Senecio elegans (Sequoia gigantea) ver Sequoiadendron giganteum Sequoia sempervirens Sequoiadendron giganteum (= Sequoia gigantea) Sesamum indicum Sesbania exaltata SP. L − 1 1 − 12. 20 15. EP SP. 20. SA SP. 15 20-30 20-30 15. EP SP. EP. 10 20-30. SA SP − SP SP SP. EP SP SP SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 7-14 7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 4-7 7 − 3-5 4-7 4-7 4-7 5 4-7 4-7 7-14 7 4-7 4 4 − 7 − − − 4-7 4-7 4-7 − 7 7 3 5 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 28 14 21 21 21 21 21 21 21 21 21 28 − 14 21 21 21 21 21 21 28 28 14 8 7 − 14 14 14 − 21 21 21 − 21 28 6 7 − − 1. 20 20-30. L 1. EP SP. EP SP. Salpiglossis sinuata Salvia coccinea Salvia farinacea Salvia officinalis Salvia patens Salvia pratensis Salvia sclarea Salvia splendens Salvia viridis Sanguisorba minor [incluindo Sanguisorba muricata] Sanguisorba muricata [incluída em Sanguisorba minor] Sanvitalia procumbens Saponaria calabrica Saponaria ocymoides Saponaria officinalis Satureja hortensis Scabiosa atropurpurea Scabiosa caucasica Schefflera elegantissima (= Dizigotheca elegantissima) Schyzachyrium scoparium (= Andropogon scoparium) Schizanthus pinnatus Scorzonera hispanica Secale cereale Securigera varia (= Coronilla varia) Sedum acre Sempervivum spp. EP. 10 15. EP SP. 20 20-30. 20 20-30 20-30. 15 − 20 15 20 − 20-30. 20 20-30. EP. SA SP. 10 15. 15 − 20-30. KNO3. 20 20-30. 20 20-30. 20 − − 20-30. 20 20-30 20-30 − − (20-30) 20-30 − 20-35. L 7 39 seguido do 41 − 1 15. 20 20-30. EP. EP. 20-30. sudanense Sorghum halepense Sorghum sudanense Spartium junceum Spergula arvensis Spinacea oleracea Sporobolus cryptandrus (Stachys grandiflora) ver Stachys macrantha Stachys macrantha (= Stachys grandiflora) (Statice sinuata) ver Limonium sinuatum − − 20-30. Sorghastrum nutans Sorghum spp. EP SP. 30 20-30. SA SP SP SP. L 75 − TZ (84) 12. SA SP. EP. 20 20-30.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª − − 4 7 5-10 5-10 7-14 5-7 3 7-14 − − 5-7 5-7 6 5-7 5-7 7 3 − − (7) 7 − 5 4 4 7 4 7 4 7 7 − 7 − Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − − 10 21 21 21 28 21 7 28 − − 28 28 14 28 28 14 14 − − (28) 28 − 21 10 10 35 10 14 10 21 28 − 14 − TZ − − KNO3. 20 20-30. 62. SA − − SP. 15-35 − 20 − SP. (Solanum capsicastrum) ver Solanum diflorum Solanum diflorum (= Solanum capsicastrum) Solanum giganteum Solanum gilo Solanum laciniatum Solanum marginatum Solanum melongena Solanum tuberosum (Sophora japonica) ver Styphnolobium japonicum Sorbus spp. 15-35 20-30. EP. Setaria anceps [incluída em Setaria sphacelata] Setaria italica Setaria sphacelata [incluindo Setaria anceps] Silene chalcedonica (= Lychnis chalcedonica) Silene coronaria (= Lychnis coronaria) Silene pendula Silybum marianum Sinapis alba Sinningia speciosa Solanum spp. EA RP. SA SP − − (EA) RP. EA SP. bicolor χS. SP. 59 L − KNO3 1 1 1 TZ − KNO3. EA SP SP SP. SP. 25 20-30 20-35. EP SP. 20-30 20-30. KNO3. EA RP. 62. SA − SP − 215 . 10 5-35. 20 20-30. Sorghum χalmum [S. EP. 15-30 20-35. KNO3. L KNO3. EP SP. 20 20-30. EP. halepense] Sorghum bicolor (= Sorghum vulgare) [incluindo Sorghum dochna] Sorghum bicolor χS. EP SP. EP SP. EP. L − KNO3 KNO3. L − − − Setaria spp. 15-30 20 20 15. SA SP. 15-35 20-30. EA − RP. 20 20-30. 20 20-30 20-30. L KNO3. L TZ 10 2 1 KNO3. EP SP SP SP SP. 10-35 20-35 20-35 − − − 20 20-30 20-30 20 − 7 − 14 − 4 4 4 2 4 4 − − − 7 14 7 7 EP. EP. L 1. SA SP. (20) − − (20-30) 30 3-5 3-5 3-5 4-7 4-7 4-7 4-7 − 4-7 7 7 − − (7) 14 14 14 14 21 21 21 21 21 21 21 28 − − (28) 28 L L L 1. 39 38 38. Syringa villosa Syringa vulgaris − 15-30 − 20-30 − 20-35 20-35. Stylosanthes spp. 62. EP SP. 20 20-30.) Taraxacum officinale Taxodium distichum Taxus spp. 20 20-30. SP. 66 KNO3 − 20 (TZ) TZ (87) 93. 39 38. 109 216 . Stylosanthes capitata Stylosanthes guianensis Stylosanthes hamata Stylosanthes humilis Stylosanthes macrocephala Stylosanthes scabra Styphnolobium spp. 20 20-30. 20 15 20-30. 82. 20 20-30. KNO3 − − TZ 38 56. Tectona grandis − − − − − − − − − − − − − − − SP. 20-30 20-35.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − 21 − 21 − 10 10 10 5 10 10 − − − 21 35 21 21 − 12. EP SP. 38 38. SA EA − − (EA) EA 20-30. L 1 1. SA − SP SP SP SP SP SP − − − SP SP SP SP Tagetes erecta Tagetes patula Tagetes tenuifolia Tanacetum achilleifolium (= Chrysanthemum achilleifolium) Tanacetum cinerariifolium (= Chrysanthemum cinerariifolium) Tanacetum coccineum (= Chrysanthemum coccineum) Tanacetum parthenium (= Chrysanthemum parthenium) Tanacetum ptarmiciflorum (= Chrysanthemum ptarmiciflorum) Tanacetum spp. 15 20-30. L KNO3. EP SP. L. 15 20-30. EP SP. EP SP. 39 TZ TZ − 16 − − − (Statice suworowii) ver Psylliostachys suworowii Stipa viridula Stizolobium deeringianum [incluída em Mucuna pruriens] Stokesia spp. EP SP. EA − SP. EP SP. KNO3. EP SP. (= Pyrethrum spp. 15 20-30. Styphnolobium japonicum (= Sophora japonica) Syringa reflexa [incluída em Syringa komarowii] Syringa komarowii [incluindo Syringa reflexa] Syringa spp. 20 20-30. 10-35 20-30. 27. 38 − Tephrosia candida Tetragonia tetragonoides Thalictrum spp. EA SP. 38 1. 15 20. 38 27. 27. 53 27. 38. SA SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 4 7 − 15 7 − 7 4-7 7 7 − − − (7) − − (7) 4 5-7 6 5 − 3 − 4 5 3 4 4 4 4 3 4 4 4 4 3 4 4 4 5 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 10 35 − 35 21 − 21 21 21 21 − − − (28) − − (28) 8 14 21 10 − 7 − 14 14 7 10 10 10 7 7 10 10 10 7 7 14 14 10 14 38 47. 15 20. EP. 38 1. 38 1. EP SP. 20 − − − (20-30) − − (20-30) 20-30 20-30 20 20 − 20 − 20 20 20 20 20 20 20 20 15. 15 20-30. 38. EP − SP. 27. 53 1. EP. EP SP. 20 20-30 − 20-30 20-30. EP SP. 38 1. 38. PP − SP. EP SP. 53 1. 27. Thuja occidentalis (Thuja orientalis) ver Platycladus orientalis Thuja plicata Thunbergia alata Thymus serpyllum Thymus vulgaris Tilia spp. RP SP. EP SP. RP SP − SP SP. 15 20-30. 38 1. EP. EP SP SP. 20 20 20 20 20. 49 TZ − − − − − L − TZ TZ (EE) (86) TZ (EE) (86) L KNO3 71 6 TZ 38 − 27. 38 27. 20 20-30. 15 20. 38 27. 20 − 20-30. EA. 82 27. 38 1. EP 20-30. EP SP. EP SP. EP SP. SA SP − − − (EA) − − (EA) SP. 38 27. 20 Tilia platyphyllos Tithonia rotundifolia Torenia fournieri Trachymene coerulea (= Didiscus coeruleus) Tragopogon porrifolius Trifolium spp. SP RP. 27. EP SP. Trifolium alexandrinum Trifolium balansae [incluída em Trifolium michelianum] Trifolium campestre Trifolium dubium Trifolium fragiferum Trifolium glomeratum Trifolium hirtum Trifolium hybridum Trifolium incarnatum Trifolium lappaceum Trifolium michelianum [incluindo Trifolium balansae] Trifolium pratense Trifolium repens Trifolium resupinatum Trifolium semipilosum Trifolium squarrosum Trifolium subterraneum Trifolium vesiculosum Trigonella foenum-graecum 217 . EP − SP. EP EP. 27. 20. 38. EP SP. Tilia cordata EP. EP SP. 27. EP SP. 30 20-30. EP SP. RP SP. 27. 38 27. EA SP. KNO3. 10 − 20-30 20-30 20-30 20-30. 15 − 20. EA SP. 20 20-30. EP. 15 4-7 5-7 7 − 4-7 4-7 4-7 7-10 − 7-10 21 21 28 − 21 21 21 28 − 28 1. 30 78 − 2. L 1. L 2. EA. 15. SA SP.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 14 14 − 21 8 − 8 8 − 8 8 21 21 21 28 35 14 1. Trisetum flavescens χ Triticosecale [Secale χTriticum] Triticum spp. 15 20. (20) 30 20-35 17-30. KNO3 − 1. 78 − 1 1 1 1. (20) 20-30. 15 20. EA. EP. EA SP SP SP. EP. Triticum aestivum Triticum dicoccon (= Triticum dicoccum) (Triticum dicoccum) ver Triticum dicoccon Triticum durum Triticum spelta Tropaeolum majus Tropaeolum peltophorum Tropaeolum peregrinum Tsuga canadensis Tsuga heterophylla Tunica spp. 78 2. EP. SA SP SP. EA EP. 30. − − − − − − SP SP SP SP. 78 TZ 2: 30. EA − RP. 10 20-30. 20. EP SP SP. L TZ 1. SP EP. EP − SP SP SP SP − SP 15. SP SP − SP RP. 15. L 1 1. EP. 30. EA. 15 15 20 17-30 4-7 4-7 − 7 4 − 4 4 − 4 4 4-7 4-7 4-7 7 7 5 Ulmus americana Ulmus parvifolia Ulmus pumila Urena lobata Urochloa mosambicensis Ursinia spp. 10 7 7 7 5 7 5 14 14 14 15 21 14 89 seguido do 92 89 seguido do 92 89 seguido do 92 105 78. EP. 78 2. 78 1 1 1 20 16 − Tripleurospermum maritimum (= Matricaria maritima) Tripleurospermum perforatum (= Matricaria perforata) Trisetum spp. L − Vaccaria hispanica Valeriana officinalis Valerianella locusta (Venidium fastuosum) ver Arctotis fastuosa Verbascum densiflorum Verbascum phlomoides Verbascum thapsus Verbena bonariensis (Verbena canadensis) ver Glandularia canadensis Verbena Grupo Hibrida (= Verbena χhybrida) − − − − − − − − − − SP. 15 − 20-30. SA 20-30. 15 20-30. 30. (30) 20 − 20. 20 − 20-30 20. KNO3. KNO3 218 . 15 20. SP. 20. (20) 20-30. EA. SA 20-30. 35. SP − RP. 20 20. EP. EP. EP. 20 20-30 − − 7-10 − 6 − − − − 5 5 − 5 4 5 5 5 5 − 4 4 4 5 − − 5 5 4-7 − 4-7 4-7 4-7 7 − SP SP. EP. sesquipedalis) ver Vigna unguiculata (Vigna sinensis) ver Vigna unguiculata Vigna subterranea Vigna unguiculata (= Vigna sinensis) [incluindo Dolichos biflorus] Vinca minor (Vinca rosea) ver Catharanthus roseus Viola cornuta Viola odorata Viola tricolor Vitis vulpina − 20-30. EP. EA SP. 38 TZ 38 38 38 − − − − 38 − − 1. 25. EA. 25. EP RP. 38 1. EA − RP. EA SP. EA RP. KNO3 83 TZ (Verbena χhybrida) ver Verbena Grupo Hibrida Verbena rigida Veronica austriaca Veronica spicata Viburnum spp. SP − 219 . KNO3 1. KNO3 L L TZ TZ TZ − 38 38 − 38 6.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência − 28 16 16 − − − − 10 10 − 8 14 10 10 14 14 − 10 8 7 7 − − 10 8 14 − 21 21 21 28 − − 1 . EA RP. 38 38 1. Vigna angularis (= Phaseolus angularis) Vigna marina Vigna mungo (= Phaseolus mungo) Vigna radiata (= Phaseolus aureus. 20 20. 30 20-30. KNO3 1. 20 − 20-30. 10 − 20-30 20-30 20-30. EP EP. EP SP − SP SP SP SA. EA − EP. SA SP. Viburnum opulus Vicia spp. 28. EA − − EP. 38 1. SA − − − − RP. radiatus) (Vigna sesquipedalis) (= Vigna unguiculata subsp. EA. EA. P. EA RP. 25. EA. EP RP. Vicia angustifolia [incluída em Vicia sativa] Vicia articulata Vicia benghalensis Vicia dasycarpa [incluída em Vicia villosa] Vicia ervilia Vicia faba Vicia narbonensis Vicia pannonica Vicia sativa [incluindo Vicia angustifolia] Vicia villosa [incluindo Vicia dasycarpa] Vigna spp. 15 20-30 20-30 − − − − 20 20 − 20 20 20 20 20 20. 20 20-30. 30 20-30. EP. 25 − − 20-30. EA RP. EA RP. 10 20-30. Em Brassica juncea prolongar o teste por mais cinco dias. L 1. 8. Pré-esfriamento à temperatura de 5-10°C por um período de cinco dias. Pré-esfriamento a 10°C por sete dias. 220 . 5. Pré-esfriamento à temperatura de 5-10°C por um período de até sete dias. 20 20-30. EP 20-30. INSTRUÇÕES ADICIONAIS E RECOMENDAÇÃO PARA SUPERAR A DORMÊNCIA 1.12). Pré-esfriamento a 10°C por cinco dias. 30 − 10-30 20-30. EA. 25. 76. Pré-esfriamento a 5°C por sete dias. em Lolium spp. L 36 KNO3 KNO3 *NOTA: Teste por repetições pesadas deve ser efetuado com quatro repetições do peso da subamostra. Em Festuca arundinacea prolongar o teste por até 21 dias. 76. Se necessário. 9. 76. L Zea mays [incluindo Euchlaena mexicana] Zelkova serrata Zinnia acerosa (Zinnia angustifolia) ver Zinnia haageana Zinnia elegans Zinnia grandiflora Zinnia haageana (= Zinnia angustifolia) Zinnia peruviana Zornia latifólia Zoysia japonica Zoysia matrella − − − − − − − − − − − − RP. 3. 20 − 20-30.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Espécie Botânica Peso da subamostra para teste por repetições pesadas (g)* − Contagem em dias Substrato Temperatura em ºC 1ª 4-7 Instruções adicionais incluindo recomendações para superar Final dormência 14 − Xeranthemum annuum SP. EA. Pré-esfriamento a 5-10°C por seis semanas. 10. Pré-esfriamento a 10°C por três dias. 2. se indicado. Pré-esfriamento a 10°C por 10 dias. SP SP SP. EA − SP EP. 6. como método alternativo. Pré-esfriamento a 5°C por cinco dias. 20 20-30. fazer o pré-esfriamento por três dias e continuar o teste por mais quatro dias na temperatura de 15-25°C. Os resultados dos testes somente podem ser confiáveis se a diferença entre a maior e menor contagem total das repetições estiver dentro dos limites de tolerância admitida (Tabela 18. SP − SP. SA 20-30 10 21 14. 11. 20 20-35 20-35 20-35 4 − 7 3 − 3-5 3 3-5 3 4 10 10 7 − 28 7 − 10 7 10 7 10 28 28 111 TZ 104 1. 7. EP EP. L − 1. L 1. SP SP. Pré-esfriamento a 5-10°C por cinco dias e depois realizar a germinação a 30°C por mais nove dias. EP EP. L 1. SA SP. 76. 20. ou mais se necessário e. 20 Yucca fílamentosa − SP. usando-se areia como substrato. 20 20-30. Pré-esfriamento à temperatura de 5°C por sete dias e realizar o teste a 15-25°C. testar na temperatura mais baixa indicada. se indicado. SA 20-30. 4. 76. Em Avena byzantina e Avena sativa concluir o teste no 7° dia. por um período de sete dias. Perfurar o tegumento da semente. A temperatura não deve exceder 20°C. 221 . 34. Pré-esfriamento a 5ºC por 14-21 dias. Em Acer palmatum fazer o pré-esfriamento por 16 semanas e em Pinus coulteri por 8-12 semanas. Em Coffea spp. Se for observado. Manter as sementes no escuro. 33. Pré-esfriamento a 3-5°C por 21 dias. imergir em água por três horas. a menos que 12. por 21 dias. 31. 43.2%. 44. Realizar dois testes simultâneos. o reteste deverá ser realizado usando-se para umedecer o substrato. No caso de se verificar a presença de sementes duras no final do teste. 16. preferivelmente imergir as sementes em solução de hipoclorito de sódio a 0. sem pré-esfriamento e com pré-esfriamento a 3-5°C. 42. sendo a temperatura de 18°C a mais desejável. em estufa com circulação de ar. Imergir os frutos em água por 1-2 dias para remover a polpa.5% (10% de uma solução comercial de 5% de princípio ativo). Pré-esfriamento a 5°C por seis semanas e prolongar o teste por mais 14 dias. Retirar as sementes do fruto. fazer novo esfriamento e depois colocar as sementes a 20-30°C por mais quatro dias. cortar ou escarificar uma porção da testa na extremidade dos cotilédones. 47. Remover as alas do fruto-semente antes do teste. 17. por 14 dias e depois passar para 20-30°C. 37. seguir as instruções de 5. Imergir os frutos em água por 16 horas e depois secá-los em temperatura ambiente por sete horas. 15. Imergir as sementes em água a 40°C por 24 horas (usar estufa ou germinador) ou. Em Lantana camara imergir por 1-3 dias. por 16-24 horas.1% de nitrato de cálcio (Ca(NO3)2). 22. 46. Sementes sensíveis à secagem durante o teste. Pré-secagem à temperatura de 35-40°C por um período de 5-7 dias. 20. 48. 49. 26. 30. Pré-esfriamento a 5°C por 3-4 semanas para espécies sensíveis. Pré-esfriamento a 5°C por quatro semanas. Pré-esfriamento a 3-5°C por 40-45 dias. Novo pré-esfriamento de 2-3 dias pode ser necessário. Remover a polpa dos frutos e lavá-los. Depois de perfurar. Sementes novas sensíveis a temperaturas altas durante o teste. Alguns híbridos requerem pré-esfriamento.c. extrair as sementes e colocar para germinar.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-esfriamento a 3-5°C por duas semanas. 29. Pré-esfriamento a 3-5°C por 27-30 dias. A temperatura não deve exceder 20°C. o apodrecimento do colo do hipocótilo. 14.50°C. 18. 38. ou germinação a 15°C e KNO3 para uma resposta mais rápida. Sementes sensíveis a baixas temperaturas. Pré-esfriamento a 3-5°C. sendo indicada uma temperatura de 15°C quando ocorrer alta porcentagem de sementes duras ou dormentes. Em Gleditsia triacanthos imergir por seis horas. Cortar ou perfurar o tegumento da semente no 18° ou 20° dia do início do teste. 21. 19. 27. uma solução de 0. a 15°C. 32. Pré-secagem à temperatura de 40°C . 40. 39. 25. em Paspalum notatum escarificar com H2SO4 e depois semear em substrato umedecido com KNO3. Pré-secagem à temperatura de 30-35°C por um período de sete dias. nas plântulas de Phaseolus vulgaris. cortar ou escarificar uma porção da testa das sementes. 45. Em Elymus trachycaulus quando forem detectadas sementes dormentes no 10° dia. por 96 horas.9. 35. depois lavá-las e fazer a semeadura. 13. 28. por 14-21 dias. antes do teste. para uma resposta mais rápida. 23. Cortar a pontinha da radícula recém-emergida da semente. 24. retirar o pergaminho. para germinar mais rapidamente. Remover o pericarpo do fruto. Pré-esfriamento a 1-5°C por oito semanas. Em Oryzopsis hymenoides prolongar o teste por mais 21 dias. em estufa com circulação de ar. com solução de KNO3 a 0. pode ser benéfico para sementes recém colhidas. Pré-secagem à temperatura de 40°C. Sementes novas podem requerer temperaturas alternadas de 5-10°C. Aparar as sementes ao colocá-las para germinar. Depois colocar para germinar em RP bem úmido e não reumedecer. em estufa com circulação de ar. 41. 36. Em Brachiaria ramosa pré-secagem a 30°C. em estufa com circulação de ar. depois lavá-las em água corrente antes do início do teste de germinação. em “gerbox” com tela (do tipo utilizado no teste de envelhecimento acelerado). por mais três dias. por 24 horas. 60. 70. 55. 69. No caso de dormência. de maneira que as cariopses de um fascículo não se confundam com as dos outros. Quando as sementes apresentam danos por sensibilidade a embebição rápida. As sementes que ainda permanecem dormentes no final do período. Imergir as sementes em água durante 24 horas. ou lavadas por três horas em água corrente e depois testadas EP. 64. 67. É comum a presença de sementes dormentes. Realizar só a contagem final. durante duas horas. a 25°C. colocar no começo do reteste uma camada d’água de aproximadamente 3mm e remover o excesso após 24 horas.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES o substrato se apresente muito seco. Depois deve-se secar as unidades de sementes a uma temperatura máxima de 25°C. Pré-aquecer as sementes a 50°C e depois imergir em água ou em uma solução de KNO3. 66. 54. Depois colocá-las para germinar a 30°C. Escarificar as sementes em ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado por uma hora e depois lavá-las em água corrente antes do início do teste de germinação. Usar o substrato mais seco que o normal. Em Oryza sativa realizar o teste em EA. Extrair os embriões e colocá-los em recipiente fechado (gerbox) ou usar método alternativo. 50. depois laválas em água corrente antes do início do teste de germinação. Sementes intumescidas podem ser colocadas a 20ºC por dois dias e então a 35°C. A temperatura não deve exceder 20°C. Perfurar cuidadosamente o tegumento das sementes intumescidas aos 21 dias com um instrumento afiado e prolongar o teste até 35 dias. Pode ser necessário tratar as sementes contra fungos. com luz. Escarificar as sementes em ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado por no máximo cinco minutos. pelo período de 16-24 horas a 25oC. Testar as espécie de Bromus à temperatura de 15°C. seguido de lavagem em água corrente e da secagem por duas horas à temperatura ambiente. Quando ocorrer uma alta percentagem de sementes intumescidas no final do teste. por 21 dias. 58. 63. Imergir as sementes em água durante seis horas antes de semeá-las. devem ser ligeiramente escarificadas e deixadas no substrato por mais sete dias. Usar luz pelo menos durante meia hora antes do teste. 59. Unidades de sementes que apresentam radículas enegrecidas devem ser retestadas entre areia ou solo esterilizado.2%. Escarificar as sementes com ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) por no máximo 10 minutos e depois lavá-las em água corrente. luz adicional durante o teste é desejável para sementes dormentes. durante o teste. Em algumas espécies de Beta é necessário um período de imersão em água por 16 horas. Escarificar as sementes em ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado por 3-5 minutos. retestar e colocar o substrato em saco plástico fechado de tamanho adequado ao do substrato. Lavar as “unidades-sementes múltiplas” em água corrente a 20-25°C. 51. 57. contendo 40mL de água. Verificar a viabilidade das sementes remanescentes no substrato por qualquer método disponível. 62. Usar areia como substrato. 52. Fazer o pré-esfriamento a 5°C por sete dias. As “unidades de sementes monogérmicas” devem ser lavadas durante 4 horas. umedecido com uma solução de Nitrato de Potássio (KNO3) a 0. 61. no 21° dia arranhar os frutos (escarificar) e prolongar por mais sete dias. Método alternativo para sementes dormentes: remover as cariopses do fascículo e colocá-las no substrato SP. Se houver muitas sementes dormentes reteste a 15°C. as sementes são semeadas em rolo-de-papel. depois lavá-las em água corrente antes do início do teste de germinação. realizar o pré-condicionamento das sementes. no 7° dia adicionar água ao substrato até 6mm acima do nível do mesmo e deixar até o final do teste. Usar o substrato mais úmido que o normal. 53. antes do teste de germinação. Após o pré-condicionamento. 56. 68. Retirar cuidadosamente o tegumento das sementes que permaneceram dormentes até o 7° dia. 71. Em Coffea retirar o pergaminho e em Arachis retirar o pericarpo. 222 . Em espécies com sementes dormentes. 65. Escarificar as sementes com ácido sulfúrico (H2SO4) concentrado por no máximo 15 minutos. 5% (500mg GA3/litro). por um período de dois meses. Realizar dois testes simultâneos. por 21 dias. Depois de imergir o fruto em água. por um período de 12 meses. por um período de 6-9 meses. Pré-esfriamento à temperatura de 3-5°C. 90. sem pré-esfriamento e com pré-esfriamento. Repetir este procedimento por seis vezes. por um período de quatro meses. 112. em substrato úmido. 88. 73. à temperatura de 25°C. Imergir as sementes em água quente a 80°C. por um período de um mês e depois fazer o pré-esfriamento indicado. Remover o tegumento da semente. o reteste deverá ser realizado com o substrato umedecido com água. Realizar dois testes simultâneos. 102. 85. 103. 82.15%. sem pré-esfriamento e com pré-esfriamento. por um período de 6-7 meses. 86. à temperatura de 20°C. pré-secagem à temperatura de 35-40°C por um período de 5-7 dias. Pré-esfriamento. 106. à temperatura de 20°C. Colocar a extremidade basal da semente em contato com o substrato umedecido. 108. 104. 78. são muito sensíveis ao substrato tóxico. Incubar em substrato úmido. A germinação baixa pode ser devido à presença de sementes vazias ou de sementes sem embrião. antes de fazer o pré-esfriamento. 101. 223 . 74. Usar Papel Plissado. 97. à temperatura de 3-5°C. Testes realizados em areia podem resultar em plântulas múltiplas sobre a superfície. à temperatura de 3-5°C por um período de três meses. Realizar o teste no escuro. Cortar o ponto de inserção na extremidade da unidade de dispersão. a 3-5°C. 77.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 72. 83. Verificar a existência de plântulas quebradas devido à sensibilidade a danos mecânicos. e Phleum pratense. Para Euchlaena mexicana. 92. sem pré-esfriamento e com pré-esfriamento a 3-5°C. 84. 81. Escarificar as “sementes” com H2SO4 concentrado por duas horas ou pelo tempo suficiente para que o pericarpo amoleça e depois lavá-las em água corrente antes da semeadura ou do pré-esfriamento. Não remover o tegumento da porção que está em contato com o substrato. Pré-esfriamento à temperatura de 3-5°C. Cynodon spp. 111. Imergir as sementes em água e deixar secar por três dias. Cichorium spp. Manter o substrato mais úmido durante o teste para sementes revestidas. por um período de dois meses. Umedecer o substrato com solução de giberelina (GA3) 0. Pré-esfriamento. 96. 75. Alguns “tipos” e linhagens podem produzir plântulas normais de 7-8 dias.02% (200mg GA3/litro) ou 0. por um período de três meses. 100. 107. Retirar o arilo da semente. Realizar dois testes simultâneos. se esse interferir no teste. Se as raízes mostrarem danos pelo fato do substrato ter sido umedecido com KNO3. 91. Imergir as sementes em água por 48 horas. 87. Imergir as unidades de dispersão (diásporos. Realizar o teste paralelo com a remoção da carúncula da semente. 93. 110. 94. propágulos) e mantê-las por 24 horas sob água corrente. à temperatura de 25°C. em substrato úmido. por 27-30 dias. 76.. (1. A duração do teste depende da dormência das sementes. Uso de luz por no máximo16 horas por dia. 105. a 3-5°C. que em alguns casos pode chegar até 168 dias (24 semanas). 79. 89. 98. 109. remover o pericarpo. 80. Algumas cultivares necessitam de um período maior de germinação. para acelerar a germinação ou o efeito do pré-esfriamento. 99. Incubar em substrato úmido. Incubar em substrato úmido. em estufa com circulação de ar. por um período de dois minutos. 95. por 14 dias. Umedecer o substrato com solução de Giberelina (GA3) a 0. Pré-esfriamento à temperatura de 3-5°C. por um período de nove meses. (em Crataegus mollis incubar a 20°C). Cada inflorescência funciona como uma unidade germinativa. Lavar em água corrente por 24 horas. Sementes de Apium graveolens.5g/litro) por 24 horas. Pré-esfriamento à temperatura de 3-5°C. Incubar em substrato úmido. ars-grin. Bassersdorf. In: Regras para análise de sementes. 73p.5. Bassersdorf. 2008.46.2007.11-15.2008.ars-grin. p. cap.2006. 5. cap.gov/~sbmljw/ istalisteo.2008.1-5. Instrução Normativa nº18. Disponível em: http:// www.1-5.html.5. p.pl acessado para verificar nomes científicos e sinonímias. a ago. cap. www. Bassersdorf: Nomenclature Committee.1-5.ars-grin. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. de 13 de abril de 2006 (aprova Modelos e Instruções de Preenchimento dos Boletins Oficiais de Análise de Sementes e Boletins de Análise de Sementes). 5.79-138. p. International rules for seed testing. ed. In: International rules for seed testing. seção 1. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV.html. Diário Oficial da União: Brasília. 2007.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL.46. 5. até outubro de 2008. www. 224 . ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION.5.gov/~sbmljw/ istalistad.46. www.5. p.ars-grin. cap. 5. List of stabilized plant names.gov/cgi-bin/npgs/html/taxassoc. Bassersdorf. de 19 de abril de 2006. The germination test. 1992. International rules for seed testing.gov/~sbmljw/ istalistpz. BRASIL. p. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION.html acessado em jul. ed. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. Teste de germinação. 2006. 2007.ed. ed. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. TESTE DE TETRAZÓLIO . Para concentrações menores. quando no final do teste de germinação ocorrer uma alta porcentagem de sementes não germinadas. ou dissolver 9. 6. daqueles mortos e que não colorem. Se a água destilada utilizada não permitir obter uma solução de tetrazólio com pH dentro da faixa de 6. 6. presença de um grande número de plântulas anormais. danos por secagem. misturar 400mL da Solução 1 com 600mL da Solução 2. como indicado no Quadro 6.0% de concentração do sal 2. os íons de H+ liberados durante a respiração dos tecidos vivos são transferidos por um grupo de enzimas. que deve estar entre 6. daquelas que apresentam dormência. 6. determinar a viabilidade das sementes após tratamentos prégerminativos. a qual é preparada de acordo com as seguintes especificações: Solução tampão: Solução 1 – dissolver 9. 5 trifenil cloreto ou brometo de tetrazólio que é usada como um indicador para revelar o processo de redução que acontece dentro das células vivas. coloca-se o sal nesta solução tampão de acordo com a concentração desejada. há nítida separação dos tecidos vivos e coloridos que respiram. como por exemplo. Para preparar um litro da solução tampão.5-7. Misturar duas partes da Solução 1 em três partes da Solução 2 e observar o pH. particularmente.3 PRINCÍPIO No teste topográfico de tetrazólio as sementes são embebidas em uma solução incolor de 2.472g de Na2HPO4 em 1000mL de água destilada. das espécies recalcitrantes e as que germinam lentamente em testes de rotina. 3.2 APLICAÇÕES DO TESTE O teste de tetrazólio é um teste bioquímico que pode ser usado quando as sementes necessitam ser semeadas logo após a colheita. por insetos e por umidade bem como. A concentração da solução varia para sementes de diferentes espécies.4 REAGENTE Usar uma solução aquosa de 0.05% a 1.0L da solução tampão ou de água destilada.078g de fosfato de potássio (KH2PO4) em 1000mL da água destilada. Determinar a viabilidade das sementes em amostras ou individualmente. 5 trifenil cloreto ou brometo de tetrazólio. Também pode ser usado para avaliar o vigor. estável e não difusível chamado de trifenil formazan. para detectar danos mecânicos de colheita e/ou beneficiamento.5. 226 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 6. o qual é reduzido a um composto vermelho. a desidrogenase do ácido málico.876g de fosfato monoácido de sódio bihidratado (Na2HPO42H2O) em 1000mL de água destilada. A concentração de 1% da solução de tetrazólio é obtida com a dissolução de 10g do sal de tetrazólio em 1. Como esta reação se processa no interior das células vivas e o composto não se difunde.5. o sal de tetrazólio deverá ser dissolvido em uma solução tampão. e interagem com o tetrazólio. 3.1.1 OBJETIVOS Determinar rapidamente a viabilidade de sementes. Solução 2 – dissolver 11. Neste processo. quando apresentam dormência ou para resolver problemas encontrados no teste de germinação.5 e 7. particularmente. bem como. Este tipo de umedecimento é aconselhável também para sementes velhas e secas de muitas espécies. Os tecidos que devem ser detalhadamente examinados para estabelecer a viabilidade da semente são os meristemas e outros também considerados como essenciais para o desenvolvimento de uma plântula normal. Se o período de imersão for maior do que 24 horas. 227 . totalizando 200 sementes. retiradas ao acaso da porção “Semente Pura” ou de uma amostra representativa da amostra submetida. ● Embebição direta em água – as sementes são imersas diretamente em água até a sua completa hidratação. b2) Exposição dos tecidos para coloração Para muitas espécies (Quadro 6. Também pode ser aplicado em sementes individuais que permaneçam dormentes no final do teste de germinação. a 1% ou 2% por cinco minutos. Durante o preparo de cada repetição de 100 ou 50 sementes. as mesmas deverão ser sempre mantidas úmidas (entre papel ou sobre papel ou em água). Sementes pré-umedecidas são geralmente menos susceptíveis a danos. até que a amostra completa esteja preparada para. A coloração é mais uniforme. um pré-umedecimento é necessário para algumas espécies e altamente recomendado para outras. permitindo uma avaliação mais fácil. Dois processos de pré-umedecimento da semente poderão ser usados: ● Umedecimento lento – as sementes são pré-umedecidas sobre ou entre papel conforme descrito para o teste de germinação.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 6. como Hevea brasiliensis (seringueira). pela sua embebição numa solução de sulfato de alumínio e potássio AlK (SO4)2 12H2O. o período mínimo e as temperaturas de pré-umedecimento estão indicados no Quadro 6. ele deverá ser submetido uma perfuração ou escarificação manual (Fabaceae). esfregando-as num pano ou entre folhas de papel. Esta mucilagem pode ser reduzida pela secagem da superfície da semente. Opcionalmente. pode-se utilizar repetições de 25 sementes cada.1) é necessário expor os tecidos do embrião para permitir melhor absorção da solução de tetrazólio e facilitar a avaliação. O processo. No caso de sementes maiores. Os procedimentos para a exposição dos tecidos internos têm sido padronizados de forma que os danos inevitáveis. Para algumas espécies.5 PROCEDIMENTO a) Amostra de Trabalho O teste deve ser realizado em 400 sementes. do que sementes secas e podem ser cortadas ou perfuradas mais facilmente para expor o embrião à ação do tetrazólio. subdivididas em quatro repetições de 100 sementes ou oito repetições de 50. o teste poderá ser realizado em duas repetições de 100 sementes ou quatro de 50. possam ser facilmente reconhecidos como tal durante a avaliação. durante o seu preparo para o teste. causados pelas técnicas de preparação. b) Preparo das Sementes antes da Coloração b1) Pré-umedecimento Para facilitar a absorção da solução de tetrazólio. Esta técnica deverá ser usada para aquelas espécies de sementes com tendência a fraturas quando imersas diretamente em água. sementes de algumas espécies produzem espessa mucilagem que dificulta o seu preparo. Os envoltórios das sementes podem ser abertos ou removidos usando-se diferentes técnicas como as descritas a seguir. a água deverá ser trocada. Durante o pré-umedecimento. serem imersas na solução de tetrazólio. Se o envoltório da semente impedir a embebição. então.1. o umedecimento lento poderá não ser eficaz para uma completa hidratação e será necessário um período adicional de imersão direta em água. previamente preparadas e colocadas na solução de tetrazólio. lâmina ou alicate.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES ● Perfuração e/ou escarificação mecânica da semente – sementes pré-umedecidas muito pequenas ou duras deverão ser perfuradas com uma agulha ou bisturi afiado. ou maiores. tomando-se o cuidado de evitar danos ao embrião. Tegumentos coriáceos de sementes podem ser removidos após o pré-umedecimento. ● Extração do embrião – a extração do embrião pode ser usada para cevada. o resultado do teste. até alcançar o seu nível normal. como nas nozes e drupas. longe dos tecidos essenciais da semente e/ou escarificadas manualmente. 228 . um corte longitudinal deverá ser feito através da metade do eixo embrionário. um corte longitudinal deverá ser feito através da metade distal dos cotilédones. Phleum spp. o qual é introduzido através do endosperma um pouco acima do escutelo e fora do centro da semente e levemente torcido de forma que o endosperma se rompa longitudinalmente. Para todas as sementes de cereais e forrageiras da família Poaceae do tamanho de Festuca spp. Para sementes de espécies de dicotiledôneas sem endosperma e com um embrião estreito. ele pode ser aberto ou quebrado quando a semente estiver seca ou após o pré-umedecimento. lateralmente ao longo do embrião.1) são submetidas a um vácuo parcial de cerca de 18. centeio. Esse processo é repetido três vezes. como o descrito para a espécie (Quadro 6. pericarpo. e Poa spp. a pressão é aumentada lentamente por cerca de um minuto. As sementes secas. todo o tegumento (casca. acelerando. deixando-se o eixo embrionário intacto. ● Corte longitudinal – em sementes com o embrião circundado por tecido vivo. ● Corte transversal – o corte transversal é feito em área de tecido não essencial. O embrião (com o escutelo) separado do endosperma é então pinçado e transferido para a solução de tetrazólio. ● Incisão transversal – uma incisão transversal pode ser usada como um substitutivo para o corte transversal e é o método preferido para sementes pequenas de Poaceae do tamanho de Agrostis spp. b3) Método a baixa pressão O método a baixa pressão atmosférica utiliza vácuo parcial para infiltrar rapidamente a solução de tetrazólio nos tecidos das sementes. Sementes de Coníferas: cortar uma pequena fração de uma ou duas extremidades da semente. de tamanho suficiente para assegurar que o núcleo seminífero (cavidade embrionária) seja aberto sem causar dano ao embrião. café e algumas espécies florestais. O embrião é extraído com um estilete de dissecação. etc. Se o envoltório externo da semente é duro. Sementes de Poaceae: fazer um corte transversal imediatamente acima do embrião antes da imersão da semente na solução de tetrazólio.662Pa (140Torr) por 10 minutos. trigo. Após esse período. dessa maneira.) e qualquer outro tecido de cobertura deverão ser removidos. usando-se bisturi. ● Remoção do tegumento – quando as técnicas de corte não são apropriadas à espécie. por meio de incisão cuidadosa feita com um bisturi ou agulha de dissecação.. Sementes de dicotiledôneas com embrião reto e sem endosperma: fazer um corte de aproximadamente um terço a dois quintos da extremidade distal dos cotilédones e descartar o fragmento. em até aproximadamente três quartos do comprimento do endosperma.. um corte longitudinal pode ser feito com segurança. A temperatura e o tempo de coloração sugerido por espécie são apresentados no Quadro 6. Caso as sementes coloridas não venham a ser avaliadas de imediato. este tempo pode ser prolongado quando as sementes não estiverem completamente coloridas. Uma avaliação cuidadosa. Embriões bem desenvolvidos e diferenciados podem ter a habilidade de superar pequenas necroses. mas não devem ser considerados como absolutos porque podem variar com a condição da semente e com a pureza do sal. podem ser pré-umedecidas e preparadas sobre uma fita de papel. Na medida em que se ganha experiência é possível fazer a avaliação em um estádio ainda inicial de coloração. depois de superada a dormência. a coloração excessiva deve ser evitada. com estruturas essenciais flácidas ou não coloridas. Tais embriões colorem completamente e. Embriões rudimentares de sementes de Coníferas são considerados não viáveis. Sementes não viáveis são aquelas que não se enquadram nos requisitos anteriores e apresentam colorações não bem caracterizadas ou definidas e. independentemente se coloridas ou não. Estes são considerados ótimos para a coloração.1. as mesmas podem ser mantidas em refrigerador (5-10ºC) por um período máximo de 24 horas. que são indicativos de danos por congelamento. Sementes pequenas. a solução é descartada e as sementes são lavadas em água corrente e mantidas submersas até o final da avaliação para evitar que fiquem ressecadas. danos mecânicos latentes recém ocorridos. A maioria das sementes contem tecidos essenciais e não essenciais. Ao final do período de coloração. para verificar se a falta de coloração é devida à lenta absorção do tetrazólio ou se é um indicativo de dano dentro da semente. uma vez que isto pode mascarar os diferentes padrões de coloração. determinam se tais sementes podem ser classificadas como viáveis. A posição e o tamanho das áreas necrosadas.7 AVALIAÇÃO O objetivo principal do teste de tetrazólio é distinguir as sementes viáveis das não viáveis. Outra alternativa é o uso do pré-umedecimento sobre papel filtro previamente embebido na solução. é necessário expor o embrião e todas as estruturas essenciais. Sementes com desenvolvimento anormal do embrião ou de outra estrutura essencial devem ser consideradas como não viáveis. baseada nos padrões de coloração e de sanidade dos tecidos.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 6. a qual é dobrada ou enrolada e imersa na solução de tetrazólio. que são difíceis de manusear. os padrões de coloração apresentados ainda indicam que a semente é viável.1) pequenas quantidades de fungicidas ou antibióticos podem ser adicionadas à solução de tetrazólio para evitar a formação de uma solução espumante com precipitado escuro. e não necessariamente a intensidade da coloração.6 COLORAÇÃO Durante o processo de coloração é importante que as sementes estejam completamente cobertas com a solução de tetrazólio e que não sejam expostas à luz. 6. quando necessária. sendo indispensáveis o uso de iluminação e microscópio estereoscópico ou lupa. 229 . Porções variáveis de tecido necrosado podem ser encontradas em diferentes regiões desses embriões parcialmente coloridos. Para uma avaliação cuidadosa das sementes. ou após a desinfecção das mesmas. Sementes viáveis são aquelas capazes de produzir plântulas normais em um teste de germinação sob condições favoráveis. se parcialmente coloridos. Para algumas espécies (Quadro 6. as necroses superficiais de pequena extensão podem ser toleradas. etc. São considerados como tecidos essenciais os meristemas e todas as estruturas reconhecidas como necessárias ao desenvolvimento normal da plântula. torna possível separar diferentes categorias de sementes dentro desses dois grupos. Neste caso. No entanto. uma vez que a ação da luz ocasiona a redução do sal. mesmo quando localizadas dentro dos tecidos essenciais. ainda. Estas diferenças de coloração devem também estar associadas à firmeza dos tecidos para serem consideradas como decisivas no reconhecimento e classificação das sementes viáveis. Entretanto. o resultado deve ser informado em separado como sementes dormentes ou mortas. 230 . com baixo grau de umidade. relatar em “Observações” somente uma das opções: “% de sementes duras encontradas no teste” “% de sementes duras incluídas na porcentagem das sementes viáveis” Detalhes adicionais podem ser fornecidos no campo “Observações”. • não está infectada ou tenha sido apropriadamente desinfectada. nem dura ou tenha sido apropriadamente pré-tratada para superar a dormência e dureza. • não tenha se deteriorado durante o período normal do teste de germinação ou quando o mesmo for prolongado. • não tenha sido pulverizada no campo ou revestida durante o beneficiamento ou fumigada durante o armazenamento com produtos químicos nocivos. Viabilidade é claramente independente da realização do Teste de Germinação. respeitando as tolerâncias máximas constantes na Tabela 18. a critério do Laboratório de Análise de Sementes. as mesmas devem ser combinadas em grupos de 100.8 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS O resultado do teste de tetrazólio é obtido pela porcentagem média das sementes viáveis. O resultado é apresentado pela média de duas ou quatro repetições de 100 sementes. • no processo de germinação não tenha sido submetida a danos por embebição. Quando sementes individuais são testadas no final do teste de germinação.15 (Capítulo 18 – Tolerâncias).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Viabilidade. Contudo. bem como a metodologia utilizada. • não apresenta início de germinação. Deve ser informado em “Outras Determinações” do Boletim de Análise de Sementes em nú meros inteiros e em porcentagem (%) de sementes viáveis. 6. tais como: “% de sementes vazias” “% de sementes quebradas ou apodrecidas” “% de sementes com larvas”. como a determinada pelo Teste de Tetrazólio. • tenha germinado em condições ótimas. Quando o teste for realizado com sementes de Fabaceae e forem encontradas sementes duras. encontradas nas repetições testadas. No caso da utilização de repetições de 50 ou 25 sementes. não haverá diferença significativa entre viabilidade e porcentagem de germinação nos casos onde a semente: • não é dormente. é uma característica de qualidade distinta e única da semente em repouso. muito comum em sementes de algumas espécies de Fabaceae. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 6. independentemente em um mesmo laboratório estão dentro da tolerância. Para ambas as situações a porcentagem média de viabilidade dos dois testes é calculada.9 TOLERÂNCIAS O resultado do teste de tetrazólio pode ser considerado válido somente se a diferença entre a repetição mais alta e a mais baixa estiver dentro da tolerância aceitável. Os testes serão compatíveis se a diferença entre os dois resultados não exceder a tolerância indicada na Tabela. Quando dois testes de diferentes amostras médias do mesmo lote forem executados em diferentes laboratórios. usar a Tabela 18. a porcentagem média das repetições é calculada e comparada com a Tabela 18.16 do Capítulo 18 – Tolerâncias. Para decidir se dois testes realizados na mesma ou em diferentes amostras médias do mesmo lote.15 do Capítulo 18 – Tolerâncias. a Tabela 18.17 do mesmo Capítulo deverá ser consultada. Para verificar a confiabilidade do resultado do teste. 231 . • Coloração: constam a concentração (%) da solução de tetrazólio. SP = Sobre Papel). O Quadro prescreve procedimentos conforme a seguir: • Gênero / Espécie / Família: estão listados os gêneros e espécies. tempo e temperatura a serem utilizados na coloração das sementes.1 – Instruções para o Teste de Tetrazólio em Sementes. • Preparo / Coloração: contém os procedimentos específicos para o preparo das sementes antes da coloração.232 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES QUADRO 6. • Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. contemplando os tipos de substrato (A = Água. No caso de mais de uma opção de substrato. • Preparo para Avaliação: procedimentos adicionais específicos para o preparo das sementes a serem avaliadas. lembrando que esse processo deve ser realizado sempre no escuro. Em alguns casos. Flácido ou Necrosado. tempo em horas e temperaturas a serem utilizadas para esse procedimento. para os quais as metodologias do teste de tetrazólio são indicadas. bem como suas respectivas famílias. • Bibliografia: indica as fontes bibliográficas das metodologias listadas. mais de um procedimento são listados. EP = Entre Papel.). conforme descrito por espécie. elas estão separadas por ponto e vírgula (. . • Observação: estão listadas informações adicionais para a execução do teste. • Pré-umedecimento: constam as opções de preparo da semente seca ou as condições de pré-umedecimento das sementes. BRASIL. opcionalmente. 1. com exceção de pequenas necroses superficiais na parte externa do endosperma sem conexão com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal ou o lado oposto à radícula. Nenhum dano. BRASIL. após embebição por 48hs. Remover o tegumento. cortar longitudinalmente até a metade da semente para expor o embrião. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Sementes velhas e secas podem apresentar melhores ISTA. 30 3.5. cortar longitudinalmente até a metade da semente para expor o embrião. incluindo 0. 2008 resultados. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Cortar transversalmente as duas extremidades para abrir núcleo seminífero 1. ½ da radícula a partir da extremidade distal. (h) (ºC) 18 30 Abies spp. 1992 Acacia spp. após embebição por 48hs. Cortar longitudinalmente através do tegumento.0 12 30 Expor o embrião e remover o tegumento. opcionalmente. cortar longitudinalmente até a metade da semente para expor o embrião. Remover o tegumento.5. 0. BRASIL. 1992 Remover o tegumento. Cortar longitudinalmente através do endosperma e exposição do embrião. com exceção de pequenas necroses superficiais na parte externa do endosperma sem conexão com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). Separar a extremidade distal 0. 1.5. remover o tegumento. (Fabaceae) 20 Limar ou lixar a semente em região não decisiva antes do préumedecimento em A 2. ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal ou o lado oposto à radícula. 1992 . Remover um lado (dorsal) da semente. Cortar longitudinalmente ao longo do embrião 1. 1. Nenhum dano. 1. (Pinaceae) 20 A 18 1.233 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp.0 18-24 30 ½ da radícula a partir da extremidade distal. Sementes velhas e secas podem apresentar melhores ISTA.0 18-24 da semente. 2008 resultados. ½ dos -cotilédones a partir da extremidade distal ou o lado oposto à radícula.0 (cavidade embrionária). As sementes embebidas são tratadas com TZ sob baixa pressão. 2.0 18-24 uma fatia fina do embrião. 30 18 ½ da radícula a partir da extremidade distal. 0 18 30 -- Sementes velhas e Extremidade da radícula. com pré-embebição pequenas necroses a frio. -ginnala (Aceraceae) -- -- -- A* 1. remover o pericarpo. 2008 Extremidade da radícula. EP por 10-14 dias a 3-5ºC Acer palmatum (Aceraceae) A 18 20 2. com pré-embebição a frio EP ou areia por 14 dias a 3-5ºC. embebição a frio e em areia. exceto a conexão entre os dois frutos e remover o pericarpo. -------- Sementes velhas e secas têm resultados mais consistentes ISTA. exceto a conexão entre os dois frutos. embeber novamente por 3hs e remover o tegumento. 2008 mais consistentes nos cotilédones. Extrair o embrião do pericarpo e do tegumento. 1. se com pré-embebição superficiais. a frio. remover o pericarpo. embeber novamente por 3hs e remover o tegumento. (Acer ginnala) ver Acer tataricum subsp. Cortar pequenos pedaços do tegumento. exceto a conexão entre os dois frutos. .234 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp.0 pequenos pedaços do tegumento. secas têm resultados pequenas necroses ISTA. Cortar 1. Cortar três faces ao longo do pericarpo. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. se *opcional: présuperficiais. Cortar três faces ao longo do pericarpo. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp.0 18 30 18* 20* 1. 2008 nos cotilédones. ISTA. (h) (ºC) Acer campestre (Aceraceae) 20 18 30 -- A 18 Cortar três faces ao longo do pericarpo. Sementes velhas e secas têm resultados mais consistentes Extremidade da radícula. 0 através do embrião e ¾ do endosperma 2 30 Observar a ⅓ da radícula superfície cortada. mais consistentes com pré-embebição pequenas necroses a frio. 2008 na região distal dos *opcional: précotilédones. 2008 na região distal dos *opcional: précotilédones. EP por 10-14 dias a 3-5ºC Sementes velhas e secas têm resultados mais consistentes Extremidade da radícula.0 18 30 18* Separar os cotilédones para expor o eixo embrionário Sementes velhas e secas têm resultados Extremidade da radícula. EP por 10-14 dias a 3-5ºC Sementes velhas e secas têm resultados Extremidade da radícula. 2008 .0 8 30 Observar o embrião. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. ISTA. com pré-embebição pequenas necroses a frio. EP por 10-14 dias a 3-5ºC 30 Observar a superfície externa do embrião. Remover o pericarpo e incisão através do tegumento ao longo da borda do cotilédone. Cortar 1/6 do fruto a partir da 1. (Poaceae) 20 A 3 1. ISTA. com corte transversal 1. exceto *opcional: prépróximo da hipocótiloembebição a frio em radícula. embebição a frio em areia.235 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Cortar longitudinalmente 1. (h) (ºC) Acer platanoides e A. ISTA. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Cortar pequenos pedaços do tegumento e embeber novamente por poucas horas e remover o tegumento. Acer tataricum subsp. Remover as glumas. 24 30 1. 1. Extrair o embrião do pericarpo e do tegumento. -- ISTA.0 extremidade alada. 2008 superficiais. A* 18* Remover o pericarpo. pseudoplatanus (Aceraceae) 20* 1. 2008 EP 16 20 18 Agropyron spp. mais consistentes pequenas necroses com pré-embebição nos cotilédones. se a frio. 2. ginnala A* (= Acer ginnala) (Aceraceae) 20* 2. areia. ⅓ da radícula -ISTA. embebição a frio em areia.0 próximo ao embrião. Incisão radial entre a parte distal 1. incluindo o endosperma.236 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Flácido ou Necrosado Bibliografia 20 20 Punção próximo ao 0.0 de 2/3 dentro do endosperma próximo ao centro da semente entre a radícula e os cotilédones. 1985 ser toleradas. 2008 BRASIL. devem estar BRASIL. Pequenas áreas superficiais do endosperma não coloridas podem Embrião e endosperma MOORE. -⅓ da radícula medida a partir da extremidade. 2009 .0 da radícula e do cotilédone. (h) (ºC) Agrostis spp. BRASIL. 1. exceto pequenas necroses superficiais na superfície -externa do endosperma. A 18 20 3. 1992 desde que não completamente coloridos. ISTA.0 6-24 30 Cortar longitudinalmente para expor o embrião e o endosperma. estejam em contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). devem estar desde que não completamente coloridos. Punção próximo ao 0. 1.5. não em conexão com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). 18 30 Cortar longitudinalmente a partir do lado plano e através do endosperma para expor o embrião. estejam em contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária).0 18-24 embrião. Remover a lema para expor o embrião. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 1. -Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. A 18 20 Pequenas áreas superficiais do endosperma não coloridas podem Embrião e endosperma MOORE. Cortar fora uma fina fatia. Allium spp. 1992 ISTA. Cortar longitudinal e lateralmente ao embrião 1. (%) (h) (ºC) 30 30 ⅓ da radícula medida a partir da extremidade.0 18-24 embrião. linearmente ao lado da semente e longitudinalmente a uma profundidade 1. EP. 1985 ser toleradas. (Poaceae) EP 16 A 2 Remover a lema para expor o embrião. (Alliaceae) 6-24 30 2. Cortar longitudinalmente para expor o embrião e o endosperma. SP. Nenhuma.5. 1992 ISTA. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Cortar longitudinalmente 30 através do embrião e ¾ do endosperma Cortar ⅓ da semente na região oposta ao eixo 20 embrionário. ⅓ da radícula. próximo ao embrião.0 18 30 Remover o tegumento. cortar 30 transversalmente próximo ao embrião. 18 30 Observar a superfície externa do embrião. -- MOORE. 20-30 2.5 6-24 30 6-18 Separar as superfícies cortadas 2/3 a partir da parte distal para expor o da radícula embrião. Cortar longitudinalmente através do centro do embrião e do tecido nutritivo.5 6-24 30 Separar as superfícies cortadas 2/3 a partir da parte distal para expor o da radícula embrião. 2008 Amorpha fruticosa (Fabaceae) 1. até a metade da base. 2008 0. EP (Poaceae) 0. 1. Remover as glumas. Flácido ou Necrosado Bibliografia 1. cortar 30 transversalmente próximo ao embrião. A 24 Nenhum dano.0 2 30 A 2 ISTA.0 EP 18 Remover as glumas.237 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. -- MOORE. (Poaceae) 1. ⅓ da radícula -Observar a superfície externa do embrião. (Poaceae) 1. ⅓ da radícula -ISTA. 1985 Anthoxanthum spp. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. -- ISTA. 2008 . 1985 Andropogon spp. -- ISTA. Não remover a testa da porção inferior.0 18 30 Observar a superfície externa do embrião. (h) (ºC) EP 18 Alopecurus spp. Cortar lateralmente em toda a profundidade. 2 30 Observar a ⅓ da radícula superfície de corte -- ISTA.0 6-24 30 -Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. ou ao longo da borda dos cotilédones. 1992 Arrenatherum elatius (Poaceae) 20 EP 16 20 ISTA. ¼ da extremidade da plúmula Cortar longitudinal Pequenas necroses em através da metade superfícies sem contato da semente para com a cavidade do expor o embrião e embrião. Flácido ou Necrosado Bibliografia MOORE. 1999 Araucaria spp. ⅓ da radícula -- BRASIL. ¼ os cotilédones na região Cortar oposta à inserção do longitudinalmente eixo hipocótilo-radícula através do embrião. (Araucariaceae) 20 18-25 A 18 30 ⅓ da ponta extrema da radícula. ¼ da extremidade da plúmula ⅓ da ponta extrema da radícula. 0. Remover as glumas. (%) (h) (ºC) 1. Remover o tegumento. -18 30 Observar a superfície externa do embrião.075 para a remoção do tegumento. 2008 A 3 Remover o pericarpo e cortar 1. ou ao longo da borda dos cotilédones. ¼ os cotilédones na região Cortar oposta à inserção do longitudinalmente eixo hipocótilo-radícula através do embrião. Sem remover o tegumento. 1.5. cortar 1. (h) (ºC) EP 18 25 Arachis hypogaea (Fabaceae) 2.0 24 40 -- MOORE. ¼ os cotilédones na região Cortar oposta à inserção do longitudinalmente eixo hipocótilo-radícula através do embrião.0 transversalmente próximo ao embrião. Bissecção longitudinal através 1. ¼ da extremidade da plúmula ⅓ da ponta extrema da radícula.0 do embrião e ¾ do endosperma. ou ao longo da borda dos cotilédones. 1985 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. emergir as sementes em água 0.238 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. endosperma.0 ou puncionar a parte terminal e lateral da semente. 2008 . 1985 EP 16 20 Após embebição. 1. 2 40 -- BITTENCOURT & VIEIRA. Observar a superfície externa do embrião. BRASIL. * Tecido não Área da radícula. ISTA.239 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 2 30 EP.0 0. ⅓ das do escutelo é extremidades do escutelo. exceto colorido no centro uma raiz inicial. 2008 . Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Remover as glumas e cortar transversalmente próximo ao embrião.1. 1992 ISTA. indicativo de dano por secagem. (h) (ºC) Avena spp. A 18 1. (Poaceae) 20 2. ⅓ das do escutelo é extremidades do escutelo. a superfície de corte e a área interna do escutelo*. exceto colorido no centro uma raiz inicial.0 através do embrião e de ¾ do endosperma. 0.5 18 30 Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. (%) (h) (ºC) 1. * Tecido não Área da radícula. 2008 Extrair embrião e observar a superfície do embrião incluindo a superfície interna do escutelo*. Remover as glumas e cortar longitudinalmente 1. indicativo de dano por secagem. 1985 . 1. exceto na união. Necroses superficiais isoladas.0 6-24 ao embrião. exceto na união. com -eixo embrionário e desde que não penetrem no cotilédone ou em ambos. BRASIL. Cortar longitudinalmente através do embrião. Cortar longitudinalmente através do embrião. 1. Não há necessidade de preparo adicional ao tegumento. Cortar longitudinalmente até quase a metade ou mais da semente.0 6-24 a metade da circunferência ou próximo à metade distal. com -eixo embrionário e desde que não penetrem no cotilédone ou em ambos. BRASIL. 1992 MOORE. para expor o embrião e o endosperma. (Brassicaceae) 25 30 EP 18 2. 1985 Barbarea spp.5. (h) (ºC) 1. com -eixo embrionário e desde que não penetrem no cotilédone ou em ambos. para expor o embrião e o endosperma. Cortar longitudinalmente até quase a metade ou mais da semente. incluindo 0. Remover as estruturas próximas 0. 1. BRASIL. 1985 3. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. para expor o embrião e o endosperma. 1992 MOORE. 30 2.0 6-24 30 1. Cortar longitudinalmente até quase a metade ou mais da semente. 1. 1992 MOORE. Necroses superficiais isoladas. ⅓ da parte distal da radícula.5. 1. ⅓ da parte distal da radícula. Cortar longitudinalmente próximo à secção mediana da semente. Cortar longitudinalmente através do embrião. 0.5. exceto na união.240 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 2. ⅓ da parte distal da radícula. Necroses superficiais isoladas. 2. Flácido ou Necrosado Bibliografia 1. -BRASIL. (h) (ºC) Beta vulgaris EP.5 . cortar ou fazer uma 0.1. Observar as Raiz primária e/ou ⅓ das As duas metades 2000 superfícies de corte extremidades do escutelo da cariopse são mantidas ligadas pela lema e pela pálea. 24-28 30 Remover a semente ou cortar longitudinal ou transversalmente em vários pedaços 20 1. Observar a superfície externa do embrião.241 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. (Poaceae) 30 30 O teste pode ser realizado com ou sem descarte de uma metade da semente. DIAS & ALVES.0 retirar o tegumento da semente.1 através do embrião e do endosperma. BRASIL. 1992 EP A 18 6 EP A 20 18 6 Remover as glumas. ½ dos cotilédones na região oposta ao eixo hipocótiloradícula ou ao longo da borda do cotilédone O glomérulo pode conter até quatro sementes.0 2-4 incisão transversal próximo ao embrião. 1992 MOORE. A (Chenopodiaceae) 16-18 1. O glomérulo pode conter até quatro sementes. 3 -- ISTA. 2008 . (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. ⅓ da radícula medida a partir da extremidade. ½ dos cotilédones na região oposta ao eixo hipocótiloradícula ou ao longo da borda do cotilédone ⅓ da extremidade da radícula. 1985 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. superfície de corte. 2-4 37 Brachiaria spp. Pelo menos uma delas deve ser viável. Cortar longitudinalmente 1. 1992 MOORE. Pelo menos uma delas deve ser viável. Abrir os glomérulos para expor as sementes e 1. 1985 EP 18 30 Cortar longitudinalmente 0.0 24-28 30 Remover a semente ou corte longitudinal ou transversal em vários pedaços. ⅓ da extremidade da radícula. BRASIL. Abrir os glomérulos para expor as sementes e perfurar o tegumento da semente entre a radícula e o cotilédone.0 18 através do embrião e ¾ do endosperma 30 Observar a 2 / da radícula. 18 20 ⅓ da extremidade da radícula. A 1. 1992 eixo embrionário com cotilédones.0 6-18 do tegumento e dos cotilédones. exceto na união do BRASIL. ⅓ dos cotilédones da região oposta do eixo hipocótiloradícula ou ao longo da borda do cotilédone ⅓ da extremidade da radícula. (%) (h) (ºC) 1. Remover o tegumento da semente. 0.5. A 16-18 Necroses superficiais podem ser toleradas.5 4-6 30 Observar a ⅓ da radícula medido a superfície cortada. (Brassicaceae) ⅓ da extremidade da radícula. exceto na união do BRASIL. 1992 EP. Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 30 Expor o embrião.242 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 1.0 3-6 30 Expor o embrião. 1. Necroses superficiais podem ser toleradas.0 2 30 Observar a superfície cortada ⅓ de radícula -- ISTA. 2. exceto na união do BRASIL. (h) (ºC) EP. Bissecção longitudinal através do eixo embrionário e de ¾ do endosperma. Cortar longitudinalmente através do embrião e ¾ do endosperma. evitando danificar o eixo hipocótiloradícula.0 Remover a lema para expor o embrião. 2008 . ⅓ dos cotilédones da região oposta do eixo hipocótiloradícula ou ao longo da borda do cotilédone A 1. -- TAMANINI.0 20-24 30 6-18 20 Bromus spp. 1992 eixo embrionário com cotilédones. (Poaceae) 1. -- BRASIL. Remover o tegumento com leve pressão. 1.0 3 30 Expor o embrião. Remover as glumas e cortar transversalmente próximo ao embrião. Brassica spp. Cortar ou fazer uma incisão transversal próximo ao embrião. 1992 eixo embrionário com cotilédones. partir da extremidade. 2. -- ISTA. Incisão longitudinal através 0. 18 30 ⅓ da radícula medido a partir da extremidade.5. 2002 EP A 20 16 3 Observar a superfícies externa ⅓ da radícula do embrião. 1. 2008 Incisão longitudinal do tegumento na parte externa de um dos cotilédones. 20 2. 0. 1. ⅓ dos cotilédones da região oposta do eixo hipocótiloradícula ou ao longo da borda do cotilédone Necroses superficiais podem ser toleradas. 243 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. (Solanaceae) EP.0 ao lado do embrião.5 25 6-24 -- BRASIL. 1992 MOORE. Nenhum defeito. Nenhuma (o embrião e o endosperma devem estar completamente coloridos).5 da semente. Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. remover o tegumento. exceto pequenas necroses superficiais na parte externa do endosperma não em conexão com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). 1985 Preparar as sementes secas ou Calocedrus spp. As sementes embebidas são tratadas com TZ sob baixa pressão.5 tegumento até a metade da semente. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1985 .0 entre a radícula e os cotilédones. Expor o embrião por corte longitudinal da metade ou mais da semente. 1985 Capsicum spp. 1. (Fabaceae) EP 18 BRASIL.0 (cavidade embrionária). 2008 resultados mais consistentes se embebidas por 48hs. 6-24 30 1. ½ da parte distal -dos cotilédones e/ou o lado oposto da radícula. A (=Libocedrus spp. Cortar ou fazer uma incisão radial 1. Sementes velhas e secas podem dar ISTA. 0. exceto pequenas necroses superficiais na parte externa do endosperma não em conexão com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). BRASIL. ½ da parte distal -dos cotilédones e/ou o lado oposto da radícula. 6-24 30 ½ da parte distal da radícula. 6-24 30 Cortar longitudinalmente através do embrião e expor o embrião e o endosperma. Flácido ou Necrosado Bibliografia 25 2. 1992 MOORE. remover o tegumento. 2008 consistentes se embebidas por 48hs. 1985 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Nenhum defeito. 1992 MOORE. 12 30 Expor o embrião. -- BRASIL. Cortar longitudinalmente através do 0. A 18 20 Cortar longitudinalmente 1.) (Cupressaceae) 20 18 30 18 Cortar transversalmente as duas extremidades para abrir o núcleo seminífero 1. A 18 2. Cortar longitudinal e lateralmente ao embrião. ½ da parte distal da radícula. Remover a extremidade distal 0. 30 Nenhuma (o embrião e o endosperma devem estar completamente coloridos). Expor o embrião por corte longitudinal da metade ou mais da semente. (h) (ºC) Cajanus spp. Sementes velhas e secas podem dar resultados mais ISTA. 1992 MOORE. Cortar longitudinalmente através do embrião e expor o embrião e o endosperma. 1985 Castanea spp. Emprego de uma solução tampão de TZ. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp.0 24-48 30 25 ⅓ da radícula a partir da Expor o embrião extremidade distal.0 24-48 outro unido ao eixo do embrião. ou a adição de pequena quantidade de bicarbonato de sódio. 1992 MOORE.5. Remover ou separar a extremidade distal. pode melhorar a qualidade da coloração. BRASIL. 1. Flácido ou Necrosado Bibliografia 20* Cortar transversalmente a 1. Cortar longitudinalmente próximo a secção média da semente para expor o embrião. ½ e fazer cortes de dos cotilédones desde a pequena espessura. ou a adição de pequena quantidade de bicarbonato de sódio. Cortar longitudinalmente e em diagonal evitando atingir o eixo embrionário. *O corte antes da embebição pode às vezes evitar danos de preparação. 0. 1992 MOORE. ½ dos cotilédones desde a e fazer cortes de pequena espessura. BRASIL. (Betulaceae) A* 18* BRASIL. extremidade distal das superfícies interna e externa. BRASIL. 1992 1.5 envoltório seminal da semente. Nenhum defeito. ISTA. ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal e/ou o lado oposto da radícula.0 ⅓ da extremidade distal 1. ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal e/ou o lado oposto da radícula. cortar. 1985 . Separar um cotilédone. 1992 Cassia spp. perfurar ou eliminar o tegumento interno e A 2. Emprego de uma solução tampão de TZ.5. Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. ½ da radícula a partir da extremidade distal. pode melhorar a qualidade da coloração. 6-24 30 ½ da radícula a partir da extremidade distal. (h) (ºC) Carpinus spp. incluindo um fragmento dos cotilédones 0. (Fabaceae) 25 2. (Fagaceae) Eliminar o envoltório seminal duro. (%) (h) (ºC) 18 30 Extrair o embrião do pericarpo e do tegumento. extremidade distal das superfícies interna e externa.244 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. deixando colorir o 0. 30 18 ⅓ da radícula a partir da Expor o embrião extremidade distal. Cortar longitudinalmente através do 0.5 6-24 30 18 Limar ou lixar a semente em região não decisiva antes do préumedecimento em A Cortar longitudinalmente próximo a secção média da semente para expor o embrião. 1. 2008 BRASIL. 1992 MOORE. Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. removendo o tegumento. --Observar a superfície cortada ISTA. Bissecção longitudinal através do embrião e ¾ do endosperma.0 6-24 30 ½ da radícula. Remover o tegumento e separar as superfícies cortadas para expor o embrião. ½ da radícula. ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. Nenhum dano. Separar a extremidade distal da semente. 1985 . (Cupressaceae) 20 0. 1992 MOORE.245 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Cortar transversalmente próximo ao embrião. cortar longitudinalmente partir da extremidade. ⅓ da radícula medida a partir da extremidade. através do embrião -- BRASIL. Flácido ou Necrosado Bibliografia 1. (h) (ºC) Perfurar ou cortar o Centrosema spp. Cortar transversal mente ⅓ da extremidade distal e abrir o núcleo seminífero (cavidade embrionária) Cortar longitudinalmente ao lado do embrião. A 18 2. a partir da extremidade distal. 1985 Chloris spp. removendo o tegumento. Cortar longitudinalmente através do tegumento até a metade distal. a partir da extremidade distal. 1.0 24 EP. inclusive um fragmento do cotilédone. -- ISTA. Expor o embrião. inclusive no endosperma. 1992 MOORE.5 6 30 1.5. 1. 1985 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 1985 Chamaecyparis spp.0 6-24 30 25 0. 1992 MOORE. ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula.5. inclusive no endosperma. 0.0 18 30 Preparar a semente seca -1. 30 Remover as ⅓ da radícula medida a glumas. 2.0 18 30 -- Nenhum dano. BRASIL. 2008 A 18 Remover o tegumento e separar as superfícies cortadas para expor o embrião. (Poacea) 25 1. tegumento (Fabaceae) em região não decisiva e EP 18 BRASIL. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1. intybus (Asteraceae) 2. ⅓ dos cotilédones oposta a intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones ⅓ da ponta extrema da radícula. 24 30 6-18 Remover o tegumento da semente ou cortar longitudinalmente através do eixo embrionário em toda a extensão. 1985 Citrullus lanatus EP. e da seção média do eixo embrionário. 1992 .0 cotilédones a ⅓ da parte basal. 1985 Citrus spp. 1. EP. 1985 até metade dos cotilédones. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1. cortar ou remover o tegumento interno. (h) (ºC) Cichorium endivia.0 6-24 duro. 1992 são permitidas em MOORE. 1985 até metade dos cotilédones. Remover o tegumento da semente ou cortar longitudinalmente através do eixo embrionário em toda a extensão. ⅓ dos cotilédones oposta a intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones -- BRASIL.246 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Eliminar o envoltório seminal 0. ⅓ da radícula a partir da extremidade distal. Manter juntos os embriões de cada semente com embrião múltiplo 30 Expor os tecidos internos do embrião cortando através do tegumento presente.0 cotilédones a ⅓ da parte basal. Separar as metades. Cortar longitudinalmente através da metade distal dos cotilédones. ⅓ dos cotilédones oposta a intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones ⅓ da ponta extrema da radícula. 1992 são permitidas em MOORE.0 6-24 30 25 -- BRASIL. (Rutaceae) 30 A 18 Secar as sementes c/ pano ou papel para reduzir o deslizamento. Flácido ou Necrosado Bibliografia 1. A 6-18 Necroses superficiais BRASIL. 1. Cortar transversalmente através dos 1. 20 Necroses superficiais BRASIL. ⅓ dos cotilédones oposta a intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones ⅓ da ponta extrema da radícula. BRASIL.5. Cortar transversalmente através dos 1. A (Cucurbitaceae) 2. Cortar longitudinalmente através da metade distal dos cotilédones. 24 30 Cortar longitudinalmente para expor o embrião. 1992 MOORE. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. C.0 6-24 30 Cortar longitudinalmente para expor o embrião. 1. 1992 MOORE. ⅓ da ponta extrema da radícula. -Pequenas áreas na superfície dos cotilédones. tanto quanto esteja visível * A baixa pressão pode ser um auxílio ISTA. 48* 30 Extrair o embrião Nenhum dano. iniciando pela concavidade. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. tanto quanto esteja visível * A baixa pressão pode ser um auxílio para encurtar o ISTA. pergaminho antes do 1998 pré-umedecimento. Cortar transversalmente ⅓. Corte longitudinal quase 1. a partir da extremidade 1.0 total. Coloração vermelha intensa em área total ou circunscrita a pequenas regiões do embrião Nenhuma (embrião e endosperma devem estar completamente coloridos). Remover o pericarpo para localizar o embrião. 24-28 30 25 24-28 30 Separar as superfícies cortadas para expor o embrião e o endosperma adjacente. Secção longitudinal no centro da semente e cortar a parte do endosperma portadora do embrião. 2008 tempo de coloração para 18hs. (h) (ºC) EP 18-24 30 Coffea arabica (Rubiaceae) 1.0 distal da semente de ¼ a ⅓ do seu comprimento. sem danificar ou expor o embrião. -- BRASIL. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Remover o pericarpo e separar quase totalmente a extremidade 1. 0. . incluindo o endosperma. Separar as superfícies cortadas para expor o embrião e o endosperma adjacente. 1992 A 18 Nenhuma (embrião e endosperma devem estar completamente coloridos).0 distal. 1992 Preparar a semente seca -48* -- 30 Extrair o embrião Nenhum dano. 2008 para encurtar o tempo de coloração para 18hs. incluindo o endosperma.1 14-16 35 Extrair o embrião da parte remanescente do endosperma. para abrir o núcleo seminífero (cavidade embrionária). a partir da extremidade 1.0 distal. -- Remover manualmente o DIAS & SILVA.247 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Extremidades dos cotilédones e/ou radícula descoloridas ou acinzentadas. BRASIL. para abrir o núcleo seminífero (cavidade embrionária). Cortar transversalmente ⅓. Cornus mas (Cornaceae) A 48 20 2. 0 18 30 Extrair o embrião -- A 18 -- ISTA. BRASIL. incluindo o endosperma o endosperma. 2008 Cotoneaster spp. a partir da extremidade distal.0 Crotalaria spp. a partir da extremidade distal. (Cornaceae) 20 1. ½ se superficial Extremidade da radícula.248 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. (h) (ºC) Cornus spp. necrose superficial na região distal dos cotilédones. -Extrair o embrião e Nenhum dano. (Fabaceae) 25 EP e Cortar ou fazer uma punção no 18 tegumento área não decisiva Cortar transversalmente ¼. 1992 MOORE. (%) (h) (ºC) 1. ½ se superficial 18-24 30 Cortar longitudinalmente próximo à seção média para expor o embrião. -ISTA. -- ISTA. a partir da extremidade distal. ½ da radícula a partir extremidade distal. Cortar transversalmente ¼. (Rosaceae) 20 1. Flácido ou Necrosado Bibliografia -ISTA.0 18 30 Quebrar as nozes e A 18 Separar os cotilédones e cortar. a partir da extremidade distal. ⅓ da área distal dos cotilédones. 2008 1. 2008 Corylus spp. ⅓ da área distal dos cotilédones. 18-24 30 Cortar longitudinalmente próximo à seção média para expor o embrião. Extrair o embrião Coração oco pode desaparecer se as nozes são umedecidas entre ISTA. Eliminar ou separar a 1.0 extremidade distal da semente. a partir da extremidade distal Cortar transversalmente ⅓. ½ se superficial Extremidade da radícula. a partir da extremidade distal Cortar transversalmente ⅓. ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 1985 . ½ dos -cotilédones a partir da extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula.1992 MOORE. 2008 A 18 Extrair o embrião Extremidade da radícula.0 18 30 Extrair o embrião e Nenhum dano. ½ da radícula a partir extremidade distal. ⅓ da área distal dos cotilédones. especialmente através das partes não coloridas. Cortar transversalmente ⅓. centro da região ventral do cotilédone. Cortar longitudinalmente através do tegumento até próximo a extremidade distal.0 18 30 Preparar a semente seca -- A 48 ISTA. (Rosaceae) 20 1. ⅓ da área distal dos cotilédones.0 18 30 Preparar a semente seca -1. Cortar de 1-2mm dos cotilédones na extremidade distal. incluindo o endosperma o endosperma. -Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Extremidade da radícula. 2008 Crataegus spp. 2. não excedendo a ⅓ do diâmetro. separá-los longitudinalmente Não deve quebrar em pedaços Cortar transversalmente ⅓.0 18 30 Preparar a semente seca -1. 1985 BRASIL. (Betulaceae) 20 1. 2008 papel por 7dias a 20ºC antes de serem quebradas. 1. ½ se superficial Extremidade da radícula.0 18 30 -- Extrair o embrião -- ISTA. 1992 MOORE. 24 30 Remover o tegumento da semente ou cortar longitudinalmente através do eixo embrionário em toda a extensão Remover o tegumento da semente ou cortar longitudinalmente através do eixo embrionário em toda a extensão ⅓ da ponta extrema da radícula. 1. Cortar lateral 1. medido da extremidade. Nenhuma (embrião e tecido de reserva devem estar completamente coloridos). ½ dos cotilédones oposta à intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. A 6-18 Cortar transversalmente os 1. para expor o embrião intacto. ISTA. (h) (ºC) Cryptomeria spp.249 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. -- BRASIL. 1985 EP. BRASIL.0 6-24 30 25 Cortar longitudinalmente através do envoltório seminal 0.0 6 e longitudinalmente através do tegumento. EP (Taxodiaceae) 25 30 -- 18 Separar as superfícies cortadas ou efetuar pequenos cortes para expor o embrião. ⅓ da radícula. Remover o tegumento e a fina película interna 30 Observar o embrião. (Cucurbitaceae) Cortar longitudinalmente através da metade distal dos cotilédones. 1985 . 1992 MOORE. ½ dos cotilédones oposta à intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. 2009 -- BRASIL.5.0 24-28 próximo à parte central. ⅓ da ponta extrema da radícula. ½ da parte -distal dos cotilédones. 1992 MOORE. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1985 A 18 20 Cucumis spp.0 cotilédones a ⅓ da parte basal. 1. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Cortar transversalmente uma pequena porção da semente na extremidade distal. A 6-18 Remover o tegumento da semente ou cortar longitudinalmente através do eixo embrionário em toda a extensão Remover o tegumento da semente ou cortar longitudinalmente através do eixo embrionário em toda a extensão -- ⅓ da ponta extrema da radícula. BRASIL. ⅓ da ponta extrema da radícula. ½ dos cotilédones oposta à intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1. (h) (ºC) Cucurbita spp. 1992 MOORE. 1985 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 24 30 EP.0 cotilédones a ⅓ da parte basal. (Cucurbitaceae) Cortar transversalmente os 1. 1992 MOORE. ½ dos cotilédones oposta à intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones.0 6-24 30 -25 BRASIL. Flácido ou Necrosado Bibliografia Cortar longitudinalmente através da metade distal dos cotilédones.250 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 1985 . 1992 MOORE. BRASIL. (Cupressaceae) 25 EP.5. Eliminar quase completamente a estrutura que em volve a semente. Expor o embrião e exceto pequenas necroses -o tecido de reserva que não estejam em adjacente. 1985 4. 1985 . 30 Expor o embrião e o tecido de reserva adjacente. Separar a extremidade distal. Embrião e tecido de reserva devem estar completamente coloridos. 1992 MOORE.5.0 24-48 30 Embrião e tecido de reserva devem estar completamente coloridos. 1985 Cupressus spp.251 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp.5. 0. Eliminar um lado (dorsal) da semente.5. 1. 30 Embrião e tecido de reserva devem estar completamente coloridos. BRASIL. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. BRASIL. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido.0 24-48 30 Expor o embrião e o tecido de reserva adjacente.0 24-48 tecido de reserva para expor o embrião intacto. exceto pequenas necroses -que não estejam em contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). Cortar longitudinalmente de forma descentrada. BRASIL. 1985 3. Expor o embrião e exceto pequenas necroses -o tecido de reserva que não estejam em adjacente. 1992 MOORE. contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). 1. 1992 MOORE. através do tegumento e 0. Embrião e tecido de reserva devem estar completamente coloridos. 1. A 18 2.0 24-48 o pequeno corte no embrião. incluindo um fragmento do tecido de reserva. (h) (ºC) 1. incluindo 0. 0. exceto pequenas necroses -que não estejam em contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). 1. ½ da radícula a partir da extremidade distal. 1992 MOORE. Necroses superficiais BRASIL. Remover as glumas ou cortar longitudinalmente através do embrião. (Fabaceae) 25 Cortar ou fazer uma punção no tegumento em área não decisiva e EP 2. ⅓ da radícula. 1. ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. Necroses superficiais BRASIL. 2. 18 1. 0. (h) (ºC) Cyamopsis spp. 6-24 30 25 16-24 30 EP. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 1992 MOORE. 2008 . Eliminar ou separar a extremidade distal da semente.252 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 30 Observar a superfície externa do embrião. através do eixo embrionário. 1.0 transversalmente próximo ao embrião. Cortar longitudinalmente através da metade distal dos cotilédones. ⅓ dos cotilédones oposto a intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones.0 através do embrião e ¾ do endosperma 2 30 Observar a ⅓ da radícula. Cortar longitudinalmente 1. 1985 1. Remover o tegumento e cortar longitudinalmente à secção média dos cotilédones para expor o embrião. Cortar transversalmente 1. 1992 são permitidas em MOORE. (Poaceae) 20 EP A 16 3 Cortar ou fazer uma incisão transversal 1. ½ dos cotilédones a partir da -extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. Cortar longitudinalmente através do envoltório seminal.5. -- ISTA.0 6-24 aproximadamente até o centro dos cotilédones. 1985 BRASIL. 1985 até metade dos cotilédones. ⅓ da ponta da radícula. A 6-18 ⅓ da ponta da radícula. ⅓ da radícula a partir da extremidade. 1992 MOORE. incluindo um fragmento dos cotilédones 0. ½ da radícula a partir da extremidade distal. 1992 são permitidas em MOORE. 1. BRASIL.0 6-24 30 25 Cynara cardunculus (= Cynara solymus) (Asteraceae) 2.0 6-24 30 Remover o tegumento e cortar longitudinalmente à secção média dos cotilédones para expor o embrião. 30 Remover o tegumento e cortar longitudinalmente à secção média dos cotilédones para expor o embrião. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. A 6-18 Remover o tegumento da semente ou cortar as sementes longitudinalmente. ⅓ dos cotilédones oposto a intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. 2008 Cynosurus spp. 1985 Cynodon dactylon (Poaceae) 18 EP. cortar 1. Remover as glumas.5. -BRASIL. -- ISTA. 1. superfície cortada.0 próximo ao embrião. 1985 até metade dos cotilédones.0 através dos cotilédones a ⅓ da parte basal. -Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. completamente coloridos) viáveis. Cortar longitudinalmente através da metade distal do embrião e remover o tegumento. ⅓ da radícula a partir da extremidade.0 16-24 30 Remover a lema para expor o embrião. -- ISTA. (%) (h) (ºC) 1.253 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 1. A 18 BRASIL. 1985 EP 18 20 1. 2008 (Dolichos lablab) ver Lablab -purpureus (Fabaceae) -- -- -- . ----⅓ da radícula.0 6-24 30 Embriões Cortar Nenhuma (embrião e rudimentares são longitudinalmente endosperma devem estar considerados não através do embrião. 30 Observar a superfície externa do embrião. A 2 -- ISTA.0 18 Observar a superfície externa do embrião. 2008 Dactylis spp.0 18 30 Deschampsia spp. Flácido ou Necrosado Bibliografia 25 BRASIL. cortar transversalmente próximo ao embrião. 1.5. 1985 0. (Poaceae) 20 1. ⅓ da radícula. ⅓ da radícula. 1992 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 1992 MOORE. A 6-18 EP 18 ISTA. Remover as glumas. Cortar longitudinal e lateralmente ao embrião 2.0 16-24 30 EP. cortar transversalmente próximo ao embrião. cortar transversalmente próximo ao embrião. ⅓ da radícula. ----- ISTA. Remover as glumas. Embriões Cortar Nenhuma (embrião e rudimentares são longitudinalmente endosperma devem estar considerados não através do embrião. cortar transversalmente próximo ao embrião. (h) (ºC) Dactylis glomerata (Poaceae) 20 1.0 18 30 Observar a superfície externa do embrião. Remover as glumas. 2008 A 2 Cortar ou fazer uma incisão transversal próximo ao embrião. Daucus carota (Apiaceae) 25 1. completamente coloridos) viáveis. (Poaceae) 20 1. 2008 BRASIL. Remover as glumas.0 18 30 EP. -Observar a superfície externa do embrião. 1992 MOORE. 0 18 30 Elytrigia spp. 2. com corte transversal próximo ao embrião. ISTA. (Elaeagnaceae) 20 1. ½ se superficial. Flácido ou Necrosado Bibliografia 1. 2. Cortar longitudinalmente através do embrião e ¾ do endosperma 1. -- ISTA.0 18 30 Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. ⅓ da área distal dos -cotilédones. -- ISTA. para abrir a cavidade embrionária. incluindo o endosperma. 30 ⅓ da radícula. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Cortar longitudinalmente ao longo do embrião. superfície cortada. 2008 1.0 18 30 Observar o embrião. -- ISTA. A 18 Nenhum dano. 2008 1. expor o embrião. 1. -- ISTA. (Poaceae) 20 1. ⅓ da radícula -- ISTA. Remover as glumas e cortar transversalmente próximo ao embrião. 2008 Observar a ⅓ da radícula superfície cortada. Cortar longitudinalmente através do embrião e ¾ do endosperma. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. (Poaceae) 20 1. Cortar transversalmente a ⅓ da região distal. 2008 1.0 18 30 Elymus spp. embeber em água por uma hora e remover o tegumento. 2. 2008 .0 2 EP A 16 3 Observar a superfície externa do embrião. Remover as glumas. (h) (ºC) Elaeagnus spp. Observar a ⅓ da radícula. oposta a base da haste.0 2 30 EP A 16 3 Observar a superfície externa do embrião.254 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Extremidade da radícula. (Poaceae) 20 18 30 EP a < 7ºC* 18 1. BRASIL. Observar a superfície externa do embrião. -30 Observar a superfície externa do embrião. (%) (h) (ºC) 18-24 18-24 30 Observar a superfície externa do embrião. hidróxido de sódio todo o cotilédone ou os (NaOH) e lavagem bordos de ambos com água. ISTA. desde que não atravessem sódio (NaHCO2). exceto na união sulfato de alumínio e com o eixo do embrião e potássio (AlK2SO4). 30 Cortar longitudinalmente até aproximadamente a secção média da semente BRASIL. ⅓ da radícula a partir da extremidade. 1985 BRASIL. A 6-18 Eragrostis spp.5. Reduzir o deslizamento do ⅓ da radícula a partir tegumento pelo uso da extremidade distal. Cortar ou fazer uma incisão 1. 2008 1.0 ao embrião. no centro da parte dorsal Neutralização com bicarbonato de do cotilédone exterior. de uma solução de Necroses superficiais isoladas. ⅓ da radícula a partir da extremidade. desde que não atravessem sódio (NaHCO2). Cortar ou fazer uma punção no 0.0 longitudinal através da ½ distal. 1992 MOORE. Cortar transversalmente 1. Cortar ou incisão transversal próximo 1.5. 1992 MOORE. (Brassicaceae) 20 EP 18 2. 30 Cortar longitudinalmente até aproximadamente a secção média da semente * Temperatura ≤ 7ºC é necessária para evitar a germinação Reduzir o deslizamento do ⅓ da radícula a partir tegumento pelo uso da extremidade distal. de uma solução de Necroses superficiais isoladas.0 próximo ao embrião. exceto na união sulfato de alumínio e com o eixo do embrião e potássio (AlK2SO4). 1985 25 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 1. 1985 Eruca spp.0 18-24 tegumento em zona não decisiva. ⅓ da radícula a partir da extremidade. 1985 . 2. Cortar longitudinalmente através do 0. 1992 MOORE.0 18-24 tegumento até aproximadamente a metade da semente. hidróxido de sódio todo o cotilédone ou os (NaOH) e lavagem bordos de ambos com água.255 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. no centro da parte dorsal Neutralização com bicarbonato de do cotilédone exterior. 1. -Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Flácido ou Necrosado Bibliografia BRASIL. 1992 MOORE. (h) (ºC) EP. 256 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. ⅓ dos cotilédones a partir -da extremidade distal.0 18 30 18 1. Cortar transversalmente a 1. 30 Separar as superfícies cortadas para expor o embrião. 18 30 20 1. 1992 MOORE.0 18-24 tegumento até aproximadamente a ½ distal. incluindo através do o endosperma. 30 1. Nenhum dano. (h) (ºC) Eucalyptus spp. Cortar longitudinal e diagonalmente 0. Cortar longitudinalmente Nenhum dano. sobre os lados. 1985 ⅓ da radícula a partir da extremidade distal. ⅓ da radícula a partir da Separar as extremidade distal. Cortar longitudinalmente dois pedaços do endosperma.0 18-24 evitando-se atingir o eixo embrionário. ISTA. 1. Cortar longitudinalmente através do 0. ou embrião. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. pelo menos um corte deve abrir a cavidade embrionária. BRASIL. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. ⅓ superfícies cortadas dos cotilédones a partir -para expor o da extremidade distal. ou sobre os lados. -- ISTA. 2008 . até ⅓ da área total. 2008 Euonymus spp. incluindo o endosperma. A (Myrtaceae) 20 2. 1.5. Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. (Celastraceae) A 18 2. até ⅓ da área total. EP. 1992 MOORE. 1985 BRASIL.5. -endosperma e expor o embrião.0 ⅓ da região distal. 1992 MOORE. -- BRASIL. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1985 eixo de ligação hipocótilo-radícula ou ao longo da borda do cotilédone. se necessário. (Fagaceae) 20 Remover o tegumento. Nenhuma (embrião e endosperma devem estar completamente coloridos). 1. A 18 Cortar longitudinalmente através do endosperma ao longo do lado convexo da semente. Expor o embrião. 30 Expor o embrião e o tecido adjacente fazendo um corte longitudinal na semente. se necessário. Cortar longitudinalmente a extremidade distal até o centro da semente. 1985 3. Cortar longitudinalmente através do tegumento 0.0 6-24 30 18 2.0 Remover o pericarpo nas 18 sementes secas* e A 18 30 Abrir os cotilédones São toleradas necroses superficiais em ½ dos cotilédones BRASIL.0 6-24 30 Nenhuma (embrião e endosperma devem estar completamente coloridos). Expor o embrião e o tecido adjacente fazendo um corte longitudinal na semente. retirando o tegumento ao ⅓ da ponta da radícula. A (Euphorbiaceae) 20 0. após a embebição por poucas horas .257 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 1985 Euphorbia spp.0 6-24 30 EP. 1992 no lado oposto ao MOORE. longo do corte ou cortando longitudinalmente. (h) (ºC) 1. *Remover o pericarpo de Extremidade da radícula. Fagus spp. 1.5. se superficial. -- BRASIL. Remover ou separar a 0. 1992 MOORE. Expor o embrião e o tecido adjacente fazendo um corte longitudinal na semente. Nenhuma (embrião e endosperma devem estar completamente coloridos). sementes muito ISTA. 1992 MOORE. 1985 Fagopyron esculentum (Polygonaceae) 25 1.5.0 6-24 extremidade distal da semente. 1. se necessário. 2008 ⅓ da área distal dos secas é mais fácil cotilédones. 1. -- BRASIL.5. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Remover extremidade. Expor o embrião pela separação do endosperma em duas metades. exceto pequena necrose no endosperma longe do embrião.5. BRASIL. 0. 1. 2008 Fraxinus spp. ½ dos -cotilédones. (h) (ºC) Festuca spp. (Fabaceae) Punção ou cortar o tegumento em zona não 18 decisiva e EP 30 ½ da radícula a partir da extremidade distal. ⅓ da radícula a partir da extremidade.0 6-24 incluindo um fragmento do cotilédone.0 18* 30 Remover o pericarpo nas 18 sementes secas e A 2. (Poaceae) EP A 16 3 ISTA. -1. *Sementes colhidas recentemente ISTA. Flácido ou Necrosado Bibliografia 20 1. Cortar longitudinalmente através do 0. Nenhum defeito.5. Bissecção longitudinal através 0. 1992 MOORE.0 18 30 Observar as superfícies cortadas. a partir da extremidade distal. para abrir a cavidade embrionária.258 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 1. a lema para expor o embrião BRASIL. 2008 . 30 25 Galactia spp. ISTA. 1985 Ginkgo biloba (Ginkgoaceae) -- Quebrar a semente seca -- 2. Cortar longitudinalmente em ambas as extremidades removendo pequenos pedaços.0 18 endosperma para abrir a cavidade embrionária Abrir o endosperma Nenhum dano incluindo o -e expondo o endosperma embrião. Cortar longitudinalmente através do meio do 1. Eliminar ou separar a extremidade distal da semente.5 do embrião e ¾ do endosperma. 1992 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 30 ½ da radícula a partir da extremidade distal. (Oleaceae) 20 1. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Remover as glumas e realizar corte transversal próxima ao embrião. a partir da extremidade distal. ½ dos -cotilédones. 4-6 30 -Observar as superfícies ⅓ da radícula a partir da cortadas. 1992 MOORE. 2008 necessitam apenas de 8hs. BRASIL. 1. 1985 Cortar longitudinalmente próximo a secção média das sementes ou de parte desta para expor o embrião. Cortar longitudinalmente próximo a secção média das sementes ou de parte desta para expor o embrião.0 6-24 envoltório seminal. e na região vascular dos cotilédones.5-3. . área dos cotilédones abaixo da região vascular ou bordas dos cotilédones. em área não decisiva. Para sementes duras. (%) (h) (ºC) São consideradas não viáveis as sementes com fraturas.0752. EP* 16 25 6 Bissecção longitudinal 0. ou escarificação manual com lixa fina. punção ou corte do tegumento. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. córtex.259 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. (h) (ºC) Glycine max (Fabaceae) 41 Semente intacta. ao longo do cilindro central. 1998 gerbox com tela modificada sobre uma lâmina d’água por 16-24hs a 2025ºC. para evitar possíveis danos causados por embebição.0 35-40 através do eixo 0.1 embrionário entre os cotilédones. quando a mesma estiver excessivamente desidratada.. Aspecto de mosaico nos cotilédones *Recomenda-se realizar o précondicionamento da FRANÇA NETO semente em caixa et al. picadas por percevejos e deterioração por umidade nas regiões meristemáticas apical e radicular do eixo embrionário. Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Coifa. (Malvaceae) 25 2-4 30-35 EP 18 Bissecção longitudinal através da metade distal ou remover o 0. ⅓ da radícula medida da extremidade. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Necroses superficiais são permitidas em até metade dos cotilédones a partir LYSAKOWISKI. ½ da extremidade distal dos -cotilédones.1 tegumento a partir da extremidade distal Remover o tegumento e bissecção longitudinal. 2-3 40 Cortar longitudinalmente Áreas críticas dos embriões completamente descoloridas São consideradas viáveis sementes com até ⅓ dos cotilédones coloridos próximos ao eixo hipocótiloradícula. metade PINHO. ou ao longo da borda dos cotilédones. 2008 Hevea brasiliensis EP (Euphorbiaceae) 20 6-18 Retirar o tegumento com auxílio de 0. ⅓ dos cotilédones oposta à zona de intersecção ao eixo hipocótilo-radícula. ISTA. (h) (ºC) Gossypium spp. A 18 20 Remover o pericarpo e o tegumento das sementes. e completamente coloridas. 1992 . para a retirada do tegumento interno Punção do tegumento. Observar ambas as faces da semente.260 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Helianthus annuus (Asteraceae) 15 a 18 (sementes com maior teor de óleo). ⅓ da parte basal dos cotilédones mais distantes da zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula.0 3 30 Cortar longitudinalmente através dos cotilédones e o eixo radícula-hipocótilo.5 centro da semente.5 martelo. Imersão em água por 15 min.. Metade da ponta da radícula. WETZEL et al. da região distal 1981 oposta ao eixo embrionário.5-1 30 -Retirar o pericarpo e fazer um corte através do tegumento e entre os cotilédones até o 0. Se ocorrem necroses VIEIRA & VON superficiais. se superficial. EP 18 a 30 (sementes com menor teor de óleo). ⅓ a partir da ponta extrema da radícula. 1. 25 0. 1999 dos cotilédones podem estar afetados. antes do pré-umedecimento. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Efetuar uma incisão.261 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 1985 no tegumento em uma região não decisiva. ou através da metade ou mais da circunferência.0 6-24 Cortar. 30 Hibiscus spp.5. 1. Cortar longitudinalmente começando no centro da parte curvada posterior 0. Efetuar uma incisão. perfuração ou corte MOORE. Efetuar uma incisão. perfuração ou corte MOORE. A 18 1. Eliminar completamente a 0. perfurar ou eliminar o tegumento interno. Cortar longitudinalmente próximo à secção média da semente. ou através da metade ou mais da circunferência. ⅓ dos cotilédones a partir da extremidade distal.5. (Malvaceae) 25 EP. ½ da radícula a partir da extremidade distal.0 6-24 ao centro da semente. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. se for profunda.5. para expor o embrião. ½ da radícula a partir da extremidade distal. 1. 2. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Eliminar o tegumento duro ou coriáceo. ½ da radícula a partir da extremidade distal.0 6-24 estrutura que rodeia o embrião. ou através da metade ou mais da circunferência. se for profunda. Efetuar uma incisão. 30 Cortar longitudinalmente próximo à secção média da semente. perfuração ou corte MOORE. ou através da metade ou mais da circunferência. se for profunda. Cortar longitudinalmente próximo à secção média da semente. Cortar longitudinalmente através do tegumento próximo 0. 1985 no tegumento em uma região não decisiva. 0. 3.5. 1. (h) (ºC) 30 Cortar longitudinalmente próximo à secção média da semente. 1. 1985 no tegumento em uma região não decisiva. ⅓ dos cotilédones a partir da extremidade distal. se for profunda. para expor o embrião. perfuração ou corte MOORE. para expor o embrião. ⅓ dos cotilédones a partir da extremidade distal. ⅓ dos cotilédones a partir da extremidade distal. 1985 no tegumento em uma região não decisiva. 4. para expor o embrião.0 6-24 e cortando até os extremos da radícula e dos cotilédones. . entre os limites ventral e dorsal. 30 ½ da radícula a partir da extremidade distal. 0 próximo ao embrião. ⅓ da radícula. 1. 1992 Ilex spp. A 18 *Tecido não Área da raiz.0 24-45 distal da semente.0 3 e ¾ do endosperma. Bissecção longitudinal através 1.0 do embrião e ¾ do endosperma.0 3 30 Observar a superfície externa do embrião e a parte posterior do escutelo* Área da raiz. ISTA. 2008 EP. 2 /3 a ¾ da extensão. Cortar transversalmente a ⅓ da região distal e cortar 1. 2008 A 4 20 Hordeum vulgare {Poaceae) 20 Cortar longitudinalmente através do embrião 0. 1. 30 Expor o embrião e Nenhum dano. o endosperma.0 18 tegumento da semente e do endosperma. Flácido ou Necrosado Bibliografia 18 30 20 2 30 Observar a ⅓ da radícula. {Poaceae) EP A 16 3 1.5. BRASIL. (h) (ºC) Holcus spp. 2008 A 18 Remover ou separar a extremidade 0. por secagem. 1. -Observar a superfície externa do embrião. 1992 ISTA. 30 *Tecido não colorido no centro do escutelo é um indicativo de dano por secagem. -ISTA. 2008 .262 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. ISTA. Cortar longitudinalmente através do 1. -- ISTA. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. (Aquifoliaceae) 20 30 Expor o embrião e Nenhum dano. incluindo o endosperma.0 18 longitudinalmente em direção do embrião. superfície do corte. o endosperma. com exceção da área das duas raízes secundárias e ⅓ das extremidades do escutelo. 2. -- BRASIL. Remover as glumas e cortar transversalmente 1. 1. Nenhuma (embrião e endosperma devem estar completamente coloridos).* Observar o endosperma de reserva e extrair o embrião. a superfície cortada e a parte posterior do escutelo. -- ISTA.5. 2. Extrair o embrião com o escutelo. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. incluindo o endosperma. 2008 EP. com exceção colorido no centro da área das duas raízes do escutelo é um secundárias e ⅓ da indicativo de dano extremidade do escutelo. A 30 24-48 25 Observar a superfície externa do embrião. Eliminar ou separar a 0. 1. Remover o pericarpo e embeber adicionalmente por cerca de 3hs. estruturas que ISTA. 30 Corte ou punção no tegumento em local não 20-24 decisivo e EP Cortar transversalmente a ⅓ da extremidade distal para abrir o núcleo seminífero (cavidade embrionária). 2008 endosperma. 1992 Cortar longitudinalmente próximo à secção média da semente. envolvem a semente. Cortar a semente (Arecaceae) seca na base da 18 haste e A 20 1. 2008 Koelreuteria spp. A* 18 Cortar longitudinalmente através do endosperma para expor o embrião e remover o tegumento. (h) (ºC) Juniperus spp. 1. ½ da radícula a partir da extremidade distal. -Extremidade da radícula. ½ dos cotilédones desde a extremidade distal e/ou o -lado oposto da radícula. 2008 envolvem a semente. ¼ da plúmula desde a extremidade distal.0 6-24 extremidade distal da semente. ¼ da plúmula desde a extremidade distal. BRASIL. ⅓ da área distal dos -cotilédones. ½ da radícula a partir da extremidade distal. Cortar longitudinalmente através do tegumento aproximadamente até o centro do cotilédone.0 6-24 30 Cortar longitudinalmente próximo à secção média da semente. ½ se superficial. Expor o embrião e remover o tegumento.0 18 30 18 Nenhum dano incluindo o *Remover as endosperma.5. *Remover as Nenhum dano incluindo o estruturas que ISTA.0 18 30 20 1. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1. para expor o embrião. Cortar longitudinalmente ao lado do embrião.5. 1992 . ½ dos cotilédones desde a extremidade distal e/ou o -lado oposto da radícula. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. para expor o embrião.263 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. BRASIL. Remover o tegumento. 0.0 18 30 Lablab purpureus (= Dolichos lablab) (Fabaceae) 25 2. ISTA. (Cupressaceae) Preparar a semente seca* ou A 20 1. ½ de radícula a partir da extremidade distal. 1985 Lens culinaris (Fabaceae) EP 18-20 2. Remover o tegumento para expor o embrião. ¼ da plúmula desde a extremidade distal. para expor o embrião. MOORE. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 2009 Lathyrus spp. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1992 cotilédones oposto à zona permitida em até ⅓ MOORE. ½ dos cotilédones.5. cortar longitudinalmente através de ¼ do 18 lado distal da extremidade do aquênio e A ⅓ da radícula. ⅓ da radícula.264 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. ⅓ da ponta da radícula.0 3 30 Observar o embrião. ⅓ da parte distal. 1985 . Cortar longitudinalmente próximo à secção média. a partir da extremidade. 1. se difundido. ½ dos cotilédones. hipocótilo-radícula. Cortar longitudinalmente através do tegumento em toda a extensão próximo à parte central. BRASIL. 1. 1985 1. medida a partir da extremidade da mesma. A 18 Incisão longitudinal no tegumento próximo da extremidade 1. Semente dura: punção ou corte no tegumento em área não decisiva.0 6-24 30 Expor o embrião.0 distal. Preparar a semente seca. para expor o embrião. MOORE. Remover o tegumento para expor o embrião. 2. 1. 1.0 6-24 30 20 1. ½ da parte -distal dos cotilédones. ¼ da plúmula desde a extremidade distal. (h) (ºC) EP A 18 6 Lactuca sativa (Asteraceae) 20 Expor o embrião pressionando suavemente o tegumento. desde a extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. ou em toda a extensão dos cotilédones Cortar longitudinalmente através do eixo embrionário. se superficial. Flácido ou Necrosado Bibliografia 20 Cortar longitudinalmente através da metade distal dos cotilédones. ½ dos cotilédones oposta à zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. Semente dura: efetuar uma punção ou corte no tegumento em uma área não decisiva. Cortar longitudinalmente próximo à secção média. (Fabacesae) 20 6-24 30 EP. Semente dura: punção ou corte no tegumento em área não decisiva. ½ de radícula a partir da extremidade distal. 1985 de intersecção ao eixo dos cotilédones. ISTA. 1. Cortar longitudinalmente através do tegumento próximo à secção média oposta à base da semente. 1992 MOORE. ⅓ dos Necrose superficial é BRASIL. 0.0 6-24 30 2. desde a extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. 1992 Leucaena spp. 1985 1. Semente dura: punção ou cortar o BRASIL.5. ½ dos cotilédones. A 18 Incisão longitudinal no tegumento até a 1.5. 1992 3. (Brassicaceae) 25 6-24 30 Expor o embrião. a partir da extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. ½ dos cotilédones.0 6-24 da extremidade distal até o centro da semente. 1992 tegumento em zona MOORE. São toleradas necroses superficiais em metade dos cotilédones oposta à zona de ligação do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones.0 6-24 toda a extensão próximo à parte central. EP. (Fabaceae) 25 EP 18 2.0 ½ da semente.265 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Cortar longitudinal através do tegumento em 0. 1. 0. Redução do deslizamento. Remover o tegumento. BRASIL. ⅓ da radícula. para expor o embrião. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. ⅓ dos cotilédones oposto à zona do eixo radículahipocótilo ou ao longo da borda dos cotilédones. Remover ou separar a 0. MOORE. Cortar longitudinalmente próximo à secção média e remover o envoltório seminal. Semente dura: punção. ½ da radícula. a partir da extremidade distal. 1. A 18 ⅓ da radícula. Lespedeza spp. para expor o embrião. 1. 1992 MOORE. 1985 BRASIL. para expor o embrião. MOORE. MOORE. 1985 não decisiva. 0. ⅓ da radícula. 1992 .5. 1985 não decisiva. 1. (h) (ºC) Lepidium spp. ½ dos cotilédones. 1985 BRASIL. cortar ou lixar o tegumento.0 6-24 30 Expor o embrião. a partir da extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. Cortar longitudinalmente através do tegumento a partir 0. 30 ½ da radícula.0 6-24 extremidade distal da semente. 30 ½ da radícula. a partir da extremidade distal. cortar ou lixar o tegumento. Semente dura: punção ou cortar o BRASIL.5. em zona não decisiva. 1. 1985 BRASIL. em zona não decisiva. 25 2.0 6-24 30 Expor o embrião. 30 Cortar longitudinalmente próximo à secção média e remover o envoltório seminal. Semente dura: punção. Incisão longitudinal do tegumento. (Fabaceae) EP. a partir da extremidade. a partir da extremidade distal. 1.5. ⅓ dos cotilédones oposto à zona do eixo radículahipocótilo ou ao longo da borda dos cotilédones. Semente dura: punção. em zona não decisiva. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Cortar longitudinalmente próximo à secção média e remover o envoltório seminal. cortar ou lixar o tegumento. a partir da extremidade distal e/ou o lado oposto à radícula. 1992 tegumento em zona MOORE. pelo emprego de uma solução de sulfato de alumínio e potássio (AIK2SO4). 2008 Lolium spp. A 18 1. Observar as superfícies cortadas ⅓ da radícula a partir da e remover a lema extremidade. Incisão longitudinal nos cotilédones em 2/3 do seu comprimento a 0. Expor o embrião e remover o tegumento. 1985 alumínio e potássio (AIK2S04). Cortar transversalmente um fragmento 1. Cortar longitudinalmente através do embrião 0. Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. ⅓ dos cotilédones oposta à zona de intersecção ao eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. 1. 2008 Linum usitatissimum (Linaceae) 25 30 Remover o tegumento para expor o embrião. (Poaceae) EP A 16 3 BRASIL. Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem -estar completamente coloridos). Expor o embrião e remover o tegumento. Cortar transversalmente a 1.0 do pericarpo e endosperma no lado oposto da asa.0 18 20 1. pelo uso de uma BRASIL.266 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 2008 Ligustrum spp. 30 Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem -estar completamente coloridos). Flácido ou Necrosado Bibliografia ---REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 4-6 30 A 18 1.0 18 ¼ da extremidade distal 2.0 18 endosperma em ambos os lados. 1992 . EP. 18 30 Liriodendrum spp. 1992 solução de sulfato de MOORE.5 e ¾ do endosperma.) ver Calocedrus -spp. Cortar longitudinalmente pelo endosperma. (%) (h) (ºC) ------Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. (h) (ºC) (Libocedrus spp. Redução do deslizamento. -- ISTA. Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem -estar completamente coloridos). ⅓ da ponta da radícula. (Cupressaceae) 30 Cortar longitudinalmente através do embrião e endosperma.5. 1. Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem -estar completamente coloridos).0 6-24 partir da parte distal. (Oleaceae) 20 30 A 18 ISTA. (Magnoliaceae) 20 2. -- ISTA. 2008 ISTA. para expor o embrião. Cortar longitudinalmente um fragmento do 1. ½ da radícula. desde a extremidade distal. através de corte longitudinal na secção média do eixo e separar as metades da semente.0 6-24 à secção média oposta à base da semente.0 6-24 próximo ao centro dos cotilédones em toda a extensão. *Semente dura: punção ou corte no tegumento. (h) (ºC) Lotus spp. desde a extremidade distal. *Semente dura: punção ou corte no tegumento. 1992 MOORE. 1. desde a extremidade distal.* 18 30 A 18 Remover o tegumento para expor o embrião. através de corte longitudinal na secção média do eixo e separar as metades da semente. 1985 2. 1992 MOORE. Cortar longitudinalmente através do tegumento. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. Cortar longitudinalmente através do tegumento próximo 0. BRASIL. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido.267 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. o tegumento da semente pode ISTA. BRASIL. 1985 . 2008 ser perfurado na área distal dos cotilédones e colocadas para embeber em água por 4hs Lupinus spp. ¼da plúmula a partir da extremidade distal. 2 /3 da radícula. ⅓ da radícula. *Se a viabilidade de sementes duras deve ser determinada. ¼da plúmula a partir da extremidade distal. ½ se superficial.0 intactas. ⅓ da área distal dos cotilédones. 30 ½ da radícula.5. 1. 2 /3 da radícula. (Fabaceae) 20 Deixar as sementes 1.5. 0. desde a extremidade distal. (Fabaceae) 25* EP* 18* 1. Expor os tecidos internos do embrião. 30 Expor os tecidos internos do embrião. Expor o embrião e o endosperma adjacente separando as superfícies cortadas. (h) (ºC) 3-6 30 Expor o embrião e o endosperma adjacente. ou MOORE. O tegumento interno deve também ser retirado. cortado ou rasgado. 1992 metade do núcleo MOORE. Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem estar completamente coloridos). 2. O endosperma deve estar colorido. 1992 prensa. Cortar as sementes longitudinalmente em sua totalidade. Lycopersicon esculentum (Solanaceae) 25 3-6 30 EP. 1985 seminífero (cavidade embrionária).268 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. O embrião deve pelo menos preencher a BRASIL. 3. O embrião deve pelo menos preencher a BRASIL. 1992 metade do núcleo MOORE. 1992 metade do núcleo MOORE. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 0. usando BRASIL. 1985 quebra nozes. O embrião deve pelo menos preencher a BRASIL. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. *Remover ou separar a estrutura que rodeia a semente. 0. Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem estar completamente coloridos).5 a partir do centro até a zona situada entre a radícula e os cotilédones. martelo. separando as superfícies cortadas. A 18 1. Eliminar o extremo basal da semente incluindo o ápice do endosperma. Magnolia spp. começando na secção média da parte que contém os extremos da radícula e dos cotilédones. Cortar lateralmente as sementes em toda a sua profundidade.5 3-6 30 Expor o embrião e o endosperma adjacente separando as superfícies cortadas. (Magnoliaceae) 25* 1. 1985 seminífero (cavidade embrionária). 24-48 30 Separar as superfícies de corte para expor o embrião e o endosperma adjacente O embrião deve estar completamente colorido. .0 A* 18* Cortar longitudinalmente em sua totalidade e quase toda a profundidade. 1985 seminífero (cavidade embrionária). começando no 0.5 centro da parte curvada posterior até os extremos da radícula e dos cotilédones. porém com pequenas necroses que não estejam em contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem estar completamente coloridos). 1. Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem -estar completamente coloridos). 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp.5 membrana.269 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Malva spp. 2008 a embebição ocorrer rapidamente.0 18 30 Expor o embrião. Todas as partes vitais devem estar coloridas Embrião pode se tornar quebradiço se ISTA. Flácido ou Necrosado Bibliografia 1. 2008 a embebição ocorrer rapidamente. Nenhuma. Cortar transversalmente uma lâmina fina 1.0 18 30 Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. Cortar transversalmente ⅓ da extremidade distal. 30 Remover o tegumento. ½ se superficial. ISTA. pelo menos um corte deve abrir o núcleo seminífero (cavidade embrionária). (Berberidaceae) A 18 2. . (h) (ºC) Mahonia spp. Todas as partes vitais devem estar coloridas Embrião pode se tornar quebradiço se ISTA. 2008 Malus spp. no lado oposto da semente. ISTA. ⅓ da área distal dos -cotilédones. Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Remover o tegumento. (Rosaceae) 20 A 18 Extremidade da radícula.0 18 30 Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem -estar completamente coloridos). Cortar longitudinalmente dois fragmentos do endosperma. 20 1. 2008 Malva sylvestris (Malvaceae) 20 4 30 -- A 12 Nenhuma. 1. (Malvaceae) 20 18 A 18 Cortar longitudinalmente através do tegumento e da fina 0. ISTA.0 retirada do lado oposto da semente. abrir e extrair o embrião. Melinis spp. 1.0 6-24 intactas. *Se a viabilidade de sementes duras deve ser determinada. (Fabaceae) 20 Deixar as sementes 1. (Poaceeae) 25 EP. ⅓ da área distal dos cotilédones. o tegumento da semente pode ISTA. o tegumento da semente pode BRASIL. o tegumento da semente pode ISTA. ½ se superficial. ⅓ da radícula. (Fabaceae) A 18 20 Deixar as sementes 1.5.0 próximo ao embrião. ½ se superficial. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 2008 ser perfurado na área distal dos cotilédones e colocadas para embeber em água por 4hs. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. (h) (ºC) Medicago spp. ⅓ da radícula. *Se a viabilidade de sementes duras deve ser determinada. 1992 ser perfurado na área distal dos cotilédones e colocadas para embeber em água por 4hs. 1. ⅓ da área distal dos cotilédones. ⅓ da área distal dos cotilédones. 2008 ser perfurado na área distal dos cotilédones e colocadas para embeber em água por 4hs. ⅓ da radícula.0 intactas. 6-24 30 Remover ou separar da lema. *Se a viabilidade de sementes duras deve ser determinada. -BRASIL. 1992.* 18 30 A 18 Remover o tegumento para expor o embrião. Melilotus spp.0 intactas*. . 18 30 Remover o tegumento para expor o embrião. A 6-18 Cortar ou fazer uma incisão transversal. ⅓ da ponta da radícula. para expor o embrião. ½ se superficial.* 30 Remover o tegumento para expor o embrião. A 22 20 Deixar as sementes 0.270 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. extremidade distal. 1992 MOORE. 1985 (Nasturtium spp. e/ou o no tegumento. (Moraceae) A 18 2. 1985 Morus spp. 1985 Mucuna spp. 25 BRASIL. Cortar longitudinalmente próximo a secção média da metade distal.271 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. e/ou o no tegumento. Cortar longitudinalmente próximo à secção média da semente. lado oposto à radícula. 1992 MOORE. ½ pode-se fazer a dos cotilédones. incluindo 1. 1. separando as superfícies cortadas para expor o embrião e o endosperma adjacente. -(Brassicaceae) -- -- -- . desde a punção ou o corte extremidade distal. (Fabaceae) A 18 2. impermeabilidade. 0. (h) (ºC) 1. ----- BRASIL.0 6-24 30 25 Cortar longitudinalmente próximo da secção média e remover o tegumento para expor o embrião. separando as superfícies cortadas para expor o embrião e o endosperma adjacente. O endosperma deve estar completamente colorido. BRASIL.0 próximo ao centro e entre os limites ventral e dorsal. ---- 0. 1985 1.0 um corte do embrião de pouca espessura. O endosperma deve estar completamente colorido. longitudinalmente extremidade distal. desde a sementes duras. Cortar longitudinalmente através do tegumento. Separar ou remover quase completamente a extremidade distal. ⅓ dos cotilédones desde a -extremidade distal. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Se não for necessário determinar a % de Cortar ½ da radícula. para eliminar a impermeabilidade.0 6-24 30 Se não for necessário determinar a % de ½ da radícula. incluindo um fragmento dos cotilédones. desde a sementes duras.5. ⅓ da radícula a partir da extremidade distaI. 24-48 30 ⅓ da radícula a partir da extremidade distaI. 24-48 30 Cortar longitudinalmente próximo à secção média da semente. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. desde a punção ou o corte média e remover extremidade distal. 1. 1992 MOORE. o tegumento para lado oposto à radícula. BRASIL. ⅓ dos cotilédones desde a -extremidade distal. ½ pode-se fazer a próximo da secção dos cotilédones.5. 1992 MOORE. Remover ou separar um lado ou a parte dorsal da semente. para eliminar a expor o embrião. 1.) ver Rorippa spp. 2008 parte distal dos cotilédones e embebidas em água por 4hs.0 da fruta e do tegumento.272 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. ½ se superficial* Ornithopus spp. A* (Fabaceae) 20 *Semente intacta.0 18 30 18 Remover o tegumento para expor o embrião. *Se a viabilidade de sementes duras deve ser determinada. o tegumento pode ser perfurado na ISTA. ⅓ da radícula. ⅓ da radícula. ⅓ da radícula. abrir e extrair o embrião. embeber as sementes por 15-20min. *Se a viabilidade de sementes duras deve ser determinada. limpar delicadamente com papel de filtro. o tegumento pode ser perfurado na ISTA. 2008 solução a 1% de alunita. 1. A* (Fabaceae) 20 *Semente intacta. ½ se superficial. ⅓ da área distal dos cotilédones. ½ se superficial. 2008 parte distal dos cotilédones e embebidas em água por 4hs. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Onobrychis spp. ⅓ da área distal dos cotilédones. (h) (ºC) Ocimum spp. (Lamiaceae) 20 4 30 A 18 Cortar longitudinalmente ao longo do lado 1. . ⅓ da área distal dos cotilédones.0 18 30 18 Remover o tegumento para expor o embrião. E uma ISTA. Caso uma substância pegajosa venha a ser formada. Remover o tegumento para expor o embrião. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 1. partes distais do escutelo. A 2 18 Cortar longitudinalmente e ligeiramente 0. ¼ das -superfície externa. 2008 Panicum spp.1 através do embrião e do endosperma. Cortar longitudinalmente 25 através do 0. Remover as glumas.0 longitudinal através da metade distal do endosperma. 1992 remover as glumas. *Se necessário remover a lema. 1997 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp.273 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. /3 da radícula. 2.* 2 30 Observar as superfícies cortadas. partes distais do escutelo.5 embrião e ¾ do endosperma. através do embrião e ¾ do endosperma. (Poaceae) 18 30 EP A 20 18 6 1. cortar ou fazer uma incisão 1. superfície de corte extremidades do escutelo As duas metades 2000 da cariopse são mantidas ligadas pela lema e pálea. Flácido ou Necrosado Bibliografia 2-4 35 Observar as superfícies cortadas. ISTA. 2-4 37 O teste pode ser realizado com ou sem descarte de uma Observar a Raiz primária e/ou ⅓ das metade da cariopse. (h) (ºC) EP 16-18 Oryza sativa (Poaceae) 3 2 EP. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 2-4 35-40 Expor o embrião e observar a ⅓ da radícula. cortar ou fazer uma incisão 1. Expor o embrião e observar a ⅓ da radícula.0 transversal próximo ao embrião. DIAS & SHIOGA. 18 30 Observar as superfícies cortadas. Raiz primária e/ou ⅓ das -extremidades do escutelo.1 25-30 inclinado. ISTA.* Cortar longitudinalmente 20 através do 1. EP 18 30 Cortar longitudinalmente 0. Remover as glumas. ¼ das -superfície externa. 2008 .0 embrião e ¾ do endosperma. ISTA. 2008. *Se necessário BRASIL. A /3 da radícula. DIAS & ALVES. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1. Cortar longitudinalmente através da metade distal e separar as partes. 1. 1.274 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Petroselinum crispum (Apiaceae) 25 0. (Poaceae) 25 2 EP A 0. Flácido ou Necrosado Bibliografia 20 1.5. Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem estar completamente coloridos). 1985 BRASIL. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 2. 1. 1985 Pennisetum spp. 1992 MOORE. superfície cortada. 1992 MOORE. 1992 MOORE. Cortar longitudinalmente através da metade distal do endosperma e separar as partes.5. 18 6 /3 da ponta da radícula.0 6-24 30 Expor o embrião. Embriões rudimentares são considerados não viáveis. Embriões rudimentares são considerados não viáveis. 2008 Paspalum spp. ⅓ da radícula. BRASIL.0 18-24 EP. EP (Poaceae) A 16 3 ISTA. -- BRASIL. 1.0 6-24 30 18 6 Expor o embrião.0 6-24 30 Expor o embrião.0 18 30 Observar a ⅓ da radícula. 2 /3 da ponta da radícula -- BRASIL. 1985 2. Remover as glumas e cortar transversalmente próximo ao embrião. EP (Poaceae) A 25 0. 1. 1985 0.5. . 30 Expor o embrião. Cortar longitudinalmente através do embrião e ¾ do endosperma Cortar longitudinalmente através da metade distal do endosperma e separar as partes. (h) (ºC) Pascopyrum spp. --ISTA. Cortar longitudinalmente ao lado do embrião deixando-o intacto. 1. A 18 Nenhuma (todo o embrião e endosperma devem estar completamente coloridos).0 18 30 Observar a superfície externa do embrião.5. 1992 MOORE. 2008 Phaseolus spp. (Poaceae) 1. para evitar possíveis danos causados por embebição. a mesma estiver excessivamente desidratada. 2. 2. gerbox com tela eixo hipocótilo-radícula 1999 modificada sobre ou ao longo da borda uma lâmina d’água dos cotilédones. oposta semente em caixa à zona de intersecção ao BHERING et al.0 18 30 18 6 Expor o embrião ⅓ da ponta da radícula. (Fabaceae) 25 Semente intacta. 0. .275 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Flácido ou Necrosado Bibliografia BRASIL.5. escutelo.1 EP* 18-24 40 Cortar longitudinalmente através do eixo embrionário e remover o tegumento. -- ISTA.0 6-24 2 Pré-umedecimento Preparo para Avaliação Observação Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. A 0. ¼ da por 16-24hs a plúmula medida a partir 20-25ºC. escutelo. 1. e observar a ¼ da parte distal do superfície cortada. 2008 1. Remover glumas e cortar transversalmente próximo do embrião. Necroses superficiais são permitidas em até metade dos cotilédones. 1992 Phalaris spp.075.0 6-24 2 6-18 30 /3 da ponta da radícula Remover a lema para expor o embrião -- 25 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES BRASIL. Cortar longitudinalmente através do embrião e ¾ do endosperma. 2-4 0. (%) (h) (ºC) 0. Cortar ou fazer uma incisão transversal próxima ao embrião. condicionamento da ⅓ dos cotilédones.. 1992 EP. e observar a ¼ da parte distal do superfície cortada.0 18 30 EP A 20 1. Expor o embrião ⅓ da ponta da radícula. 1.5. -- ISTA. Cortar longitudinalmente através da metade distal e separar as partes para expor o embrião. (h) (ºC) 30 /3 da ponta da radícula -Expor o embrião por corte Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. quando da extremidade. *Recomenda-se realizar o pré⅓ da ponta da radícula. 1. 0 18 30 Nenhuma. Pinus spp.276 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 2008 Nenhuma. pequenas necroses superficiais Extrair o embrião na parte externa do e o endosperma do endosperma. remover o tegumento. que não tegumento.0 endosperma para abrir a cavidade do embrião Cortar longitudinalmente através do endosperma para expor o embrião. *Exemplo: Pinus cembra. incluindo o endosperma. 2008 . Pinus coulteri. que não esteja conectado com a cavidade do embrião. Perfurar próximo 1. -Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Cortar transversalmente ⅓ da extremidade distal do endosperma para abrir o núcleo seminífero (cavidade embrionária) 1. Cortar longitudinalmente e lateralmente ao embrião. ISTA.Pinus koraiensis. Remover a lema para expor o embrião. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. ISTA.0 ao embrião. incluindo o endosperma. pequenas necroses superficiais Extrair o embrião na parte externa do e o endosperma do endosperma. Embriões menores do que ⅓ do núcleo seminífero (cavidade embrionária) são não-viáveis. esteja conectado com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). 1. Embriões menores do que ⅓ do núcleo seminífero (cavidade embrionária) são não-viáveis. pequenas necroses superficiais na parte externa do endosperma. *Exemplo: Pinus nigra. Embriões menores do que ⅓ da cavidade do embrião são não-viáveis. (h) (ºC) Phleum spp. Pinus mugo. esteja conectado com o núcleo seminífero (cavidade embrionária).0 18 30 1. (%) (h) (ºC) 18 18 30 ⅓ da radícula. incluindo o endosperma. 2008 Pinus spp. (Poaceae) EP A 16 2 Remover a lema para expor o embrião.* – espécies com Quebrar a envoltório duro e semente seca ou 18 de difícil remoção A (Pinaceae) 20 18 30 Cortar transversalmente ⅓ da extremidade distal do 1. Flácido ou Necrosado Bibliografia 20 2. que não tegumento. Incisão 1.0 1. Nenhuma. -30 ⅓ da radícula. 2008 ISTA.* – espécies com Preparar a envoltório fino e semente seca ou 18 de fácil remoção A (Pinaceae) 20 2. ISTA. ISTA. Incisão longitudinal do tegumento 0. próximo à secção média. 1992 MOORE. Remover a lema para expor o embrião. ⅓ da ponta da radícula. 1. 1992 MOORE.A 18-24 Cortar longitudinalmente através do eixo embrionário e remover o tegumento da semente. BRASIL. ⅓ da ponta da radícula. Remover a lema para expor o embrião.0 do embrião.0 6-24 30 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. (Platanaceae) 25 18-24 30 A 18 2. 2. Extremidade distal da radícula. (Poaceae) 20 EP 16 Cortar longitudinalmente através de quase a metade da semente para expor o embrião.0 18-24 30 Cortar longitudinalmente através de quase a metade da semente para expor o embrião. 2008 ISTA.5. 1. Flácido ou Necrosado Bibliografia 1. 2008 Poa spp. ou -sobre os lados. até ⅓ da superfície total. Remover ou separar a 1. ⅓ da parte distal dos cotilédones. 3. ¼ da plúmula medida desde a extremidade.0 extremidade distal da semente.0 6-24 30 Cortar longitudinalmente através do eixo embrionário e remover o tegumento da semente. 1985 . 2. ISTA. ½ dos cotilédones oposto à zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula -ou ao longo da borda dos cotilédones. Incisão. (h) (ºC) Pisum spp. Extremidade distal da radícula. Cortar longitudinaldiagonalmente. . 1992 MOORE. 1985 . 1. (Fabaceae) 20 EP. até ⅓ da superfície total. BRASIL. ⅓ da parte distal dos cotilédones. Semente intacta 0. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. até ⅓ da superfície total. ou -sobre os lados. 1992 MOORE.277 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 1. ⅓ da parte distal dos cotilédones. 1992 MOORE. 1985 . 1985 . ½ dos cotilédones oposto à zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula -ou ao longo da borda dos cotilédones. Platanus spp. ou -sobre os lados. 1985 .0 evitando-se atingir o eixo embrionário. 18 18 30 30 ⅓ da radícula ⅓ da radícula --- BRASIL. ¼ da plúmula medida desde a extremidade. 1. BRASIL.0 18-24 30 Extremidade distal da radícula. Perfurar próximo 1. BRASIL. 1.5. Cortar longitudinalmente através de quase a metade da semente para expor o embrião. Cortar longitudinalmente através do tegumento. 1. (Pinaceae) A 20 2. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp.0 18 30 Prunus spp.0 18 30 Observar a superfície externa do embrião.0 18 30 Preparo da Pseudotsuga spp. ⅓ da radícula. 2008 Nenhum dano. 2008 1. 18 *Espécies com sementes grandes necessitam de um Separar período de coloração cuidadosamente os Extremidade da radícula. -ISTA. maior (24hs). ISTA. 2008 cotilédones ⅓ da área distal dos **Abrir os cotilédones. Prunus domestica. Cortar transversalmente ⅓ da parte distal do endosperma para abrir o núcleo seminífero (cavidade embrionária). (h) (ºC) Quebrar o caroço (endocarpo) e A 20 Remover o tegumento** 1.0 ao lado do embrião. 2. ISTA. A (Poaceae) 20 1. exceto pequenas necroses -superficiais na parte distal terminal do endosperma. Remover as glumas e cortar transversalmente próximo ao embrião. cotilédones cuidadosamente em: Prunus persica. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Cortar longitudinalmente 1. superfície cortada. 2008 Pseudoroegneria EP spp. 12 30 18 1. 1. ISTA.* (Rosaceae) Trocar a água. se superficial. exceto pequenas necroses -superficiais na parte distal terminal do endosperma. 2008 . remover o tegumento da semente Expor o embrião e remover o tegumento da semente Nenhum dano.0 2 30 16 3 Observar a ⅓ da radícula. se necessário (se cheirar à amêndoa amarga). semente seca. -- ISTA. Cortar longitudinalmente o embrião e ¾ do endosperma 1. Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião.278 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 2008 Pyrus spp. *Se for necessário determinar a viabilidade das sementes duras. 1992 uma punção no tegumento.0 6-24 próximo ao centro do cotilédone e em toda a extensão. ⅓ da ponta da radícula medida a partir da extremidade. (Fabaceae) 25 A* 18 2. 30 Remover o tegumento para expor o embrião. Semente intacta 0.279 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. -ISTA. ⅓ da área distal dos cotilédones.5. 0. no lado oposto à zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones.0 6-24 30 Remover o tegumento para expor o embrião. Incisão longitudinal através do tegumento. pode ser feita por BRASIL. 1. (h) (ºC) 1. 1992 uma punção no tegumento. ⅓ dos cotilédones. no lado oposto à zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. ⅓ dos cotilédones. *Se for necessário determinar a viabilidade das sementes duras. durante o pré-umedecimento. Extremidade da radícula.5. ⅓ da ponta da radícula medida a partir da extremidade. Pueraria spp. ½ se superficial . durante o pré-umedecimento. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido.0 18 30 A 18 Observar o embrião. 1. (Rosaceae) 20 Remover o tegumento 1. pode ser feita por BRASIL. BRASIL. Necroses superficiais isoladas nos cotilédones. Cortar longitudinalmente através do tegumento. Remover as estruturas que envolvem o embrião. 1. Semente intacta. 1. Necroses superficiais isoladas nos cotilédones. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. (h) (ºC) 1. exceto na união com o eixo embrionário. ⅓ da parte distal da radícula. ⅓ da parte distal da radícula. ⅓ da parte distal da radícula.0 16-24 30 EP. (Brassicaceae) 20 2. Necroses superficiais isoladas nos cotilédones. -- BRASIL. A 18 Expor o embrião cortando longitudinalmente a partir da extremidade distal até o centro da semente. exceto na união com o eixo embrionário. 1992 3.0 16-24 30 -- Expor o embrião cortando longitudinalmente a partir da extremidade distal até o centro da semente.280 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp.0 16-24 30 Expor o embrião cortando longitudinalmente a partir da extremidade distal até o centro da semente. 1992 Raphanus spp. 1. -- BRASIL. exceto na união com o eixo embrionário. 1992 . Cortar ou fazer uma punção em área não decisiva. Cortar longitudinal e diagonalmente. que não estejam em contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). 1992 . BRASIL. incluindo um fragmento do endosperma. Endosperma colorido. 1992 3. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Embrião completamente colorido. (Euphorbiaceae) 25 6-24 30 EP 18 2. 1. Cortar longitudinal e lateralmente através 1.0 6-24 30 Expor o embrião e o endosperma cortando longitudinalmente a partir da extremidade distal até o centro da semente. Endosperma colorido. 1. sendo permitidas pequenas necroses na -superfície. 6-24 30 Expor o embrião e o endosperma cortando longitudinalmente a partir da extremidade distal até o centro da semente. 1992 Ricinus spp. Embrião completamente colorido. Remover ou separar a extremidade distal da semente. Expor o embrião e o endosperma cortando longitudinalmente a partir da extremidade distal até o centro da semente.0 evitando-se atingir o eixo embrionário. que não estejam em contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). que não estejam em contato com o núcleo seminífero (cavidade embrionária). Embrião completamente colorido. Endosperma colorido.281 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. BRASIL. BRASIL. (h) (ºC) 1. sendo permitidas pequenas necroses na -superfície. sendo permitidas pequenas necroses na -superfície. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp.0 do tegumento e do endosperma. da extremidade Robinia spp. 16-24 30 distal até o centro da semente. Cortar longitudinalmente através do tegumento. da extremidade *Antes do préumedecimento. 1. ½ 2. distal até o centro da semente. fazer punção ou cortar o tegumento. a partir 1.0 extremidade distal da semente. 16-24 30 25 1. 1992 em região não decisiva da semente. para diminuir impermeabilidade. desde a longitudinal a partir extremidade distal. ½ da radícula desde sua extremidade distal. BRASIL. Expor o embrião pelo corte dos cotilédones. fazer punção ou cortar o tegumento. desde a longitudinal a partir extremidade distal. Expor o embrião pela remoção do tegumento.282 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. para diminuir impermeabilidade. Expor o embrião pelo corte dos cotilédones. 1992 em região não decisiva da semente. . (h) (ºC) 1.0 da extremidade distal até o centro da semente. e/ou o lado oposto à radícula. ½ 2. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. (Fabaceae) *Antes do préumedecimento. e/ou o lado oposto à radícula. A* 18 2. Expor o embrião pela remoção do tegumento. ½ da radícula desde sua extremidade distal. Remover ou separar a 1. BRASIL. 16-24 30 EP 18 da semente.5 tegumento em área não decisiva. 1. Cortar ou fazer uma punção no 0. exceto na união com o eixo do da extremidade distal até o centro embrião. São permitidas necroses 2. 18 30 -- BRASIL. 1. *Cortar antes da embebição pode evitar danos de preparo. Expor o embrião pela remoção do ⅓ da radícula.5 16-24 30 da semente. Rosa spp. 1992 Rorippa spp. Semente intacta 0. (h) (ºC) 1.5 16-24 30 1. ½ se superficial. desde a tegumento.) (Brassicaceae) 25 2. cotilédone. ISTA. desde a tegumento. exceto na união com o eixo do da extremidade distal até o centro embrião. 2008 . ⅓ da área distal do Extrair o embrião. exceto na união com o eixo do da extremidade distal até o centro embrião. Expor o embrião pela remoção do ⅓ da radícula. -- BRASIL. desde a tegumento.0 ⅓ da parte distal. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Expor o embrião pelo corte superficiais isoladas nos longitudinal a partir cotilédones. Expor o embrião pela remoção do ⅓ da radícula. Expor o embrião pelo corte superficiais isoladas nos longitudinal a partir cotilédones. Extremidade da radícula. extremidade distal. Expor o embrião pelo corte superficiais isoladas nos longitudinal a partir cotilédones. 1992 3. (Rosaceae) 20 Preparar a semente seca. A* 18 Cortar transversalmente a 1. extremidade distal.283 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. Cortar longitudinalmente através do tegumento. 0. São permitidas necroses 2. São permitidas necroses 2. -- BRASIL. extremidade distal. 1992 da semente. (= Nasturtium spp. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. a uma raiz inicial. a superfície de corte. (h) (ºC) EP A 20 18 6 EP A 20 Excisão do embrião com escutelo. ¼ da parte distal do escutelo. exceto colorido no centro superfície externa uma raiz inicial. * Antes do préumedecimento remover a lema e pálea. o corte através do embrião.0 6-24 30 BRASIL.0 3 30 18 6 BRASIL. 2008 EP A 20 0. *Tecido não Observar a Área da radícula. 1992 Secale cereale (Poaceae) A 4 ISTA. ⅓ das do escutelo indica do embrião e o extremidades do escutelo. 1. dano na secagem. 2 /3 da ponta da radícula. Observar a *Tecido não superfície externa Área da radícula. dano na secagem. dano na secagem. verso do escutelo*. corte e o verso do escutelo* ISTA. ⅓ das do escutelo índica superfície de extremidades do escutelo. exceto colorido no centro e escutelo*. 1. 2008 .0 3 30 *Tecido não Área da raiz exceto colorido no centro uma raiz seminal. exceto colorido no centro do embrião. dano na secagem. Temperatura da água a 7°C é necessária para retardar a germinação.0 6-24 30 18 6 Setaria spp. Remover as glumas ou cortar longitudinalmente o embrião.284 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. ⅓ da do escutelo indica extremidade do escutelo. 2008 A 18 20 Bissecção longitudinal do embrião e ¾ do endosperma. ⅓ das do escutelo índica extremidades do escutelo. ⅓ da radícula medida a partir da extremidade da radícula. 1992 A* 5 30 Observar: o embrião externamente.5 2-3 30 Observar as superfícies de corte* Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1. ISTA. (%) (h) (ºC) 0. 1. Excisão do embrião com escutelo.5. 1. uma raiz inicial. 1992 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. -- BRASIL. (Poaceae) 7 Cortar transversalmente próximo ao embrião.0 16 Cortar longitudinalmente através da secção média da metade distal e separar as partes. Flácido ou Necrosado Bibliografia 20 Bissecção longitudinal do embrião e ¾ do endosperma. *Tecido não Observar o embrião Área da radícula. até os extremos da radícula e dos cotilédones. desde o centro da parte curva posterior.0 3 30 Extremidade da radícula. BRASIL.0 6-24 30 EP. é necessária para retardar a germinação. 18 30 -- -- -- Sorbus spp. 1992 (Sophora spp. A 18 Cortar longitudinalmente através de quase todo o embrião. no centro do embrionário ou ⅓ das extremidades do escutelo indica dano separar as partes escutelo. ⅓ da área distal dos -Extrair o embrião. 1. 1992 A* 18 7 Cortar longitudinalmente ao longo do embrião e ¼ do endosperma. (Poaceae) 20 0. *No pré-umedeci mento a temperatura Observar a ⅓ da radícula a partir da da água a 7°C superfície cortada. 30 BRASIL. para expor o embrião. 2008 EP A 20 0. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. ½ se superficial. (Solanaceae) 20 0. cotilédones. Cortar longitudinalmente Tecido não colorido 2 através do eixo /3 da ponta da radícula. -------- BRASIL. 1. Nenhuma (todo o embrião Cortar e endosperma devem -longitudinalmente estar completamente através do embrião coloridos). (h) (ºC) Solanum spp. por secagem. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp.5.285 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp.0 6-24 30 18 6 Cortar longitudinalmente através da metade distal e separar o endosperma. 1992 Sorghum spp. ISTA. extremidade.5. 1.) ver Styphnolobium spp. para expor o embrião. Bissecção longitudinal Tecido não colorido 2 através do eixo /3 da ponta da radícula.0 3-6 EP A 18 6 Cortar através do embrião e ½ basal do endosperma. no centro do embrionário ou ⅓ das extremidades do escutelo indica dano separar as partes escutelo. (Fabaceae) -20 Cortar transversalmente ⅓ 1. 2008 .5. (Rosaceae) A 18 ISTA. por secagem.0 da área distal. 1. ½ 2.) (Fabaceae) A 20 Cortar transversalmente uma fina fatia da parte distal. ½ da área distal dos -cotilédones. Cortar longitudinalmente através do tegumento próximo 0. ½ 2. 1992 Stylosanthes spp. sementes secas. 24 (= Sophora spp. 30 BRASIL.0 6-24 extremidade da radícula e dos cotilédones. ISTA. A (Chenopodiaceae) 20 30 Expor o embrião. da extremidade distal até o centro da semente. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp.5.286 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 1992 até metade dos cotilédones 1. 1.5. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 1. 1. e/ou o longitudinal a partir lado oposto à radícula.5. Remover ou separar a 0. e/ou o longitudinal a partir lado oposto à radícula. 30 25 1. Expor o embrião pela remoção do tegumento. Extremidade da radícula. 18 Cortar longitudinalmente pelo lado convexo em direção à 0. 1. 30 distal até o centro da semente.0 18 Remover o tegumento. 1992 Styphnolobium Preparar as spp.0 18-24 ao centro do cotilédone em toda a extensão. ⅓ dos cotilédones oposto à zona de intersecção hipocótilo-radícula ou ao longo da borda do cotilédone. da extremidade BRASIL.0 18-24 extremidade distal da semente. Expor o embrião pela remoção do tegumento. ½ da radícula a partir da extremidade distal. Expor o -embrião pelo corte dos cotilédones desde a extremidade distal. EP (Fabaceae) 18 2. 1. ½ da radícula a partir da extremidade distal. Expor o -embrião pelo corte dos cotilédones desde a extremidade distal. 2008 . ⅓ da ponta da radícula. (h) (ºC) Spinacia oleracea EP. Necroses superficiais são permitidas em BRASIL. diversos embriões. A 18 1. Nenhum dano.287 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. até que 1. -- ISTA. (h) (ºC) Taxodium disticum (Taxodiaceae) 20 2. 18 30 Nenhum dano. 1992 A semente contém pequenas fatias colorido). 2008 1. se embrião. através do embrião. BRASIL. Cortar transversalmente ¼ da área distal 1. remover o tegumento da semente Expor o embrião e remover o tegumento da semente Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. -ISTA.0 ao lado do embrião.0 o tegumento e qualquer traço do cotilédone distal seja removido. Flácido ou Necrosado Bibliografia 1. . 2. Nenhum dano. cortar fora a haste da 18 base e A Quebrar o glomérulo e fazer uma incisão no tegumento das Expor o embrião através de cortes Nenhum (todo o embrião sementes antes do longitudinais em deve estar completamente pré-umedecimento.0 18 30 Tilia spp.0 ao lado do embrião. pelo menos um deles deve estar colorido. -- ISTA. A 18 Cortar longitudinalmente através do endosperma e expor o embrião. (Tiliaceae) 20 Remover o pericarpo.0 (incluindo um pedaço do endosperma). 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 2008 24 30 Taxus spp. incluindo o endosperma. A 18 Remover a metade distal da semente e cortar pequenas fatias. 30 Remover o tegumento. superficial. Cortar transversalmente ¼ de ambas as extremidades do núcleo seminífero (cavidade embrionária) aberto.0 18 30 Nenhum dano. Cortar longitudinalmente 1. (Taxaceae) 20 24 30 Expor o embrião e remover o tegumento. 2008 incisão e expor o endosperma. Cortar longitudinalmente 1. exceto Abrir o endosperma pequenas necroses com pequena na parte distal do -ISTA. 2008 Tetragonia tetragonoides (Aizoaceae) 20 24 EP. -Nenhum dano. incluindo o endosperma. Preparar as sementes secas. incluindo o endosperma. ISTA. 1. incluindo o endosperma. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Trifolium spp.288 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. ⅓ dos cotilédones na esta pode ser feita extremidade oposta à por uma punção no BRASIL. 1. ⅓ da área esta pode ser feita ISTA.5.5.0 4-24 30 A* 22 Remover ou fazer uma incisão no tegumento. ½ por uma punção se superficial. durante o ou ao longo da borda dos pré-umedecimento. A 18 20 Semente intacta** 1. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. ** Se houver a necessidade de determinar a viabilidade das sementes duras. na parte distal dos cotilédones. durante o ou ao longo da borda dos pré-umedecimento. ⅓ da radícula. sementes duras. (Fabaceae) 20 0. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. no tegumento. sementes duras. *Se houver necessidade de determinar a viabilidade das ⅓ da ponta da radícula. seguida por embebição em água por 4hs. *Se houver necessidade de determinar a viabilidade das ⅓ da ponta da radícula. Necroses superficiais cotilédones. são permitidas em até ½ dos cotilédones.0 4-24 30 Remover o tegumento para expor o embrião. 1.0 18 30 Remover o tegumento para expor o embrião. Necroses superficiais cotilédones. . (h) (ºC) A* 22 20 Deixar a semente intacta 0. 2008 distal dos cotilédones. Expor o embrião. ⅓ dos cotilédones na esta pode ser feita extremidade oposta à por uma punção no BRASIL. são permitidas em até ½ dos cotilédones. 1992 zona de intersecção ao eixo hipocótilo-radícula tegumento. 1992 zona de intersecção ao eixo hipocótilo-radícula tegumento. 0 3 30 18 6 Remover as glumas. Flácido ou Necrosado Bibliografia 20 18 30 Observar a superfície externa do embrião ⅓ da radícula. exceto colorido no centro do embrião. ⅓ das do escutelo indica e o escutelo. exceto colorido no centro superfície externa uma raiz seminal. o verso do escutelo* ISTA.0 próximo do embrião Bissecção longitudinal ao 0. (Poaceae) EP A 18 2 EP A 20 2-4 30 20 Incisão do embrião 1. cortar transversalmente 1. 1.0 e escutelo 6-24 30 Remover o embrião com o escutelo 1.0 3 30 *Tecido não Área da radícula. ⅓ das do escutelo indica superfície cortada.* extremidades do escutelo.5 longo do embrião e ¾ do endosperma. -Observar as superfícies cortadas. extremidades do escutelo. 2008 . 2008 A 18 20 Cortar longitudinalmente ao longo do embrião e ¾ do endosperma. exceto colorido no centro Observar o embrião uma raiz seminal. dano por secagem. BRASIL. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. Observar a *Tecido não superfície externa Área da radícula. a uma raiz seminal.289 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp.* ISTA. 1992 Triticum spp. dano por secagem. ⅓ das do escutelo indica do embrião e o extremidades do escutelo. (Poaceae) A 4 ISTA. dano por secagem. exceto colorido no centro uma raiz seminal. *Tecido não Área da radícula. ⅓ das do escutelo indica extremidades do escutelo dano por secagem. 2008 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. *Tecido não Observar a Área da radícula. 1992 EP A 20 18 6 BRASIL. verso do escutelo*. (h) (ºC) Trisetum spp. 1992 tegumento. 30 Cortar longitudinalmente através do eixo embrionário. ⅓ dos cotilédones. Necroses superficiais são permitidas em até ½ dos cotilédones. 1. 1.290 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. durante o pré-umedecimento. 1992 tegumento. Necroses superficiais são permitidas em até ½ dos cotilédones.0 16-24 30 Cortar longitudinalmente através do eixo embrionário. (h) (ºC) 1 . 0. ⅓ da ponta da radícula. Se houver necessidade de determinar a viabilidade das sementes duras. Vicia spp.0 16-24 e remover o tegumento. Incisão longitudinal ao longo do tegumento 0. esta pode ser feita por uma punção no BRASIL.5. Sementes intactas.5. . (Fabaceae) 25 A 22 2. oposta à zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. esta pode ser feita por uma punção no BRASIL. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. oposta à zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. ⅓ da ponta da radícula. ⅓ dos cotilédones. Se houver necessidade de determinar a viabilidade das sementes duras. durante o pré-umedecimento. 0 16-24 até a metade da semente e remover o tegumento. 1992 esta pode ser feita por uma punção no tegumento. Viburnum spp.5. ¼ da plúmula a partir da extremidade distal. 2008 . BRASIL.5. 1. necessidade de ½ dos cotilédones oposto determinar a à zona de intersecção do viabilidade das eixo hipocótilo-radícula sementes duras. 18 30 Cortar longitudinalmente através do embrião e endosperma. Flácido ou Necrosado Bibliografia REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. 2008 Viburnum opulus A (Adoxaceae) 20 48 30 20 Cortar transversalmente 2mm em ambos 1. remover o tegumento. 1992 ou ao longo da borda dos esta pode ser feita cotilédones. (Adoxaceae) 20 A 18 Corte planolongitudinal através do endosperma e expor o embrião. 1. BRASIL. durante distal. -- ISTA. começando pela região do embrião Nenhum dano. -ISTA.291 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. 2.0 os lados na extremidade oposta à radícula. Se houver ½ da ponta da radícula. Incisão longitudinal ao longo do tegumento 0. Vigna spp. exceto pequenas necroses no endosperma opostas ao embrião. Cortar o tegumento ao longo de três 1. Se houver necessidade de determinar a viabilidade das sementes duras. expor o embrião. ½ dos cotilédones oposto à zona de intersecção do eixo hipocótilo-radícula ou ao longo da borda dos cotilédones. Semente intacta 0.0 lados (distal e laterais). (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. 30 Cortar longitudinalmente através do eixo embrionário. durante o pré-umedecimento.0 16-24 30 Cortar longitudinalmente através do eixo embrionário. exceto pequenas necroses no endosperma longe do embrião. ¼ da plúmula por uma punção no a partir da extremidade tegumento. o pré-umedecimento. (h) (ºC) 1. Nenhum dano. (Fabaceae) 25 EP. A 22 ½ da ponta da radícula. através do embrião e endosperma 0.0 longo do embrião e ¾ do endosperma.292 Coloração Preparo/ Coloração Solução Tempo Temp. * Tecidos não coloridos no centro Raiz primária. 1. ⅓ das do escutelo são extremidades do escutelo. 1992 Raiz primária.5. Flácido ou Necrosado Bibliografia Bissecção longitudinal. ⅓ das do escutelo são ISTA. 1995 REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pré-umedecimento Gênero/Espécie Família botânica Tipo Tempo Temp. indicativos de danos por secagem.1 2-4 35 Observar a superfície cortada Raiz primária e/ou ⅓ das -extremidades do escutelo. 2 30 Observar as superfícies cortadas* DIAS & BARROS. indicativos de danos por secagem.0 2-6 longo do embrião e ¾ do endosperma. 25-30 mediano. 2008 extremidades do escutelo. . (h) (ºC) EP 16 Zea mays (Poaceae) EP. 25 Bissecção longitudinal ao 0. (%) (h) (ºC) Preparo para Avaliação Observação Avaliação: Área Máxima Permitida de Tecido não Colorido. A 18 A 18 20 * Tecidos não coloridos no centro BRASIL. 30 Observar as superfícies cortadas* Bissecção longitudinal ao 1. Fonte: ISTA. 6. 5. 9. 8 9 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Guias de preparo: As sementes mostram a posição dos diferentes cortes. 2. por exemplo em sementes de Lactuca e outras espécies da família Asteraceae (=Compositae). Corte longitudinal ao longo do lado do embrião (espécies de Apiaceae (=Umbeliferae) e outras espécies com embrião linear). Bissecção longitudinal através do embrião e aproximadamente ¾ do endosperma de sementes de cereais e de outras espécies de Poaceae. 293 . Cortes transversais em ambos os lados para abertura da cavidade do embrião e remoção de frações do endosperma. Corte longitudinal através da parte distal do endosperma de sementes de Poaceae. 4. Perfuração através do endosperma de sementes de Poaceae. Secção longitudinal mostrando a posição do bisturi enquanto faz o corte como na Figura 5. para preparo antes da coloração. 2008. Corte longitudinal ao longo do lado do embrião de sementes de Coníferas. Corte longitudinal através da metade distal dos cotilédones. 1. 8. 1 2 3 4 5 6 7 FIGURA 6.1 ─ Guias de preparo. Corte transversal de sementes de Avena e em outras espécies de Poaceae. 3. 7. C─ Hordeum preparado pelo método de excisão do embrião. de tecido não colorido. 294 Fonte: ISTA. 2008. E─ Triticum e XTriticosecale preparado pelo método de excisão do embrião. XTriticosecale.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Guias de avaliação para cereais: sementes viáveis: As figuras da primeira coluna estão todas completamente coloridas e são viáveis. I II III IV V A B C D E FIGURA 6. flácido ou necrótico: A─ As figuras são representativas para os gêneros Triticum. . As outras mostram a área máxima permitida em sementes viáveis. Secale. B─ Avena preparada por corte transversal. D─ Secale preparado pelo método de excisão do embrião. Hordeum e Avena. preparados por bissecção para avaliação.2 ─ Guias de avaliação para cereais: sementes viáveis. 3 ─ Brachiaria spp.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES FIGURA 6. 295 . : avaliação das sementes com as duas metades da cariopse mantidas ligadas pela lema e pálea.4 ─ Brachiaria spp. 2000.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Viável #" $ Viável #" $ Viável Viável Viável Viável Viável Não viável Não viável Não viável Não viável Não viável Não viável Não viável Não viável FIGURA 6. Fonte: adaptado de Dias & Alves. 296 . França Neto.B. Foto: J. 297 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Pericarpo Aleurona Endosperma Escutelo Coleóptilo Plúmula Nós escutelares Mesocótilo Radícula Coleorriza Escutelo FIGURA 6.5 ─ Zea mays L. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Cotilédones Área de ligação entre os cotilédones e eixo embrionário Ponto de crescimento apical Eixo radículahipocótilo Córtex Cilindro central FIGURA 6.B. 298 . França Neto. Foto: J.6 ─ Gossypium hirsutum L. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Plúmula Córtex Eixo Embrionário Cilindro Central Região Vascular Hipocótilo Radícula Pit Cotilédone FIGURA 6. 299 .) Merrill Foto: J. França Neto.7─ Glycine max (L.B. B. Foto: J. 300 .8 ─ Phaseolus vulgaris L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Eixo embrionário Córtex Cilindro central Plúmula Região Região Vascular Vascular Hipocótilo Radícula Cotilédone FIGURA 6. França Neto. 9 ─ Arachis hypogaea L.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Cotilédone Região Vascular Plúmula Córtex Cilindro Central FIGURA 6. Eixo radículahipocótilo 301 . França Neto.B. Foto: J. Rosa e Sorbus Elaeagnus Euonymus Fagus Fraxinus 302 . Crataegus. Todos os exemplos ilustram sementes viáveis: Acer Carpinus Chamaecyparis thyoides Cornus Corylus Cotoneaster. Posição de um corte entrando no endosperma. Posição de um corte entrando no endosperma. Posição de um corte atravessando todo o tecido.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Guias de preparo e avaliação para sementes de árvores e arbustos Posição de um corte atravessando todo o tecido. 2008. 303 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Juniperus Calocedrus e Libocedrus Ligustrum Liriodendron tulipifera Malus e Pyrus Pinus (envoltório duro) Pinus Prunus Taxodium distichum Taxus Tilia FIGURA 6. Fonte: ISTA.10 ─ Guias de preparo e avaliação para sementes de árvores e arbustos. 1.C. VIEIRA. v.C.M. (no prelo). R.. R.D.8. F. R. 5.).F. Vigor de sementes: conceitos e testes. D.L.D. BHERING.L. n. Brasília. N. Boletim Técnico.html. Bassersdorf.. BARROS. v. PENA. Biochemical test for viability: the topographical tetrazolium test.2.html. Biochemical test for viability: the topographical tetrazolium test.ed.8.F. v. D. Tratamentos para superar a dormência em sementes de arroz (Oryza sativa L. www. da.1 e 2.8. Documentos.C. FRANÇA NETO. DIAS. 11p. p. ALVES. S.. 2009.30. List of stabilized plant names. M. Londrina: ABRATES − Comitê de Vigor. J. Avaliação da viabilidade e do vigor das sementes de feijão-de-vagem (Phaseolus vulgaris L.C. 88).C. KRZYZANOWSKI. Londrina: ABRATES − Comitê de Vigor. 115)..3.R. 1999.2008. ed.L. DIAS.M. Metodologia do teste de tetrazólio em sementes de feijão.B.L.S. E. Circular. 1998. VIEIRA. 16p.10.. FRANÇA NETO.1-6. In: KRZYZANOWSKI. M.B. S.F. P. ISTA working sheets on tetrazolium testing. Bassersdorf. Avaliação da qualidade de sementes de milho. www. DIAS. Londrina: IAPAR. ALVARENGA.. In: KRZYZANOWSKI. A. Londrina: IAPAR. v.. (Eds.. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. p. 1995.. M. JONITZ. M. Londrina: IAPAR.D. 1999. KRAMER.C. F. F.1-8. Bassersdorf: Nomenclature Committee. Londrina: EMBRAPA-CNPSo.52-57. ars-grin. In: Regras para análise de sementes. 144p.2008. 2008. ALVARENGA. 304 . p. DIAS..F.. S. Teste de tetrazólio em sementes de café. J. 1997. p. (EMBRAPA-CNPSo. (IAPAR. W. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION.ars-grin. SILVA..S. 1996.L.P.139-181. 2007. 160p. In: International rules for seed testing. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION.L. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION.2. BRASIL. R. SILVA. O teste de tetrazólio em sementes de soja. In: International rules for seed testing. ISTA – Tetrazolium Committee. Vigor de sementes: conceitos e testes. R. DIAS.C. 2000. VIEIRA. A.).C. Revista Brasileira de Sementes.gov/~sbmljw/ istalisteo. M.B. COSTA. 73p.L. 27p. N.L.. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV..1. Bassersdorf.S. 59). DIAS. 42p. 2003.html.6.19.gov/~sbmljw/ istalistpz. p. Teste de tetrazólio em sementes de Panicum maximum e Brachiaria brizantha. (Boletim Técnico).6.F. 1992.) pelo teste de tetrazólio. LEIST. FRANÇA NETO.. BITTENCOURT.1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BHERING. acessado em jul.R.C. M.. ed.M.S. E. J.2-1-8. Viçosa: Universidade Federal de Viçosa. Disponível em: http:// www. 1998.. cap.).6.J.. 71p. Metodologia do teste de tetrazólio em sementes de amendoim. cap.. Teste de tetrazólio./ago.gov/~sbmljw/istalistad. M. SHIOGA. (Eds.C.. (IAPAR.R.arsgrin. SILVA.C.2009.. M.V.13.D. FRANÇA NETO. Londrina: ABRATES − Comitê de Vigor.. 1985.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES LISAKOWSKI.G. 2002. p. VIEIRA. Handbook on tetrazolium testing.). 1992. Mississippi: Mississippi State University. In: KRZYZANOWSKI. CICERO. 99p.V. Vigor de sementes: conceitos e testes. 74p.M.. E.1.S. (Eds. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Sementes).C. M. 305 . D.P.M. F. Brasília.C. R.. Tetrazolium evaluation of sunflower (Helianthus annuus L.83-88. 44f.G. Metodologia do teste de tetrazólio em sementes de algodão.) seed. MOORE. Revista Brasileira de Sementes. TAMANINI. 1981. p. v.1. 2002. FERREIRA. Universidade Federal de Pelotas. R. Zürich: ISTA.8. 1999.V.R.VON PINHO..S. n.14. Aplicação do teste de tetrazólio em sementes de seringueira. (Dissertação de Mestrado). S. B. Pelotas.1-8.1. J.H..B.C. VIEIRA. WETZEL. Pastejo e época de colheita na qualidade fisiológica de sementes de cevadilha vacariana. R. . DETERMINAÇÃO DO GRAU DE UMIDADE . enquanto asseguram a remoção máxima.1. A capacidade de aquecimento deve ser tal que após o pré-aquecimento à temperatura requerida.6. 7. fundo chato e bordas niveladas e superfície efetiva do recipiente com capacidade para que a amostra de trabalho seja distribuída de modo a não ultrapassar 0. tanto quanto possível. Ela deve ser aquecida eletricamente. Os métodos recomendados foram desenvolvidos para reduzir oxidação. da água. 7.1.1.1. b) ser de fácil limpeza.1.1 OBJETIVO Determinar o grau de umidade das sementes por métodos de estufa. sem o desenvolvimento de calor e.REGRAS PARA ANÁLISE DE 7.4.4. c) permitir que a moagem seja executada de forma rápida e uniforme.5mm de espessura.1 Moinho O moinho utilizado para moagem deve atender os seguintes requisitos: a) ser construído de material não corrosivo e que não absorva água. lados arredondados na base. sem contato com o ambiente externo. a estufa alcance a temperatura indicada em até 30 minutos. d) ser ajustável de forma a obter partículas com as dimensões indicadas em 7.4. ter controle termostático bem isolado e capaz de manter uma temperatura uniforme em toda a câmara e a temperatura especificada ao nível da prateleira. 7. decomposição ou a perda de outras substâncias voláteis. É expresso em porcentagem do peso da amostra original.4.2 Estufa de Temperatura Constante e Acessórios A estufa pode ser do tipo de convecção gravitacional ou de convecção mecânica (ar forçado).2 DEFINIÇÃO O grau de umidade de uma amostra é representado pela perda de peso quando esta é submetida aos métodos descritos neste capítulo.3g/cm2.3 Recipientes Os recipientes devem ser de metal não corrosível ou vidro de aproximadamente 0.3 PRINCÍPIO A água contida nas sementes é extraída em forma de vapor pela aplicação de calor sob condições controladas.1. tanto quanto possível. seguido pela abertura e colocação dos recipientes.1 DETERMINAÇÃO DO GRAU DE UMIDADE POR MÉTODOS DE ESTUFA 7. 7. 308 .1. possuírem tampa bem ajustada para minimizar o ganho ou perda de umidade.4 EQUIPAMENTOS E MATERIAIS Os seguintes equipamentos são necessários dependendo do método utilizado: ─ moinho ajustável ─ estufa de temperatura constante ─ recipientes ─ dessecador ─ balança ─ peneiras ─ ferramenta de corte 7. 7.1. 1. 7. alumina ativada ou peneira molecular 4A.4. pelotas de 1. alumina ativada ou peneiras moleculares tipo 4A. cujas instruções sejam rigorosamente seguidas.4 Dessecador O dessecador deve possuir um prato metálico espesso para promover resfriamento rápido dos recipientes e conter um dessecante apropriado como sílica gel.5 Balança A balança deve ser de pesagem rápida e capaz de pesar com precisão de 0. • iniciar a contagem do tempo de secagem somente depois da temperatura retornar a 105°C. • usar sementes inteiras. 7.001g. • secar os recipientes por 30 minutos em estufa a 105°C ou através de procedimento equivalente e resfriá-los em dessecador. Os seguintes métodos são oficialmente estabelecidos pelas RAS para uso nos laboratórios de análise de sementes do país: • Método de estufa a 105°C • Método de estufa a baixa temperatura 101-105°C • Método de estufa a alta temperatura 130-133°C a) Método de estufa a 105°C (para todas as espécies e com sementes inteiras) • regular a temperatura da estufa a 105±3°C. 309 .7 Ferramenta de Corte Quando o corte é necessário (Quadros 7.6 Peneiras Peneiras de arame.1. • distribuir uniformemente as amostras nos recipientes. juntamente com as respectivas tampas. 7. • utilizar como dessecantes sílica gel. convenientemente identificados. • pesar novamente os recipientes. • quando.5mm.1.00mm e 4. deve-se cobrir o mesmo com tela de material não corrosível.1. • manter as amostras na estufa durante 24 horas. pelotas 1. por exemplo faca. houver risco de algumas sementes serem jogadas fora do recipiente. ou por um procedimento de secagem equivalente. 7.1 e 7. são requeridas com aberturas de 0.5mm. bisturi ou tesoura de poda. pentóxido de fósforo. não corrosivo. sobre as respectivas tampas. 2.1. • retirar as amostras da estufa após o período de secagem. seque os mesmos por 30 minutos a 105°C.REGRAS PARA ANÁLISE DE O recipiente e sua tampa devem ser mantidos limpos e secos e identificados com o mesmo número. agora contendo as amostras de sementes.1.00mm. e resfrie-os em um dessecador. em balança com sensibilidade de 0. Quando necessário. 7.4. há necessidade de se adotar um método. qualquer que seja a espécie.00mm. • pesar o recipiente e sua tampa. pela ação do calor.50mm.5 MÉTODOS Para que os resultados obtidos nos diversos laboratórios possam ser uniformes e comparáveis entre si.4.4. durante a determinação da umidade em certas espécies. • colocar os recipientes na estufa a 105°C.2) qualquer instrumento de corte adequado pode ser utilizado. pentóxido de fósforo. tampar rapidamente os recipientes e colocá-los em dessecador até esfriar e pesar.001g. exceto: • a temperatura da estufa deve ser mantida a 130–133°C (alta temperatura).0±1.g”.5±0. com as devidas especificações. nos métodos de estufa.0 *A pesagem deve ser em gramas. 7.1. a amostra 310 . exceto: • a temperatura da estufa deve ser mantida a 103±2°C.. A seguinte declaração deverá constar no campo “Observações” do Boletim de Análise de Sementes: “A amostra média pesou . A determinação deve ser iniciada o mais rápido possível após o recebimento.1. é de 100g para as espécies que devem ser moídas e de 50g para aquelas que serão usadas inteiras. • o período de permanência das amostras na estufa varia de acordo com a espécie podendo ser de 1hora ± 3minutos.1 O procedimento é o mesmo descrito nos métodos anteriores.6. observando-se que a temperatura da amostra esteja em equilíbrio com a temperatura do ambiente.5 10.2).2.6 PROCEDIMENTO 7.REGRAS PARA ANÁLISE DE b) Método de estufa a baixa temperatura 101-105°C Esse é o método básico de referência para introdução de novas espécies e métodos adotado pelas Regras Internacionais de Análise de Sementes da International Seed Testing Association – ISTA.1.1.1 e 7.3 Amostra de Trabalho A determinação deve ser realizada em duas amostras de trabalho.1 Precauções A amostra média deve ser aceita para a determinação do grau de umidade somente se estiver em um recipiente intacto à prova de umidade do qual o ar tenha sido extraído. 7. É aplicado para as espécies relacionadas. nos Quadros 7. • o período de permanência das amostras na estufa deve ser de 17±1hora. tanto quanto possível.6. dependendo do diâmetro dos recipientes usados: Diâmetro do recipiente (cm) 5-8 ≥8 Peso da amostra de trabalho (g)* 4.. sendo estas retiradas independentemente da amostra média. Para sementes cortadas. a exposição da amostra ao ambiente do laboratório deve ser reduzida ao mínimo e para espécies que não necessitam de moagem não mais do que dois minutos devem separar a remoção da amostra do recipiente em que foi enviada até a colocação da amostra de trabalho no recipiente de secagem. c) Método de estufa a alta temperatura 130-133°C Esse método pode ser usado como uma alternativa. tendo no mínimo o peso suficiente para a realização dos testes solicitados.2 Peso das Amostras O peso mínimo das amostras médias. 2horas ± 6minutos ou 4horas ± 12minutos. Para sementes grandes de espécies florestais e de arbustos que necessitam de corte (Quadro 7.. com o seguinte peso. para as espécies indicadas no Quadro 7. sendo considerado seguro para aquelas que contenham substâncias voláteis. 7. Durante a determinação.6. No caso de sementes pequenas e/ou caras é permitido enviar amostras médias menores. com três casas decimais. O procedimento deste método é o mesmo do anterior. um tamanho diferente de amostra de trabalho pode ser necessário. O material parcialmente seco é. Duas amostras de trabalho. O tempo total do processo de moagem não deve exceder a dois minutos. recombinadas e misturadas com uma colher. Retire no mínimo três porções de diferentes pontos e combine-as para formar a amostra de trabalho do tamanho requerido. 7.1. exposto ao ambiente de laboratório. devem ser cortadas em pequenos pedaços. No caso de sementes de Zea mays.2). estas devem ser espalhadas em uma camada de espessura inferior a 20mm e pré-secadas a 65-75°C. cada uma pesando 25±1. e/ou espécies com alto teor de óleo. A exposição da amostra ao ambiente não deve exceder a quatro minutos.1. por 2-5horas. pelo menos 50% do material moído deve passar através de uma peneira com aberturas de 4.1.2).6. antes de serem retiradas as duas repetições.00mm. como de Fabaceae (Leguminosae).1 e 7. 311 .1. Ver 7.4 Moagem Sementes grandes e sementes com tegumento que impedem a perda de água devem ser moídas antes da secagem a menos que seu alto conteúdo de óleo torne difícil esta operação (particularmente em sementes como do gênero Linum com óleo de alto índice de iodo) ou sujeitas a ganhar peso por meio da oxidação do material moído. As sementes com moagem obrigatória encontram-se nos Quadros 7.1). por duas horas. então. b) colocar a abertura do recipiente original contra a abertura de um recipiente similar e despejar a semente de um para o outro.1. Moer. Para aquelas espécies que requerem uma moagem fina (Quadro 7. 7. Moer uma pequena quantidade da amostra.1. As amostras devem ser rapidamente cortadas. Antes da retirada das amostras de trabalho.REGRAS PARA ANÁLISE DE de trabalho deve ter tamanho suficiente para a retirada de duas repetições. com grau de umidade superior a 25.1 e 7.50mm e não mais do que 10% deverá permanecer na peneira com aberturas de 1. Quando usar o moinho. Após a pré-secagem as amostras devem ser novamente pesadas em seus recipientes para determinar a perda em peso e imediatamente após são moídas separadamente e o grau de umidade é determinado como o prescrito em 7. dependendo do grau de umidade inicial. pelo menos 50% do material moído deverá passar através de peneiras de arame com aberturas de 0. então. O corte deve ser realizado em duas amostras.0%. são então secadas a 130°C por 5-10 minutos. a semente não pode ser exposta ao ar por mais de 30 segundos. Para aquelas espécies que requerem moagem grossa (Quadros 7.5. 7.1. cada uma de peso aproximado ao de cinco sementes intactas. retiradas da amostra média.6. a pré-secagem é obrigatória. as quais devem ser colocadas em recipientes previamente pesados. conferir as dimensões e rejeitar essa porção. a amostra média deve ser bem misturada por um dos seguintes métodos: a) misturar a amostra em seu recipiente com uma colher.00mm. uma quantidade da amostra um pouco maior do que aquela necessária para o teste.6. Se a moagem não for possível.0g.6. o corte é permitido. e não mais do que 55% deve passar através de uma peneira com aberturas de 2.00mm. A pré-secagem não é obrigatória para as sementes em que o corte é indicado (Quadro 7.0mm. são colocadas em recipientes previamente pesados. O moinho deve ser ajustado de forma que o tamanho das partículas desejado seja obtido.7. dependendo do grau de umidade das sementes. em seus recipientes. As duas amostras. assegure-se que não haverá a contaminação de uma amostra para outra.6 Pré-secagem Nas espécies em que a moagem é necessária e o grau de umidade das sementes for maior do que o indicado no Quadro 7. A moagem deve ser realizada de forma a obter partículas com as dimensões requeridas. onde cada uma tenha peso aproximado de cinco sementes intactas. menores do que 7.2. para reduzi-lo abaixo daquele exigido no Quadro 7. Durante a redução da amostra.5 Corte Sementes grandes de espécies florestais (peso de mil sementes > 200g) e sementes com tegumento muito duro. Essa observação deverá constar no Boletim de Análise de Sementes.REGRAS PARA ANÁLISE DE Para outras espécies de cereais com grau de umidade acima de 30.05 deve ser desprezada. 312 . o grau de umidade é calculado usando-se os resultados obtidos na pré-secagem e no segundo teste. Após a pré-secagem a amostra deve ser novamente pesada para determinar a perda em peso. Se as repetições desta segunda determinação.8 TOLERÂNCIAS A diferença entre os resultados das duas repetições não deve exceder de 0. estiverem fora da tolerância. t = tara.--------------100 Onde: U1 = o percentual de umidade obtido na pré-secagem. Toda fração inferior a 0. os resultados podem não refletir o grau de umidade do lote de sementes. novamente coletadas para esse fim.5%. com três casas decimais. O resultado dessa determinação deve ser informado no campo destinado a “Outras Determinações” do Boletim de Análise de Sementes em porcentagem e com uma casa decimal. Cada laboratório pode desenvolver seu próprio procedimento de pré-secagem. deve ser feita depois de calculada a média das repetições. descarte estes resultados. pela fórmula: U1 x U2 U = U1 + U2 . também. Se estiver. U1 e U2 são calculados utilizando a fórmula para a determinação do grau de umidade. a partir desta orientação. p = peso final. a determinação deve ser repetida com outras duas amostras de trabalho. aplicando-se a seguinte fórmula: 100 (P–p) % de Umidade (U) = ----------------P–t Onde: P = peso inicial. Se as repetições de ambas as determinações e a média dos resultados destas determinações estiverem fora da tolerância. informe o resultado médio. A aproximação do resultado.0%. 7. peso do recipiente com sua tampa. quando necessária.1. Se essa diferença for maior. Quando for realizada a pré-secagem. A pesagem deve ser em gramas. as amostras devem ser présecadas durante o período de uma noite em lugar morno (como a parte superior externa da estufa) até obter umidade inferior a 17. peso do recipiente e sua tampa mais o peso da semente úmida. U2 = o percentual de umidade obtido na segunda determinação.5%.7 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DE RESULTADOS A porcentagem de umidade deve ser calculada na base do peso úmido.1. peso do recipiente e sua tampa mais o peso da semente seca. verifique se a média dos resultados dos dois testes está dentro da tolerância de 0. os procedimentos de laboratório e reinicie a determinação. 7. Se forem observadas sementes germinadas e/ou mofadas na amostra média.0%. verifique os equipamentos. O resultado final é obtido através da média aritmética das porcentagens de cada uma das repetições retiradas da amostra de trabalho. 5%. Esta Tabela fornece as diferenças máximas toleradas entre os resultados de duas repetições. Seed Science and Technology.T.4 12 a 25 0.12.3-2. Tamanho da semente Sementes pequenas* Sementes grandes** Média do grau de umidade (%) <12 0. Tolerance limits in measurement of tree moisture. 7.9 QUADROS COM METODOLOGIAS PARA DETERMINAR O GRAU DE UMIDADE DAS SEMENTES QUADRO 7.5 * Sementes pequenas são aquelas com um tamanho tal que o peso de mil sementes é menor do que 200g. v.789-794. O Método de Estufa a Alta Temperatura pode ser usado como uma alternativa para as espécies em que há indicação. A Tabela é usada de acordo com a média inicial do grau de umidade da amostra e a diferença tolerada para cada tamanho da semente encontra-se na Tabela 7. Asparagus officinalis Moagem/Corte Não Não Não Não Não Não Não Corte Não Não Requer Pré-secagem para 17.1 − Metodologia para determinação do grau de umidade em sementes de grandes culturas e olerícolas.0% de umidade ou menos - 313 .1.3 0. Espécies em que o Método de Estufa a Alta Temperatura pode ser usado Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Tempo para o Método de Estufa a Alta Temperatura (horas) 1 1 1 1 1 1 1 1 Grandes culturas e olerícolas Agrostis spp. Apium graveolens Arachis hypogaea Arrhenatherum spp. TABELA 7.REGRAS PARA ANÁLISE DE Para as sementes que necessitam de corte. F.8 >25 0. Alopecurus pratensis Anethum graveolens Anthoxanthum odoratum Anthriscus spp. Fonte: BONNER. onde a variação normalmente excede a tolerância de 0.5 2. Allium spp.5 0.1984. Zürich. a amplitude de 0.5% é permitida e relacionada ao tamanho da semente e ao grau de umidade inicial (Tabela 7.1 − Níveis de tolerância para diferenças entre as repetições na determinação do grau de umidade em sementes de arbustos e árvores (nível de significância não definido).1.1). ** Sementes grandes são aquelas com um tamanho tal que o peso de mil sementes é maior do que 200g. O Método de Estufa a Baixa Temperatura pode ser usado para todas as espécies indicadas no Quadro. p. 0% de umidade ou menos - Avena spp.0% de umidade ou menos para 17. Bromus spp. Elytrigia spp. Galega orientalis Glycine max Textura Grossa Não Não Não Não Não Não Não Não Não Não Textura Grossa Não Textura Grossa Não Não Não Não Não Não Não Não Não Textura Fina Não Não Textura Grossa Gossypium spp. Carum carvi Cenchrus spp. Citrullus lanatus Cucumis spp. Beta vulgaris Brachiaria spp. Curcubita spp. Fagopyrum esculentum Festuca spp.0% de umidade ou menos para 17. Brassica spp.0% de umidade ou menos para 17.0% de umidade ou menos para 17. Helianthus annuus Holcus lanatus Textura Fina Não Não Sim 1 314 .0% de umidade ou menos para 17. Chloris gayana Cicer arietinum Cichorium spp. Cuminum cyminum Cynodon dactylon Cynosurus cristatus Dactylis glomerata Daucus carota Deschampsia spp. Camelina sativa Cannabis sativa Capsicum spp.REGRAS PARA ANÁLISE DE Grandes culturas e olerícolas Moagem/Corte Espécies em que o Método de Estufa a Alta Temperatura pode ser usado Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim - Tempo para o Método de Estufa a Alta Temperatura (horas) 2 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 2 1 1 - Requer Pré-secagem para 17. Raphanus sativus Textura Fina Não Textura Grossa Não Não Não Não Textura Grossa Não Textura Grossa Não Não Não Não Não Textura Fina Não Não Não Não Não Não Não Textura Grossa Não Textura Grossa Não Não 315 .0% de umidade ou menos para 17. Phleum spp. Pisum sativum Poa spp.0% de umidade ou menos para 17.0% de umidade ou menos para 17. Phaseolus spp. Lepidium sativum Linum usitatissimum Lolium spp.0% de umidade ou menos para 17.0% de umidade ou menos - Hordeum vulgare Lactuca sativa Lathyrus spp. Pastinaca sativa Petroselinum crispum Phacelia tanacetifolia Phalaris spp. Lupinus spp.0% de umidade ou menos para 17. Lycopersicon esculentum Macroptilium atropurpureum Medicago spp. Melilotus spp.REGRAS PARA ANÁLISE DE Grandes culturas e olerícolas Moagem/Corte Espécies em que o Método de Estufa a Alta Temperatura pode ser usado Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim - Tempo para o Método de Estufa a Alta Temperatura (horas) 2 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 2 2 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 - Requer Pré-secagem para 17.0% de umidade ou menos para 17. Lotus spp. Papaver somniferum Paspalum spp. Nicotiana tabacum Onobrychis viciifolia Ornithopus sativus Oryza sativa Panicum spp. Abies spp.0% de umidade ou menos para 17.0% de umidade ou menos para 17. Acacia spp. Trisetum flavescens Triticum spp.2 − Metodologia para determinação do grau de umidade em sementes de espécies florestais e arbustos. Aesculus hippocastanum Moagem/Corte Não Corte Moagem Moagem Corte Observações Alto conteúdo de óleo Devido à heterogeneidade 316 . Espécies florestais e arbustos Abies spp. Vigna spp.0% de umidade ou menos para 17. Sinapis spp. Triticosecale Valerianella locusta Vicia spp. Solanum melongena Sorghum spp. Acer spp.0% de umidade ou menos para 17.0% de umidade ou menos para 17.0% de umidade ou menos para 17.0% de umidade ou menos para 17.REGRAS PARA ANÁLISE DE Grandes culturas e olerícolas Moagem/Corte Espécies em que o Método de Estufa a Alta Temperatura pode ser usado Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Sim Tempo para o Método de Estufa a Alta Temperatura (horas) 1 2 1 2 1 1 1 2 2 1 1 1 4 Requer Pré-secagem para 17. Spinacia oleracea Trifolium spp. O Método de Estufa a Baixa Temperatura deve ser usado para todas as espécies deste Quadro.0% de umidade ou menos Ricinus communis Scorzonera hispanica Secale cereale Sesamum indicum Setaria spp. Zea mays Corte Não Textura Fina Não Não Não Não Textura Fina Não Não Não Textura Fina Textura Fina Nenhum Textura Grossa Textura Grossa Textura Fina QUADRO 7. Crataegus monogyna Cryptomeria japonica Cupressus spp. Chamaecyparis spp. Quercus spp.REGRAS PARA ANÁLISE DE Espécies florestais e arbustos Ailanthus altissima Alnus spp. Cydonia oblonga Cytisus scoparius Elaeagnus angustifolia Eucalyptus spp. Cedrus spp. Prunus spp. Ginkgo biloba Gleditsia triacanthos Ilex aquifolium Juniperus spp. Koelreuteria paniculata Laburnum spp. Cornus spp. (PMS > 200g) Platanus spp. (PMS > 200g) Corylus avellana Cotoneaster spp. Larix spp. (exceto M. Pseudotsuga menziesii Pyrus spp. Larix Xeurolepis Ligustrum vulgare Liquidambar styraciflua Liriodendron tulipifera Mahonia aquifolium Malus spp. (PMS ≤ 200g) Cornus spp. Calocedrus decurrens Caragana arborescens Carpinus betulus Castanea sativa Catalpa spp. Euonymus europaeus Fagus sylvatica Fraxinus spp. Cedrela spp. Populus spp. Nothofagus spp. (PMS ≤ 200g) Pinus spp. Pinus spp. Amorpha fruticosa Betula spp. sylvestris) Malus sylvestris Malva sylvestris Morus spp. Moagem/Corte Moagem Não Moagem Não Moagem Moagem Moagem Corte Moagem Não Corte Não Moagem Moagem Corte Não Moagem Não Não Não Moagem Moagem Não Moagem Corte Moagem Corte Moagem Moagem Moagem Moagem Moagem Não Não Moagem Não Moagem Não Não Moagem Não Não Não Não Não Corte Não Não Moagem Não Não Corte Observações Alto conteúdo de óleo Tegumento duro 317 . Picea spp. 7. desde que sejam atendidas as metodologias de calibração dos equipamentos e de execução da determinação do grau de umidade.2 Princípio Os métodos descritos são indicados para comparação entre os resultados obtidos pelos equipamentos e pelo método de estufa. Spartium junceum Syringa spp.2 DETERMINAÇÃO DO GRAU DE UMIDADE POR MÉTODOS EXPEDITOS 7.1 Objetivo Calibrar os equipamentos e verificar a eficiência destes na determinação do grau de umidade das sementes. (PMS ≤ 200g) Tilia spp. As exigências referentes ao intervalo da escala (veja item c) devem ser atendidas e as diferenças máximas permitidas (Tabela 7. uma Tabela de conversão deverá estar disponível para cada espécie testada. A calibração deve ser repetida pelo menos uma vez por ano.1. 318 .2. Sequoia sempervirens Sequoiadendron giganteum Sophora japonica Sorbus spp. obtidos na tabela de conversão.2) devem ser aplicadas aos resultados de umidade em porcentagem.1 CALIBRAÇÃO DE EQUIPAMENTOS 7. (PMS > 200g) Tsuga spp. Taxodium distichum Taxus spp. É necessário calibrar o equipamento para cada espécie a ser analisada. e não à leitura direta da escala do determinador de umidade. o nome da espécie deverá ser indicado claramente no aparelho. Salix spp. Tilia spp.2. Tectona grandis Thuja spp.2.REGRAS PARA ANÁLISE DE Espécies florestais e arbustos Robinia pseudoacacia Rosa spp.3 Equipamentos e Materiais Os seguintes equipamentos são necessários: • Determinador de Umidade a) Quando o determinador indicar diretamente o grau de umidade. 7. c) O intervalo da escala deve ser tal que o grau de umidade possa ser lido pelo menos com uma casa decimal. d) A estrutura do determinador de umidade deve ser robusta e construída de maneira que os principais componentes do equipamento sejam protegidos da poeira e umidade. Todos os equipamentos podem ser usados. Viburnum opulus Zelkova serrata Moagem/Corte Moagem Não Não Não Não Moagem Não Moagem Não Corte Moagem Corte Não Não Moagem Não Não Moagem Não Observações 7.1. b) Quando o determinador de umidade não indicar diretamente o grau de umidade.1.2. Ulmus spp. As amostras de cada cultivar deverão ter umidades compatíveis com a amplitude permitida pelo equipamento.REGRAS PARA ANÁLISE DE • Recipientes herméticos.1. temperatura e impurezas. 7. que podem interferir na determinação. As amostras selecionadas devem ser livres de fungos. devem ser limpas manualmente com peneiras ou separadores mecânicos. a exposição da amostra ao ambiente de laboratório deverá ser reduzida ao mínimo possível.2. • Materiais necessários para determinação do grau de umidade pelo método de estufa.2.1. uma subamostra da amostra média deve ser moída.2.1 Precauções A calibração dos equipamentos pode ser afetada por muitas variáveis. 7.4. Cada amostra de trabalho deve ser retirada de maneira a não ficar exposta ao ambiente mais do que 30 segundos. umidade.5 Pesagem A pesagem quando necessária deve ser de acordo com 2. fermentação e sementes em início de germinação.4.1. • Moinho. A textura da moagem deverá estar de acordo com a especificada no manual.1.2.1.1 do Capítulo de Pureza).e (Quadro 2.1.6. usando um dos seguintes métodos: a) misturar a amostra no próprio recipiente com uma colher. • Peneiras apropriadas para a espécie. a calibração por cultivar. b) colocar a abertura do recipiente original contra a abertura de um recipiente similar e despejar as sementes de um para o outro. para cada equipamento a ser calibrado. 319 . Se a amplitude total não for possível em amostras naturais. Se o recipiente estiver excessivamente cheio a amostra não poderá ser bem misturada. quando o manual de operações do determinador de umidade eletrônico especificar moagem. e isso pode resultar em alteração no grau de umidade da amostra no período anterior ao teste. • Balança apropriada para o equipamento utilizado. Durante a determinação.1.2 Amostra de Calibração Cinco amostras de no mínimo duas cultivares de cada espécie deverão ser obtidas. 7.2.4. Se não houver especificação ela deverá estar de acordo com 7.5.2.4 Amostras de trabalho obtidas da amostra de calibração As amostras de trabalho devem ser obtidas após bem misturadas. amostras poderão ser preparadas.4. Se o recipiente não estiver suficientemente preenchido podem ocorrer trocas higrométricas entre as sementes e o ar presente no recipiente. para remover as impurezas da amostra de calibração. 7. que possam interferir na determinação. 7.4 Procedimento para Calibração 7.4.2. Os recipientes devem ser lacrados e armazenados a 5±2°C até serem usados.4.3 Recipiente para a amostra de calibração O recipiente da amostra de calibração deve ser preenchido com aproximadamente 2/3 de sua capacidade. Se há evidência de que as cultivares de uma espécie apresentam resultados significativamente diferentes. cultivares. ou grupo de cultivares é necessária. incluindo espécies. grau de maturidade. O equipamento e as amostras deverão ser equilibrados a uma mesma temperatura antes da determinação. As amostras com impurezas. a média dos resultados das repetições é arredondada para uma casa decimal antes de ser usada. A média desses dois resultados é o valor real (Xt) do grau de umidade desde que a diferença entre eles não seja maior do que 0.05 x grau de umidade Maior ou igual a 10. 7.0% Máxima diferença permitida Sementes não palhentas Sementes palhentas* Sementes não palhentas Sementes palhentas* ±0.2. a amostra testada é devolvida para a amostra de calibração. X1 antes de determinar o grau de umidade com o equipamento.0% * Ver definição de sementes palhentas no Capítulo de Análise de Pureza (item 2.2.4.5.04 x grau de umidade ±0. Se essa diferença for maior a determinação deve ser repetida.2.2.2). usando o equipamento de acordo com as instruções do fabricante.5% ±0.REGRAS PARA ANÁLISE DE 7. Y2 e Y3). Para a comparação.4% ±0.8 Quadro 2. Após a determinação do grau de umidade da amostra de calibração no equipamento o mesmo deve ser confirmado pelo método de estufa. Três determinações sucessivas são realizadas em cada amostra de calibração.5.2 Equipamentos Para cada amostra de calibração três resultados são obtidos no determinador de umidade (Y1. Y1 + Y2 + Y3 Calcule a média dos resultados Yx = ----------------3 e calcule Z (diferença entre Yx e o valor real (Xt) do grau de umidade): Z= Yx . e X2 obtido após a utilização do mesmo.3 e 2.1. A amostra de calibração é então.1.1. 320 .5 Cálculo 7.5%.X t 7. TABELA 7.2. Quando a determinação inutiliza a amostra.1.5. Após cada determinação. 7. novamente. misturada antes da retirada da próxima amostra de trabalho.2).1.6 Métodos O grau de umidade das amostras de calibração é obtido usando-se o método de estufa como método de referência. a obtenção do grau de umidade deve ser feita com três amostras de trabalho independentes. Valor real (método de referência) Menor do que 10.6.3 Diferenças máximas permitidas O equipamento é considerado calibrado quando Z (a diferença entre Yx e o valor real (Xt)) é menor do que as diferenças máximas permitidas (Tabela 7.2 − Diferenças máximas permitidas do valor real.1 Método de referência – Estufa Para cada amostra testada dois resultados são obtidos.2. 2. Cada amostra de trabalho deve ser retirada de modo que não seja exposta ao ar por mais de 30 segundos. utilizando a seguinte fórmula: U1 + U2 U% = ------------2 Onde U1 e U2 são as médias das repetições de cada determinação.REGRAS PARA ANÁLISE DE 7.2. com o peso/volume requerido para o equipamento. há risco de condensação.2 Amostra de Trabalho A determinação deve ser realizada em duas amostras de trabalho.1 do Capítulo de Pureza).2.3 Equipamentos Os seguintes equipamentos são necessários. onde o equipamento é utilizado.2.1 Objetivo Determinar o grau de umidade das diferentes espécies de sementes usando um equipamento calibrado. O resultado é a média aritmética das duas determinações realizadas na amostra.2 Princípio O grau de umidade de uma amostra de sementes afeta suas propriedades físico-químicas e elétricas. retiradas independentemente. 7.2.2.2.4. 7. Durante a determinação a exposição da amostra ao ambiente de laboratório deve ser reduzida ao mínimo. a amostra média deve ser bem misturada por um dos seguintes métodos: a) misturar a amostra no próprio recipiente com uma colher.3 Pesagem A pesagem quando necessária deverá ser de acordo com 2.2 DETERMINAÇÃO DO GRAU DE UMIDADE – EQUIPAMENTOS 7.e (Quadro 2. Antes da retirada das amostras de trabalho.1 Precauções A amostra média será aceita para determinação de umidade somente se estiver intacta e em recipiente a prova de umidade.2. O grau de umidade pode ser determinado baseado nessas propriedades e equipamentos estão disponíveis para uso em rotina. do qual o ar tenha sido retirado tanto quanto possível.2. 7.2.2.2.4.5.2.4 Procedimento 7.2. 7. as amostras deverão entrar em equilíbrio com a temperatura do ambiente. 321 . b) colocar a abertura do recipiente original contra a abertura de um recipiente similar e despejar as sementes de um para o outro.2.5 Cálculo e Expressão dos Resultados O grau de umidade em porcentagem por peso deve ser calculado com uma casa decimal. dependendo do método usado: • • • • determinador de umidade recipientes herméticos moinho balança 7.4.2. Antes do teste. Quando a temperatura da amostra for muito diferente da temperatura do ambiente.2. Para cada amostra devem ser utilizadas duas repetições.2. 7. 8 0.7 0. Se as repetições desta segunda determinação estiverem dentro da tolerância informe a média deste resultado. um máximo de 5% das amostras podem apresentar uma diferença maior do que a máxima diferença permitida.5%.3 e 2. os resultados podem não refletir o grau de umidade do lote. verifique o equipamento.7% 13.8–16.9% 13–14.9% 11–12.9% 15–16.2. 7.4 deverá ser usada na comparação de resultados entre dois determinadores de umidade. Se essa diferença for maior a determinação deve ser repetida.7 Aferição de Rotina entre a Estufa e o Determinador de Umidade A Tabela 7. descarte os testes.5. Durante a aferição.5 0. TABELA 7.3–18. Se estiver.2.2.1 Tolerâncias A diferença entre as duas determinações não deve exceder 0.6 0. uma nova calibração deve ser realizada.6.2). Essa observação deverá constar no campo “Outras Determinações” do Boletim de Análise de Sementes.9% 17–18. Se as repetições de ambas as determinações.8 Quadro 2.9 Não palhentas Média da determinação de umidade na estufa < 11.6 Informação de Resultados O grau de umidade deve ser informado com uma casa decimal. 7.2.2% 16.3–13. 322 .8 Aferição de resultados entre diferentes determinadores de umidade A Tabela 7.2.5 0.2. 7.0% Tolerância 0. bem como a média dos resultados estiverem fora da tolerância. os procedimentos de laboratório e reinicie a determinação.3 − Limites de tolerância para as diferenças entre a determinação de umidade na estufa e no determinador de umidade.3 deve ser usada quando da aferição entre a estufa e o determinador de umidade.4 0.2.7 * Ver definição de sementes palhentas no capítulo de Análise de Pureza (2.5%). Palhentas* Média da determinação de umidade na estufa < 10.REGRAS PARA ANÁLISE DE 7. informe o resultado médio.2.6 0.2.0% Tolerância 0. verifique se a média dos resultados dos dois testes está dentro da tolerância (0. Se for observado sementes germinadas e/ou mofadas na amostra média. Este equipamento deverá estar calibrado de acordo com as RAS.3% 11. Se as repetições desta segunda determinação também estiverem fora da tolerância. Se mais do que 5% das amostras apresentarem diferença maior do que a permitida. 9.7–16. BRASIL.183-190. v.4% 11. p. Moisture Committee.9.8% 11.5–12.789 -794.8% 16.5 1.9.2.4–15.1-9. Proposed changes to the International rules for seed testing.5–15.20.4% 12.9–18.5–17.7.1% 13. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. cap.REGRAS PARA ANÁLISE DE TABELA 7.7% 10.4 1.5–13. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. Palhentas* Grau de Umidade Média dos dois equipamentos < 10. Bassersdorf.6 1. Determination of moisture content.4% 14. Determinação do grau de umidade. ed. 95p. Determination of moisture content.4% 16.5–11. ed.5% 10.12.1 1.2 1.4% 13.0% Tolerância 1. 323 . Brasília: SNAD/DNDV/CLAV.4% 15. 2007.7 1. F.2). Bassersdorf.3 e 2.6% 15. p.9 1.1-9.0 1.7–11.5–18.2 1. p.3 1.5–16.1 1. 1984.2007.20.8 Não palhentas Grau de Umidade Média dos dois equipamentos < 10.4% 17. In: Regras para análise de sementes. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. ed. In: International rules for seed testing.0% Tolerância 0.2–14.9–13. Tolerance limits in measurement of tree moisture.8 0.4 * Ver definição de sementes palhentas no capítulo de Análise de Pureza (2. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BONNER. 2007.T.3% 14.2007. cap.6.3 1.4 − Limites de tolerância para as diferenças entre determinações do grau de umidade realizadas em diferentes equipamentos.5–14. In: International rules for seed testing.9. p. Zürich.0 1. Seed Science and Technology. cap. Bassersdorf.2008. 2008. 1992.8 Quadro 2. . ANÁLISE DE SEMENTES REVESTIDAS . além do material aglomerante. coran tes ou outros aditivos.2 DEFINIÇÕES Sementes revestidas incluem as sementes pelotizadas.2. Entretanto. cujo tamanho e formato original nem sempre ficam evidentes. não são consideradas como revestidas e devem ser analisadas de acordo com os métodos indicados nos respectivos Capítulos. O material usado para a incrustação pode conter agrotóxicos. 8. co rantes ou outros aditivos) de maneira que não altere significativamente seu tamanho. incrustadas. pode conter agrotóxicos.1 OBJETIVO Obter informações sobre o valor agrícola de sementes revestidas. A pelota. de maneira que se possa distinguir as sementes do material inerte. em fitas e em lâminas. uma vez que é impraticável a análise de pureza.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 8. sem destruir as estruturas essenciais à análise. com sementes distribuídas ao acaso. essas também são aplicáveis às sementes incrustadas e em grânulos.2. nutrientes ou outros aditivos. peso ou formato. além do material aglomerante e corante. 8. 326 . 8. 8. essas também são aplicáveis a sementes em lâminas. em grânulos. nutrientes. com o tamanho e o peso modificado em maior ou menor escala. em grupos ou em linhas.4 SEMENTES EM FITAS Fitas estreitas de papel ou de outros materiais degradáveis.2.2 SEMENTES EM GRÂNULOS São unidades aproximadamente cilíndricas que podem conter mais de uma semente. e quando houver referências a sementes em fitas. Quando não forem dadas instruções específicas sobre o teste a ser realizado. com sementes distribuídas ao acaso.2. 8. normalmente contendo uma única semente. nutrientes. onde aquelas descritas nos respectivos Capítulos não são diretamente aplicáveis.2.1 SEMENTES PELOTIZADAS São unidades aproximadamente esféricas desenvolvidas para semeadura de precisão. 8.5 SEMENTES EM LÂMINAS Lâminas largas de papel ou de outros materiais degradáveis.3 SEMENTES INCRUSTADAS São unidades com aproximadamente o mesmo formato das sementes. devem ser seguidas aquelas prescritas no respectivo Capítulo. em grupos ou em uma única linha. O grânulo. são prescritas técnicas e definições. Quando forem feitas referências a sementes pelotizadas. corantes ou outros aditivos. pode conter agrotóxicos. Com esse propósito. como descrita no Capítulo 2. Pode ser utilizado um grande número de materiais para revestir sementes em unidades individuais como as pelotas ou distribuídas em fitas ou lâminas. sementes tratadas (com aplicação somente de agrotóxicos. 000kg (40.. (n°) sementes revesti das. 8.000 2.000 25.500 QUADRO 8.4 OBTENÇÃO E ACONDICIONAMENTO DA AMOSTRA MÉDIA Como as amostras médias de sementes revestidas normalmente contêm menor número de sementes do que as amostras não revestidas da mesma espécie.. Amostra média (n° mínimo de sementes) 2.500 25.3.000kg mais 5%). Se for utilizada uma amostra menor. 8.000.000 (10. estando em desacordo com as Regras para Análise de Sementes”. incrustadas.3. em grânulo ou em fitas.4.500 7.500 7.500 Fração de pelotas puras 400 400/200 7.3.3. são necessários cuidados especiais na obtenção destas.500 2.500 7..500 10. Determinações Análise de Pureza (incluindo a Verificação de Espécies) Determinação do Peso (Peso de Mil Pelotas e Classificação por Tamanho) Germinação Tetrazólio Determinação de Outras Sementes por Número Determinação de Outras Sementes por Número (sementes incrustadas ou em grânulos) Classificação por tamanho Determinações Verificação de Espécies Germinação Tetrazólio Análise de Pureza (se solicitada) Determinação de Outras Sementes por Número Amostra média (n° mínimo) 7.2 INTENSIDADE DE AMOSTRAGEM A amostragem do lote de sementes revestidas deve ser feita de acordo com a intensidade apropriada ao lote em particular como estabelecido no Capítulo 1.1 e 8. 327 . possam ser considerados como um recipiente.1 TAMANHO DO LOTE O número máximo de sementes pelotizadas. A amostragem de um lote de sementes em fita deve ser feita através da retirada de pacotes ou pedaços (de rolos) de fita.2 ─ Tamanho das amostras de sementes em fitas.500 2.000. QUADRO 8.2. aleatoriamente.000.000 unidades de 100. desde que os pacotes ou rolos contendo até 2. de maneira análoga à prescrita em 1. desde que o peso do lote.3 AMOSTRAGEM 8. assim.500 2.1 ─ Tamanho das amostras de sementes revestidas em número de pelotas. incluindo o material de revestimento.000) sementes possam ser reunidos como uma unidade básica e.000 8. São também necessárias precauções para evitar danos ou modificações nas pelotas ou nas fitas durante a amostra gem. não deve exceder a 1. para que se tenha realmente uma amostra representativa do lote. Essas amostras devem ser acondicionadas em embalagens apropriadas.3.3 TAMANHO DA AMOSTRA MÉDIA A amostra média deve conter no mínimo o número de sementes revesti das indicadas na segunda coluna dos Quadros 8. manuseio e transporte.000 sementes). fique abaixo de 42.000 10.500 7.500 10.000 Amostra de trabalho (n° mínimo) 2.000 (20 unidades de 100. no caso de lotes pequenos de alto valor comercial.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 8. deve ser informado no Boletim de Análise de Sementes: “A amostra média contém somente .000 Amostra de trabalho (n° mínimo de sementes) 100 400 400/200 2.. 2 DEFINIÇÕES PARA SEMENTES PELO TIZADAS a) Pelotas puras Pelotas puras devem incluir: pelotas inteiras.4 VERIFICAÇÃO DA ESPÉCIE Para verificar se as sementes no interior das pelotas pertencem à espécie indicada pelo requerente. b) Sementes não pelotizadas Sementes não pelotizadas devem incluir: sementes livres.3. 8. de qualquer espécie. para não causar danos às pelotas. c) Material inerte Material inerte deve incluir: material aglomerante livre. desde que a altura de queda das sementes não exceda a 25cm. 8. sementes não pelotizadas e material inerte. 8.6 OBTENÇÃO DA AMOSTRA DE TRA BALHO Para as sementes revestidas podem ser utilizados os divisores de amostras descritos no Capítulo 1. Porém.2 estão descritas definições para a separação das sementes pelotizadas. Para as sementes em fita. as sementes devem ser 328 . O material aglomerante deve ser lavado ou removi do a seco.5 TAMANHO DA AMOSTRA DE TRABA LHO As amostras de trabalho devem conter no mínimo o número de pelotas ou sementes indicado na terceira coluna dos Quadros 8.4 ANÁLISE DE PUREZA 8. desde que mais da metade da semente es teja envolvida pelo material aglomerante.4. se solicitado. pelotas quebradas contendo semente que não pertence à espécie indicada pelo requerente. tanto quanto possível. pelotas quebradas ou danificadas.3. e a porcentagem de cada um desses componentes é determinada por peso. 8. seguindo as indicações do Capí tulo 2. exceto quando for óbvio que a semente não pertence à espécie indicada pelo requerente ou quando não houver semente presente. as suas porcentagens em peso devem ser relatadas. Em 8. mas para se mentes em fitas esta separação não é realizada. mas não incluídas na fração de pelotas puras. identificados e.1 e 8. re tiradas da porção de pelotas puras da análise de pureza. qualquer outro material definido como inerte no Capítulo 2. pelotas quebradas que não contenham sementes. a análise de pureza deve ser feita nas sementes removidas das pelotas ou fitas.4. é obrigatório remover o material pelotizante de 100 pelotas.4. não é obrigatória. e determinar a espécie de cada semente. até obter um nú mero de sementes suficiente para os testes.3 PRINCÍPIOS GERAIS A amostra de trabalho é separada nos três compo nentes seguintes: pelotas puras.4. se solicitada pelo requerente da amostra. Para sementes em fitas.2. pelotas quebradas contendo semente da espécie indicada pelo requerente.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 8. retirar ao acaso pedaços de fita.4. dependendo do material de que esta fita é feita. 8.1 OBJETIVO A análise de pureza das sementes no interior das pelotas e fitas. con tendo ou não semente no seu interior. Todas as espécies e qualquer tipo de material inerte presentes devem ser. como indicado acima.6. imersas em água. Quan do a fita for feita de material solúvel em água. a diferença não deve exceder à tolerância entre repetições constante na quarta coluna da Tabela 18. as sementes devem ser submetidas a análise de pureza. a análise de pureza deve ser realizada em uma amostra de trabalho obtida a partir da amostra média. O tamanho da amostra de trabalho deve ser o indicado na terceira coluna do Quadro 8. com no mínimo metade desse número. deve ser seguido o procedimento descrito em 2. Depois de secas. ou subamostras. Quando as fitas possuírem sementes pelotizadas.4.1. não devendo ultrapassar a tolerância de 3%. a soma dos pesos dos compo nentes deve ser comparada com o peso inicial para verificar a perda de material ou outro erro.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES retiradas ou a fita dissolvida. porém. o material aglomerante deve ser removido. o material da fita da amos tra de trabalho deve ser cuidadosamente separado e retirado. A análise pode ser realizada em uma amostra de trabalho com o número de pelotas indicado ou em duas subamostras. de trabalho.7 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS A porcentagem do peso de cada componente deve ser calculada com uma casa decimal. O material aglomerante é disperso na água e as sementes secadas durante a noite sobre papel de filtro e depois em uma estufa com circulação de ar e temperatura indicada para a espécie em 7.7. As sementes úmidas devem ser secadas e submetidas à análise de pureza.2. A amostra de trabalho é examinada para qualquer outra espécie ou para determinadas espécies.5.5 PROCEDIMENTO a) Amostra de trabalho Para sementes em pelotas. depois de pesada. Amostra de no mínimo 2.4. Quando as sementes nas fitas forem também pelotizadas. A amostra de trabalho ou cada subamostra deve ser pesada em gramas. 8.500 pelotas deve ter o material aglomerante removido através da agitação em peneiras de malha fina.6. o material de revestimento pode ser retirado por lavagem ou removido a seco. exceto quando for solicitado como em 2.2. Se a análise for realizada com duas subamostras. retiradas independentemente. de modo que 100 se mentes possam ser examinadas. O número de sementes de cada espécie encontrada no teste de 100 sementes removidas das pelotas ou das fitas devem ser informados no Boletim de Análise de Sementes em “Outras Determinações” e a identificação das sementes em “Observações”. com o número de casas decimais necessárias para calcular a porcentagem dos componentes. b) Separação A amostra. deve ser sepa rada em seus componentes como definido em 8. com uma casa decimal (ver 2.1). A porcentagem de sementes de uma determinada espécie não pelotizada e de um determinado tipo de material inerte não precisa necessariamen te ser calculada.6.4. outras sementes e material inerte) devem ser informadas em porcentagem de seu peso total. As partes componentes (sementes puras.3. 8. Quando for solicitada a análise de pureza de se mentes removidas das fitas. de acordo com o tamanho da semente. solicitadas pelo requerente. esta pode ser umedecida até que as sementes fiquem livres. As porcentagens devem ser baseadas na soma dos pesos dos componentes e não no peso inicial da amostra de trabalho.1. Se a diferença exceder à tolerância.6. 8. deve ser seguido o pro cedimento descrito no parágrafo anterior.6 ANALISE DE PUREZA EM SEMENTES REMOVIDAS DAS PELOTAS OU FITAS Quando for solicitada pelo requerente a análise de pureza de sementes removidas das pelotas.4. como indicado em 8.e e Quadro 2.4. de acordo com o Capítulo 2. 329 . ignorando o material da fita. devendo ser observada a definição prescrita no Capítulo 2 – em 2.1 e 8.5. acrescentando-se “.5.05% devem ser informados como “traço”. em comprimen t o de fita (ou área de lâmina) examinada. para sementes em fitas.5.1 e 2. em comprimento ou área de lâmina examinada. outras sementes e o material iner te. devem ser informados no Boletim de Análise de Sementes. porém a secagem não é obrigatória. ou do material aglo merante. A amostra de trabalho é examinada para sementes de todas as outras espécies ou para aquelas solicitadas pelo requerente.2. comprimento ou área (exemplo: por quilograma. ou grupos de espécies.5 DETERMINAÇÃO DE OUTRAS SEMENTES POR NÚMERO 8.. 8. devem ter seus resultados expressos em porcentagem do peso total e devem ser informa dos nos espaços reservados para análise de pureza do Bo letim de Análise de Sementes. O peso e o número de sementes pelotizadas e/ou o comprimento de fita (ou área de lâmina) examinado. 8. As tolerâncias admitidas entre duas determinações feitas no mesmo ou em diferentes laboratórios encontram-se na Tabela 18.3 PRINCÍPIOS GERAIS A determinação é feita por meio da contagem das se mentes da espécie. As duas amostras a serem comparadas de vem ter aproximadamente o mesmo peso. g de material excluído”. o comprimento ou a área. metro ou metro quadrado) pode ser calculado. 8. o nome científico e o número de sementes de cada espécie procurada e en contrada nesse peso.. que deve ser informado em “Observações”.4 PROCEDIMENTO a) Amostra de trabalho A amostra de trabalho não deve ser menor do que a prescrita na terceira coluna dos Quadros 8.5. 8. designado pelo requerente. O número de sementes encontradas 330 .2. Componentes presen tes em menos de 0. b) Determinação O material de revestimento ou da fita deve ser removido como descrito em 8. exceto o peso das fitas.6. o número por unidade de peso.2. e o resultado é expresso em número de sementes encontradas no peso de amostra examinada e número aproximado de pe lotas examinadas.5. Além disso. As sementes puras. Esta determinação só é realizada a pedido do requerente.5 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DE RESULTADOS O resultado é expresso em número de sementes pertencentes a cada espécie encontradas no peso da amostra de trabalho e no número aproximado de sementes pelotizadas examinadas ou. 8.6.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES O resultado da análise de pureza deve ser expresso com uma casa decimal e a porcentagem de todos os componentes deve totalizar 100.0%.1 OBJETIVO Estimar o número de sementes de outras espécies.4.2. comprimento ou área de fita.2 DEFINIÇÕES A Determinação de Outras Sementes refere-se às espécies que não estão incluídas na porção “Semente Pura”. A amostra de trabalho das pelotas pode ser dividida em duas subamostras. ou para sementes em fitas. para cada espécie em análise. 8. sem a remoção das sementes.1. o que deve ser informado no campo “Observações”. b) Condições para o teste Métodos.3 PRINCÍPIOS GERAIS O teste de germinação em sementes pelotizadas deve ser realizado com pelotas provenientes da fração de pelotas puras da análise de pureza.6. deve ser realizado sem a remoção das sementes ou qualquer pré-tratamento. constituindo qua tro repetições de no mínimo 100 sementes cada. Um teste de germinação adicional pode ser feito em sementes puras removidas das pelotas ou fitas por solicitação do requerente ou para comparação com o teste de pelotas ou fita. usando pelotas da porção de pelotas pu ras ou da fita. de modo a proporcio nar 331 . Uma semente revestida é consi derada germinada se produzir pelo menos uma plântula normal da espécie declarada pelo requerente.5 EQUIPAMENTOS São utilizados os mesmos equipamentos descritos no Capítulo 5. não devem ser incluídas na por centagem de germinação.6. mas seu número deve ser informado separadamente. de sementes em fitas. 8. A amostra de trabalho de sementes em fitas deve consistir de pedaços de fita retirados ao acaso. porém deve ser tomado mui to cuidado para que. embora sendo normais.6. O suprimento de água pode ser alterado de acordo com o material aglomerante e o tipo de semente. o substrato entre papel na posição vertical também é considerado satisfatório.2 DEFINIÇÕES A avaliação das plântulas e sua classificação como normal ou anormal deve ser feita de acordo com as de finições e indicações do Capítulo 5. metro ou metro quadrado.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES e a sua identificação devem ser informadas em “Determinação de Outras Sementes por Número”. 8.6 PROCEDIMENTO a) Amostra de trabalho As pelotas puras devem ser bem homogeneizadas e 400 dessas devem ser contadas ao acaso em repetições de 100 e depois semeadas. 8. embora o resultado também possa adicionalmente ser expresso em número de sementes por quilograma.6. Para sementes revestidas é recomendado o uso de papel de filtro plissado. substratos. conforme descrito no Capítulo 5. temperaturas. Quando os substratos indicados no Quadro 5. As pelotas devem ser colocadas no substrato nas condições em que foram recebidas (sem lavagem ou embebição).4 MATERIAIS Os substratos permitidos são papel e areia. ao se retirar o material de revestimento.6.6. O teste de germinação.6 TESTE DE GERMINAÇÃO 8. Plântulas que obvia mente não pertencem à espécie indicada pelo requerente. não seja afetada a capacidade germinativa das semen tes. 8. sendo que para aquelas em fitas. condições de luz e tratamen tos especiais. devem ser usados como prescritos no Quadro 5.1 OBJETIVO Determinar a porcentagem do número de plântulas normais da espécie em análise.1 não apresentarem resultados satis fatórios. o papel plissado deve ser usado para pelotas e o substrato entre papel para as sementes em fita. 8. d) Duração do teste Pode ser necessário prolongar o período do teste prescrito no Quadro 5. Anormalidades podem ser causadas ocasionalmente pelo material aglomerante ou pelas fitas e. ser indica dos. Quando as pelotas são testadas como sementes monogérmicas. o número de pelotas que tenha produzido uma.1. deve ser realizado um novo teste em solo.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES condições ótimas para a germinação. Desses dados.7. 8. usando-se um dos tratamen tos especiais indicados no Quadro 5. deve ser informado em “Observações” o número de plântulas normais por metro de fita (ou metro quadrado de lâmina). para comparação.12 do Capitulo 5 – Teste de Germinação.1 OBJETIVO Determinar o Peso de Mil Pelotas e a classificação por tamanho das pelotas da amostra. Se o material aglomerante aderir ao cotidélone. com sementes sem o material de revestimento. No entanto. a fim de atender os requisitos técnicos das semeadoras de precisão. Para verificar a tolerância. Pelotas ou se mentes em fitas produzindo duas ou mais plântulas de vem ser contadas e anotadas. para sementes em fita (ou lâminas) o comprimento total da fita (ou área da lâmina) usada no teste de germinação é medido e o número total de plântulas nor mais é anotado. este deve ser repetido. quando hou ver tal suspeita. fazendo referência em “Observações” que o campo de “Sementes Mortas” corresponde à porcentagem de pelotas sem plântulas. e) Avaliação A avaliação das plântulas como normal ou anormal deve ser feita de acordo com as definições do Capítu lo 5. O método usado no teste de germinação e a duração do mesmo devem. As porcentagens de pelotas ou sementes em fita (ou lâmina) com plântulas normais. Em ambos os casos elas devem ser avaliadas como uma única semente. obrigatoriamente. O resultado do teste indica a porcentagem de estruturas ou pelotas que pro duziram pelo menos uma plântula normal. ver 5.6. uma germinação lenta pode indicar que as condições do teste não são as melhores. o número de plântulas normais por metro (ou metro quadrado) é calculado. plântulas anormais e sem plântulas devem ser informadas no Boletim de Análise de Sementes no campo destinado à “Germinação”.7 DETERMINAÇÃO DO PESO E TAMANHO DAS SEMENTES PELOTIZADAS 8. c) Tratamentos especiais para superar a dormência Quando houver sementes dormentes no final do teste. deve-se borrifar água cuidadosamente nas plântulas no momento da contagem. 332 . para sementes em fitas. 8. Além disso. de acordo com as recomendações contidas no Capítulo 5. f) Unidade-Semente Múltipla Unidade-Semente Múltipla pode ocorrer em pelotas ou em fitas ou mais de uma semente pode ser encontrada em uma pelota.1. duas ou mais de duas plântulas normais é determinado (contado) no teste de germinação e cada um é expresso como porcentagem do número total de pelotas que tenha originado pelo menos uma plântula normal. Neste caso um novo teste deve ser realizado.7 CÁLCULO E INFORMAÇÕES DE RESULTADOS Os resultados são expressos em porcentagem de plântulas normais. Além disso. Podem ser utilizados equipamentos para a contagem de sementes.5%. 8. a média das duas análises dentro do limite de tolerância permitido deve ser informada no Boletim de Análise de Sementes. 333 . Agitar o conjunto por um minuto. ou “Sementes Incrustadas”. são pesadas com duas casas decimais.8 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS No Boletim de Análise de Sementes. 8. conforme o caso.25mm maior do que o maior tamanho da semente. Em cada caso. Os pesos das frações são expressos em porcentagem do peso total com uma casa decimal.2 PESO DE MIL PELOTAS Para determinar o Peso de Mil Pelotas conta-se o número de pelotas em um peso conhecido de pelotas puras e calcula-se o peso de mil pelotas. Se a tolerância for excedida. ou “Sementes em Grânulos”. ou “Sementes em Fitas”. desde que a diferença entre as somas das porcentagens dentro do limite de variação nominal não exceda 1. uma outra subamostra de 50g (e se necessário uma quarta subamostra) deve ser analisada. A média dos valores de cada uma das amostras de trabalho representa o resultado da análise. Duas subamostras de trabalho com cerca de 50g (não menos de 45g e não mais de 55g) devem ser usadas. b) um jogo de peneiras de maneira a contemplar a classificação desejada na amplitude de variação do tamanho médio da semente em estudo. Cada amostra é submetida à análise passando por peneiras. ou “Sementes em Lâminas”. A metodologia a ser utilizada é a mesma prescrita no Capítulo 12 para determinar o Peso de Mil Sementes. como máquinas ou tabuleiros contadores. deve ser indicado claramente no espaço referente a “Observações” que se trata da análise de Sementes Revestidas com as palavras: “Sementes Pelotizadas”.3 CLASSIFICAÇÃO POR TAMANHO Para a determinação do tamanho das pelotas deve ser utilizada uma amostra de peso mínimo de 250g e que tenha sido enviada ao laboratório em embalagem hermética. As seguintes peneiras de orifício redondo devem ser usadas sobrepostas: a) uma peneira com orifício de diâmetro 0. na posição superior.7.7. sobre um fundo. além dos resultados dos testes descritos nos itens anteriores. c) uma peneira com orifício de diâmetro 0.25mm menor do que o menor tamanho da semente. As frações peneiradas.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 8. inclusive a porção que passar através da peneira menor. 213-221. Bassersdorf. 2007.3.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. BRASIL.3.11. 2008. p. ed. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV. annexe11.2007.153. In: International rules for seed testing. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. In: Regras para análise de sementes.711. Bassersdorf. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. Decreto nº5. Testing coated seeds.11A. annexe11.8.10.1-11A. seção 1. p. p.11A.1-11.1-11A. Análise de sementes revestidas. de 23 de julho de 2004 (aprova Regulamento da Lei nº 10. p.1-11.2008.6-18. p.11. In: International rules for seed testing.11. Testing coated seeds. Diário Oficial da União: Brasília. de 5 de agosto de 2003). p. ed. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. 26 de julho de 2004. cap. cap.11. cap.8. 1992. 334 . TESTE DE SANIDADE DE SEMENTES . vírus. químico ou biológico a que um lote de sementes foi submetido. entre as quais: • os patógenos transmitidos por sementes podem servir de inóculo inicial para o desenvolvimento progressivo da doença no campo.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 9. • indicar a presença de fungos de armazenamento e/ou toxigênicos. nematóides e insetos.2. • os lotes de sementes importadas podem introduzir patógenos ou patótipos em áreas isentas.4 TRATAMENTO É qualquer processo físico. As condições de condução do teste devem seguir normas específicas. Os métodos prescritos/validados pelo Ministério da Agricultura. 9. informações que podem ser usadas para diferentes finalidades. 9. • pode elucidar a avaliação das plântulas e as causas de uma baixa germinação e de baixo vigor no Laboratório de Análise de Sementes (LAS) ou no campo. pelo requerente. O teste de sanidade é importante por inúmeras razões.2 TESTE DE SANIDADE DE SEMENTES É a análise das sementes para detecção das pragas a elas associadas. 9. da espécie de semente e do propósito do teste.3 PRINCÍPIOS GERAIS A escolha do método depende do patógeno. 9. obtendo-se. do lote que representa. 9.1 SANIDADE DA SEMENTE A sanidade da semente refere-se.2.1 OBJETIVO Determinar o estado sanitário de uma amostra de sementes e. complementando assim.2. • pode indicar a necessidade e orientar o tratamento de sementes visando ao controle de doenças originadas com as sementes. Todos os métodos requerem pessoal treinado e equipamento adequado. do produto e da dosagem utilizada. precedendo a incubação e utilizado somente para facilitar a detecção dos agentes sob análise. como comparar a qualidade de diferentes lotes de sementes ou determinar a sua utilização comercial. bactérias.2 DEFINIÇÕES 9. do tipo de associação patógeno/semente. assim. Para a análise de sementes tratadas é obrigatória a especificação. à presença ou ausência de agentes patogênicos. Pecuária e Abastecimento (MAPA) e/ ou pela “International Seed Testing Association” (ISTA) encontram-se em manual específico. A validação de métodos de sanidade de sementes deve seguir programas ou normas de validação do MAPA e/ou ISTA. tais como fungos.3 PRÉ-TRATAMENTO É qualquer tratamento físico ou químico da amostra de trabalho. 336 . conseqüentemente.2. • agregar valor ao lote de sementes. do tipo de tratamento. fazendo com que testes de quarentena e de certificação para o comércio internacional possam ser necessários. o teste de germinação. primariamente. reduzindo o valor comercial da cultura. Trichoderma spp. As repetições contendo um determinado número de sementes devem ser tomadas ao acaso da amostra de trabalho. em tal caso.3 INSTRUÇÕES ESPECÍFICAS Os métodos específicos estão descritos no Manual de Análise Sanitária de Sementes e os patossistemas listados na Quadro 9. pode mudar consideravelmente durante o armazenamento. durante o período de armazenamento.5 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS Os resultados são expressos qualitativa ou quantitativamente conforme especificado no método prescrito no Manual de Análise Sanitária de Sementes. A. fazendo-se um pré-tratamento das sementes. a redução deve ser conduzida de acordo com 1. ochraceus e Penicillium spp.2 GENERALIDADES A microflora da semente. A.4. O desenvolvimento abundante de microrganismos saprofíticos nos testes pode ser uma indicação de que as sementes foram submetidas a condições desfavoráveis de colheita... dificultando a interpretação dos resultados. Epicoccum purpurascens. Periconia spp. 9. em condições nas quais a viabilidade das sementes é mantida satisfatoriamente. Curvularia spp. No resultado deve constar o método utilizado. Excepcionalmente.1 AMOSTRA DE TRABALHO Dependendo do método do teste. O resultado deve ser relatado em documento apropriado oficializado pelo MAPA e os nomes das pragas expressos de acordo com as normas taxonômicas vigentes. beneficiamento. 337 . Cladosporium cladosporioides. e os contaminantes mais freqüentes em sementes: Alternaria alternata. assim como a quantidade da amostra ou fração examinada. em um lote ou amostra. incluindo qualquer pré-tratamento aplicado. Quando uma porção da amostra média é usada como amostra de trabalho. 9.4. o teste deve ser repetido. Chaetomium spp. a amostra média inteira ou parte dela pode ser usada como amostra de trabalho.5. armazenada em câmara fria e seca (temperatura de 5-18°C e umidade relativa inferior a 50%). Nigrospora spp. A amostra deve ser embalada e submetida de forma que não altere a sua condição sanitária.4 PROCEDIMENTO 9.4. uma amostra média maior do que a prescrita no Capítulo 1 pode ser solicitada e.. Adições e/ou deleções desta lista devem ser realizadas quando necessário.1. Rhizopus stolonifer.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 9.1 (Capítulo 1).. tomando-se as devidas precauções para evitar contaminação cruzada. todavia o laboratório não pode ser responsabilizado pela variação da ocorrência de microrganismos na amostra.. A. armazenamento ou envelhecimento. e Trichotecium spp. Como alguns microrganismos saprófitas crescem rapidamente durante alguns testes e podem apodrecer plântulas originalmente sadias. 9. glaucus. o amostrador deverá ser adequadamente instruído. Além dos patossistemas foram incluídos no Manual de Análise Sanitária de Sementes descrições e fotografias dos fungos de armazenamento: Aspergillus candidus. pelo período de seis meses após a análise. O laboratório deverá manter uma amostra de arquivo ou contra-amostra. depois da mesma ser bem homogeneizada. flavus. Brassica oleracea Alternaria brassicae Alternaria brassicicola Sclerotinia sclerotiorum Xanthomonas campestris pv. ES BT BT BT/ IV/ RP/ NEON BT BT BT BT BT BT BT/ IV 5.21 22 23 115 24 3.4.2 5. Tobamovirus (TMV.5. ToMV.2.1 5. campestris Capsicum spp.2 BT BT BT 5.2 PA – Plaqueamento em meio ágar sólido – 5.3.4 RP – Incubação em rolo de papel – 5. malvacearum Alternaria helianthi Alternaria zinniae Sclerotinia sclerotiorum HOSPEDEIRO Allium cepa MÉTODO BT 5.5. Didymella brioniae Cucurbita spp e outras Squash mosaic virus (SqMV) Cucurbitaceae Daucus carota Alternaria dauci Alternaria radicina Xanthomonas hortorum pv.2 FLN – Fluorescência sob luz negra – 5.1.1.4. Legenda: BT – Incubação em substrato de papel ou “Blotter Test” – 5. métodos e figuras contemplados no Manual de Análise Sanitária de Sementes. gossypii var.5 ES – Exame de suspensão de lavagem das sementes – 5.4.Patossistemas. PMMV) Cucumis melo.5.4.2.1 BT IV.2 BT BT BT/ NEON 5.1 NEON – Incubação em meio ágar Bromofenol (NEON) – 5.4.2.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES QUADRO 9.5.1.2 BT BT 5.5. 8.1. 5 6 42 2. cephalosporioides Fusarium oxysporum Rhizoctonia solani Sclerotinia sclerotiorum Xanthomonas axonopodis pv. Ditylenchus sp.3.2 PATÓGENO Alternaria porri Ditylenchus dipsaci Brachiaria spp. carotae Glycine max Cercospora kikuchii Colletotrichum truncatum Fusarium semitectum Heterodera glycines Macrophomina phaseolina Peronospora manshurica Phomopsis sojae Rhizoctonia solani Sclerotinia sclerotiorum Gossypium hirsutum Alternaria macrospora Botryodiplodia theobromae Colletotrichum gossypii C.1.5.3 BT BT BT/ NEON FIGURA 14 116 116 116 15 16 17 92-99 18 100-104 19 20 3.1.1.3 EE – Exame de embrião – 5. 25 26 27 28 29 30 42 2 75-77 31 32 2 Helianthus annuus 338 . Aphelenchoides sp.1 BT 5.5.3 IV – Inspeção visual da amostra de semente – 5.1.5 5.4.1 . 33 34 35 5. phaseoli Ascochyta pisi Sclerotinia sclerotiorum Amphobotrys ricini Alternaria ricini Colletotrichum graminicola Drechslera sorghicola Drechslera turcica Fusarium sub-glutinans Fusarium verticillioides Macrophomina phaseolina Phoma sorghina Bipolaris sorokiniana Drechslera tritici-repentis Fusarium graminearum Pyricularia grisea Stagnospora nodorum Tilletia caries Ustilago tritici Acremonium strictum Colletotrichum graminicola Drechslera turcica Fusarium graminearum 5.5. michiganensis 5.6 5. Ditylenchus sp. sp.4.7 BT BT BT BT BT BT/ IV/ RP/ NEON 5. 11. 83 30 41 40 39 42 2. 54 5 13 55 4. 79 81 80 109. Bean common mosaic virus (BCMV) Colletotrichum lindemuthianum Curtobacterium flaccunfasciens Fusarium oxysporum f.5 5.5 BT/ RP 5.5. 9. 50 51 52 53 6. 7.3. 56 57 58 Oryza sativa Panicum maximum Phaseolus vulgaris Pisum sativum Ricinus communis Sorghum bicolor Triticum aestivum Zea mays 339 .5. ToMV) Aphelenchoides besseyi Drechslera oryzae Gerlachia oryzae (=Rhynchosporium oryzae) Phoma sorghina Pyricularia oryzae Rhizoctonia solani Trichoconiella padwickii Aphelenchoides sp.4. 110 116 4.3 5.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES HOSPEDEIRO Lactuca sativa Lycopersicon esculentum PATÓGENO MÉTODO 5.4 BT/ IV BT BT BT/ ES BT BT 5.4.3. vesicatoria Pseudomonas syringae pv.4.8 PA BT BT BT BT BT BT BT BT BT BT BT BT BT BT BT/ PA/ FLN ES ES/ EE BT BT BT BT FIGURA 105-108 78. 43 84-86 6 44 45 46 47 48 57 60 59 40 49 3.2.2.4 5.2.3 Lettuce mosaic virus (LMV) BT Sclerotinia sclerotiorum Clavibacter michiganensis subsp.2. 8.4 Xanthomonas campestris pv. 38 82.5.3.2.4.5.4. 36 42 37 116 116 111-114 3.3 5. tomato Tobamovirus (TMV. phaseoli Fusarium solani Macrophomina phaseolina Phaeoisariopsis griseola Rhizoctonia solani Sclerotinia sclerotiorum Xanthomonas axonopodis pv. 203-212. ed. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV. p. 59 62 61 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL.9.1-7. Bassersdorf. In: International rules for seed testing. 2008. Teste de sanidade de sementes.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES HOSPEDEIRO PATÓGENO Fusarium sub-glutinans Fusarium verticillioides Stenocarpella macrospora Stenocarpella maydis MÉTODO BT BT BT BT FIGURA 60 4. 340 . In: Regras para análise de sementes.4.7.7. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. cap. ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. Seed Health Testing. p. 1992.2008. cap. EXAME DE SEMENTES INFESTADAS (DANIFICADAS POR INSETOS) . In: Regras para análise de sementes. inseto adulto e as que tenham orifício de saída do inseto. 10. aparentemente não danificadas por insetos. Separar as sementes perfuradas encontradas em cada repetição. As demais sementes de cada repetição. larva. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV.4 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS O resultado é a média das sementes danificadas por insetos das duas repetições e expresso em porcentagem.8. 1992. 10. cap. lagarta-rosada (Pectinophora gossypiela) e outros. Examinar individualmente as 100 sementes secas das duas repetições procurando por orifícios de saída de insetos. Registrar o número de sementes de cada repetição que apresentarem ovo. lagarta. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. registrar o número encontrado como sementes infestadas e a seguir descartá-las. traça-dos-cereais (Sitotroga cerealella).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 10. larva.2 PRINCÍPIO Devem ser consideradas danificadas por insetos as sementes que contenham ovo. 342 . devem ser imersas em água por tempo suficiente para amolecê-las.1 OBJETIVO Determinar a porcentagem de sementes de um lote danificado por insetos. devido à rápida proliferação dos insetos. item 8.. contá-las. p. Determinações adicionais – exame de sementes infestadas. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. pupa. caruncho-das-tulhas (Araecerus fasciculatus). quer tenham sido danificadas por uma única espécie de inseto ou por várias.3 PROCEDIMENTO Esse exame deve ser executado com duas repetições de 100 sementes cada. pupa ou inseto adulto internamente. traça-indiana-da-farinha (Plodia interpunctella e Hypothenemus hampei). gorgulho-do-trigo (Sitophilus oryzae). retiradas ao acaso da amostra média.1. com prejuízo à qualidade do lote e o comprometimento da comercialização. usualmente 12-24 horas.193. como por exemplo: gorgulho-do-milho (Sitophilus zeamais). Nota: A infestação de sementes pode ocorrer no campo ou durante o período de armazenamento. gorgulho-do-feijão (Zabrotes subfasciatus e Acanthoscelides obtectus). 10. Somar ao número de sementes perfuradas de cada repetição registrado anteriormente para obter o número total de sementes danificadas por insetos por repetição. lagarta. Cortar as sementes individualmente de forma a assegurar uma perfeita observação das estruturas internas. com uma casa decimal. PESO VOLUMÉTRICO . solo. In: Regras para análise de sementes. Espécies que não constam na tabela de conversão deverão ser calculadas por meio da fórmula: PH = (PBH x 100) / VB Onde: PH = Peso hectolítrico PBH = Peso obtido na balança hectolítrica VB = Volume na balança No caso do uso de balanças nas quais o resultado é expresso em “Libras por bushel”. retiradas da amostra média.193-194. então. 1992.2 EQUIPAMENTOS O peso hectolítrico é determinado em balança hectolítrica com capacidade de um quarto de litro ou de um litro de sementes. adubação. cap. CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS Quando necessário.2875. Se esse volume for em hectolitro e o peso em quilograma. grau de umidade da semente e tratamento químico. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV. O resultado é expresso em kg/hL com uma casa decimal.8. Nota: O peso hectolítrico é uma característica varietal influenciada pelo clima. p. calcular a média dos resultados das duas repetições. essa determinação é denominada peso hectolítrico. 11. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. A diferença entre os resultados não deve exceder 0. a determinação do grau de umidade deve ser realizada tão logo a amostra chegue ao laboratório. maturidade da semente. PROCEDIMENTO A análise é realizada em duas repetições. Para o primeiro caso.3. por meio da multiplicação pelo fator de conversão 1. transformar os pesos em kg/hL e. 11.1 OBJETIVO Estabelecer o peso de um determinado volume de sementes.2. item 8. 11.5kg/hL. Determinações adicionais – peso volumétrico. Como o peso hectolítrico de uma amostra varia de acordo com o teor de água das sementes. utilizam-se Tabelas de conversão e para o segundo a leitura é direta. sistema de culturas. 344 . BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL.4. se exceder. ocorrência de insetos e de doenças. repetir a determinação. este deve ser convertido para “Quilos por hectolitro”. beneficiamento.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 11. que foi enviada para o laboratório acondicionada em embalagem impermeável. PESO DE MIL SEMENTES . mantendo-se o mesmo número de casas decimais. em ambos os casos recomenda-se realizar a determinação do grau de umidade.2.2. A seguir é colocada em uma máquina contadora. calcula-se a variância.e.2.2. manualmente ou com contadores mecânicos. assim como de seu estado de maturidade e de sanidade. Como o peso de mil sementes de uma amostra varia de acordo com o teor de água das sementes. conforme 2.2).2.2 PROCEDIMENTO A amostra de trabalho é toda a porção “Semente Pura” (12.1 AMOSTRA DE TRABALHO A amostra de trabalho é pesada em gramas. quando não especificado nas RAS. o número de sementes por embalagem e o peso da amostra de trabalho para análise de pureza.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 12.1) ou oito repetições de 100 sementes provenientes da porção “Semente Pura” (12. pela fórmula: Peso de mil sementes (PMS) = Quando forem utilizadas as oito repetições de 100 sementes. oito repetições de 100 sementes cada.1). onde é realizada a leitura do número de sementes.5. 12. o desvio padrão e o coeficiente de variação dos valores obtidos das pesagens.2. da seguinte maneira: Variância = Onde: x = peso de cada repetição n = número de repetições = somatório Desvio Padrão (S) = Coeficiente de Variação (CV) = 100 346 .1 OBJETIVO Determinar o peso de mil sementes de uma amostra. Em seguida as sementes de cada repetição são pesadas com o número de casas decimais indicado para a amostra de trabalho para a análise de pureza. obtidas da porção “Semente Pura” (12. com o mesmo número de casas decimais indicado para a amostra de trabalho para a análise de pureza (Capítulo 2 – Quadro 2. 12. 12. É uma informação que dá idéia do tamanho das sementes.2.2 CONTAGEM DAS REPETIÇÕES Contam-se ao acaso. calcula-se o peso de mil sementes.2).1).3 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS Quando for utilizada toda a porção “Semente Pura” (12. Nota: O peso de mil sementes é utilizado para calcular a densidade de semeadura. 12. R6 = 15.38g e R15 = 12.52g e R8 = 13.50g.01g. outras oito repetições de 100 sementes serão contadas. 347 . No exemplo: R11 = 17. Determinações adicionais – peso de mil sementes. pesadas e calculado o desvio padrão das 16 repetições. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária.60g PMS = 14.60 x 10 = 146. fazendo-se a devida aproximação no final. R4 = 14.10.2008. R7 = 15. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV.61 – 2. International Seed Testing Association.42g CV = 5.61 + 2. R13 = 14.50g. Bassersdorf. cap.84 = 14. R5 = 15. 1992.17 = 14.3.27g (14. sendo este o resultado do teste.95g (14. Conforme o exemplo abaixo: Exemplo: Peso de Mil Sementes para uma amostra de sementes de soja Peso de oito repetições: R1 = 14. O resultado da determinação é calculado multiplicando-se por 10 o peso médio obtido das repetições de 100 sementes. R15 = 12. cap.06g. R3 = 14.10g são desprezadas Refazendo os cálculos: = 14. ed.60g.8 ≈ 6 % Como o coeficiente de variação foi superior a 4%.50g. p. R12 = 15.194-195. efetua-se a pesagem de mais oito repetições: R9 = 15. item8. ISTA. Weight determination.10g e R16 = 14.3. R11 = 17.61g Devem ser desprezados valores superiores a 16. 2008. R14 = 14.30g.34) e inferiores a 12.05g.38g. p.0g O resultado é expresso em gramas com o número de casas decimais correspondentes às utilizadas nas pesagens menos uma. In: Regras para análise de sementes.30g. se o coeficiente de variação não exceder 6% para as sementes palhentas ou 4% para as demais. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. In: International rules for seed testing.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Onde: = peso médio de 100 sementes.34g.8.10. Se o coeficiente de variação exceder os limites já mencionados.34). R10 = 14.83g S = 0.72g S = 1. Desprezam-se as repetições com divergência da média superior ao dobro do desvio padrão. R2 = 13.1-10. Multiplica-se por 10 a média do peso das demais repetições de 100 sementes.10g. . NÚMERO DE SEMENTES SEM “CASCA” E NÚMERO DE SEMENTES COM “CASCA” . pericarpo (p. cap. ou outras estruturas morfológicas. Após a separação.4 e 8. item 8.2) para a espécie em exame. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. para as sementes de espécies que não estão envoltas pelas glumas (p. p. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. In: Regras para análise de sementes. contamse as sementes com “casca” ou as sementes sem “casca”.8. 1992.ex: café e amendoim).ex: arroz).195.1 OBJETIVO Determinar o número de sementes sem “casca” de uma amostra. pericarpo ou outras estruturas morfológicas.5. 13. citada para a análise de pureza da espécie em exame.ex: trigo e centeio). de acordo com o objetivo proposto.3 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS O resultado é expresso em número de sementes sem “casca” ou com “casca” em relação ao peso da amostra de trabalho. Brasília: SNAD/ DNDV/CLAV.2 PROCEDIMENTO Esse teste poderá ser realizado simultaneamente com a análise de pureza. Juntar as sementes com e sem “casca” para compor a porção “Semente Pura”. e anota-se o número na ficha de análise. para as sementes de espécies que estão envoltas pelas glumas (p. Determinar o número de sementes com “casca” de uma amostra. considerando a Definição de Semente Pura (Capítulo 2 – Quadro 2.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 13. 350 . Para isso separam-se as sementes puras em duas porções: sementes com “casca” e sementes sem “casca”. Determinações adicionais – número de sementes sem casca e número de sementes com casca. 13. TESTE DE UNIFORMIDADE (RETENÇÃO EM PENEIRA) . Repetir esse procedimento para a outra repetição. As sementes retidas pela peneira indicada.8.3 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS O resultado do teste é a média das porcentagens de sementes retidas nas duas repetições e em números inteiros. Determinações adicionais − teste de uniformidade (classificação por peneira).1 OBJETIVO Determinar em uma amostra a porcentagem de sementes retidas na peneira indicada pelo requerente para o lote de sementes. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. pesadas e tem o seu porcentual calculado. sobre este a peneira indicada pelo requerente e no topo a peneira imediatamente superior à esta. In: Regras para análise de sementes. são separadas. de acordo com o que é utilizado na classificação de sementes da espécie em análise.2 PROCEDIMENTO Pesar duas repetições de no mínimo 100g de sementes puras. 14. Colocar as sementes de uma das repetições sobre a peneira superior e agitar o conjunto por um minuto. item 8. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. que tenham obrigatoriamente passado pela peneira imediatamente superior. cap. Dispor as peneiras da seguinte forma: colocar o fundo na posição inferior. 14. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV. 1992. p.6.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 14.196. 352 . TESTE DE EMBRIÃO EXCISADO . 4. 15. para testes de germinação que requerem mais de 60 dias. 15.4 EXCISÃO Os embriões são extraídos das sementes embebidas com o auxílio de bisturi ou lâmina e devem ser conservados úmidos durante toda a operação. O resultado do teste só pode ser informado no Boletim de Análise de Sementes se a metodologia para a espécie em análise estiver descrita nesse Capítulo. O pericarpo ou endocarpo duros envolvendo alguns frutos precisam ser removidos. dependendo da velocidade da embebição.3 PRINCÍPIO Os embriões são extraídos e incubados nas condições prescritas por 5-14 dias. pelo menos 425 a 450 sementes da porção “Semente Pura”.2 PREPARAÇÃO Espécies que necessitam de escarificação mecânica ou química do tegumento (ou outro tecido de cobertura) devem receber tratamento apropriado antes da embebição. para que os embriões eventualmente danificados durante a extração sejam substituídos. quando testadas pelos métodos descritos no Capítulo 5. Para prevenir o crescimento de fungos ou bactérias e o acúmulo de exsudatos da semente.1 AMOSTRA DE TRABALHO O teste deve ser feito com 400 sementes puras.4. 8 de 50 ou 16 de 25) depende do tamanho do embrião e do recipiente em que serão colocados. 15. Os embriões viáveis mostram evidência de crescimento ou permanecem firmes e sem deterioração evidente.4 PROCEDIMENTO 15. 15. Os embriões danificados pela extração devem ser descartados e substituídos. a água deve ser substituída duas vezes ao dia e sua temperatura não deve exceder 25°C. incluindo o pré-tratamento. mas consideradas como não viáveis e incluídas no cálculo dos resultados: 354 . da análise de pureza ou de uma fração representativa da amostra média.2 APLICAÇÃO DO TESTE O teste não é válido para sementes previamente germinadas e não deve ser usado para amostras médias que contenham qualquer semente germinada seca. ao acaso.4.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 15.1 OBJETIVO Determinar de modo mais rápido a viabilidade de sementes de espécies com germinação lenta ou com dormência. 15. O número de repetições (4 de 100. Os instrumentos e a área de trabalho devem ser higienizados com uma solução de etanol a 70%. Entretanto devem ser retiradas.4. 15.3 EMBEBIÇÃO As sementes são imersas em água de torneira por 24-96 horas. Os embriões não viáveis mostram sinais de deterioração. As sementes com as seguintes características não devem ser descartadas. c) Frutos ou sementes com embriões que estejam com coloração alterada. na região dos cotilédones (oposta à radícula) e remover o tegumento. Romper o tegumento das sementes por meio de uma agulha de dissecação. São consideradas não viáveis os embriões com as seguintes características: a) Embriões deteriorados ou mortos devido ao rápido e intenso desenvolvimento de fungos. com coloração variável em função da espécie (branca. 15. ou aqueles com micélio de fungo visível.5 PROCEDIMENTOS ESPECÍFICOS a) Acer spp. 355 .5 INCUBAÇÃO Os embriões são colocados em papel de filtro ou mataborrão úmido em caixa plástica ou placas de Petri. deteriorados ou mortos. d) Embriões de Coníferas com hipocótilo encurvado . esse deve ser repetido. b) Frutos ou sementes com embriões que tenham sido seriamente danificados por insetos ou procedimentos de beneficiamento. Remover o embrião com a lâmina do bisturi. ou. as sementes ou frutos devem ser imersos em uma solução de hipoclorito de sódio a 5% por 15 minutos e lavados com água antes da excisão. palmatum Imergir os frutos em água por 24-48 horas. e manter as sementes imersas em água por 24-72 horas. Nesse caso. b) Embriões com coloração marrom intensa ou preta e aparência acinzentada ou esbranquiçada e aquosa. Remover o pericarpo e a ala. com um mínimo de oito horas de luz diária. Se for observada uma infecção fúngica que comprometa o teste. e) Embriões caracterizados pela alteração da coloração localizada nos tecidos danificados pela excisão. por até 14 dias.6 AVALIAÇÃO Os embriões danificados mecanicamente pela excisão podem ser distinguidos dos embriões não viáveis pela localização da alteração da coloração do tecido depois de 24 horas de incubação. c) Embriões em desenvolvimento (eventualmente. Se o tegumento permanecer aderido ao embrião. raspá-lo e manter as sementes imersas em água por uma ou duas horas. repetir o teste. São considerados viáveis os embriões com as seguintes características: a) Embriões firmes. 15. excluindo A. verde ou amarela). cortar o tegumento da semente e o endosperma no sentido do comprimento e separá-los com as unhas e com o bisturi. até a hidratação completa. intumescidos e. Quando o dano da excisão dificultar a avaliação. 15. Os embriões extraídos devem ser incubados a uma temperatura constante de 20-25ºC. Para extrair o embrião. Imergir os frutos em água por 24 horas e remover os arilos carnosos. b) Embriões com um ou mais cotilédones intumescidos ou esverdeados. Os embriões deteriorados.4. b) Euonymus spp. alicate de manicure ou bisturi. d) Embriões com cotilédones muito deformados. Imergir as sementes em água por 48-72 horas. negundo e A.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES a) Frutos vazios ou sementes sem embriões. até o estádio de plântula). Toda a amostra de trabalho deve ser incubada ao mesmo tempo. devem ser descartados diariamente.4. com o lado plano para cima e a ponta da radícula dirigida para a palma da mão. segurar a semente. Imergir as sementes em água por 24 horas. mahaleb. Descartar e substituir as sementes quando o tegumento foi danificado na extração. Soltar o tegumento das laterais da semente. virginiana e outros Prunus de tamanho similar Colocar a ponta da lâmina do bisturi na sutura do caroço.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES c) Fraxinus spp. inserir a ponta do bisturi no “endosperma”. P. d) Malus spp.1) Prunus avium. A imersão do endocarpo em água por 2448 horas pode facilitar a sua remoção. g) Prunus spp. P. o tegumento da semente ao longo da sutura até o final da radícula. Imergir as sementes em água por 48-96 horas. Cortar. Fazer um corte acima da ponta da radícula para separar o tegumento nessa região. entre o dedo indicador e o polegar. até a hidratação completa. g. strobus Imergir as sementes em água durante 24-48 horas. Segurar a semente entre o dedo indicador e o polegar. expondo o embrião. imerso em água para completar a hidratação. inclinando a ponta da lâmina para o interior da semente para remover o tegumento. f) Pinus cembra. Manter a semente presa com o dedo indicador e cortá-la. P. Para extrair o embrião. Para extrair o embrião. Inclinar o bisturi em direção ao interior do fruto e pressionar até a separação do endocarpo. no sentido do comprimento. P. Para remover o embrião. coulteri. P. na extremidade da radícula. que contém o embrião. cortar o tegumento externo (que é duro) e o interno longitudinalmente. heldreichii. Imergir as sementes em água por 24-48 horas. P. 356 . Para extrair o embrião. persica e outros Prunus de tamanho similar Colocar a lâmina do bisturi na sutura ventral do endocarpo e bater na lâmina com um martelo para abrir o caroço. P. parviflora Imergir as sementes em água durante 48-72 horas. P. besseyi.2) Prunus armeniaca. tirar os tecidos remanescentes da nucela e do endosperma. padus. P. Imergir as sementes em água por 72-96 horas. com um bisturi e removê-los com a lâmina do bisturi e com a unha do dedo indicador. separar o tegumento e o endosperma com a unha e com o bisturi. sob o embrião. Ao extrair o embrião. Torcer a ponta do bisturi para abrir o endocarpo. com um bisturi. através do tegumento e do “endosperma” (estritamente megagametófito). e Pyrus spp. koraiensis e P. jeffreyi. Manter a semente presa com a unha do dedo indicador e cortá-la longitudinalmente através do tegumento e do endosperma. P. e) Pinus monticola. Segurar a semente firmemente para evitar que os cotilédones se separem. serotina. Manter o “endosperma” (estritamente megagametófito). Imergir os frutos em água por 24 horas e remover a ala e o pericarpo. dependendo da velocidade de hidratação. g. Cortar o “endosperma” no sentido longitudinal e remover o embrião com o bisturi. P. sem danificar o embrião. Romper o endocarpo (que é duro) com um instrumento (torno ou quebra nozes) sem esmagar a semente. peuce e P. 4.2008. 2008. In: International rules for seed testing. ISTA ─ International Seed Testing Association. Bassersdorf. Para extrair o embrião. de um lado.8.8. ed.6 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS A viabilidade. Determinações adicionais − teste de embriões expostos. 357 . Imergir (T. 1992. platyphyllos). longitudinalmente. Imergir as sementes em água por 24-48 horas. cap. O resultado deve ser informado em número inteiro. Remover o tegumento e a parte do endosperma que cobre a ponta do cotilédone. i) Sorbus spp.12. retirar uma parte do endosperma e manter a semente em água. Cortar o tegumento da semente. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL.4 devem ser incluídas no total de cada repetição. cordata) ou imergir novamente (T.12. em porcentagem. para facilitar a extração. In: Regras para análise de sementes. p.1-12. A viabilidade final é determinada pela divisão do número de embriões viáveis pelo número total de sementes incluídas no teste. Se necessário. As estruturas com as características indicadas em 15. separar o tegumento da semente com a unha e com o bisturi.199-202. Separar a parte superior do endosperma com uma lâmina. 15. item 8. platyphyllos) por uma noite. Excised embryo.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES h) Pyrus – ver Malus spp. Brasília: SNAD/DNDV/ CLAV. é calculada em relação ao número total de frutos ou sementes testadas e não no número de embriões extraídos. Pressionar as laterais para expor a radícula e o hipocótilo. cordata) ou após imersão em água por uma noite (T. j) Tilia spp.5. Remover o pericarpo da semente sem hidratação (T. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. p. cap. multiplicado por 100. . TESTE DE RAIOS X . as sementes podem ser colocadas diretamente sobre a superfície do filme. assim a exposição deve ser expressa em miliampére segundo (mAs) ou miliampére minuto (mAm). um aumento de duas vezes na DFF requer quatro vezes de aumento do período de exposição para conseguir o mesmo grau de densidade da imagem no filme. Raios X de baixa energia (ondas longas) são apropriados para objetos pequenos como sementes. Quanto maior a distância. menor a qualidade da imagem. 360 . Um aumento em DFF diminui a intensidade da radiação de acordo com a lei do inverso do quadrado. O kV afeta o contraste da imagem. A unidade de medida do potencial de voltagem entre os eletrodos dentro de um tubo de raios X é o Quilovolts (kV). A mA influencia a densidade. com os detalhes se tornando menos distintos. embora em trabalho de rotina o filme seja geralmente mantido em um suporte (cassete) ou envelope para facilitar o manuseio.000 em relação ao da luz). 16. Ao atravessar as sementes. vazias. Raios X de alta energia (ondas curtas) são mais apropriados para objetos grandes e/ou densos. determinado pelos fatores composição.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 16. A distância entre o objeto e a superfície do filme (DOF) também afeta a qualidade da imagem. Criar um arquivo fotográfico das estruturas internas das sementes analisadas. Para obter a mesma qualidade de imagem. A imagem pode apresentar maior ou menor grau de radiopacidade (clara) e radioluminescência (escura) em função do nível de absorção dos raios X pelas sementes. Assim. mas não o contraste da imagem. Se há necessidade de pequenos detalhes. aumenta-se o número de raios X produzidos em um determinado período. Uma imagem visível é gerada pela revelação do filme ou papel fotossensível. pelas características morfológicas evidenciadas na radiografia. Há uma interação entre o tempo de exposição e a mA. um kV baixo melhora a resolução. Uma miliamperagem alta irá escurecer a imagem. produz a mesma densidade de imagem que uma exposição de 10mA por 10 segundos. mas com comprimento de ondas variáveis (1/10. A distância entre o ponto focal ou alvo e a superfície do filme é a Distância Filme Foco (DFF).1 RADIOGRAFIA Radiografia é uma imagem formada num filme ou papel fotossensível quando um objeto é colocado entre estes e uma fonte de raios X.3 PRINCÍPIOS GERAIS As sementes são colocadas entre uma fonte de raios X de baixa energia e o filme ou papel fotossensível. Um aumento de kV produzirá raios X de menor comprimento de onda.2 Raios X Raios X são ondas eletromagnéticas que se propagam na velocidade da luz. Por exemplo. é formada uma imagem visível. danificadas por insetos e danificadas mecanicamente. 16. 16.000 a 1/100. O tempo de exposição é o tempo pelo qual a semente é exposta aos raios X.2. Ao variar o tempo de exposição.1 OBJETIVO Determinar a proporção de sementes cheias. enquanto um kV alto reduz a diferença de densidade. qualquer aumento no tempo de exposição requer um decréscimo proporcional em mA. espessura e densidade dos tecidos e comprimento de onda da radiação ionizante. a densidade da imagem será alterada. A Miliamperagem (mA) é a unidade de medida da corrente aplicada ao tubo.2 DEFINIÇÕES 16.2. um feixe de raios X cria uma imagem permanente sobre o filme ou o papel. Quando esse é processado. Aumentando a mA. de sombras claras e escuras. uma exposição de 100mAs obtida com uma corrente do tubo de 5mA e um tempo de exposição de 20 segundos. acentuando certas características da imagem. Distribuir as sementes (com ou sem suporte) uniformemente sobre o filme ou o papel. O teste é realizado com quatro repetições de 100 sementes. etc) rachado ou quebrado.5 PROCEDIMENTO Posicionar o filme ou papel no cassete ou no suporte. 16. orifício ou mostrando outras evidências de danos causados por insetos afetando a capacidade do fruto-semente ou semente em germinar.4 EQUIPAMENTOS Máquina de Raios X Filme ou papel fotossensível Revelador Suporte para filme Suporte para sementes 16. • Fruto-semente ou semente vazia: fruto-semente ou semente contendo menos que 50% dos tecidos. Revelar o filme ou papel. O filme deve ser revelado em câmara escura ou em máquinas reveladoras apropriadas. Cada máquina de raios X requer diferentes regulagens de tempo de exposição e voltagem para gerar a melhor imagem. 361 . Identificar o filme ou papel com letras de chumbo ou de outro material opaco aos raios X. tomadas ao acaso da porção “Semente Pura” (podem ser retiradas da mesma porção “Semente Pura” utilizadas para o teste de germinação). em equipamentos específicos com softwares adequados. A imagem radiográfica também pode ser gerada por via digital. As regulagens variam também de acordo com a espécie da semente. 16. O papel é revelado em processadores instantâneos em poucos segundos. Para um melhor resultado. Expor as sementes à radiação. ou usar filme ou papel pré-embalado. larva de inseto. uma série de combinações de tempo-voltagem deve ser testada sempre que uma nova espécie for avaliada ou uma máquina diferente for usada. • Fruto-semente ou semente danificado fisicamente: fruto-semente ou semente cheia com o revestimento (tegumento.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES É possível utilizar agentes de contraste que saturam diferencialmente o objeto formando certas partes mais densas radiograficamente do que outras. • Fruto-semente ou semente danificada por inseto: fruto-semente ou semente contendo inseto. Podem ser utilizadas outras formas para a identificação da amostra. pericarpo.6 AVALIAÇÃO As sementes são classificadas de acordo com a anatomia interna revelada pela radiografia nos seguintes tipos: • Fruto-semente ou semente cheia: fruto-semente ou semente contendo todos os tecidos essenciais para a germinação. 14.14.2008. cap. International rules for seed testing − Xed.3. em números inteiros. ray test. Bassersdorf. 2008. danificadas fisicamente ou por insetos. 362 .7 CÁLCULO E INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS Os resultados são expressos em porcentagens de sementes cheias.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 16. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA ISTA ─ International Seed Testing Association.1-14. vazias. p. TESTE DE SEMENTES POR REPETIÇÕES PESADAS . devem ser informados. O resultado é informado como o número de plântulas normais produzidas por peso de semente examinado. por ex. mesmo assim. por exemplo: • a análise de pureza pode ser impossível – porque a semente e o material inerte são indistinguíveis a olho nu. a finalidade é testar o peso do material contendo aproximadamente 400 sementes. antes que o teste de germinação tenha sido iniciado. plântulas normais e anormais. o material inerte constitui tão grande proporção no lote de sementes que torna a análise de pureza demasiadamente cara em relação ao valor da semente. O peso real da semente testada é uma pequena fração do lote comparado com a quantidade total normalmente usada na análise de pureza e teste de germinação.2 deve ainda ser examinado para autenticação da espécie e remoção das sementes de outras espécies prontamente identificáveis. 17. as instruções do Capítulo 4 são seguidas.1 e os números de plântulas normais e de plântulas anormais produzidas são anotados. OBJETIVO Determinar o potencial máximo de germinação de um lote de sementes. também se aplicam a este Capítulo. Em razão das dificuldades da execução da análise de pureza.1 para as quais é apresentado o peso da subamostra para o teste por repetição pesada.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 17. • qualquer combinação dos itens acima. esta não é realizada.3. por ex. Em caso onde a “Determinação de Outras Sementes por Número” é solicitada. Isto pode ser usado para comparar a qualidade de diferentes lotes de sementes e também para estimar o desempenho no campo. DEFINIÇÕES As definições dadas no Capítulo 5 − Teste de Germinação. Para essas espécies. a maioria dos Eucalyptus e Betula. 364 .2. a maioria dos Eucalyptus. • a maioria dos lotes de sementes pode apresentar alta porcentagem de sementes vazias – isto provavelmente faz com que a distribuição desigual entre sementes cheias e vazias nas repetições de germinação apresente um potencial de germinação tendencioso. por ex. O nome e o número dessas outras sementes encontradas. todo o tamanho da amostra de trabalho especificada na Coluna 5 do Quadro 1. para germinação. PRINCÍPIOS GERAIS Para os testes com repetições pesadas. Quatro repetições do peso prescrito são obtidas da amostra de trabalho através de um método de amostragem recomendado. juntamente com o peso examinado. As repetições são semeadas no substrato e devem germinar em condições de temperatura e no período de tempo prescritos no Quadro 5. O teste com repetições pesadas é restrito as espécies listadas na segunda coluna do Quadro 5. • a análise de pureza pode ser impraticável – porque ainda que a semente e material inerte sejam perfeitamente distinguíveis. a determinação da porcentagem de pureza. As razões para isto são várias. alguns Eucalyptus e a maioria de Betula. Cuidados especiais devem portanto ser tomados para assegurar que as amostras médias e de trabalho sejam verdadeiramente representativas.1. 17. peso de mil sementes e/ou porcentagem de germinação são impossíveis ou impraticáveis. o procedimento em 17.1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 17. devem ser aqueles prescritos no Capítulo 5 – Quadro 5. EQUIPAMENTOS Substratos. ficar evidenciado que o número de sementes é significativamente menor que 100 por repetição.3. 17.4. deve ser seguido. se a germinação das sementes for lenta e não uniforme. for constatado que o número de sementes por repetição é significativamente maior do que as 100 sementes desejadas.2. PROCEDIMENTO 17. temperaturas. como o descrito em 17. ou em qualquer outro momento durante o decorrer do teste de germinação. A duração do teste e o dia da primeira contagem para cada espécie encontram-se no Quadro 5. usando repetições de peso maior. Esses pesos têm sido derivados de dados da porção “Semente Pura” de modo a fornecer aproximadamente 100 sementes por repetição. divisão manual. o teste deve ser repetido após um tratamento apropriado (ver 5.11). Ao finalizar o teste. 365 .4 e 5.5. Se.3. duras.5. Cada sub-repetição deve ser cuidadosamente identificada.7). 17. Para as espécies.5.5.5. e quatro destas são selecionadas ao acaso para o teste de pré-esfriamento. Se durante o preparo das repetições.5.1. não é necessário discriminar as sementes remanescentes em vazias. sendo que todas elas devem ser mantidas juntas e consideradas como se fossem uma repetição (ver 5. Se aparecer um número muito menor ou maior de unidades de sementes em cada repetição. TESTE DE GERMINAÇÃO Os substratos.2 e 5.1. condições de iluminação e tratamentos especiais.1.5. EXAME FÍSICO DA AMOSTRA DE TRABALHO Toda amostra de trabalho deve ser examinada a fim de determinar se as sementes pertencem à espécie declarada pelo requerente e para identificar tanto quanto possível qualquer outra semente contaminante do lote de sementes. dormentes e não-germinadas. AMOSTRAS MÉDIA E DE TRABALHO Os pesos mínimos das amostras médias e de trabalho devem ser aqueles prescritos no Quadro 1. As plântulas devem ser avaliadas de acordo com 5. materiais e equipamentos adequados estão definidos no Capítulo 5 – Quadro 5.1.2. então o teste deve ser refeito. 17. onde os testes com e sem pré-esfriamento são recomendados. colher ou divisor mecânico) para obtenção de quatro repetições de aproximadamente o peso exigido e devem ser pesadas com a precisão descrita em 2.1.2. então cada repetição pode ser subdividida em duas ou mais partes e distribuídas uniformemente em sub-repetições.5). Não havendo limitações de tempo e/ou espaço as oito repetições devem ser colocadas para germinar ao mesmo tempo. As sementes de cada repetição devem ser espalhadas uniformemente no substrato úmido prescrito.5. A amostra de trabalho deve ser subamostrada por um método aprovado (por ex.4. OBTENÇÃO DAS REPETIÇÕES POR PESO O peso do material a ser testado em cada repetição é fornecido pelo Quadro 5.4 e 1.4.5. No entanto. para superar a dormência. e se o analista tiver qualquer outra razão para suspeitar da presença de dormência. As amostras devem ser coletadas de acordo com os métodos citados nestas RAS (1. ao contrário.1. devem ser tomadas oito repetições por peso. 17.e. Para verificar a confiabilidade do resultado do teste a soma das repetições é calculada e comparada com a Tabela 18. cap. Deve ser também informado em “Observações”: . O resultado é expresso em número de sementes germinadas em relação ao peso total das sementes testadas. Bassersdorf. ed. o resultado deve ser informado no espaço apropriado.4. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA ISTA ─ INTERNATIONAL SEED TESTING ASSOCIATION. Se a análise de pureza é solicitada. estas devem ser informadas em “Outras Sementes” no Boletim de Análise de Sementes.13.Peso médio das quatro repetições. p. INFORMAÇÃO DOS RESULTADOS Uma vez que os testes usuais de pureza e germinação não são executados.7.1-13. 366 . In: International rules for seed testing. um -N.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 17. .11. 17.Número de plântulas normais por kg. . Testing seeds by weighed replicates.13.deve ser colocado em todos os espaços previstos para a informação das porcentagens de seus componentes. CÁLCULO E EXPRESSÃO DE RESULTADOS O resultado do teste sem pré-esfriamento é obtido pela soma dos resultados das quatro repetições.6. no Boletim de Análise de Sementes. Os resultados do teste com pré-esfriamento são calculados e expressos similarmente.Outras informações como especificadas em 5. .2008. Se outras sementes forem encontradas nas repetições por peso. 2008.Número médio de plântulas normais das quatro repetições. informando também o(s) nome(s) científico(s) e o(s) número(s) de sementes encontradas no peso de sementes examinado.12. TOLERÂNCIAS . 2. O limite da variação acima do qual as diferenças entre resultados são consideradas não aceitáveis (significativas) é denominado tolerância. Em todas as situações. Essa variação pode ser atribuída às circunstâncias em que as análises foram realizadas. O valor da tolerância permitida é obtido na linha correspondente à média e na coluna referente à probabilidade. Se a diferença entre os resultados comparados não exceder a tolerância indicada na tabela. aumenta-se a tolerância considerando que a variabilidade da amostra contribui para aumentar a diferença entre resultados. na comparação entre resultados de diferentes laboratórios. devem ser rigorosamente observados os procedimentos referentes ao seu emprego. ou com dificuldades de homogeneização por excesso de impurezas. às características da espécie e às condições de produção das sementes. 1 MILES.5%) são apresentadas nas tabelas. 368 . Handbook of tolerances and of measures of precision for seed testing. localiza-se o valor desse padrão na primeira coluna da tabela. resultados entre testes ou mesmo resultados de testes com um padrão estabelecido. recomendase 5% de probabilidade. em alguns casos. tipo de semente (palhenta ou não-palhenta).0 ou 2. Bassersdorf. ainda que essas determinações tenham sido feitas no mesmo laboratório e pelo mesmo analista. No caso específico da análise de pureza. calcula-se a média dos resultados e localiza-se na tabela. Quando o objetivo é a comparação do resultado de uma determinação com um padrão estabelecido.500 sementes. Nessas situações. é recomendado o uso de valores de probabilidade inferiores a 5%.525-686. a variação é considerada não significativa e aceitável. como as florestais e forrageiras. 18. 1963. no mínimo. tipo de semente (palhenta ou não-palhenta) e número de sementes utilizado. O objetivo do estabelecimento de tolerâncias é avaliar se a variação dos resultados dentro e entre testes é aceitável quanto à precisão dos resultados. com conseqüente perda de precisão. A diminuição da probabilidade. Se a diferença entre o resultado comparado e o padrão não exceder a tolerância indicada na tabela. S. como no caso de gramíneas (Poaceae) forrageiras.1 DEFINIÇÃO E OBJETIVO Em análise de sementes é esperada e admitida certa variação quando se comparam resultados de determinações efetuadas com sementes obtidas da mesma amostra média ou de diferentes amostras médias do mesmo lote. 18. Amostras de trabalho com menor número de sementes têm suas tolerâncias estatisticamente aumentadas. o valor dessa média. entre outras. Outras probabilidades menores que 5% (1. pela maior variação esperada entre laboratórios. aumenta a tolerância. contudo. para espécies com alta variabilidade natural.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 18.2 PRINCÍPIO As Tabelas de Tolerância elaboradas por Miles (1963)1 foram baseadas em resultados experimentais e princípios estatísticos e são aplicáveis para comparação de resultados de repetições de um teste. Proceedings of the International Seed Testing Association. a variação é considerada não significativa e o resultado é considerado dentro do padrão. O valor da tolerância permitida é obtida na mesma linha e na coluna adequada para o caso. v. Da mesma forma. Para comparar resultados entre testes. p.3 PROCEDIMENTO Para a aplicação das Tabelas de Tolerância é importante que os testes tenham sido executados de acordo com as especificações prescritas nessas Regras para Análise de Sementes.28. por exemplo. Tais valores de probabilidade podem ser usados. na coluna correspondente. número de testes ou de repetições utilizado. R. conforme a probabilidade. Nas comparações entre resultados de testes ou de resultados com padrões estabelecidos. as Tabelas de Tolerância foram calculadas para amostras de trabalho que contenham. Essas recomendações estão indicadas nas tabelas correspondentes. obtidas a partir da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote. Arrhenatherum. não podem ser limpas. ou não são amostradas facilmente e podem fazer com que outras sementes fiquem presas ou aderidas às sementes cultivadas.6 Tabela 18.1 Tabela 18. como por exemplo. Brachiaria. Chloris. do mesmo lote.2 TABELAS DE TOLERÂNCIA PARA DETERMINAÇÃO DE OUTRAS SEMENTES POR NÚMERO E VERIFICAÇÃO DE OUTRAS CULTIVARES Tolerâncias máximas admitidas para: • Comparação de resultados de duas amostras de trabalho. realizada no mesmo laboratório ou em diferentes laboratórios.7 Tabela 18.8 369 . a não ser que suas estruturas palhentas tenham sido previamente removidas.3 Tabela 18. Panicum. Dactylis. realizada no mesmo laboratório ou em diferentes laboratórios. Andropogon. Tabela 18. Paspalum.5 18. 18. obtidas de duas amostras médias.2 Tabela 18. a partir de resultados de análises fiscais) • Comparação de resultados de duas amostras de trabalho obtidas de diferentes amostras médias do mesmo lote quando o resultado da segunda análise for maior do que o resultado da primeira análise. etc. Festuca. Anthoxanthum. as sementes do gênero Brachiaria comercializadas após escarificação química. quando o resultado da segunda análise é pior de que o resultado da primeira análise. Melinis. a partir de resultados de análises fiscais) • Comparação de resultados de duas subamostras (com metade do peso recomendado para a amostra de trabalho) obtidas da amostra média. no mesmo ou em diferentes laboratórios. Urochloa.4 TABELAS DE TOLERÂNCIAS E SUAS APLICAÇÕES As Tabelas apresentadas foram adaptadas a partir das referências citadas ao final de cada uma delas. • Comparação do resultado obtido com o padrão de sementes estabelecido.4. Cenchrus. • Comparação de resultados de duas amostras de trabalho. Para o uso das tabelas são consideradas palhentas as sementes dos seguintes gêneros: Agropyron. Trisetum. • Comparação de resultados de duas amostras de trabalho obtidas de diferentes amostras médias. • Comparação do resultado da amostra com o padrão estabelecido. Ver também Quadro 2.2 do Capítulo 2 − Análise de Pureza. Alopecurus. Poa.4 Tabela 18. Deschampsia. Cynodon. Lolium. Holcus. Stylosanthes. Bromus. Axonopus. Hyparrhenia.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES São consideradas “palhentas” as unidades de dispersão que não deslizam facilmente e são propensas a aderirem umas às outras ou a outros objetos.4. Agrostis. Setaria. e analisadas no mesmo ou em diferentes laboratórios. 18. Zoysia.(Uso exclusivo pela fiscalização. Tabela 18. do mesmo lote. obtidas da mesma amostra média.1 TABELAS DE TOLERÂNCIA PARA ANÁLISE DE PUREZA Tolerâncias máximas admitidas para: • Comparação de resultados de duas amostras de trabalho. (Uso exclusivo pela fiscalização. • Para comparação de resultados de amostras de trabalho obtidas da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote.9 Tabela 18.12 Tabela 18.16 Tabela 18. • Para comparação de resultados relativos a cada repetição do mesmo teste de germinação (Repetições por peso).14 18.17 370 . • Para comparação de resultados de dois testes de tetrazólio realizados a partir de diferentes amostras médias do mesmo lote. analisadas no mesmo laboratório. • Para comparação de resultados de amostras de trabalho obtidas da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote. (Uso exclusivo pela fiscalização.4. • Para comparação do resultado do teste de germinação ou de tetrazólio da amostra com o padrão estabelecido.4. analisadas em diferentes laboratórios.10 Tabela 18. quando o resultado da segunda análise é pior do que o resultado da primeira análise.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES 18. Tabela 18. analisadas no mesmo laboratório.13 Tabela 18.15 Tabela 18. em diferentes laboratórios.11 Tabela 18. Tabela 18.3 TABELAS DE TOLERÂNCIA PARA TESTE DE GERMINAÇÃO Tolerâncias máximas admitidas: • Entre resultados das repetições do mesmo teste. • Para comparação de resultados do teste de tetrazólio de amostras de trabalho obtidas da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote.4 TABELAS DE TOLERÂNCIA PARA TESTE DE TETRAZÓLIO Tolerâncias máximas admitidas: • Entre os resultados das repetições do mesmo teste. a partir de resultados de análises fiscais) • Para comparação de resultados de dois testes de germinação realizados a partir de diferentes amostras médias do mesmo lote. realizada no mesmo laboratório ou em diferentes laboratórios. 5 0.7 1.29 0.6 0. no mínimo.90 – 1.7 0.3 1.99 97. obtidas da mesma amostra média.6 1.2 1.1 1.4 1.75 – 98.4 1.15 – 0.99 3.00 – 92.00 – 7.4 0.4 1.45 – 0.39 0.65 – 99.9 1.9 1.3 0.7 1.25 – 98.75 – 97.5 0.3 0.50 – 99.7 0.7 0.8 0.0 1.44 0.99 2.24 1.4 0.6 0.25 – 2.8 0.6 0.49 94.9 2.40 – 99.70 – 0.5 0.6 0.1 0.6 1.1 1.5 0.99 96.9 2.94 99.7 1.6 0.25 – 97.9 Palhentas* (diferentes laboratórios) 1 E 0.59 99.75 – 2. no mesmo ou em diferentes laboratórios. 1% de probabilidade entre resultados de diferentes laboratórios (Coluna E).0 1.00 – 94.6 1.2 1.00 – 99.3 2.50 – 96.0 1.4 2.85 – 99.00 – 96.7 0.7 0.8 0.4 1.6 1.99 92.69 99.4 0.1 1.39 99.8 0.74 2.64 99.5 1.20 – 99.5 0.4 0.6 0.1 1.10 – 0.2 0.19 99.80 – 99.00 – 6.9 0.09 98.0 1.04 0.49 98.5 1.50 – 4.89 0.2 0.74 98.3 1.5 0.74 1.2 1.8 5 F 0.3 0.2 1. 1% de probabilidade (Coluna G) na comparação entre resultados do mesmo laboratório e para resultados de diferentes laboratórios.6 0.3 0.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18.2 0.2 0.00 – 0.0 2.19 0.7 0.5 1.00 99.8 0.00 – 1.0 2.90 – 99.3 0.99 4.24 96.8 1.69 0.99 (menor que 50) B 0.5 0. Para sementes de espécies florestais deve-se utilizar.5 0.9 1.49 2. Para sementes não palhentas deve-se utilizar 5% de probabilidade na comparação entre resultados do mesmo laboratório e para resultados de diferentes laboratórios (Coluna C).49 95.79 99.2 0.00 – 3.1 2.60 – 0.2 1.4 0.29 99.00 – 97.7 1.99 98.5 0.4 0.54 99.35 – 0.9 1 G 0.2 1.5 0.49 99. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de duas amostras de trabalho.4 0.50 – 0.5 1.8 1.2 2.5 0.1 ─ Análise de Pureza (percentagem de sementes puras e de impurezas).0 1.99 95.59 0.49 1.6 0.2 0.2 1. Média dos Resultados (%) (50 – 100) A 99.8 0.0 1.7 0.7 0.5 0.75 – 99.8 0.30 – 99.5 0.9 1.4 1.7 0.6 Pelotizadas Espécies Florestais Probabilidade (%) 5 C 0.9 0.80 – 0.49 4.3 1.20 – 0.99 1.24 0.74 97.8 0.7 0.4 0.99 5.5 0.4 0.00 – 98.00 – 95.7 1.8 1.99 6.4 371 .99 7.1 2.25 – 0.99 93.89 99.49 97. Para sementes palhentas deve-se utilizar 5% de probabilidade na comparação entre resultados do mesmo laboratório (Coluna D) e.6 1.3 0.50 – 5.6 0.79 0.34 0.00 – 93.3 1.74 99.09 0.49 3.10 – 99.4 0.4 0.70 – 99.50 – 1.8 0.5 0.4 0.5 1.1 1.8 0.0 1.3 1.50 – 97.4 1.84 99.6 0.8 1.00 – 4.55 – 99.25 – 1.3 1.00 – 0.60 – 99.6 0.50 – 95.49 0.50 – 2.00 – 2.24 2.3 1.05 – 0.40 – 0.1 1.99 Não Palhentas Palhentas* (mesmo laboratório) 5 D 0.2 0.9 1.30 – 0.14 0.0 1. no mínimo.5 0.50 – 98.24 97.6 0. Para sementes pelotizadas deve-se utilizar 5% de probabilidade (Coluna F) na comparação entre resultados do mesmo laboratório e para resultados de diferentes laboratórios.95 – 100.75 – 3.4 1.3 1. 00 – 84.3. p.566.99 40.80% Diferença entre os resultados = 47.00 – 50.1 3.0 3.00 – 34.5 3. com tolerância 4.8 2.6.2 2. com tolerância 1.9 ÷ 2 = 98.99 79.6 3.4 4.6 * Ver definição de sementes palhentas no Capítulo de Análise de Pureza (item 2.99 28.0 2.1 (Coluna B).9% Interpretação: Exemplo 1: Resultados obtidos no mesmo laboratório Na Tabela 18.7 2.28.7 3.8 2. Como a diferença (7.8 Pelotizadas Espécies Florestais Probabilidade (%) 5 C 1. 372 .00 – 15.6 3.3 4.6 2.5 – 40.3 3. Exemplo 2: Resultados obtidos em laboratórios diferentes Sementes: palhentas Probabilidade = 1% Resultado do Laboratório 1 = 47.7 2.3 2. n.2).00 – 80.99 35.00 – 82.99 30.99 10. Como a diferença (0.00 – 70.99 90.8 2.5 2. Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.0% Média = 196.7 4.4 4.99 85.3 3.5 5 F 2.1(Coluna A).1 2.3 2.4% Interpretação: Na Tabela 18.1 3.99 83.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Média dos Resultados (%) (50 – 100) A 91.6 2.9) é inferior à tolerância (1.9 4.5% Resultado do Laboratório 2 = 40. Sementes: palhentas Probabilidade = 5% 1ª amostra = 98.3 3.99 14.99 59.6 2.00 – 23.99 12.99 75.8 Quadro 2. a média 43.99 69. v.1 2.0 4.0 (Coluna E).9 3.0 3.6 ÷ 2 = 43.4) é superior à tolerância (4.2 4.1% Média = 87.2 2.00 – 27.5 2.1 4.99 77.4 3.00 – 60.00 – 21.2 3.00 – 9. os resultados são compatíveis.00 – 29.2.3 e 2.3 3.5 2.00 – 78.8).80 encontra-se no intervalo 40.1 4.00 – 19.9 3.1 3.99 26.99 20.6 2. a média 98.00 – 91.7 Palhentas* (diferentes laboratórios) 1 E 2.99 16.9 3.45% Diferença entre os resultados = 98.8 3.00 – 13.0).99 81.9 2.6 3.99 22.00 – 49.7 1 G 2.2 4.3 3.2 3.00 – 86.00 – 72.9% 2ª amostra = 98.99 18.99 Não Palhentas Palhentas* (mesmo laboratório) 5 D 2.99 24.3 3.00 – 8.2 2.99 87.6 3.00 – 49.4 3. os resultados são incompatíveis.00 – 17.1 3.0 3.2 3.3 2.0 = 0.4 3.99 89.00 – 74.49. 1963.99 64.99 9.00 – 88.00 – 25.00 – 39.99 (menor que 50) B 8.9 – 98.9 4.99 71. ISTA.3 3.4 3.5 4.00 – 76.7 2.0 3.3 4.00 – 90.1 = 7.00 – 65.25 – 98.45 encontra-se no intervalo 98.99.00 – 11.99 73.9 3.8 (Coluna F).8 3. 00 – 64.69 0.50 – 95.8 4.49 99.74 2.10 – 99.1 1.50 – 1.9 3.24 97.5 1.10 – 0.39 99.55 – 99.49 3. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de duas amostras de trabalho obtidas de duas amostras médias.40 – 0.00 – 73.7 2.5 2.60 – 99.99 80.7 Palhentas* e Pelotizadas D 0.2 1.99 70.8 3.74 99.2 0.00 – 98.99 (menor que 50) B 0.00 – 34.2 − Análise de Pureza (percentagem de sementes puras e de impurezas).99 72.49 2.75 – 1.99 10.99 65.5 0.20 – 99.69 99.0 1.00 – 94.3 5.3 e 2.50 – 97.04 0.1 4.99 1.50 – 4.9 2.75 – 2.5 1.3 2.00 – 39.7 0.00 – 90.00 – 19.99 98.99 4.99 96.34 0.0 1.99 7.0 2.00 – 13.1 1.8 1.8 Quadro 2.9 1.7 0. do mesmo lote.00 – 93.19 0.00 – 25.99 24.00 – 75.6. a 1% de probabilidade.5 3.25 – 1. Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.9 1.00 – 0.70 – 99.59 0.1 2.44 0.74 1.00 99.8 1.4 4.4 3.74 97.00 – 9.5 * Ver definição de sementes palhentas no Capítulo de Análise de Pureza (item 2.99 97.25 – 0.30 – 99.79 0.4 0.00 – 89.3 4.6 4.99 88.7 0.24 0.1 1.3 2.20 – 0.80 – 99.5 4.00 – 4.1 2.4 0.49 97. e analisadas no mesmo ou em diferentes laboratórios.00 – 96.8 0.7 3.1 4.99 8.00 – 27.99 91.2).00 – 2.00 – 21.75 – 98.28.50 – 96.6 0.50 – 98.89 99. ISTA.2 1.7 0.6 1.9 5.85 – 99.3 1.00 – 5.75 – 97.00 – 79.9 0.99 86.99 12.3 4.50 – 3.99 84.00 – 69.00 – 99.99 6.3 0.5 3.99 95.09 98.64 99.54 99.9 3.562.4 0.25 – 98.0 2.99 78.2 3.50 – 0.00 – 87.79 99.00 – 59.84 99.6 1.49 98.2 3.39 0.9 4.45 – 0.3 1.4 2.15 – 0. v.65 – 99.94 99.2.00 – 71.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18.9 4.00 – 7.00 – 17.0 1.3.00 – 23.14 0.70 – 0.00 – 81.25 – 97.00 – 8.2 5.99 93.60 – 0.99 9.6 0.00 – 77.35 – 0.1 3.5 1.19 99.99 90.4 1.89 0.5 2.6 0.99 20.99 18.6 2.99 Não Palhentas e Espécies Florestais C 0.75 – 99.24 1. p.24 2.7 1.99 30.7 1.99 40.00 – 85.00 – 83.49 1.90 – 0.00 – 3.2 0.00 – 92.5 0.30 – 0.99 14.99 60.00 – 6.50 – 2.00 – 15.25 – 2.00 – 49.2 4.99 92. n.90 – 99.59 99. Média dos Resultados (%) (50 – 100) A 99.99 3.99 50.09 0.49 94.99 74.74 98.95 – 100.99 16.29 99.99 35.99 2.6 0.80 – 0.40 – 99.29 0.6 0.5 4.5 0.8 0. 373 .50 – 99.7 1.0 5.99 28.7 3.49 4.00 – 11.8 0.99 82.99 26.00 – 97.24 96.49 95.99 5. 1963.49 0.5 0.00 – 29.99 22.00 – 91.8 0.8 2.05 – 0.99 76.9 2.00 – 1.00 – 95. 75 – 99.80 – 99.19 0.74.2 0.55 – 99.5 (Coluna C).4 ÷2 = 99.74 2.99 88.50 – 99.70% Diferença entre os resultados = 100.99 92.29 0.7 0.00 – 91.2 0.00 – 8.25 – 1.2 0.5 0.4 0.9 1.99 6.44 0.00 – 2.5 0.59 0.70 – 0.50 – 1.5 0.9 0.20 – 0.00 – 89.4 0.84 99.89 0. Como a diferença (0.00 – 97.99 9.99 8.99 98.9 1.1 0.6 0.00 – 94.40 – 0.5 0.7 1.0 – 99.50 – 98.5).34 0.100) A 99.3 0.69 99.3 0.8 0.7 0.00 – 5.6 0.49 0. Fiscalização do Comércio e da Produção (Uso exclusivo pela fiscalização.2 0.7 1.90 – 99.80 – 0.00 – 7.25 – 2.3 0.50 – 3.7 encontra-se no intervalo 99.99 2.3 2.4 0.99 95.9 1.35 – 0.20 – 99.3 0.6) é superior à tolerância (0.05 – 0.3 0.74 98.99 1.99 5.74 99.7 1.99 (menor que 50) B 0.99 91.1 1.94 99. os resultados são incompatíveis.00 – 6.3 0.50 – 4.49 1.9 0.39 0.25 – 97.4 0.99 90.30 – 0.60 – 0.99 374 .4% Resultado da 2a Amostra = 100.00 – 9.30 – 99.50 – 2.00 – 93.64 99.24 96.4 0.6 1.95 – 100.40 – 99.09 0.4 0.25 – 0.19 99.6% Interpretação: Exemplo: Resultados obtidos no mesmo laboratório ou em diferentes laboratórios Na Tabela 18.1 0.7 1.10 – 0.49 3.79 99.0 1.2 0.99 96.99 97.4 0.49 99.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Sementes: não palhentas Resultado da 1a Amostra = 99.00 – 3.50 – 95.24 2.10 – 99.4 0.49 94.1 0.85 – 99.00 – 0.00 – 98.4 = 0.75 – 98.2 2.49 98. TABELA 18.00 – 99.6 1.5 0.3 0.49 95.25 – 98.2 2.60 – 99.74 97.54 99.69 0.89 99.0% Média = 199.0 1.04 0.1 1.24 97.65 – 99.6 1.0 0.09 98.2 0.49 97.2 (Coluna A).1 1.50 – 97.8 1.2 0.59 99.99 10.00 99.45 – 0.39 99.70 – 99.70 – 99.1 0.5 0.99 4. a média 99.00 – 92.5 1.79 0.00 – 96.74 1.14 0.3 − Análise de Pureza (percentagem de sementes puras e impurezas).24 0.90 – 0.50 – 96.75 – 2. a partir de resultados de análises fiscais) Tolerâncias máximas admitidas para comparação do resultado da amostra com o padrão estabelecido.5 0.49 4.24 1.00 – 11. com tolerância 0.50 – 0.99 7.29 99.99 3.8 1.00 – 1.7 0.00 – 95.2 (50 . Padrão (%) Não Palhentas Palhentas* Probabilidade 5 1 C D 0.00 – 4.75 – 1.3 0.49 2.75 – 97.15 – 0.99 93.00 – 90.6 0. v.6.99 26.8 Quadro 2.99 80.00 – 21.5% Padrão de pureza = 98. o padrão (98. p.00 – 23.99 78.00 – 83.99 70.5 * Ver definição de sementes palhentas no Capítulo de Análise de Pureza (item 2.5 1.99 28.00 – 79.00 – 49.5% Interpretação: Na Tabela 18.99 20.5) é superior à tolerância (0. 1963.0% Diferença entre o padrão e o resultado da amostra = 98.99 74.00 – 73.3 2.99 50.00 – 69.99 76.00 – 85.3 e 2.1 3.00 – 27.99 Padrão (%) (menor que 50) B 12.5 2.4 2.100) A 86.99 24. com tolerância de 0.1 1.00 – 98.4 1.9 1.0 3. 375 . a amostra está fora do padrão. Como a diferença (1.00 – 19.6).2 2.8 3.99 65.28.8 1.6 2.99 82.00 – 13.99 30.4 2.00 – 25.3 (Coluna A).00 – 71.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES (50 .00 – 34. ISTA.5 = 1.00 – 75.00 – 17.00 – 81.0) encontra-se no intervalo 98. n.1 1.00 – 77.99 18.99 84.3.99 14. Exemplo: Sementes: não palhentas Resultado da amostra obtido pela fiscalização C= 96.99 35.24.1 3.99 16.9 3.99 40.99 60.00 – 39. Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.2).8 3.2.6 1.9 3.0 1.7 2.00 – 15.00 – 87.7 2.99 22.571.00 – 29.99 72.00 – 59.6 (Coluna C).99 Não Palhentas Palhentas* Probabilidade 5 1 C D 1.00 – 64.0 – 96. 54 99.99 72.89 0.07 4.25 – 97.60 – 99.50 – 3.00 – 21.67 1.80 – 99.566.8 Quadro 2.75 – 1.51 0.3.90 – 99.05 – 0.25 – 0.69 3.24 2. n.00 – 0.34 0.64 99.69 0.99 20.99 60.71 4.00 – 6.99 28.99 18.00 – 99.55 0.74 0. 1963.60 – 0.00 – 87.00 – 3.59 99.95 1.99 2.31 3.00 – 95.94 99.74 2.99 91.77 4.99 16.06 1.24 1.79 0.34 0.20 – 0.00 – 89.29 1.25 – 2.4 − Análise de Pureza (percentagem de sementes puras e de impurezas).47 0.6.47 4.77 1.00 – 4.49 0.80 – 0.00 – 39.2).00 – 49.00 1.25 2.55 0.49 3.68 0.30 – 99.50 – 1. (Calculada a partir da multiplicação dos valores das Colunas C e F da Tabela P11 por raiz quadrada de dois).99 96. ISTA.00 – 83.00 – 29.50 – 4. Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.99 9.49 2.99 2.99 24.89 0.00 – 34.39 0.12 2.20 0.37 1.50 4.61 0.59 0.15 – 0.2.89 0.75 – 97.99 86.99 7.26 1.75 – 99.72 0.76 0.76 0.59 2.99 92.99 26.49 99.29 99.45 – 0.25 – 1.02 5.14 0.33 0.99 5.99 95.00 – 15.99 74.65 0.89 99.00 – 7.89 Palhentas* e Pelotizadas D 0. 376 .00 – 1.65 0.99 80.10 – 99.24 96.69 99.99 22.50 – 97.74 99.09 0. a 5% de probabilidade.99 1.99 76.53 1.99 2.79 99.73 2.24 97.88 1.09 2.00 – 25.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Tabela 18.50 – 2.49 97.99 14.75 – 98.99 70.99 82.83 0.78 1.00 – 81.99 30.20 – 99.30 – 0.00 – 94.00 1.49 94.99 10.74 97. p.52 3.40 – 0.25 3.00 – 9.99 93.99 78. Média dos Resultados de Duas Sub-amostras (%) (50 – 100) A 99.99 (menor que 50) B 0.19 0. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de duas subamostras (com metade do peso recomendado para a amostra de trabalho) obtidas da amostra média.00 – 69.26 4.55 – 99.99 3.70 – 99.99 90.14 4.86 4.99 35.44 1.09 98.49 0.00 – 92.74 1.61 4.37 4.10 – 0.07 1.49 4.82 0.00 – 90.49 95.19 99.3 e 2.25 – 98.47 1.16 * Ver definição de sementes palhentas no Capítulo de Análise de Pureza (item 2.00 99.69 0.74 2.00 – 85.00 – 59.00 – 71.43 2.99 50.29 0.99 84.85 – 99.99 4.90 4.35 – 0.90 3.00 – 11.99 Tolerância Não Palhentas e Espécies Florestais C 0.00 – 98.00 – 75.59 0.50 – 96.00 – 73.99 65.00 – 23.95 1.00 – 96.49 98.00 – 2.15 1.99 12.86 5.61 4.24 0.22 2.99 97.75 – 2.88 1.00 – 13.23 0.56 2.04 3.40 0.99 6.49 3.00 – 91.60 1.00 – 93.95 – 100.00 4.37 4.04 0.00 – 27.00 – 77.70 1.40 – 99.90 – 0.99 8.00 – 64.99 98.00 – 17.37 1.99 40.00 – 5.19 1.65 – 99.28.99 88.54 1.63 1. v.50 – 98.00 – 19.00 – 8.39 99.00 – 79.50 – 0.74 98.38 2.23 4.50 – 95.88 3.70 – 0.49 1.08 3.71 3.44 0.84 99.42 0.00 – 97.50 – 99. Como a diferença (0. a média 98.45% Diferença entre os resultados = 98.9) é inferior à tolerância (1.4(Coluna A).9% Interpretação: Exemplo: Resultados obtidos na análise de pureza em duas subamostras Na Tabela 18.29 (Coluna não palhentas e espécies florestais).0% Média do resultado das duas subamostras = 196.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Sementes: não palhentas 1ª subamostra = 98. com tolerância 1.25 – 98.49.9 – 98. 377 .9 ÷ 2 = 98.0 = 0. os resultados são compatíveis.29).45 encontra-se no intervalo 98.9% 2ª subamostra = 98. 00 – 13.99 78.0 378 .3.0 2.40 – 99.2 1.99 70.00 – 75.1 4.25 – 97.99 91.5 0.00 – 8. Média dos Resultados (%) (menor que 50) (50 – 100) B A 99.59 0.28.04 99.90 – 99.30 – 0.4 2.19 0.99 5.3 0.00 – 25. a 1% de probabilidade.8 2.85 – 99.9 2.6 0.74 98.2 4.99 12.25 – 1.70 – 0.3 3.5 1.00 – 21.2 2.8 5.49 97.99 65.1 1.00 – 34.50 – 97.00 – 2.30 – 99.19 99.6 0.99 26.0 2. ISTA.4 0.64 0.50 – 95.00 – 17.99 80.1 2.3 2.44 99.89 99.99 8.00 – 81.2 0.65 – 99.7 1.5 2.39 99.5 1.80 – 99.00 – 29.8 1.25 – 2.00 – 15.00 – 77.24 2.8 2.80 – 0.00 – 96.50 – 0.4 0.99 7.49 1.99 88. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de duas amostras de trabalho obtidas de diferentes amostras médias do mesmo lote.9 4.84 0.99 93.00 – 39.7 0.99 1.2).00 – 95.75 – 2.00 – 11.0 1.99 30.2.49 98.7 0.5 0.00 – 85.99 28.7 3.50 – 99. a menor percentagem de sementes puras ou a maior percentagem de impurezas.60 – 99.00 – 5.6 0.99 96.05 – 0.6.49 0.6 0.50 – 4.9 0.3 1.00 – 69.50 – 2.00 – 79.99 98.99 2.99 24.00 0. Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.4 0.5 4.99 20.99 95.99 90.99 60.00 – 9.3 4.99 9.5 0.4 1.00 – 83.49 2.6 1.49 96.7 0.9 1.6 2.6 0.35 – 0.95 – 100.2 Palhentas* D 0.69 0.00 – 59.2 2.00 – 6.00 – 91.9 3.4 3.89 0.4 1.29 0.99 10.74 97.00 – 49.99 50.7 2.74 2.8 4.00 – 4. 1963.69 99.8 0.99 6.50 – 1.00 – 71.99 22. * Ver definição de sementes palhentas no Capítulo de Análise de Pureza (item 2.9 3. v.99 40.00 – 7.00 – 1.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18.99 Não palhentas C 0.1 3.79 99.09 0.0 1.5 − Análise de Pureza (percentagem de sementes puras e de impurezas).14 99.3 0.4 4.3 1.60 – 0.24 98. n.00 – 99.49 99.74 1.9 1.7 4.40 – 0.24 97.79 0.2 0.00 – 90.29 99.49 95.8 3.49 4. quando o resultado da segunda análise é pior1 do que o resultado da primeira análise.00 – 89.5 2.99 84.99 92.55 – 99.8 0.3 1.5 1.25 – 98.00 – 23.99 16.00 – 19.6 1.7 1.6 3.555.00 – 93.00 – 98.99 18. p.99 74.99 94.75 – 1.3 e 2.00 – 27.0 4.00 – 0.99 14.99 3.74 0.50 – 98.7 3.00 – 64.00 – 3. 1 Considera-se como pior resultado.9 0.3 0.15 – 0.09 99.1 4.20 – 0.0 3.75 – 97.50 – 96.0 1.50 – 3.99 97.94 0.2 1.20 – 99.00 – 97.99 35.39 0.75 – 98.45 – 0.00 – 87.00 – 73.99 86.7 0. realizada no mesmo laboratório ou em diferentes laboratórios.7 0.1 1.6 3.24 1.5 0.5 3.34 99.24 99.8 0.99 76.8 Quadro 2.00 – 92.99 4.49 3.99 72.70 – 99.99 82.10 – 0.2 3.54 0.00 – 94.10 – 99.75 – 99.90 – 0.25 – 0.59 99.6 1. REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Sementes: não palhentas Resultado da 1ª amostra = 98.9) é inferior à tolerância (1.0% Média = 196.45 encontra-se no intervalo 98.45% Diferença entre os resultados = 98.0 = 0. 379 . os resultados são compatíveis.9% Resultado da 2ª amostra = 98.49.1). a média 98. Como a diferença (0.5 (Coluna A).9 ÷ 2 = 98. com tolerância de 1.25 – 98.9 – 98.9% Interpretação: Exemplo: Na Tabela 18.1 (Coluna C). n.28. Como a diferença (2) é inferior à tolerância (7).6 (Coluna A). analisadas no mesmo ou em diferentes laboratórios.615.3. com tolerância 7. ISTA. a 5% de probabilidade.6 − Determinação de Outras Sementes por Número (outras espécies de sementes cultivadas. a média 5 encontra-se no intervalo 5 – 6. p. Resultado da 1a Amostra = 6 sementes Resultado da 2a Amostra = 4 sementes Média = 10 ÷ 2 = 5 sementes (arredondar se o número for fracionário) Diferença entre os resultados = 6 – 4 = 2 sementes Interpretação: Na Tabela 18. silvestres e nocivas) e Verificação de Outras Cultivares. Média dos Resultados A (3 – 75) 3 4 5–6 7–8 9 – 10 11 – 13 14 – 15 16 – 18 19 – 22 23 – 25 26 – 29 30 – 33 34 – 37 38 – 42 43 – 47 48 – 52 53 – 57 58 – 63 64 – 69 70 – 75 Tolerância B 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 Média dos Resultados A (76 – 252) 76 – 81 82 – 88 89 – 95 96 – 102 103 – 110 111 – 117 118 – 125 126 – 133 134 – 142 143 – 151 152 – 160 161 – 169 170 – 178 179 – 188 189 – 198 199 – 209 210 – 219 220 – 230 231 – 241 242 – 252 Tolerância B 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 Média dos Resultados A (253 – 534) 253 – 264 265 – 276 277 – 288 289 – 300 301 – 313 314 – 326 327 – 339 340 – 353 354 – 366 367 – 380 381 – 394 395 – 409 410 – 424 425 – 439 440 – 454 455 – 469 470 – 485 486 – 501 502 – 518 519 – 534 Tolerância B 45 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18. São aplicadas para sementes palhentas ou não. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de duas amostras de trabalho obtidas a partir da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote. v. Exemplo: 380 . os resultados são compatíveis. 1963. n. a 5% de probabilidade. a tolerância estabelecida é 13 (coluna B). . 1963 (modificada). a tolerância estabelecida é 9 (Coluna B). a partir de resultados de análises fiscais) Tolerâncias máximas admitidas para comparação do resultado obtido com o padrão de sementes estabelecido.7 (coluna A) para o padrão (8).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18. v. Como o número de sementes encontrado (8) foi inferior à tolerância (9). o resultado da análise está fora do padrão. Como o número de sementes encontrado (16) foi superior à tolerância (13). São aplicadas para sementes palhentas ou não. Padrão de sementes A (26 – 50) 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 Tolerância B 35 36 37 38 39 41 42 43 44 45 46 47 49 50 51 52 53 54 55 56 58 59 60 61 62 Padrão de sementes A (51 – 75) 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 75 Tolerância B 63 64 65 66 68 69 70 71 72 73 74 75 76 78 79 80 81 82 83 84 85 86 87 89 90 Padrão de sementes A (76 – 100) 76 77 78 79 80 81 82 83 84 85 86 87 88 89 90 91 92 93 94 95 96 97 98 99 100 Tolerância B 91 92 93 94 95 96 97 98 99 101 102 103 104 105 106 107 108 109 110 111 113 114 115 116 117 Padrão = 5 sementes/500g Número de sementes encontrado em 500g = 8 Interpretação: Exemplo 1: Resultados obtidos em análise fiscal realizada em laboratório oficial Na Tabela 18. ISTA. Fiscalização do Comércio e da Produção (Uso exclusivo pela fiscalização. p. O peso da amostra de trabalho deve ser aquele especificado no padrão.7 − Determinação de Outras Sementes por Número (outras espécies de sementes cultivadas. Padrão = 8 sementes/100g Número de sementes encontrado em 100g = 16 Exemplo 2: Resultados obtidos em análise fiscal realizada em laboratório oficial 381 Interpretação: Na Tabela 18. silvestres e nocivas) e Verificação de Outras Cultivares.28.629-631. o resultado da análise está dentro do padrão. O número de sementes (coluna A) equivale ao número máximo estabelecido no padrão.3. Padrão de Tolerância sementes A B (1 – 25) 1 3 2 5 3 6 4 8 5 9 6 10 7 12 8 13 9 14 10 15 11 17 12 18 13 19 14 20 15 22 16 23 17 24 18 25 19 26 20 28 21 29 22 30 23 31 24 32 25 33 Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.7 (Coluna A) para o padrão (5). São válidas para repetições de 100 sementes. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de duas amostras de trabalho obtidas de diferentes amostras médias do mesmo lote. os resultados são compatíveis. Média de dois resultados A 3– 4 5– 6 7– 8 9 – 11 12 – 14 15 – 17 18 – 21 22 – 25 26 – 30 31 – 34 35 – 40 41 – 45 46 – 52 53 – 58 59 – 65 66 – 72 73 – 79 Tolerância B 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 Média de dois resultados A 80 – 87 88 – 95 96 – 104 105 – 113 114 – 122 123 – 131 132 – 141 142 – 152 153 – 162 163 – 173 174 – 186 187 – 198 199 – 210 211 – 223 224 – 235 236 – 249 250 – 262 Tolerância B 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 Média de dois resultados A 263 – 276 277 – 290 291 – 305 306 – 320 321 – 336 337 – 351 352 – 367 368 – 386 387 – 403 404 – 420 421 – 438 439 – 456 457 – 474 475 – 493 494 – 513 514 – 532 533 – 552 Tolerância B 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 Fonte: International Rules for Seed Testing. a 5% de probabilidade.4. Exemplo: Resultado da 1 amostra = 3 sementes Resultado da 2a amostra = 8 sementes Média = 11 ÷2 = 5.8 (Coluna A). TABELA 18. dormentes e mortas). realizada no mesmo laboratório ou em diferentes laboratórios. cap.5% de probabilidade para as demais. anormais.5 sementes (arredondar número fracionário) = 6 Diferença entre os resultados = 8 – 3 = 5 sementes a Interpretação: Na Tabela 18.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18. silvestres e nocivas) e Verificação de Outras Cultivares.8 − Determinação de Outras Sementes por Número (outras espécies de sementes cultivadas. Como a diferença (5) é inferior a tolerância (6). obtidas ao acaso da mesma amostra de trabalho.4. com tolerância 6 (Coluna B). Utilizar 1% de probabilidade para sementes de espécies florestais e 2.9 − Teste de Germinação (plântulas normais. a média 6 encontra-se no intervalo 5 – 6. agrupar sub-repetições de 50 ou de 25 sementes para formar repetições de 100 sementes.4. Se necessário. sementes duras. 2008. p. quando o resultado da segunda análise for maior do que o resultado da primeira análise. Tolerâncias máximas admitidas entre os resultados das repetições do mesmo teste. 382 . 5 1 C D 5 5 6 7 7 8 8 9 9 10 10 11 10 11 11 12 11 13 12 13 12 14 13 14 13 15 14 15 14 16 14 16 15 16 15 17 15 17 16 17 16 18 16 18 17 18 17 19 17 19 17 19 17 19 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 19 21 19 21 19 21 19 21 19 21 19 21 19 21 19 21 19 21 19 22 19 22 20 22 20 22 20 22 20 22 20 22 3 x 100 (Sementes) Probabilidade (%) 2. 383 .644.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Média de Germinação (%) (51 – 99) A 99 98 97 96 95 94 93 92 91 90 89 88 87 86 85 84 83 82 81 80 79 78 77 76 75 74 73 72 71 70 69 68 67 66 65 64 63 62 61 60 59 58 57 56 55 54 53 52 51 (menor que 51) B 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 4 x 100 (Sementes) Probabilidade (%) 2.3. ISTA.5 1 E F 4 5 5 6 6 7 7 8 8 9 9 10 9 11 10 11 10 12 11 12 11 13 12 13 12 14 13 14 13 15 13 15 14 15 14 16 14 16 15 16 15 17 15 17 15 17 16 17 16 18 16 18 16 18 16 18 16 18 17 19 17 19 17 19 17 19 17 19 17 19 17 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 18 20 Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association. v. p. 1963.28. n. 98%. o resultado do teste é válido. Como a diferença entre a maior e a menor repetição (8) é superior à tolerância máxima permitida (7). Como a diferença entre o maior e o menor valor das repetições (4) é inferior à tolerância máxima permitida (11). para a média 98% a tolerância é 5 (coluna E). para a média 92% a tolerância é 11% (Coluna C).5% Resultados das repetições: R1 = 94% R2 = 90% R3 = 92% R4 = 91% Média = 367 ÷ 4 = 91. para a média 97% a tolerância é 7 (Coluna C).9 (Coluna A).9 (coluna A).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Sementes: Grandes culturas Probabilidade = 2.5 = 97% (arredondar número fracionário) Diferença entre o maior e o menor valor das repetições = 100 – 92 = 8 Interpretação: Exemplo 2: • Na Tabela 18. a menor repetição deve ser eliminada. efetuando-se nova consulta à Tabela. ou seja. • A diferença entre o maior (100) e o menor (96) valor das repetições é 4%.9 (Coluna A). na coluna referente a 3 x 100 (Coluna E). O resultado a ser relatado será a média entre as percentagens de germinação das três repetições. 384 .75 = 92% (arredondar número fracionário) Diferença entre o maior e o menor valor das repetições = 94 – 90 = 4% Interpretação: Na Tabela 18. O cálculo deve ser refeito com as outras três repetições (98 + 100 + 96 = 294 ÷ 3 = 98%). o resultado do teste é válido. Como a diferença entre o maior e o menor valor das repetições (4) é inferior à tolerância máxima permitida (5).5% Resultados das repetições: R1 = 92% R2 = 98% R3 = 100% R4 = 96% Média = 386 ÷ 4 = 96. Exemplo 1: Sementes: Grandes culturas Probabilidade = 2. • Na Tabela 18. 9 (coluna A).6 = 93%).9 (Coluna A). o teste deve ser refeito. São utilizadas para comparação de dois testes realizados com 400 sementes (4 x 100). o resultado do teste não é válido. anormais. Como a diferença entre o maior e o menor valor das repetições (12) e é superior à tolerância máxima permitida (9). Média de Germinação (%) A (51 – 99) 98 – 99 95 – 97 91 – 94 85 – 90 77 – 84 60 – 76 51 – 59 B (menor que 51) 2– 3 4– 6 7 – 10 11 – 16 17 – 24 25 – 41 42 – 50 Tolerância C 2 3 4 5 6 7 8 Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de amostras de trabalho obtidas da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote.5% Resultados das repetições: R1 = 90% R2 = 100% R3 = 70% R4 = 88% Média = 348 ÷ 4 = 87% Diferença entre o maior e o menor valor das repetições = 100 – 70 = 30 Interpretação: Exemplo 3: • Na Tabela 18. • A diferença entre o maior (100) e o menor (88) valor das repetições é 12%.10 − Teste de Germinação (plântulas normais. Como a diferença entre o maior e o menor valor das repetições (30) é superior à tolerância máxima permitida (13). a tolerância é 13% (Coluna C). analisadas no mesmo laboratório. 1963. ISTA. n. a menor repetição (70) deve ser eliminada. p.28. para a média 87%. efetuando-se nova consulta à Tabela.3. sementes duras. Nesse caso. v. O cálculo deve ser refeito com as outras três repetições (90 + 100 + 88 = 278 ¸ 3 = 92.5% de probabilidade. para a média 93%.645. TABELA 18. 385 . a tolerância é 9 (Coluna E). • Na Tabela 18. a 2. na coluna referente a 3 x 100 (coluna E). dormentes e mortas).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Sementes: Grandes culturas Probabilidade = 2. em diferentes laboratórios.11 (Coluna A). para a média 98% (intervalo 98 – 99). Resultado do laboratório 1 = 80% Resultado do laboratório 2 = 60% Média = 140% ÷ 2 = 70% Diferença entre os resultados = 80 – 60 = 20% Interpretação: Exemplo: Na Tabela 18.648. a 5% de probabilidade. TABELA 18. ISTA.5% = 98% Diferença entre os resultados = 99 – 96 = 3% Interpretação: Exemplo: Na Tabela 18. os resultados não são compatíveis. dormentes e mortas).11 − Teste de Germinação (plântulas normais. a tolerância é 2 (Coluna C).10 (Coluna A). anormais.3.28. 386 . Média de Germinação (%) A (51 – 99) 99 97 – 98 96 94 – 95 91 – 93 88 – 90 84 – 87 79 – 83 74 – 78 68 – 73 60 – 67 51 – 59 B (menor que 51) 2 3– 4 5 6– 7 8 – 10 11 – 13 14 – 17 18 – 22 23 – 27 28 – 33 34 – 41 42 – 50 Tolerância C 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Resultado do 1o teste = 99% Resultado do 2o teste = 96% Média = 195% ÷ 2 = 97. p. 1963. Como a diferença entre os resultados dos testes (3) é superior à tolerância máxima permitida (2). n. São utilizadas para dois testes realizados com 400 sementes (4 x 100). v. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de amostras de trabalho obtidas da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote. para a média 70% (intervalo 68 – 73) a tolerância é 11 (Coluna C). os resultados não são compatíveis. Como a diferença entre os resultados dos testes (20) é superior à tolerância máxima permitida (11). sementes duras. p.13.160 Tolerância B 4 6 8 9 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 Número Total de Sementes Germinadas nas Quatro Repetições A (maior que 160) 161 -174 175 – 188 189 – 202 203. o resultado do teste é válido.62 63 . Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados relativos a cada repetição de um mesmo teste. São válidas no caso de repetições obtidas ao acaso da mesma amostra.26 27 .12 (Coluna A).1g R4 = 25 sementes germinadas / 0.1g R2 = 50 sementes germinadas / 0.14 15 .1 22 123 -134 135 -146 147 .56 57 . Resultados das repetições: R1 = 30 sementes germinadas / 0.6.18 19 . Como a diferença (25) é igual à tolerância (25).22 23 .12 − Teste de Germinação em Repetições Pesadas (número de sementes germinadas).13.4g) encontrase no intervalo 135-146. a 5% de probabilidade.82 83 .102 103 .90 91 . cap. com tolerância 25. por pesagens (Eucalyptus spp.50 51 .38 39 .216 217-230 231 – 244 245 – 256 257 – 270 271 – 288 289 – 302 303 – 321 322 – 338 339 – 358 359 – 378 379 – 402 403 – 420 421 – 438 439 – 460 >460 Tolerância B 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 Fonte: International Rules for Seed Testing. Número Total de Sementes Germinadas nas Quatro Repetições A (0 – 160) 0-6 7 . Exemplo: 387 .1g Soma (número total de sementes germinadas) = 145 Diferença entre o maior e o menor valor das repetições = 50 – 25 = 25 sementes germinadas Interpretação: Na Tabela 18.70 71 .1g R3 = 40 sementes germinadas / 0.30 31 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18.11 2 113 .).10 11 . 2008. o número total de sementes germinadas (145 em 0. 1% de probabilidade. utiliza-se 5% de probabilidade e para sementes de espécies florestais.13 − Teste de Germinação (plântulas normais) e Tetrazólio (sementes viáveis). Fiscalização do Comércio e da Produção (Uso exclusivo pela fiscalização. a partir de resultados de análises fiscais) Tolerâncias máximas admitidas para comparação do resultado do teste de germinação ou de tetrazólio da amostra com o padrão estabelecido. Padrão (%) 400 sementes A (51 – 99) B (menor que 51) C Tolerância 200 sementes D E F Probabilidade (%) 5 1 2 2 2 3 3 3 3 4 4 4 4 4 5 5 5 5 5 5 5 6 6 6 6 6 6 6 6 6 7 7 7 7 7 1 2 3 3 4 4 4 5 5 5 6 6 6 6 7 7 7 7 7 8 8 8 8 8 8 9 9 9 9 9 9 9 10 10 10 Probabilidade (%) 5 2 3 3 4 4 4 5 5 5 6 6 6 6 7 7 7 7 7 8 8 8 8 8 8 9 9 9 9 9 9 10 10 10 10 1 3 4 4 5 6 6 7 7 8 8 8 9 9 9 10 10 10 11 11 11 11 12 12 12 12 12 13 13 13 13 14 14 14 14 99 98 97 96 95 94 93 92 91 90 89 88 87 86 85 84 83 82 81 80 79 78 77 76 75 74 73 72 71 70 69 68 67 66 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 388 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18. São utilizadas para comparação de Testes de Germinação realizados com 400 sementes com o padrão e para comparação de testes de tetrazólio realizados com 400 ou 200 sementes com o padrão. Para grandes culturas e forrageiras. 650. n.28. p. menor percentagem de plântulas normais ou maior percentagem de plântulas anormais. dormentes e mortas). quando o resultado da segunda análise é pior1 do que o resultado da primeira análise. Sementes: Grandes culturas Probabilidade = 5% Padrão para germinação = 80% Resultado do teste de germinação da amostra analisada obtido pela fiscalização = 72% Diferença entre o Padrão e o resultado do teste = 80 – 72 = 8% Interpretação: Na Tabela 18. 1963. sementes duras. dormentes e mortas. Como a diferença encontrada (8) foi superior à tolerância (5). Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de dois Testes de Germinação realizados a partir de diferentes amostras médias do mesmo lote.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Padrão (%) 400 sementes A (51 – 99) 65 64 63 62 61 60 59 58 57 56 55 54 53 52 51 B (menor que 51) 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 C Tolerância 200 sementes D E F Probabilidade (%) 7 7 7 7 7 7 7 7 8 8 8 8 8 8 8 10 10 10 10 10 0 11 11 11 11 11 11 11 11 11 Probabilidade (%) 10 10 10 10 10 10 11 11 11 11 11 11 11 11 11 14 14 15 15 15 15 15 15 15 15 15 16 16 16 16 Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association. v.14 − Teste de Germinação (plântulas normais.3. a 5% de probabilidade. a tolerância estabelecida é 5 (Coluna C).3. ISTA. sementes duras. n. anormais. 1963. ISTA. p. Percentagem média Mais que 50% Menos que 50% A B 99 2 97 – 98 3– 4 94 – 96 5– 7 91 – 93 8 – 10 87 – 90 11 – 14 Tolerância C 2 3 4 5 6 Percentagem média Mais que 50% Menos que 50% A B 82 – 86 15 – 19 76 – 81 20 – 25 70 – 75 26 – 31 60 – 69 32 – 41 51 – 59 42 – 50 Tolerância C 7 8 9 10 11 Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.13 (Coluna A) para o padrão (80). v. realizada no mesmo laboratório ou em diferentes laboratórios. 1 Considera-se como pior resultado. Exemplo: TABELA 18.646. 389 .28. o resultado da análise está fora do padrão. São válidas para repetições de 100 sementes. Média da Viabilidade (%) A (51 – 99) 99 98 97 96 95 94 93 92 91 90 89 88 87 86 85 84 83 82 81 80 79 78 77 76 75 74 73 72 71 70 69 68 67 66 65 64 B (menor que 51) 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 4x100 (Sementes) Tolerância C 5 6 7 8 9 10 10 11 11 12 12 13 13 14 14 14 15 15 15 16 16 16 17 17 17 17 17 18 18 18 18 18 18 19 19 19 2x100 (Sementes) Tolerância D 4 5 6 6 7 8 8 9 9 9 10 10 11 11 11 11 12 12 12 13 13 13 13 13 14 14 14 14 14 14 14 15 15 15 15 15 390 .REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Resultado do teste 1 = 80% Resultado do teste 2 = 73% Média = 153 ÷2 = 76.5 (arredondar número fracionário) = 77% Diferença entre os resultados = 80 – 73 = 7% Exemplo: Interpretação: Na Tabela 18. Como a diferença (7) é inferior à tolerância (8). a 2. Tolerâncias máximas admitidas entre os resultados das repetições do mesmo teste. os resultados são compatíveis. a média 77 encontra-se no intervalo 76 − 81.15 − Teste de Tetrazólio (sementes viáveis e não viáveis).5% de probabilidade. obtidas ao acaso da mesma amostra de trabalho. TABELA 18. com tolerância 8 (Coluna C).14 (Coluna A). ISTA. 1963. Como a diferença entre o maior e o menor valor das repetições (4) é inferior à tolerância máxima permitida (9).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Média da Viabilidade (%) A (51 – 99) 63 62 61 60 59 58 57 56 55 54 53 52 51 B (menor que 51) 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 4x100 (Sementes) Tolerância C 19 19 19 19 19 19 19 19 20 20 20 20 20 2x100 (Sementes) Tolerância D 15 15 15 15 15 15 15 15 15 16 16 16 16 Fonte: Proceedings of International Seed Testing Association.3. 391 . v. o resultado do teste é válido.644. Resultados das repetições: R1 = 94% R2 = 90% Média = 184 ÷ 2 = 92% Diferença entre o maior e o menor valor das repetições = 94 – 90 = 4% Exemplo: Interpretação: Na Tabela 18.15 (Coluna A). n.28. para a média 92% a tolerância é 9 (Coluna D). p. p. a 2.5% de probabilidade ou com 200 sementes (2x100) a 5% de probabilidade.5 (arredondar número fracionário) = 77% Diferença entre os resultados = 80 – 73 = 7% Interpretação: Na Tabela 18. Resultado do teste 1 com 400 sementes = 80% Resultado do teste 2 com 400 sementes = 73% Média = 153 ÷2 = 76. Média da Viabilidade (%) A (51 – 99) 99 98 96 – 97 93 – 95 90 – 92 89 86 – 88 83 – 85 81 – 82 75 – 80 74 60 – 73 58 – 59 51 – 57 B (menor que 51) 2 3 4–5 6–8 9 – 11 12 13 – 15 16 – 18 19 – 20 21 – 26 27 28 – 41 42 – 43 44 – 50 Tolerância 4x100 sementes C 2 2 3 4 5 5 6 6 7 7 8 8 8 9 2x100 sementes D 2 3 4 5 6 7 7 8 8 9 9 10 11 11 Fontes: International Rules for Seed Testing. 2008 (4x100 sementes). Alemanha. analisadas no mesmo laboratório. cap.16 (Coluna A). os resultados são compatíveis. Como a diferença (7) é igual à tolerância (7). Michael Kruse.4.6. Planilha Excel cedida pelo Dr. Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados do Teste de Tetrazólio de amostras de trabalho obtidas da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote.6. com tolerância 7 (Coluna C). Uni-versidade de Hohenheim. Exemplo: 392 .16 − Teste de Tetrazólio (sementes viáveis e não viáveis). 2008 (2x100 sementes). São utilizadas para comparação de dois testes realizados com 400 sementes (4x100). a média 77 encontra-se no intervalo 75-80.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18. a 5% de probabilidade.17 − Teste de Tetrazólio (sementes viáveis e não viáveis).REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES TABELA 18. analisadas em diferentes laboratórios. Média da Viabilidade (%) A (51 – 99) 99 98 97 96 95 94 93 92 91 90 89 88 87 86 85 84 83 82 81 80 79 78 77 76 75 74 73 72 71 70 69 68 67 66 65 B (menor que 51) 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 Tolerância 4x100 sementes C 4 5 6 7 7 8 8 9 9 10 10 11 11 11 12 12 12 12 13 13 13 13 14 14 14 14 14 15 15 15 15 15 15 15 15 2x100 sementes D 5 7 8 9 10 11 12 13 13 14 15 15 16 16 17 17 17 18 18 18 19 19 19 20 20 20 20 21 21 21 21 21 22 22 22 393 . Tolerâncias máximas admitidas para comparação de resultados de dois Testes de Tetrazólio realizados com amostras de trabalho obtidas da mesma ou de diferentes amostras médias do mesmo lote. São utilizadas para comparação de dois testes realizados com 400 sementes (4x100) ou com 200 sementes (2x100) a 5% de probabilidade. 5 (arredondar número fracionário) = 77% Diferença entre os resultados = 80 – 73 = 7% Interpretação: Na Tabela 18.6.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES Média da Viabilidade (%) A (51 – 99) 64 63 62 61 60 59 58 57 56 55 54 53 52 51 B (menor que 51) 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 Tolerância 4x100 sementes C 16 16 16 16 16 16 16 16 16 16 16 16 16 16 2x100 sementes D 22 22 22 22 23 23 23 23 23 23 23 23 23 23 Fontes: International Rules for Seed Testing. Alemanha. cap. Resultado do laboratório 1 com 400 sementes = 80% Resultado do laboratório 2 com 400 sementes = 73% Média = 153 ÷2 = 76.17 (Coluna A). Michael Kruse. a tolerância é 14 (Coluna C). 2008 (2x100 sementes). p. para a média 77%. Planilha Excel cedida pelo Dr. Como a diferença (7) é inferior à tolerância (14).6. 2008 (4x100 sementes).4. Uni-versidade de Hohenheim. Exemplo: 394 . os resultados são compatíveis. 2008.R. cap. Handbook of tolerances and of measures of precision for seed testing. Bassersdorf.13. Brasília: SNAD/DNDV/CLAV. p.6.2008.4. ISTA ─ International Seed Testing Association.REGRAS PARA ANÁLISE DE SEMENTES BIBLIOGRAFIA CONSULTADA BRASIL. In: International rules for seed testing. 2008.16. Bassersdorf. p.2008. MILES.6. ed. ISTA ─ International Seed Testing Association.16. ed. Bassersdorf.12.4.1-16. Other seeds by number. ISTA ─ International Seed Testing Association. Bassersdorf. In: International rules for seed testing. 2008. p. Tetrazolium test.229-254.19. S. ISTA ─ International Seed Testing Association. ed. Ministério da Agricultura e Reforma Agrária. 395 .4.4. 2008.2008. Weighed replicates.2008. 1963. cap. Tolerâncias. p. Bassersdorf.6.13. In: International rules for seed testing. p. cap.28. Tolerances. v. p. In: International rules for seed testing. cap.525-686. cap. In: Regras para análise de sementes. Proceedings of the International Seed Testing Association. ed. 1992. Documents Similar To Regras Analise SementesSkip carouselcarousel previouscarousel nextDesenvolvimento de embalagem multifuncional - um sistema de marketing contínuo para produtos.docMassa Estuque Reabilita_1Armazenagem LayoutWD-40.pdfCheckList Inspecao Segurança (1)Portarian3261997BoasPraticasIndústriadeAlimentosFISPQ- SABONETE LÍQUIDO.pdfFISPQ-220 - Óleo VegetalNovidadesADR2015aUFCD 0578 Medias percentagens e proporcionalidades (3).docxÉ Preciso Atenção Com a Higiene PessoalCheckList Inspecao segurança.docUntitledRasHortofruticolas - Legislacao Europeia - 2001/07 - Reg nº 1543 - QUALI.PTarmazenagemTrabalho EscritoLatas Em MovimentoCaixa de Passagem de Piso Tigre Linha_385827RENEX 95_C (1).docBoas Praticas de ArmazenagemTESE_SimulaçãoProcessoSoproManual Para EmbalagensHortofruticolas - Legislacao Europeia - 1999/12 - Reg nº 2789 - QUALI.PTPROF. 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