Héctor E.Zaixso UNIVERSIDAD NACIONAL DE LA PATAGONIA SAN JUAN BOSCO FACULTAD DE HUMANIDADES Y CIENCIAS SOCIALES VERSIÓN 1.0 2002 MANUAL DE CAMPO PARA EL MUESTREO DEL BENTOS 2 CONTENIDO 1. INTRODUCCION........................................................................................................... 5 2. CONSIDERACIONES GENERALES............................................................................ 7 2.1 Preparando la campaña............................................................................................... 7 2.2 Ubicación del sitio de muestreo................................................................................. 9 2.3 Notas de campo y observaciones............................................................................ 10 3. CONTROLES DE CALIDAD EN EL MUESTREO.........................................................14 3.1 Replicación de muestras......................................................................................... 14 3.2 Controles de contaminación y deterioro................................................................ 15 4. EQUIPOS DE MUESTREO........................................................................................ 18 4.1. Cuadrados de muestreo...................................................................................... 19 4.2. Dragas................................................................................................................... 20 4.3. Muestreadores de tubo o perforación (“core samplers”)................................ 28 4.4. Rastras.................................................................................................................. 33 4.5. Sorbonas.............................................................................................................. 36 4.6. Equipos de muestreo en ambientes lóticos...................................................... 38 4.7. Buceo.................................................................................................................... 41 4.8. Guía para la elección de un equipo de muestreo............................................ 43 4.9. Equipos para el tamizado a bordo de muestras biológicas............................ 45 4.10. Otros equipos para el muestreo del bentos...................................................... 47 5. PROTOCOLOS GENERALES................................................................................... 48 5.1 Muestreo en ambientes intermareales................................................................... 49 5.2 Muestreo en aguas someras................................................................................... 52 3 5.3 Muestreo en aguas profundas................................................................................ 54 5.4 Muestreo de ríos y arroyos...................................................................................... 56 5.5 Muestreo de aguas receptoras de efluentes.......................................................... 58 6. AGUA ADYACENTE, MEDICIONES DE CAMPO Y MUESTREOS ESPECIFICOS. 6.1 El muestreo del agua adyacente............................................................................. 59 6.2 Mediciones de campo.............................................................................................. 70 6.2.1 Mareas 6.2.2 Nivel y Profundidad 6.2.3 Temperatura del agua 6.2.4 Temperatura del sustrato 6.2.5 Oxígeno disuelto 6.2.6 Luz (Irradiancia) 6.2.7 Conductividad/salinidad 6.2.8 pH 6.2.9 Potencial de óxido-reducción 6.2 10 Turbidez 6.2.11 Movimientos del agua 6.2.12 Inclinación del sustrato 6.2.13 Penetrabilidad del sustrato 6.2.14 Profundidad de la tabla de agua 6.3 Muestreo de parámetros físico-químicos............................................................ 117 6.3.1 Química general del agua adyacente (nitratos, nitritos, fosfatos, amonio y silicatos) 6.3.2 Tamaño de partículas (granulometría) 6.3.3 Carbonato de calcio y materia orgánica 6.3.4 Metales pesados 6.3.5 Hidrocarburos 6.3.6 Otros análisis en sedimentos 6.3.7 Caracterización de los sustratos duros 4 6.4 Muestreos biológicos generales........................................................................... 128 6.4.1 Bacterias. 6.4.2 Macroalgas y macrofitas. 6.4.3 Perifiton. 6.4.4 Meiozoobentos y microzoobentos. 6.4.5 Macrozoobentos (macroinvertebrados). 6.4.6 Peces. 6.5 Muestreos biológicos en estudios de composición y contaminación.............. 155 6.5.1 Algas y macrofitas. 6.5.2 Macrozoobentos (macroinvertebrados). 6.5.3 Peces. 7. EMBALAJE................................................................................................................ 162 8. BIBLIOGRAFIA SUMARIA........................................................................................ 164 APENDICE 1: LISTADO DE CAMPO........................................................................... 170 APENDICE 2: EJEMPLOS DE PLANILLAS PARA SU USO EN CAMPO.................... 175 APENDICE 3: TIPOS DE ANALISIS, TIPOS DE RECIPIENTES, MODO DE PRESERVACIÓN Y TIEMPO MAXIMO DE CONSERVACIÓN PARA SEDIMENTOS Y MUESTRAS BIOLOGICAS............................................... 179 APENDICE 4: GRANULOMETRIA................................................................................. 181 APENDICE 5: FIJADORES Y CONSERVADORES ..................................................... 186 5 1. INTRODUCCION Este manual de campo cubre los requerimientos mínimos para asegurar la calidad y consistencia en los aspectos de campo relacionados con el muestreo del bentos en ambientes marinos y de agua dulce. Se debe tener en cuenta que la separación de los muestreos bentónicos de los otros tipos de muestreo que pueden llevarse a cabo en el campo (por ejemplo el muestreo de la columna de agua) es artificial, ya que en general todos ellos pueden llevarse a cabo en forma simultánea. En el contexto de este manual la separación efectuada tiene simplemente un objeto didáctico. Los principales aspectos del muestreo del bentos son: a, La toma de muestras representativas que cumplan con los requerimientos y objetivos de la planificación general del muestreo. b, La prevención del deterioro y contaminación de las muestras antes de su análisis. Los procedimientos esbozados en este manual están orientados específicamente a los trabajos prácticos de la materia Ecología Acuática de la carrera de la Licenciatura en Gestión Ambiental (Facultad de Humanidades y Ciencias Sociales de la Universidad Nacional de la Patagonia S. J. Bosco) y siendo ésta su primer versión, queda sujeta a cambios en el futuro. El manual puede asimismo ser utilizado, con los recaudos del caso, por empleados de oficinas ambientales estatales y municipales, debiéndose tomar nota que el manual no ha sido preparado para la toma de muestras que sirvan como evidencia legal. El seguimiento de los protocolos de trabajo propuestos pueden ayudar a la toma de muestras representativas y confiables en el trabajo de campo. Estos protocolos representan en general a aquellos métodos considerados como aceptables hoy en día, si bien bajo circunstancias excepcionales o con el desarrollo de nuevos métodos o equipos, pueden quedar sujetos a modificaciones o reemplazos. No se han intentado incluir aquellos aspectos relacionados tanto con el diseño del muestreo ni con las técnicas de posmuestreo (submuestreos, determinaciones 6 taxonómicas, de biomasa, etc.) las cuales serán objeto de manuales separados o son el área de competencia de otros profesionales. 7 2. CONSIDERACIONES GENERALES. 2.1 Preparando la campaña. A pesar de la poca importancia que los poco expertos le dan, es esencial el alistamiento preliminar de equipos e insumos que van a ser utilizados en la campaña. En general los descuidos sólo son advertidos una vez que se llega al lugar de trabajo, cuando son difíciles o imposibles de subsanar. La vía más efectiva de preparar un viaje es el armado de un listado diseñado para cumplir con los requerimientos del proyecto en cuestión. Este listado debería identificar como mínimo las siguientes necesidades: - Tipo y número de recipientes, bolsas o botellas (etiquetados o con etiquetas preparadas) a utilizar durante el muestreo. - Heladeras de telgopor con los correspondientes “ice packs” o equivalentes y/o heladeras eléctricas portátiles para el transporte de los recipientes anteriores, tanto llenos como vacíos. - Equipo de muestreo tales como botellas de muestreo Van Dorn, redes de plancton y para peces, etc. - Fijadores y preservativos. - Libretas y útiles de escritura. - Planillas de muestreo (de los tipos que sean necesarios). - Equipos personales (trajes de agua, botas, abrigos, etc.) - Equipo de primeros auxilios y otros equipos de supervivencia (chalecos salvavidas, equipo de comunicaciones, etc.). - Cámara fotográfica o de video. Un procedimiento útil y general es destinar para el almacenamiento y transporte del equipo de trabajo, o al menos una parte de los anteriores elementos, de una o más cajas plásticas, las cuales deberían ser de preferencia flotantes. Para botellas y otros 8 recipientes utilizar heladeras de telgopor o equivalentes, preferiblemente revestidas, para aumentar su durabilidad. Ver el Apéndice 1 de este manual para un ejemplo relativamente completo de un listado genérico. 9 2.2 Ubicación de los sitios de muestreo. Es responsabilidad del equipo de campaña ubicar todas las estaciones de muestreo con precisión. Sólo si la misma ubicación es muestreada consistentemente, los cambios temporales en la calidad del agua o en la estructura de la biota pueden ser interpretados de una manera confiable. En general la manera más sencilla y fiable de asegurar que cada estación será muestreada en el mismo sitio, es proporcionar la latitud y longitud de la misma, tomadas con un sistema de posicionamiento global (GPS), equipo que prácticamente se ha transformado en un estándar para la ubicación de los sitios de trabajo. Algunas instrucciones básicas para el uso del GPS en la ubicación de estaciones de muestreo se pueden encontrar en el Manual para el muestreo de la columna de agua (Zaixso, 2002). En algunos proyectos de trabajo que se realizan en aguas someras, resulta conveniente la identificación de cada estación con una boya (de color bien visible) sujeta con una cuerda fina del largo adecuado a un peso muerto. Ejemplos de este tipo de trabajos son aquellos con pocas estaciones y muestreos repetidos a lo largo de varios días o meses, o cuando el error del GPS (unos 15 m) sea demasiado alto para los objetivos del muestreo. Otros equipos o técnicas para la ubicación de los sitios de muestreo son descriptos en Zaixso (2002). Finalmente, una buena documentación fotográfica puede ser una manera conveniente para que un sitio de muestreo cercano a la costa sea correctamente identificado en el futuro; sugerimos al efecto el uso de cámaras con autofoco y protegidas contra el agua. Resulta provechoso disponer, para la identificación y acceso a los sitios de trabajo, de un mapa guía que cuente con los accesos principales y secundarios y una copia de una carta a escala 1:50.000, la cual puede estar incluida en la libreta de campo (plegada y pegada). 10 Es asimismo conveniente disponer de una o más fotocopias de fotografías aéreas o satelitales de la zona de estudio, de preferencia lo más recientes posible y a una escala adecuada. Para más detalles acerca del uso de cartas y fotografías consultar el Manual sobre técnicas estándar en batimetría. Las cartas y fotografías originales deben guardarse para el trabajo de interpretación en laboratorio. 2.3 Notas de campo y observaciones. Una buena práctica de muestreo siempre implica el uso de detalladas notas de campo. Información específica acerca de hechos aparentemente poco importantes, tales como la hora del día, las condiciones de viento o la presencia de nubes, son a menudo esenciales a la hora de analizar e interpretar los datos recogidos. Una libreta de campo adecuada puede asumir diferentes aspectos de acuerdo a los usuarios. Por lo general las más útiles son libretas anilladas o carpetas plásticas de tres anillos. Las libretas cuentan con la ventaja de su tamaño y en que es posible conseguirlas con papel protegido de la acción del agua en muchos modelos diferentes. Las carpetas en cambio permiten el uso de planillas de muestreo confeccionadas de antemano (una práctica conveniente es disponer de una galería de planillas para distintos usos, las que se fotocopian de acuerdo a las necesidades de los proyectos de trabajo); existen algunas marcas que comercializan papel resistente al agua en resmas, el cual puede ser usado en impresoras láser o para sacar fotocopias (de planillas preexistentes). Las libretas son aconsejables para su uso en muestreos llevados a cabo desde botes, con potencial exposición a salpicaduras y lluvias, en tanto que las carpetas son apropiadas para muestreos efectuados desde la costa o desde embarcaciones grandes (con laboratorio/s de muestreo). En todo caso, para evitar dispersiones y pérdidas, es prudente no utilizar más de una libreta por campaña. La información a consignar en las libretas debe incluir los siguientes ítems: 11 1. Generales - Nombre de la campaña. - Fecha. - Número de estación de muestreo. - Ubicación de la estación (latitud y longitud). - Clima: nubosidad (en porcentaje), vientos (estimación o medida de la velocidad, dirección). - Fotografías asociadas (número de rollo y número dentro del rollo). 2. Particulares A (válidos para todos los tipos de muestreo). - Profundidad de la unidad muestral (en ambientes sujetos a cambios de nivel por mareas, referir a algún nivel medio, por ejemplo nivel de bajamares medias), alternativamente se puede consignar la profundidad de la unidad muestral y la hora a la que ésta fue tomada. - Oxígeno disuelto. - Temperatura. - pH. - Conductividad (o salinidad) - Turbidez. 3. Particulares B (para algunos tipos de muestreos en particular). - Dimensiones de muestreo de la draga (tamaño de la boca). - Especies de peces colectadas incluyendo sexo, largo, peso y apariencia general. Tamaño de abertura de malla. Tiempo de arrastre u otros indicadores de esfuerzo de captura. Profundidad de la captura (Peces). - Fijadores y preservativos usados (para cada unidad muestral). - En el caso de muestreo del intermareal (particularmente del rocoso) incluir en la libreta de campo dibujos esquemáticos de la zona de muestreo, preferiblemente con diferentes grados de detalle (Figura 1). 12 Figura 1: Diagrama de campo del sitio de muestreo, con indicación de alturas de los niveles de muestreo y otros detalles. 13 Algunos ejemplos de planillas de campo pueden ser consultadas en el Apéndice 2. Toda la información guardada en la libreta debe ser entrada a la base de datos del proyecto tan pronto como se vuelva del campo. La libreta de campo es un documento muy importante y debe ser guardada como un archivo para referencias futuras. 14 3. CONTROLES DE CALIDAD EN EL MUESTREO. La confiabilidad de los datos obtenidos durante una campaña depende de múltiples factores entre los cuales figuran un adecuado diseño de muestreo (que será tratado con detalle en otro texto), la correcta colección de la muestras y una preservación conveniente de las mismas (estos dos ítems son el objeto principal de este manual) y un análisis de laboratorio apropiado. La calidad de los datos generados por el laboratorio depende en una primera instancia de la integridad de las muestras que arriban a éste. Consecuentemente, el investigador de campo debe tener los conocimientos y tomar los recaudos necesarios para la toma de muestras representativas y proteger a las mismas una vez tomadas, del deterioro y de la contaminación. Se incluyen dentro de estos aspectos la consistencia del muestreo, el correcto uso del equipo y notas de campo detalladas. Un aspecto fundamental de la toma de datos en el campo, es que exista un correcto diseño de muestreo. Este tema no será tratado aquí, ya que las estrategias de muestreo dependen de los objetivos del trabajo, su variedad es muy grande y merecen un tratamiento detallado e independiente. Existe sin embargo un aspecto del diseño de muestreo que consideramos necesario introducir aquí y es el referido a las réplicas muestrales. 3.1 Replicación de muestras. Las réplicas son muestras obtenidas en aproximadamente la misma ubicación de muestreo (esto es por ejemplo en la misma estación de muestreo y a la misma profundidad). Son muestras independientes tomadas en la misma área, tanto en el espacio como en el tiempo y se pretende de ellas que representen la variabilidad natural del/los parámetro/s muestreado/s, permitan establecer los límites de confianza del mismo y en consecuencia acepten análisis estadísticos que permitan verificar hipótesis acerca de la similitud de los sitios de muestreo. En adición la replicación permite evaluar la representatividad de las unidades muestreales individuales obtenidas en cuanto al valor 15 de los parámetros medidos (presencia de valores marginales o “outliers”). En resumen, las réplicas consisten en muestras múltiples (de sedimentos, de invertebrados en un cuadrado muestral o peces enteros) de la misma área general. Se debe notar que los movimientos de deriva del bote y de circulación del agua y los errores en la medición del largo de las cuerdas o cables durante la manipulación de los equipos, hacen prácticamente imposible que se pueda llegar a muestrear dos o más veces el mismo punto del fondo; esta circunstancia no constituye un problema, siempre y cuando no se muestree en zonas cuyas características sean francamente distintas (por ejemplo deriva de la embarcación hacia la costa y muestreo en asociaciones macrozoobentónicas diferentes). El concepto de replicación se halla hasta cierto punto oscurecido por la existencia de las denominadas pseudorreplicaciones. Se habla de pseudorreplicación cuando las medidas tomadas no son independientes. Por ejemplo si se pesa el mismo pez dos veces, no estamos en presencia de dos réplicas, sino de pseudorréplicas. El problema de la pseudorreplicación es más importante en el correcto diseño de experimentos en el campo, consultar Underwood (1997) y Krebs (1999). Protocolo a. Para el procedimiento de replicación simplemente seguir y repetir el número de veces que se considere necesario, los protocolos de muestreo indicados en las secciones 5 y 6. 3.2 Controles de la contaminación y deterioro. Existen numerosas fuentes de contaminación potencial para las muestras, las siguientes son algunas precauciones básicas a tomar en los muestreos destinados al estudio de la contaminación. - Los recipientes y contenedores de muestras, nuevos o usados, deben ser limpiados escrupulosamente antes de su uso. - Utilizar sólo el recipiente recomendado para cada tipo de muestra. Usar preservativos libres de contaminantes. 16 - La parte interior de las bolsas o recipientes y sus tapas no deben ser tocadas. - Los recipientes deben permanecer tapados hasta su uso. - Mantener los recipientes y bolsas, con y sin muestras dentro de heladeras de telgopor. - La limpieza del vehículo de transporte es esencial para evitar la contaminación. Los derivados de petróleo (nafta, aceites y gases de combustión) son fuentes primarias de contaminación. Los derrames de combustible, comunes en las embarcaciones, deben ser escrupulosamente lavados. - El humo de cigarrillos y combustión pueden contaminar las muestras con metales pesados. En adición en los muestreos destinados a la descripción general de un ambiente: - Los equipos de muestreo (dragas o rastras por ejemplo) deben ser limpiados escrupulosamente entre muestras; esta limpieza debe ser extendida a los equipos de tamizado. - Si para contener las muestras se usan recipientes usados, éstos deben asimismo estar bien limpios. Para evitar el deterioro de las muestras se debe tener en cuenta que: - No se debe permitir que las muestras se calienten, ellas deben almacenarse en contenedores que permitan enfriarlas a unos 4º C; las heladeras de telgopor son apropiadas para tal fin, acondicionadas con “ice packs” en cantidad suficiente. - Algunas muestras deben ser congeladas hasta su análisis en el laboratorio, para lo cual deben ser trasladadas con hielo seco (o con “ice packs” especiales de –21ºC). Por otra parte, no se debe permitir que las muestras se congelen a no ser que esto sea parte del protocolo de conservación. - Las muestras deben ser enviadas al laboratorio sin demora, de manera que éstas lleguen preferiblemente dentro de las 24 horas de obtenidas. Para mayores detalles sobre formas y tiempos de conservación consultar el Apéndice 3 de este manual. - Las muestras biológicas deben ser fijadas con el preservador más adecuado a la naturaleza de los organismos muestreados. 17 Como técnicas auxiliares en el control de la contaminación y el deterioro de las muestras es conveniente recurrir al uso de muestras divididas. Las muestras divididas son alícuotas tomadas de la misma unidad muestral y analizadas independientemente por uno o más laboratorios. Las muestras divididas son utilizadas para evaluar la magnitud de los errores debidos a contaminación, errores sistemáticos o cualquier otra variabilidad introducida entre el muestreo y el análisis de laboratorio. Las muestras divididas se utilizan también para comparar resultados de dos o más laboratorios. Se debe tener cuidado de que las muestras divididas sean homogéneas. 18 4. EQUIPOS DE MUESTREO. En esta sección se describen los equipos de uso más frecuente para la toma de muestras bentónicas. Por otra parte se detallan los procedimientos generales que hacen al uso de dicho equipamiento, como así también los protocolos para la utilización de equipos auxiliares. En la zona intermareal marina o en aguas someras, los muestreos de bentos se llevan a cabo por lo general utilizando diferentes tipos de cuadrados de muestreo o sus derivados. En estos muestreos a veces son utilizados muestreadores de tubo, particularmente cuando se muestrean sedimentos o micro-meiofauna. Un tipo particular de muestreador particularmente apropiado para su uso en aguas someras son las sorbonas (“air lift”), las cuales han sido diseñadas para su uso con buzos y para el muestreo cuantitativo de volúmenes (o superficies) acotados. Para el muestreo en aguas más profundas se usan en general tres tipos principales de equipos de muestreo: las dragas (“grabs”) que colectan sedimentos (en ocasiones consiguen arrancar rocas duras del fondo) y organismos de las capas superficiales del sustrato en volúmenes acotados por sus dimensiones y en consecuencia son utilizadas para el estudio cuantitativo de la distribución horizontal de las variables; las rastras (“dredges”), que colectan organismos y sedimentos de granulometría superior a su tamaño de malla (raramente sedimentos finos) y que en consecuencia son utilizadas para estudios cualitativos de la distribución horizontal de animales y plantas; y los muestreadores de tubo (“core samplers”) que colectan un perfil vertical de los sedimentos y en consecuencia proveen material para la determinación de la distribución vertical de las variables. Las dragas, debido a la facilidad de su uso y a las cantidades relativamente grandes de muestra obtenida, son ideales para el estudio de organismos medianos o grandes y para el análisis de contaminaciones recientes. Los muestreadores de tubo en cambio, son apropiados para organismos pequeños (meiofauna) y para el estudio de las variaciones temporales (históricas) de la contaminación. 19 El uso de un tipo u otro queda de equipo de muestreo queda determinado por los objetivos del proyecto y por las características físicas del lugar a muestrear. 4.1 Cuadrados de muestreo Los cuadrados de muestreo son los instrumentos más simples que pueden ser utilizados para efectuar y estandarizar un muestreo. Consisten en marcos por lo general cuadrados (metálicos, plásticos, etc.), cuyas dimensiones dependen del tipo de muestreo a efectuar (Figura 2). Figura 2: a, Cuadrados de muestreo (10 y 15 cm de lado); b, Muestreo con cuadrado en el intermareal. Su uso más frecuente se da en los muestreos biológicos de la zona intermareal, ya que los organismos a muestrear deben ser obtenidos sacándolos manualmente del interior del cuadrado. Dependiendo del sustrato a muestrear, los organismos son capturados con los dedos, o utilizando espátulas y/o cuchillos (sustratos duros), o bien son obtenidos con la ayuda de palas u otras herramientas para excavar (sustratos blandos). Por extensión, los cuadrados de muestreo son también utilizados en muestreos llevados a cabo por buzos autónomos en aguas someras (entre 0 a unos 20-25 m de profundidad), si bien para este menester muchas veces son preferidos otros métodos de muestreo (sorbonas). 20 4.2 Dragas. Las dragas consisten esencialmente en un par de cucharas articuladas que al cerrarse (una vez que la draga ha tomado contacto con el fondo) recogen una parte más o menos superficial del sedimento y de los organismos que se hallan sobre y dentro de éste. En algunos modelos (por ejemplo las dragas tipo Ekman), la cara superior de la draga posee aberturas articuladas que permiten al agua fluir durante el descenso del artefacto, reduciendo en consecuencia el disturbio del sedimento que de otra forma ocurriría por la onda de choque frontal que se produce cuando la draga es bajada rápidamente. La principal ventaja de las dragas es que son fáciles de usar y permiten el muestreo de cantidades relativamente grandes de sedimento y en consecuencia de los organismos asociados. Sus principales desventajas son: a, Los organismos que se hallan en escasa densidad, difícilmente son muestreados; b, Parte de los sedimentos finos (y organismos pequeños) pueden ser lavados durante el ascenso del equipo; c, La profundidad de penetración en el sedimento es por lo general baja. Se han desarrollado varios diseños diferentes de dragas, cuya utilidad depende en buena medida del tipo de fondo a muestrear. Algunos de estos diseños se describen a continuación, donde nos limitaremos a aquellos de bajo costo o que pueden ser construídos en forma casera. 4.2.1 Draga tipo Ekman. Las dragas Ekman (o Birge-Ekman) son variables en tamaño y los modelos más grandes requieren del uso de un guinche o grúa para su operación; esto último hace que su uso sea practicable sólo en embarcaciones grandes (ej. buque oceanográfico) y que la maniobra de descenso y recuperación de la draga sea llevada a cabo por personal entrenado. 21 Las dragas tipo Ekman para usar desde botes miden unos 15 x 15 cm de boca y se construyen en bronce cromado o preferiblemente, en acero inoxidable (menos problemas con la corrosión y menor probabilidad de contaminación de las muestras obtenidas con los metales de la draga). Las cucharas se unen a la caja donde se recibe la muestra por un par de espigas provistas de fuertes resortes y cada una de las cucharas está provista de un cable o cadena que es parte del mecanismo de disparo (Figuras 3 a 5). Figura 3: Diagrama de una draga tipo Ekman abierta y preparada para la toma de la muestra. 22 Figura 4: Draga tipo Ekman abierta, preparada para la toma de la muestra. a, vista general lateral; b, extremos de los cables de las cucharas enganchados a los pivotes del mecanismo disparador. El mensajero suelta el mecanismo al golpear sobre la pieza blanca que se halla en su parte superior. Para abrir la boca de la draga es necesario tirar de ambos cables por separado y engancharlos sobre un par de pivotes existentes en el mecanismo disparador que se halla en la parte superior; este último se activa desde la superficie mediante el envío de un mensajero. En la cara superior de la caja receptora hay un par de tapas móviles que se abren cuando la draga es descendida, permitiendo que el agua fluya libremente a través de ésta y que se cierran cuando la draga es recuperada. El sedimento puede ser submuestreado a través de estas tapas (para obtener muestras para el estudio de la meiofauna por ejemplo) o puede ser volcado en una bandeja y tratado como una única muestra. 23 Algunos modelos cuentan con pesos accesorios laterales para mejorar la penetración de la draga en el sedimento. Otros modelos tienen la posibilidad de subdividir la muestra obtenida en varias submuestras horizontales, mediante la inserción de unas placas metálicas “ad hoc” las que se pueden insertar en unas ranuras laterales (con guías) presentes en la draga. La draga de Ekman es apropiada para colectar sedimentos blandos de granulometría fina (arenas, limos y arcillas) y los organismos asociados con éstos. Los sustratos de granulometría gruesa (pedregullo o gránulos) pueden provocar que las cucharas no terminen de cerrarse, con la consecuente pérdida del material colectado cuando la draga es izada. Figura 5: Draga tipo Ekman cerrada. a, vista general lateral; b, mecanismo disparador donde pueden observarse los pivotes de enganche para los cables de las cucharas. 24 Nota: Si éste u otro modelo de draga retorna a superficie con la boca parcialmente abierta, la muestra debe ser descartada, ya que debe asumirse que todo o parte del contenido se ha lavado durante el ascenso. 4.2.2 Dragas tipo Petersen La draga de Petersen consiste en un par de pesadas cucharas semicilíndricas provistas cada una de un brazo metálico articulado y acopladas entre sí por medio de un eje. En la parte superior de cada cuchara puede haber una o más ventanas cubiertas por una malla metálica fina, que permiten fluir el agua mientras la draga es descendida. Unos pesos auxiliares pueden ser agregados a las cucharas de manera de mejorar la penetración de la draga en los sustratos más duros. Cuando la draga es descendida, las cucharas permanecen abiertas ya sea mediante una barra de apertura o bien por un gancho que mantiene al instrumento en la posición “abierta” a través de cadenas; en ambos casos, estos mecanismos son parte del dispositivo de disparo o cierre de la draga. La ubicación de las barras de cierre es variada. En algunos modelos (incluyendo el original utilizado por Petersen) la barra está ubicada entre los brazos de la draga; en el momento de impacto de la draga con el sustrato, los brazos se aflojan y la barra se suelta, quedando libres las cucharas para cerrarse. El cierre se produce cuando la draga es izada, este movimiento tira de los brazos articulados a a ambas cucharas y acerca a éstas entre sí (Figura 6). Otro mecanismo de cierre consiste en un gancho con contrapeso que sostiene al instrumento en la posición abierta, mientras éste es descendido. Este sustento se lleva a cabo mediante un par de cadenas cortas unidas a ambas cucharas de la draga. Cuando la draga llega al fondo, el cable de descenso se afloja, el gancho suelta a la cadena y la draga queda libre para cerrarse. La suelta del gancho transfiere la unión del cable de izado a una cadena de cierre, que une a ambas cucharas cuando se tira de él. 25 La draga de Petersen es adecuada para la obtención de materiales de fondo duros, tales como arena, gravas y arcillas duras. Su profundidad de penetración es de 1-2 cm (draga de 0,1 m 2 ) a 3 cm (draga de 0,2 m 2 ). Figura 6: Draga tipo Petersen con disparador de barra entre los brazos. Una variante de la draga de Petersen, la draga Ponar, cuenta en la parte superior de las cucharas con unas tapas rebatibles cubiertas con una malla metálica fina, éstas dejan que el agua fluya libremente a través de la draga cuando ésta es descendida, reduciendo así la onda de choque frontal que precede a la draga; en adición, la remoción de las tapas permite el submuestreo del sedimento obtenido. La draga Ponar es apropiada para el muestreo de sedimentos finos a gruesos. 26 4.2.3 Draga tipo van Veen En las dragas tipo van Veen, a diferencia de las tipo Petersen, la fuerza para el cierre es proporcionada por la acción tipo pinzas de dos largos brazos, uno para cada cuchara, a los cuales esta unido el cable de izado. Este método permite ejercer mayores fuerzas y mejorar la penetración de la draga en el sedimento (Figura 7). Figura 7: Dragas tipo van Veen. Al igual que las dragas tipo Petersen el peso de la draga puede incrementarse agregando pesos suplementarios (o usando materiales mas gruesos). Los mecanismos de disparo 27 por su parte, consisten al igual que para las dragas Petersen, ya sea en una barra de apertura (Figuras 7b, 7c y 8) o bien en un gancho de suelta (Figura 7a y 7d). Existen diferentes modelos de dragas van Veen y sus principales diferencias están referidas a los mecanismos implicados en el cierre de los brazos. En uno de los diseños se usan bridas (o cadenas) separadas para cada brazo (Figura 7a y 7d); en el otro diseño, que proporciona un mayor palanqueo para el cerrado de la draga, se usa un único cable cerrado en anillo o lazo, que corre sobre roldanas ubicadas en los extremos de cada brazo (Figura 7b y 7c) Figura 8: Diagramas de dragas tipo van Veen con mecanismos disparadores de barra. Las dragas tipo van Veen son adecuadas para la obtención de materiales de tanto de fondos duros como blandos, tales como gravas, gránulos, arenas y limos arcillas. Su profundidad de penetración es de 3-5 cm (draga de 0,1 m 2 ) a 5-7 cm (draga de 0,2 m 2 ). 28 4.3 Muestreadores de tubo o perforación (core samplers) Los muestreadores de tubo son capaces de penetrar el sedimento más profundamente que las dragas; en consecuencia pueden proveer una sección de las diferentes capas de sedimento y por lo tanto, información acerca de cómo éste se ha depositado. En general son usados para el muestreo de las características físico-químicas de los sedimentos y en el muestreo de la micro-meiofauna, dado que por su escasa superficie de muestreo no son apropiados para el muestreo de organismos bentónicos grandes. En su forma más simple son tubos de material plástico rígido o metal de aproximadamente 1 a 5 cm de diámetro, que son introducidos a mano en el sedimento para obtener una muestra de éste, un ejemplo de éstos es el muestreador de Hope. Los muestreadores de tubo para aguas más profundas son equipos algo más complicados que los anteriores y consisten en general en tubos plásticos o metálicos (con un tubo plástico interno para la recolección de la muestra), provistos de pesos accesorios para facilitar la penetración del muestreador en el sedimento y de válvulas y/o tapones que impiden la pérdida de la muestra obtenida; un ejemplo de ellos es el muestreador tipo Kajak. 4.3.1 Muestreador de Hope El muestreador de Hope consiste en un tubo de plástico (policarbonato, acrílico) de unos 40 cm de largo, unos 4 cm de diámetro y de pared preferiblemente fina (1 mm). Externamente, en su extremo inferior, se le inscriben líneas para marcar la profundidad (o el volumen) de la muestra a tomar. El extremo superior se cierra con un tapón de goma o silicona (que se quita mientras el tubo es enterrado en el sedimento) y se practica un agujero de 1 cm de diámetro, a unos 15 cm del extremo superior del tubo, este agujero es tapado por un manguito o banda de goma de unos 3 cm de ancho. El uso de muestreador de Hope es sencillo, se hunde el extremo inferior del tubo en el sedimento (sin el tapón), se coloca el tapón y se extrae el muestreador del sustrato. La 29 muestra se extrae del muestreador, sosteniendo con una mano el tubo y con el pulgar corriendo el manguito de goma y permitiendo que entre el aire. Usando la escala inscripta es posible desalojar volúmenes parciales de muestra y llevar a cabo submuestreos de la misma. Figura 9: a, Muestreadores tipo Hope; b, muestreador de jeringa. Existen numerosas variantes del muestreador clásico de Hope, diseñadas para usos específicos. En la Figura 9a se observan un par de muestreadores de tubo para la obtención de muestras de sedimentos de los 30 cm superficiales del fondo. 4.3.2 Muestreador de jeringa. Una variante del muestreador de tubo simple, consiste en una jeringa hipodérmica del tipo descartable (de tamaños diferentes) en la cual se ha cortado (y afilado) el extremo donde calza la aguja. Su uso; consiste en enterrar el muestreador en el sustrato con el émbolo colocado en el extremo inferior y permitiendo que este se corra a medida el tubo se hunde. El émbolo permite mantener el vacío dentro de la jeringa y evitar la pérdida de la muestra y asimismo para poder vaciar el muestreador con facilidad y/o llevar a cabo submuestreos del sedimento obtenido (Figura 9b). 30 Los muestreadores de jeringa son útiles en el muestreo de sedimentos intermareales o en la toma de submuestras (para el análisis de bacterias o micro-meiofauna) a partir de muestras profundas obtenidas con draga. 4.3.3 “Meiostecher” El “meiostecher” es un muestreador de perforación, utilizable en el muestreo de micro- meiofauna intermareal, que consiste en una caja de acrílico de unos 10 cm de alto, 10 cm de ancho y 2,5 cm de espesor, abierta por sus caras superior e inferior y con los bordes inferiores afilados. En uno de sus lados tiene una subdivisión estrecha (separación de acrílico) donde se encaja una lámina de plástico flexible, la cual puede asimismo correr por unas ranuras (guías) ubicadas a aproximadamente 1 cm del borde cortante inferior (Figura 10). Figura 10: Meiostecher (según Gerlach, 1968). 31 El muestreador es enterrado en el sedimento hasta la profundidad deseada y luego es cerrado, bajando la lámina flexible y haciéndola correr a través de las ranuras inferiores. La lámina también puede ser usada para obtener submuestras. 4.3.4 Muestreador tipo Kajak Existen numerosas variantes comerciales de los muestreadores de tubo de gravedad tipo Kajak, pero todos ellos consisten en un tubo de muestreo que penetra en el sedimento, pesos que ayudan a la penetración del muestreador y una válvula superior que se cierra cuando el tubo es izado y no permite la pérdida del sedimento obtenido (Figura 11). El tubo de muestreo puede estar construido en bronce, acero inoxidable o aún acrílico, por lo general incluye en su interior un segundo tubo de plástico que se ajusta al diámetro del tubo externo. Este tubo plástico se extrae luego de la toma de cada muestra y se reemplaza por uno nuevo. En algunos modelos como el de la Figura 11, no hay tubo interno y se debe reemplazar el tubo en cada muestra. El tubo del muestreador cuenta en su extremo con un cilindro bisel cortador que facilita la penetración en el sedimento. Los muestreadores tienen pesos suplementarios, por lo general ubicados en la parte superior del equipo, y algunos modelos también llevan pesos inferiores para aumentar la profundidad de penetración en el sedimento. En la parte superior del tubo se halla una válvula o un tapón que ajusta a su extremo superior, el cual se cierra cuando el muestreador es recuperado y evita de esta manera la pérdida del material colectado; esta válvula o tapón pueden ser operados ya sea por un mensajero enviado desde superficie o bien por la fuerza de tracción ejercida sobre el muestreador cuando se lo saca del sedimento. Algunos modelos de muestreador cuentan con una segunda válvula tipo “cáscara de naranja” en el extremo inferior del tubo muestreador, la cual permite la entrada de material pero no su salida y que es particularmente apropiada para sedimentos arenosos. 32 Figura 11: Muestreador tipo Kajak. Finalmente en algunos modelos de muestreador es posible cambiar el sistema de descenso por cable para aguas profundas, por un sistema para aguas someras (hasta unos 6 metros), integrado por tubos que se adosan entre sí y que permiten bajar y cerrar el muestreador manualmente desde la superficie. 33 4.4. Rastras Las rastras y diseños derivados son utilizados corrientemente para muestreos de índole cualitativa. Pueden tener tamaños muy diversos, desde unos 30 cm de ancho hasta un par de metros, lo cual las hace aptas para usar desde los más variados tipos de embarcaciones. En general consisten en una boca rectangular y vertical hecha de un armazón metálico resistente, a la cual se adosa una bolsa de red posterior (de material sintético resistente), en la que se recogen los organismos capturados y eventualmente algo de sedimento; la red puede tener diferentes aberturas de malla, de las que depende el tamaño de los organismos capturados (Figura 12) En ocasiones la bolsa de red es protegida contra la roturas, agregando una cubierta de lona resistente por fuera de la red (Figuras 12a y 12c). El conjunto es arrastrado desde la embarcación mediante un cable convenientemente unido a la boca de la rastra mediante un par de brazos metálicos rígidos o bien mediante cadenas o bridas. Figura 12: Rastras. A, rastra cuadrangular; b, rastra cónica; c, rastra tipo Khalsico (apoyada sobre su cubierta de lona) ; d, rastra de rocas. 34 La operación de rastreo es simple, la rastra es bajada hasta el fondo con un largo de cable equivalente a 3 o 3,5 veces la profundidad del sitio de muestreo, para que la fuerza de arrastre sobre la rastra sea ejercida en forma horizontal. En ocasiones se coloca un peso o una cadena pesada por delante de la rastra (unida al cable de tiro) para asegurar un arrastre bien horizontal de la misma. El tiempo de arrastre, a muy baja velocidad, se halla por lo general entre los 3 y los 10 minutos, dependiendo del tamaño de la rastra y de la densidad de organismos en el fondo. Con rastras medianas o pequeñas y tiempos de arrastre relativamente cortos, se corre un menor riesgo de mezclar en una muestra diferentes poblamientos asociados a diferentes tipos de fondo; en todo caso, es conveniente seguir durante el rastreo las lecturas de profundidad con una ecosonda, para asegurarse de que la operación ha sido llevada a cabo a profundidades uniformes. En general las rastras de boca rectangular se hunden poco en el sedimento y en consecuencia los muestreos responden principalmente a organismos epibentónicos. Para permitir la captura de organismos enterrados se han diseñado rastras de boca elipsoidal que son bastante efectivas para este tipo de muestreo (profundidades de hasta unos 5 cm). En general cualquier desvío de una recta por parte del borde del marco, asegura un mayor poder de enterramiento por parte de la rastra. Si no se dispone de una draga o de un muestreador de tubo, se puede llevar a cabo la toma de muestras de sedimentos utilizando para ello una rastra cónica con una bolsa de red de malla muy apretada (Figura 12 b). Esta rastra está provista de dos o más de brazos metálicos rígidos para su arrastre y de pesos (anteriores y posteriores) para asegurar que la misma se entierre en el sustrato. Una variante de las rastras es la denominada red de Agassiz (Agassiz trawl) que es un modelo adaptado para la captura de organismos epibentónicos (incluyendo los móviles), especialmente cuando ha sido dotada de una red fina. Una red de Agassiz está constituida de una armazón metálica anterior que combina un par de patines, el armazón de la boca de la red y la estructura de arrastre (barra, cadenas o bridas); a continuación de la boca se halla una bolsa de red sintética (con abertura de malla variable) con la que se capturan los ejemplares. 35 Figura 13: Redes de Agassiz. Cuando se efectúan rastreos en sitios donde la presencia de piedras o rocas es probable, es conveniente incluir una unión débil (fusible) para liberar a la rastra en caso de que ésta se enganche. Esto se lleva a cabo por lo general, uniendo el cable de tracción a uno de los brazos de la rastra con un grillete, mientras que el otro sólo se ata con unas pocas vueltas de alambre blando. Las principales ventajas de las rastras y de los equipos de muestreo relacionados son: a, La facilidad de uso, aún con tiempo muy malo; b, La variedad de tamaños de construcción, lo que las hace adaptables a las más diversas embarcaciones; c, La muestra obtenida representa un área de muestreo mucho más amplia que la obtenida con una draga; d, Pueden muestrear sobre fondos rocosos, donde las dragas no pueden; e, A diferencia de las dragas, las rastras pueden ser construidas fácilmente por personal relativamente poco experto. Sus principales inconvenientes son: a, El muestreo obtenido es sólo cualitativo; b, La fracción de organismos más pequeña generalmente es lavada durante las operaciones de rastreo o de recuperación del equipo; c, Se pueden llenar muy rápido en fondos con sedimentos gruesos o con muchos organismos y en consecuencia las capturas corresponden a áreas de muestreo pequeñas. 36 4.5 Sorbonas. Las sorbonas, chupadores o muestreadores de succión (“air lifts”) se basan en el principio de que un gas aumenta su volumen a medida que disminuye la presión sobre el mismo: Si el gas forma burbujas dentro de un tubo vertical sumergido, entre dos burbujas contiguas se halla una pequeña columna de agua; a medida que las burbujas ascienden se dilatan y aumenta su poder de tracción sobre las porciones de agua adyacentes. De esta manera, en el extremo del tubo, el agua (y las partículas y objetos que arrastra) tiende a entrar para reemplazar el agua ascendente, con una mayor fuerza cuanto mayor sea el recorrido vertical de las burbujas dentro del tubo. Nota: Algunos modelos de sorbonas basan su funcionamiento en el principio de Venturi. En tales modelos el modo de funcionamiento es el mismo que se utiliza en las trompas de vacío de laboratorio. Se crea una diferencia de presión por el pasaje de una corriente agua a presión que pasa por un tubo con un estrechamiento. Esta diferencia de presión provoca un efecto de succión que se utiliza para aspirar al sedimento y los organismos (Reys & Salvat, 1971). Una sorbona para macrozoobentos consiste, por lo general, en un tubo metálico de unos 5 –10 cm de diámetro y unos 40 - 60 cm de largo, provisto de una manija de manipulación en su parte inferior, un acople para manguera de alta presión en su mitad inferior y una manguera corrugada, del mismo diámetro del tubo, unida a su extremo superior; el largo de esta última debe ser suficiente como para llegar hasta la superficie, donde se le adosa una bolsa de red fina para retener los sedimentos y organismos muestreados (Figura 14). La manguera de alta presión, de un largo conveniente, va acoplada por su otro extremo a un compresor (en superficie) o a un tubo de aire a presión (en superficie o en el fondo). El procedimiento de muestreo consiste en inyectar aire a presión en la sorbona de manera tal que las burbujas que ascienden por el tubo y la manguera corrugada fuercen a los sedimentos y organismos a subir por ellos y terminar en la bolsa recolectora. Los organismos u objetos más grandes son retirados a mano por el buzo, para evitar que obturen el tubo o la manguera corrugada, para lo cual es conveniente que el buzo disponga de una bolsa de red para guardarlos. El equipo debe ser manipulado por buzos, 37 con lo que la operabilidad del equipo queda limitada a aguas someras (de unos 3 a 35 metros). Figura 14: Sorbonas. a, sorbona clásica,; b, sorbona con cámara de muestreo; c, detalle de la boca (difusor de aire y entrada de agua) en un tercer tipo de sorbona. 38 Para la captura de organismos pequeños es posible la construcción y uso de sorbonas de tamaño reducido, a tal efecto puede consultarse Tanner et al. (1977), Levine (1984) y Rostron (2001). Las sorbonas pueden ser utilizadas tanto sobre fondos duros como blandos. En ambos casos es conveniente contar con un delimitador del área de muestreo, para circunscribir la muestra a tomar. El delimitador, de un área apropiada para el muestreo propuesto, es generalmente un cilindro o caja de metal sin fondo ni tapa, de paredes altas; puede tener un burlete de goma en su borde inferior en ocasión del muestreo de sustratos duros o bien, para el caso de muestreo en sustratos blandos, contar con un borde fino que permita enterrar el delimitador en el sedimento a la profundidad hasta donde se desee obtener la muestra. La principal ventaja de las sorbonas es que el muestreador captura prácticamente a todos los organismos presentes dentro del delimitador, incluso a aquellos muy móviles que generalmente se escapan en los muestreos llevados a cabo por otros medios. Las principales desventajas son el uso francamente embrollado de los equipos grandes y la eventual rotura de los organismos más delicados durante su transporte por la manguera hacia la superficie. 4.6 Equipos de muestreo en ambientes lóticos. En los ambientes lóticos, en adición a los muestreadores de sedimentos, son necesarios otros tipos de equipamiento especialmente diseñados para las particulares condiciones de ríos y arroyos. Los equipos de muestreo usados para la captura de invertebrados en las zonas someras de ríos y arroyos (menos de 1 metro), usualmente son los muestreadores de Surber y de Hess. La red de deriva también puede ser usada para capturar los estadios derivantes o emergentes de invertebrados bentónicos. 39 En todos los casos la captura se lleva a cabo filtrando el agua con una red de malla fina. La abertura de malla recomendada para la mayor parte de los muestreos es de 210 µm, si bien en estudios más especializados pueden requerirse otros tamaños de malla. 4.6.1 Muestreador de Surber. El muestreador de Surber consiste en dos marcos articulados por uno de sus lados (Figura 15). Uno de los marcos se ubica horizontalmente sobre el fondo del curso de agua y sirve para delimitar el área de muestreo, el otro se dispone verticalmente y sirve para sostener la red de captura, la cual puede o no tener un frasco colector en su extremo. Figura 15: Muestreador de Surber. El muestreador se ha diseñado para su utilización en aguas de 30 cm de profundidad o menos y la técnica de muestreo consiste en levantar las piedras contenidas dentro del área de muestreo, voltearlas y refregarlas ligeramente, dejando que los organismos que se sueltan de ellas sean capturados por la red sostenida por el marco vertical. En general, dada las bajas densidades de fauna, es necesario llevar a cabo muestras de tipo 40 compuesto, con tiempos de muestreo (para cada componente) de iguales intervalos de duración (por ejemplo 5 minutos por cada marco registrado). 4.6.2 Muestreador de Hess El muestreador de Hess es un cilindro sin tapa ni fondo que puede ser construido en diferentes materiales (metal, plástico u otros). En una de sus caras está provisto de una ventana grande cerrada con una malla o cedazo, mientras que en la opuesta hay otra ventana a la cual se halla adosada una red y un colector tal como los usados en las redes de plancton (Figura 16) Existen modelos plegables donde los bordes superior e inferior son dos aros o cilindros de acero inoxidable y se hallan unidos entre sí por un cuerpo de lona que es el que contiene a las ventanas; el conjunto se mantiene armado mediante unas barras metálicas verticales cuyos extremos se encastran en los cilindros de metal. Figura 16: Muestreador de Hess. 41 El muestreador es apoyado en el fondo del curso de agua con la ventana de cedazo orientada hacia la corriente y la red hacia aguas abajo. El agua puede fluir libremente entrando por la primer ventana y saliendo luego por la red posterior. Al igual que con el muestreador de Surber, se recogen las piedras contenidas en el cilindro y se las refriega para soltar los organismos adheridos a ellas; éstos son finalmente capturados en la taza colectora de la red posterior. 4.6.3 Red de deriva Las redes de deriva son ancladas en cursos de agua para capturar a los macro- invertebrados que están migrando o que son arrancados de sus sitios de fijación. Su uso está limitado a cursos de agua pequeños, dado que idealmente las redes de deriva deben abarcar todo el ancho de los ríos o arroyos que se pretenden muestrear. 4.7 Buceo El uso de buzos es prácticamente inevitable en los muestreos de bentos de aguas someras, tanto marinas como de agua dulce. De hecho, el muestreo con buzos tiene, con respecto al uso de equipos controlados desde superficie, marcadas ventajas cuando se trata de superficies rocosas desparejas o muy inclinadas, o cuando se muestrean áreas con bloques rocosos. En adición, los buzos pueden operar desde un bote neumático, lo que permite muestrear prácticamente a partir de la orilla; en cambio. el uso de rastras o dragas implica por lo general el apoyo desde embarcaciones medianas o grandes, las cuales necesitan a su vez de aguas de una profundidad adecuada al calado y son de maniobra más restringida. El muestreo con buzos se halla limitado por el suministro de aire, por la profundidad y la temperatura del agua. En cuanto al suministro de aire, resulta conveniente disponer de un compresor de aire para tubos de buceo (sólo usar compresores apropiados para buceo) y de un número adecuado (en función del número de buzos) de tubos de recambio. La profundidad máxima para observaciones o recolección de organismos rápida, sin uso de equipos especiales, se halla hoy en día en unos 35 metros; para un trabajo de muestreo 42 convencional, sin recurrir a estadios de descompresión, la profundidad de trabajo es de unos 20 metros. Las bajas temperaturas del agua también limitan el tiempo de buceo, sin embargo este aspecto puede ser prevenido, si se utilizan los trajes de trabajo adecuados (por ejemplo trajes secos). Nota: Las pautas para un buceo seguro sólo pueden ser puestas en práctica por un buzo profesional (preferiblemente con licencia de buzo marisquero o al menos de buzo deportivo), en consecuencia aconsejamos acompañarse de personal calificado cuando se planee y ejecute un muestreo en ambientes de aguas someras. Nota: Seguir la reglamentación en vigencia respecto del buceo comercial o deportivo (Prefectura Naval Argentina). El muestreo con buzos consiste en realidad en una multiplicidad de técnicas de muestreo, que son aplicadas por el buzo. En general, muchas de estas técnicas son semejantes a las aplicables en los muestreos del intermareal, modificadas por supuesto por la presencia de agua. Otras técnicas (por ejemplo el uso de sorbonas), si bien no son exclusivas, encuentran su mejor desarrollo cuando son usadas por buzos. En razón de ésta multiplicidad, los procedimientos serán descriptos en los puntos específicos correspondientes, particularmente en la sección 6.3. En los casos donde se requiera de una revisión visual rápida del fondo y no sea necesaria la toma de muestras, para ubicar bancos de especies comerciales por ejemplo (y no se cuente con un equipo de televisión submarina), puede recurrirse al arrastre a baja velocidad del buzo (provisto de tanque de buceo o de narguile) desde un bote u otra embarcación menor. Si bien esto puede llevarse a cabo con equipos de transporte especiales (hidroplano), en casos de apuro se logra trabajar adecuadamente bien, arrastrando directamente al buzo con el ancla del bote y su soga. El esquema de arrastre, depende fundamentalmente de la visibilidad en el agua, pero tiende a ser semejante (con disminución de la distancia entre piernas de arrastre) al empleado en los estudios de batimetría (en zig-zag por ejemplo). 43 4.8 Guía para la elección de un equipo de muestreo. La elección de un equipo de muestreo para un propósito determinado es siempre una solución de compromiso, basada en consideraciones tales como: a. Naturaleza del sustrato. b. Profundidad del agua. c. Tamaño de la embarcación a utilizar (si ésta es parte de la estrategia de muestreo) y disponibilidad en ésta de guinches, grúas u otros implementos para operar los equipos de muestreo. d. Tamaño, densidad y hábitos de los organismos a colectar. En los muestreos de índole biológica, es quizás deseable que el muestreo a encarar sea de tipo cuantitativo, es decir que el equipo tome hasta una profundidad del sustrato donde casi todos los organismos presentes en éste sean capturados y donde el área muestreada permita una buena estimación de las densidades. La adquisición de este tipo de muestras requiere por lo general de condiciones de clima favorables y tiempos de muestreo no limitados; estas condiciones por lo general no son frecuentes y muchas veces es necesario conformarse con muestras más pequeñas y menos satisfactorias que las óptimas. En adición, las densidades o el tipo de distribución de muchos organismos, no resultan adecuadamente muestreados con equipos puntuales como las dragas. En consecuencia, paradójicamente, a veces se obtienen resultados “más cuantitativos” cuando el muestreo se realiza con rastras en lugar de con dragas (Smith, 1932). Las que siguen a continuación son sólo sugerencias en cuanto al uso de métodos y equipos, para diferentes condiciones de muestreo. a. Muestreo intermareal Cualitativo: Recolección manual, sin delimitación de áreas. Cuantitativo: Cuadrados de muestreo. Muestreador de Hope (particularmente para micro-meiofauna y sedimentos). 44 Muestreador de jeringa. Meiostecher b. Muestreo en aguas someras Cualitativo: Recolección manual y buceo, sin delimitación de áreas. Rastra rectangular (para epibentos) Red de Agassiz (para epibentos). Rastra de marco oval (para infauna poco enterrada) Cuantitativo: Buceo y cuadrados de muestreo Muestreador de Hope (particularmente para micro-meiofauna y sedimentos). Muestreador de Kajak (particularmente para micro-meiofauna y sedimentos). Sorbonas. Draga tipo Ekman. c. Muestreo en ríos y arroyos Cualitativo: Buceo y recolección manual, sin delimitación de áreas. Muestreador de Surber (con un área mayor a la delimitada por el equipo). Cuantitativo: Muestreadores de Hope (particularmente para micro-meiofauna y sedimentos). Sorbonas. Draga tipo Ekman. Muestreador de Hess. Muestreador de Surber. Red de deriva. d. Muestreo en aguas profundas Cualitativos: Rastras rectangulares (para epifauna). Rastras de marco oval (para epifauna e infauna poco enterrada) Dragas especiales tipo rastra de ancla (para infauna muy enterrada) 45 Cuantitativos: Muestreador de Kajak (particularmente para micro-meiofauna y sedimentos). Draga tipo Petersen (epifauna e infauna poco profundas) Draga tipo van Veen (para epifauna e infauna poco profundas). Muestreador de jeringa (submuestreo de sedimentos obtenidos con draga) 4.9 Equipos para el tamizado a bordo de muestras biológicas. El tamizado de muestras de bentos reduce el volumen de sedimento que debe analizarse en laboratorio y permite una fijación más apropiada de los organismos contenidos en él. Los equipos de tamizado a bordo por lo general no son necesarios en los muestreos obtenidos con rastras (excepto en los obtenidos con rastras cónicas), dado que los sedimentos finos son por lo general lavados durante el arrastre o bien durante la recuperación del equipo. En los casos en que las rastras lleguen a la superficie con sedimentos, muchas veces es suficiente mantenerlas con sólo la boca fuera del agua, hasta que el contenido se lave en el mar. Estos equipos son en cambio imprescindibles en los muestreos con dragas o sorbonas, para separar los organismos muestreados del sedimento y poder fijarlos o conservarlos de la manera más adecuada a sus características. El aspecto de los equipos de tamizado es muy variado y depende del espacio disponible en la embarcación que recibe la muestra. Por ejemplo, en los muestreos con sorbona desde bote, el equipo de tamizado consiste simplemente en una bolsa de red que se adjunta al extremo superior del tubo de succión y en la cual se recoge la muestra (organismos y sedimentos de una granulometría mas grande que la abertura de malla de la red), mientras se mantienen la bolsa y el tubo por fuera de la borda. La bolsa tiene una malla de abertura apropiada (por ejemplo, para macrofauna: 0,5 mm o 1 mm) y un tamaño proporcionado al tamaño del delimitador, tipo de sedimento y a la profundidad de 46 muestreo. En salidas de corta duración, será posible extraer la muestra con el sedimento y llevar a cabo la separación de ambos en el laboratorio. Para los muestreos con draga, llevados a cabo en embarcaciones medianas o grandes, los equipos de tamizado a bordo pueden ser de mayor tamaño y más complejos. Un equipo de tamizado debería cubrir los siguientes aspectos: a- Utilizar al menos un par de juegos de tamices superpuestos (para macrofauna por ejemplo: 0,5 cm para el superior y 0,5 mm para el inferior). Esto conducirá a que los organismos estén clasificados por tamaño y permitirá una mejor fijación y conservación de éstos. b- La superficie de los tamices debe ser grande para permitir elaborar rápidamente el contenido de una draga (por ejemplo de ½ o 1 m 2 ), pero asimismo deben ser facilmente manipulables para poder vaciarlos (por ejemplo dividiendo cada juego en tamices adyacentes de ¼ de m 2 ). c- Para la separación de los organismos del limo u otros sedimentos, se debe disponer de agua de mar (o agua dulce) a una presión no demasiado alta (para evitar la rotura de los organismos). Esto se puede lograr ya sea con una manguera con un “spray” con regulación en su extremo o preferiblemente con un sistema de regadores ubicado por encima de los tamices, ya que esta última opción permite ayudarse con las manos en la operación de tamizado, especialmente cuando se trabaja con barros muy cohesivos. d- El agua del lavado debería poder ser eliminada directamente al mar o lago, para no ensuciar la cubierta de la embarcación. e- Se debe disponer de bandejas grandes (donde quepan cómodamente los tamices, por ejemplo las utilizadas en ampliaciones fotográficas) para su vaciado y transporte a la sección de la embarcación donde se lleva a cabo la separación y fijación de los organismos (en otro sector de la cubierta o en un laboratorio). Se debe evitar la contaminación de las muestras con organismos de lavados previos dejados inadvertidamente sobre los tamices. 47 Para muestras de pequeño volumen, como las obtenidas con un muestreador de tubo, es posible usar tamices como los utilizados para estudios de granulometría (el diámetro depende del tamaño de la muestra). Por ejemplo, para muestras de bentos de agua dulce se utilizan tamices de los números #18 (1 mm) o #35 (0,5 mm) (consultar sección 6.3.2); un tamiz #35 retiene la mayor parte de los macroinvertebrados bentónicos de un sitio y se recomienda para inventarios iniciales completos del sitio, un tamiz #18 se recomienda para estudios a largo plazo de sitios que ya han sido estudiados con tamices #35. Cantos rodados y basuras deben ser eliminadas manualmente de la muestra. 4.10 Otros equipos para el muestreo del bentos. Los usos de la fotografía y/o de la televisión (incluyendo ROV: Remote Operated Vehicles) como técnicas de muestreo del bentos se hallan cada vez más difundidos, fundamentalmente en razón de las considerables bajas de precio y aumento de la calidad de los equipos disponibles. En Argentina, sin embargo la utilización de este equipamiento sigue siendo rara. Para descripciones de equipos y modos de aplicación se sugiere consultar (entre otros): Holme & McIntyre (1971), para generalidades del tema. http:/www.deepsea.com , para equipos de televisión para aguas profundas. http:/www.rosys.com, para equipos de televisión para aguas profundas. Para la captura de peces bentónicos (y demersales) se han diseñado un gran variedad de artefactos, de los cuales las redes (y todas sus variantes) son sólo una parte. Los más importantes de ellos serán considerados en el manual de Métodos estándar para el muestreo de peces (en preparación). 48 5. PROTOCOLOS GENERALES El ambiente a muestrear determina el tipo de equipo y forma de muestreo más adecuados, en general los muestreos o mediciones llevados a cabo en playas de arena o fangos del intermareal, requieren de métodos distintos de los aplicados a las costas rocosas o los ambientes ubicados por debajo del nivel del agua. En este punto se desarrollan los protocolos generales para el muestreo del bentos de los siguientes tipos de ambientes: a. Intermareal. b. Aguas someras. c. Aguas profundas. d. Ríos y arroyos. e. Aguas receptoras de efluentes. Por otra parte, el muestreo del bentos implica a tres diferentes tipos de objetivos que por lo general son complementarios: a. El muestreo de los organismos bentónicos (que puede a su vez tener diferentes intereses como estudios de ecología, dinámica de poblaciones, composición química, etc.). b. El muestreo de la capa de agua adyacente al sustrato (o que puede estar contenida en éste), para determinar las características principales de éste medio (en su relación con los organismos, como cuerpo receptor de contaminantes, etc.). En ocasiones y de resultar conveniente, este muestreo puede ser extendido a toda la columna de agua. c. El muestreo del sustrato, para su caracterización (en su relación con los organismos, como receptor de contaminantes, etc.). De acuerdo a lo anterior, la variedad de objetivos e intereses existente torna dificultoso que una sola técnica de muestreo pueda ser utilizada en forma general y la experiencia indica que a lo máximo, una técnica en particular puede servir para cumplir con las exigencias de dos o tres de estos fines. 49 A continuación se describen en esta sección, los protocolos generales de muestreo para diferentes ambientes de estudio. Para protocolos más detallados sobre temas específicos (mediciones de campo, muestreos biológicos, etc.) consultar las secciones 6.1 a 6.5. 5.1. Muestreo en ambientes intermareales Los ambientes intermareales son relativamente fáciles de muestrear, ya que los equipos utilizados son asimismo sencillos (por ejemplo cuadrados de muestreo) y no es necesario el uso de buzos, botes u otras embarcaciones. En el muestreo de ambientes intermareales resulta imprescindible el conocimiento previo del régimen de mareas del lugar y de la hora de ocurrencia, para el día (o días) de muestreo, de la marea baja o de la alta. La elección de una u otra marea depende del conocimiento previo que se tenga del lugar y de las características de éste. Por ejemplo, cuando se debe muestrear con un transecto un sitio que no es conocido, conviene llevar a cabo el muestreo con la marea baja, de modo de poder establecer la ubicación del mismo, evitando las discontinuidades y/o las áreas de muestreo peligrosas. Por otra parte, si el sitio es conocido o se asume que es uniforme (como ocurre en la mayoría de las playas arenosas), es conveniente comenzar a trabajar con la marea alta, ya que de esta forma el muestreo es más seguro y se evita que el agua que sube, nos desaloje de un sitio en el que estamos trabajando. La caracterización del agua en los muestreos intermareales puede tener diferentes fines. Estas caracterizaciones tiene rasgos propios y en conjunto implican tanto mediciones de campo, como muestreos de agua para la determinación de parámetros en laboratorio. El más general de los objetivos, ya que se utiliza en todo tipo de costa, es la caracterización del agua que es adyacente al sitio de muestreo: Si una sola muestra (con réplicas) fuera suficiente, entonces se puede muestrear el agua de la localidad durante la marea baja; si fuera necesario un muestreo más detallado, se podría muestrear el agua adyacente a medida que la marea cubre o descubre el punto de muestreo. 50 En las playas de sustratos blandos, se puede caracterizar el agua intersticial (agua retenida en el interior del sedimento durante la bajamar). En las costas rocosas se puede caracterizar el agua contenida en piletas de marea y encharcados (el agua que queda retenida en oquedades del terreno durante la bajamar). El muestreo del agua de piletas de marea y encharcados sólo se practica si este tipo de ambientes es parte del muestreo. Dentro de los ambientes intermareales, los rocosos son en general los de muestreo menos complicado, ya que sólo implican la determinación del nivel (sección 6.1.2) y el uso de cuadrados de muestreo en la obtención de las unidades muestrales para estudios biológicos (ver tipos de muestreo específicos en secciones 6.3 y 6.4). Como complemento, puede ser necesario caracterizar el tipo de sustrato (sección 6.2.7), para lo cual se deben tomar muestras de roca representativas. Los muestreos de agua adyacente y/o de piletas de marea (o encharcados) han sido considerados al principio de la sección. Protocolo general para el muestreo del intermareal rocoso. a. Determinar la hora a la cual la marea está alta o baja (a partir de Tabla). Comenzar las actividades preparatorias del muestreo (en el sitio de trabajo) una o dos horas antes de esta hora. b. Marcar los niveles o estaciones de muestreo (utilizar marcas que puedan removerse) y establecer la distancia vertical existente entre cada uno de ellos y/o entre éstos y el nivel de la marea baja del día. c. En cada nivel tomar las muestras de acuerdo a los protocolos respectivos (para algas, meiobentos, macrozoobentos, etc.). Asegurar un tamaño de cuadrado de muestreo representativo y un número suficiente de réplicas. d. En cada nivel tomar una o más muestras del sustrato. e. Llevar a cabo las mediciones de campo del agua a nivel de la marea baja, o en cada una de las estaciones de muestreo cuando el agua las cubra y/o si el muestreo las incluye, en las piletas de marea. f. Tomar las muestras de agua que correspondan para el muestreo de parámetros físico- químicos que no pueden ser determinados en el campo. Esto puede ser llevado a 51 cabo a nivel de la marea baja (agua adyacente), en cada una de las estaciones de muestreo cuando el agua la cubra y/o si el muestreo las incluye, en las piletas de marea. Los muestreos en el intermareal de fondos muebles (fangos, arenas, fangos arenosos, etc.) son algo más complejos que en las costas rocosas, ya que implican, además de los muestreos ya considerados, el muestreo de sedimentos y del agua intersticial. Los muestreos biológicos en particular, requieren de la excavación del sustrato con una pala (usando como límite un cuadrado de referencia u otro tipo de delimitador), hasta una profundidad que garantice que todos los organismos que interesan han sido muestreados, la extracción del sedimento y su tamizado para apartar los organismos contenidos en la muestra. Protocolo general para el muestreo del intermareal de fondos blandos. a. Determinar la hora a la cual la marea está alta o baja (a partir de Tabla), elegir preferentemente la marea alta. b. Marcar los niveles o estaciones de muestreo (estacas), a medida que estos vayan descubriendo y establecer la distancia vertical existente entre cada uno de ellos y/o entre ellos y el nivel de la marea baja del día. c. En cada nivel tomar las muestras de acuerdo a los protocolos respectivos (para meiobentos, macrozoobentos, etc.). Asegurar un tamaño de cuadrado de muestreo representativo y un número suficiente de réplicas. d. Vaciar el contenido de la muestra en un tamiz de la malla adecuada y tamizar (bajo agua) para separar los organismos del sedimento. Guardarlos en recipientes (fijar si fuera necesario) y etiquetar. e. En cada estación tomar muestras del sedimento con un muestreador de tubo tipo Hope. f. En cada estación, cavar uno o más pozos y llevar a cabo las mediciones de campo del agua intersticial (uniformizar tiempos, por ejemplo ½ hora luego de que el agua abandona el nivel). Si corresponde, tomar también las muestras de agua que correspondan para el muestreo de parámetros físico-químicos. 52 g. A nivel de la marea baja llevar a cabo las mediciones de campo del agua adyacente. Tomar en el agua adyacente, las muestras de agua que correspondan para el muestreo de parámetros físico-químicos. 5.2. Muestreo en aguas someras Los muestreos de bentos en aguas someras comparten características de los muestreos del intermareal y de aguas profundas, ya que si el área de muestreo queda expuesta en la bajamar, pueden seguirse los protocolos de la sección anterior (sección 5.1), en tanto si el área no queda expuesta nunca, puede ser muestreada con los equipos usados en el muestreo de bentos profundo (sección 5.3). Por otra parte, las aguas someras son objeto de un conjunto de técnicas de muestreo, el muestreo con buzos, que sólo pueden ser aplicados a este tipo de ambientes. Entre las técnicas de muestreo exclusivas del muestreo con buzos, se halla por ejemplo el uso de sorbonas. La toma de muestras en sitios cercanos a la orilla y de escasa profundidad (menos de 2 m) se lleva a cabo siguiendo los protocolos generales de la sección 5.1. La escasa profundidad de trabajo, complica en gran medida el trabajo y a esto se agrega en ocasiones, la agitación del agua propia de estos ambientes someros (por ejemplo en costas marinas abiertas). Los muestreos biológicos y de sedimentos en ambientes muy someros requieren muchas veces del muestreo con buzos que practiquen “snorkeling”. En función de su especificidad dejamos su descripción para la secciones 6.3 y 6.4. La recolección de muestras en aguas someras más alejadas de la orilla, requiere que al menos uno de los miembros del grupo de trabajo sea práctico con la operación de botes y de la seguridad en los mismos. Dado que los muestreos con bote pueden o no implicar el uso de buzos, las características del muestreo dependen de esta circunstancia. En ausencia de buzos, las caracterización del agua y el muestreo del bentos se llevan a cabo haciendo uso de los protocolos generales de la sección 5.3. No se recomienda que el buzo lleve a cabo el muestreo de agua para mediciones de campo o determinaciones de laboratorio, ya que esto le quita un tiempo valioso y la 53 probabilidad de contaminación de las muestras es alta. Se sugiere en cambio el uso de electrodos múltiples y/o botellas de muestreo desde el bote y antes de que el buzo comience su trabajo. Si bien es posible el uso de cuadrados de muestreo en el muestreo con buzos, la pérdida de material puede llegar a ser importante; se sugiere usar este método de muestreo sólo cuando el principal objetivo del muestreo sea el estudio de organismos bentónicos sésiles (macroalgas y macrofauna), asentados sobre sustratos rocosos. Mejor adaptados al muestreo con buzos son los métodos que usan sorbonas o “air lifts” para la captura de los organismos; las sorbonas pueden aplicarse a sustratos duros o blandos con escasas modificaciones en el diseño del equipo. Por lo general, cada una de las muestras de sorbona está asociada a una muestra de sedimento la cual es tomada de un sitio cercano a la ubicación del delimitador (10-15 cm). Es común que estas muestras se obtengan mediante un muestreador de Hope, cuyo largo depende de la profundidad de muestreo deseada, la cual a su vez está en función de la profundidad de muestreo realizada con la sorbona, la cual por lo general se halla entre los 15 y los 30 cm. Protocolo general para el muestreo del bentos de aguas someras (con buzo) a. Anclar el bote, ubicar la estación de muestreo (con GPS) y tomar la profundidad con ecosonda. Anotar estos valores en la libreta de campo. b. Tomar mediciones de campo con una sonda multiparámetro en la capa de agua adyacente al fondo. En caso de que el cable de la sonda no alcance el fondo, tomar una muestra con una botella Van Dorn para llevar a cabo las mediciones de campo en la cubierta del bote (ver protocolo en la sección 6.1). Para otros parámetros de campo (no contenidos en sonda múltiple), usar los equipos correspondientes (luz, transparencia, etc.). Anotar las lecturas correspondientes. c. Con una botella Van Dorn obtener una muestra de agua de fondo. Llenar las botellas de muestreo necesarias (ver protocolos en las secciones 6.1 a 6.3). d. Tomar las muestras de organismos bentónicos con un cuadrado de muestreo y/o una sorbona (ver protocolos en sección 6.4). 54 e. Con un muestreador de tubo tomar una muestra de sedimento o alternativamente una muestra representativa de roca para su identificación. 5.3. Muestreo en aguas profundas. La recolección de muestras de bentos en aguas profundas requiere que al menos uno de los miembros del grupo de trabajo sea práctico con la operación de botes y de la seguridad en los mismos. Es deseable obtener previamente a la partida, de un pronóstico del tiempo fiable; ya que si las condiciones predichas son malas, es casi siempre conveniente posponer la campaña. Por otra parte, es probable que la campaña en aguas profundas se lleve a cabo desde un barco especialmente preparado para la toma de este tipo de muestras (embarcación provista de un motor de propulsión, guinches para el manejo de muestreadores y al menos un área de para trabajo a cubierto en la elaboración de las muestras) El muestreo desde barcos se parece al muestreo desde botes, si bien los primeros están específicamente preparados para la toma de muestras en aguas profundas. El muestreo del bentos profundo, implica siempre el uso de equipos generalmente complejos, para la toma de las muestras. Por ejemplo las muestras biológicas o de sustrato son obtenidas con dragas o rastras (descriptas en la sección 4), en tanto que las muestras de agua son tomadas usualmente con botellas de muestreo de tipo Van Dorn (o similares). Los muestreos con dragas y rastras pueden ser tanto alternativos como complementarios. En consideración del alto costo básico de las campañas, resulta conveniente llevar a cabo ambos tipos de muestreo, siempre y cuando esto sea posible. Las botellas Van Dorn han sido diseñadas para muestrear a profundidades del orden de 2 m o mayores y un equipo típico consiste en un tubo abierto de material plástico, donde las dimensiones dependen de la capacidad de la botella (2 o más litros) y cuyos dos extremos pueden ser cerrados por un par de cierres de goma (sopapas), que ajustan 55 herméticamente. Se debe observar que las botellas Van Dorn están disponibles tanto en configuración vertical como horizontal. La ventaja de la configuración vertical es que el agua fluye a través de la botella a medida que esta es descendida y de esta manera se garantiza de que el agua obtenida corresponde a la profundidad deseada. La ventaja de la configuración horizontal es que la muestra corresponde a un rango vertical muy estrecho. Las botellas verticales son usadas en el muestreo de la columna de agua en ambientes marinos y lagos grandes y profundos, en tanto que las botellas horizontales se usan en lagunas, en muestras que deben ser colectadas justo por encima o por debajo de la termoclina u obtenidas muy cerca del fondo. Protocolo general para el muestreo del bentos en aguas profundas. a. Llevar a cabo el muestreo del agua próxima al fondo con una botella Van Dorn o equivalente (alternativamente llevar a cabo un “casting” de la columna de agua, incluyendo una muestra cercana al fondo). Tomar la ubicación de la estación con GPS y determinar su profundidad (anotar hora) b. Tomar una o más muestras con draga (para muestreos cuantitativos). Anotar la ubicación, profundidad y hora de cada lance de draga. c. Una vez la draga en cubierta, abrir la tapa de muestreo superior y tomar con la ayuda de un muestreador de tubo una o más muestras del sedimento colectado, preferentemente en la parte central de la muestra (hasta unos 10 cm de profundidad). Guardar estas muestras debidamente identificadas. d. Con un muestreador de jeringa tomar una o más muestras de meiofauna, también de la parte central de la muestra obtenida con draga. Guardar estas muestras debidamente identificadas. e. Vaciar el restante contenido de la draga en un cajón plástico y proceder a tamizar la muestra. Elaborar la muestra. Lavar la draga cuidadosamente. f. En forma complementaria o alternativa llevar a cabo uno o más lances con una rastra (u otros equipos de tipo cualitativo). Anotar la ubicación (GPS) del inicio y del final de cada lance de rastra, su profundidad y hora. Estandarizar el tiempo de los lances. g. Una vez recuperada la rastra, vaciar su contenido en uno o más cajones o bandejas grandes. Elaborar la muestra. Lavar la rastra cuidadosamente. 56 5.4. Muestreo de ríos y arroyos El muestreo del bentos en ríos y arroyos, es en esencia equivalente al muestreo que puede llevarse a cabo en aguas someras, en consecuencia la variedad de técnicas aplicables es grande. Cuando la turbulencia del curso de agua es notoria se puede admitir que la mezcla vertical es completa; en estas circunstancias es suficiente para la caracterización del agua, con la toma de muestras de superficie, en caso contrario tomar mediciones o muestras del agua adyacente al fondo. Cada vez que sea posible, las muestras deben ser colectadas en el medio de la corriente en lugar de la orilla. Las muestras tomadas en el medio de la corriente reducen las probabilidades de contaminación (efectos de orilla, remolinos, concentraciones debidas al viento en aguas de baja velocidad, etc.). A veces es posible llegar al centro de la corriente por vadeo, en otras ocasiones a través de puentes o bien mediante el uso de botes. El aspecto más importante a tener en cuenta durante la toma de muestras es la seguridad. No vadear nunca ríos o arroyos que aparezcan como turbulentos, profundos o turbios. Utilizar una soga de seguridad amarrada a la orilla en caso de duda. Cuando el caudal del río es grande, es conveniente el muestreo desde un puente o desde un bote. En este último caso, considerando que las aguas con mucho caudal son peligrosas, es condición que la persona que maneje la embarcación de muestreo sea una persona con amplia experiencia. Idealmente debe haber tres personas a borde del bote, dos de ellas dedicadas a la toma de las muestras y a la libreta de campaña y la tercera la manejo del bote. Los recorridos de muestreo deben comenzar aguas debajo de la zona de interés y terminar aguas arriba de ésta. Siempre y cuando las características del sustrato lo permitan (ej. escasa cantidad de cantos rodados o piedras), las muestras biológicas o de sedimento pueden ser obtenidas desde botes o puentes con los métodos descriptos en secciones anteriores, como por ejemplo el uso de buzos para el muestreo de macrofitas de la orilla con cuadrados de muestreo, o bien el uso de equipos de muestreo (dragas, rastras, etc.), cuando el río es 57 más profundo o existe peligro para los buzos. Remitimos en consecuencia a las secciones donde se describen estos protocolos generales (5.2 y 5.3). En el muestreo de sedimentos en las áreas profundas de ríos y arroyos, raramente se utilizan muestreadores de tubo, ya que estos equipos requieren para su correcto funcionamiento de ambientes con caudales muy bajos. Alternativamente, los muestreadores de tubo pueden ser utilizados con provecho en ambientes lóticos poco profundos (aún con corrientes fuertes), simplemente empujando el muestreador (tipo Hope) dentro del sedimento y recuperándolo manualmente. En adición a los métodos anteriores, para el muestreo de macroinvertebrados en ríos y arroyos es usual disponer de algunos equipos que son específicos para ambientes lóticos, tales como los muestreadores de Surber y Hess. Protocolo general para el muestreo de ríos y arroyos vadeables a. Vadear el curso de agua hasta su parte central y llevar a cabo el muestreo con muestreador de Surber o Hess (muestras compuestas o no), volver a la orilla para vaciar la red. Replicar de ser necesario. b. Volver a vadear el curso y tomar las muestras correspondientes a parámetros físico- químicos con las botellas necesarias. Identificar y guardar las botellas en una bolsa de red. c. Tomar las mediciones de campo correspondientes y anotar los valores en la libreta de campo. Volver a la orilla y guardar las botellas en heladera con ice-packs. d. Llevar a cabo las mediciones de caudal. Protocolo general para el muestreo de ríos y arroyos no vadeables a. Llevar a cabo el muestreo con bote (alternativamente desde un puente o muelle). Tomar las muestras correspondientes a parámetros físico-químicos utilizando una botella de Van Dorn o con una vara de muestreo y las botellas necesarias. Identificar y guardar las botellas en una heladera con ice-packs. b. Manteniendo las referencias de costa (misma estación de muestreo), tomar las mediciones de campo correspondientes y anotar los valores en la libreta de campo. 58 c. En la parte central del curso de agua llevar a cabo el muestreo de bentos con una draga o rastra (en este caso procurar que el bote marche hacia aguas arriba, uniformizar tiempo de rastreo). Recoger la draga o rastra y vaciar su contenido en un cajón o bandeja e identificar. Lavar el equipo cuidadosamente a un costado del bote. Avanzar algo aguas arriba y replicar de ser necesario. d. Llevar a cabo las mediciones de caudal a lo ancho del curso 5.5. Muestreo en aguas receptoras de efluentes. Los efluentes pueden ser definidos como aguas servidas que fluyen hacia un cuerpo de agua o río/arroyo). El muestreo del bentos de aguas receptoras de efluentes no difiere de lo ya especificado en esta sección para distintos tipos de ambientes acuáticos, en consecuencia se remite a las secciones específicas. Nota: Esto contrasta con los muestreos de agua en efluentes y aguas receptoras de éstos, los cuales sí tienen protocolos específicos (ver Zaixso (2002): Manual de campo para el muestreo de la columna de agua), 59 6. AGUA ADYACENTE, MEDICIONES DE CAMPO Y MUESTREOS ESPECIFICOS La colección de muestras bentónicas puede ser clasificada en cuanto a las características de obtención. Por ejemplo una parte del muestreo se puede referir a aquellos parámetros (generalmente físico-químicos) que son obtenidos en el campo en forma directa, ya que son el producto del uso de sensores específicos cuya lectura se hace en el momento (mediciones de campo). Otros muestreos puede consistir en la toma de muestras formales, las cuales deben ser obtenidas, adecuadamente conservadas y enviadas para ser analizadas en otro sitio (por ejemplo un laboratorio), ya que son complejas de analizar (muestras biológicas, tamaño de partículas) o los equipos utilizados para evaluar el parámetro no son portátiles (hidrocarburos, metales pesados) o no es posible trasladarlos. Este tipo de muestreo puede referirse tanto al medio (muestreo de parámetros físico-químicos), como a los organismos que viven en él (muestreos biológicos). Dado que una parte importante de las mediciones de campo y de los muestreos de parámetros físico-químicos se refiere al agua adyacente, compartiendo metodologías comunes de muestreo, la primera parte de la sección encarará la descripción de los protocolos generales para la toma de muestras de agua adyacente, para luego seguir con los protocolos específicos para las mediciones de campo y la toma de muestras físico químicas. 6.1. El muestreo del agua adyacente En la mayor parte de los estudios bentónicos resulta conveniente poder establecer las características que presenta el agua contigua al bentos. Esta caracterización tiene entre otros objetivos relacionar las características biológicas de las muestras con las del agua circundante o bien estudiar dicha agua como cuerpo receptor de contaminantes. En ocasiones, resulta provechoso extender el muestreo del agua circundante a toda la columna de agua. 60 Como fuera indicado, el muestreo del agua contigua incluye aspectos de tanto de las mediciones de campo como del muestreos para la determinación de parámetros en laboratorio. En los muestreos intermareales, la caracterización del agua puede tener diferentes finalidades. La más general de ellas, ya que puede utilizarse en todo tipo de costa, es la caracterización del agua que es adyacente al sitio de muestreo. Existen aquí dos alternativas: el muestreo del agua de la localidad durante la marea baja o bien el muestreo del agua adyacente a medida que la marea cubre o descubre cada estación o nivel de muestreo. El muestreo del agua adyacente en la zona de la orilla, generalmente consiste en muestras de inmersión tomadas en puntos específicos. Es importante que no haya cambios en la ubicación de la estación de trabajo cuando se trata de muestreos periódicos. En caso de que por razones de fuerza mayor, la ubicación deba ser cambiada por otra alternativa a ésta, la descripción de la nueva estación y las razones del cambio deberán incluirse en la libreta de campo. Para evitar la contaminación de las muestras a partir de sedimentos resuspendidos, el colector de la muestra debe tomarla preferiblemente en el punto donde las olas no remuevan el fondo. En el mar abierto, este sitio a veces se halla más allá de la altura de una persona o una profundidad tal que permita al agua entrar dentro del “wader” del muestreador. En estos casos en conveniente el uso de un equipo de neopreno o equivalente, particularmente durante los períodos fríos del año. Protocolo para la caracterización del agua adyacente a. Tomar los diferentes parámetros permitidos por la sonda o electrodo (en el caso de oxígeno disuelto mover verticalmente la sonda o el electrodo a unos 30 cm por segundo). Utilizar otros equipos de ser necesario (pH, luz, turbidez, redox, etc.). b. En caso de que se necesiten muestras para su análisis de laboratorio utilizar botellas etiquetadas (las etiquetas pueden estar previamente llenas) y esterilizadas (para bacteriología). Se pueden llevar varias botellas en una bolsa de red para obtener 61 varias unidades muestrales de un solo vadeo. Internarse en el agua hasta el punto donde no se observen sedimentos resuspendidos. c. En este punto esperar 2 a 3 minutos para asegurar que los sedimentos levantados por acción del vadeo puedan asentarse. d. Si fuera necesario lavar la botella proceder desde el paso d, en caso contrario ir directamente al paso j. e. Tomar la botella por el cuello con una mano, remover la tapa de la botella con la otra y tenerlo a un lado, sin tocar su superficie interna ni la parte interna de la tapa con la mano u otros objetos. f. Con un movimiento lento y continuo sumergir la botella dirigiéndola hacia delante (hacia agua abiertas), llevándola por debajo de la superficie a una profundidad uniforme hasta que se llene parcialmente (por lo general dos profundidades utilizadas para muestras de superficie son 0,1 y 0,5 m). De esta forma el agua es forzada a entrar en la botella sin que tome contacto con la mano del operador. Esta operación se puede llevar a cabo para varias botellas en forma sucesiva. g. Reponer la tapa y agitar vigorosamente. h. Remover la tapa y yendo algo hacia la orilla volcar el agua de la botella. i. Repetir los pasos d a g un par de veces más antes de colectar la muestra. Puede observarse la conveniencia de trabajar con recipientes previamente limpiados. j. Tomar la botella por el cuello con una mano, remover la tapa de la botella con la otra y tenerlo a un lado, sin tocar su superficie interna ni la parte interna de la tapa con la mano u otros objetos. k. Con un movimiento lento y continuo sumergir la botella dirigiéndola hacia delante (hacia agua abiertas), llevándola por debajo de la superficie a una profundidad uniforme hasta que se llene. De esta forma el agua es forzada a entrar en la botella sin que tome contacto con la mano del operador. l. Eliminar de la botella agua suficiente como para permitir un espacio de 2,5 a 5 cm de aire por encima de la muestra. Reponer la tapa inmediatamente. Completar la etiqueta externa y rotular el frasco externamente (en el tapón o el costado) en forma abreviada (por ejemplo Estación, fecha y número de unidad muestral). 62 m. Proceder a tomar las mediciones de campo de acuerdo a instrucciones de los electrodos (o sonda multiparámetro) utilizados (consultar sección 6.1). Anotar los valores en la libreta de campo. n. Volver a la costa y colocar las botellas con muestras en una heladera con ice-pack en cantidad suficiente (relación volumen de ice-pack a volumen de muestras 2:1 en verano y 1:1 en invierno) hasta que el tiempo y las condiciones permitan llevar a cabo otros procedimientos (filtración y/o preservación de ser necesarios, embalaje). En las costas rocosas se puede caracterizar el agua contenida en piletas de marea y encharcados (el agua que queda retenida en oquedades del terreno durante la bajamar). El muestreo del agua de piletas de marea y encharcados sólo se practica si este particular tipo de ambientes forma parte del muestreo del bentos. En las piletas de marea, los valores de los parámetros obtenidos en las mediciones de campo o en las muestras de parámetros físico-químicos son muy variables ya que dependen en alto grado de la temperatura, luz, altura de la marea, etc. A no ser que se esté particularmente interesado en el estudio de su variabilidad, se debe estandarizar el muestreo para hacerlos comparables. Un ejemplo de estandarización es su muestreo en el momento previo a que el agua de la pileta comience a recambiarse por efecto de la marea que sube. Protocolo para la caracterización del agua en piletas de marea (y/o encharcados) a. Estandarizar el momento para la toma de datos o muestras. b. Tomar los diferentes parámetros permitidos por la sonda o electrodo (en el caso de oxígeno disuelto mover verticalmente la sonda o el electrodo a unos 30 cm por segundo). Utilizar otros equipos de ser necesario (pH, luz, turbidez, redox, etc.). c. En caso de que se necesiten muestras para su análisis de laboratorio, tomar las muestras de inmersión necesarias en botellas limpias, sin tocar su superficie interna ni la parte interna de la tapa con la mano u otros objetos. Usar guantes descartables para no contaminar la muestra con las manos (ya que la cantidad de agua contenida en una pileta de marea es limitada). d. Una vez obtenidas las muestras (y sus réplicas), colocar las botellas en una heladera con ice-pack en cantidad suficiente (relación volumen de ice-pack a volumen de 63 muestras 2:1 en verano y 1:1 en invierno) hasta que el tiempo y las condiciones permitan llevar a cabo otros procedimientos (filtración y/o preservación de ser necesarios, embalaje). En las playas de sustratos blandos, se puede caracterizar el agua intersticial (agua retenida en el interior del sedimento durante la bajamar). El muestreo del agua intersticial es parte fundamental de la caracterización de las playas de sustratos blandos, particularmente cuando el objetivo del muestreo es el estudio de la micro-meiofauna. Como en el caso del agua de piletas de marea, el valor de diferentes parámetros del agua intersticial cambia con el tiempo transcurrido entre que el agua abandona el sitio y el momento del muestreo y asimismo es función de la profundidad. Puede ser apropiado uniformizar la profundidad de muestreo a la profundidad de la tabla de agua (agua permanente) y el momento del muestreo a un tiempo estándar luego de que el agua de la marea bajante, abandona el sitio de muestreo (30 minutos por ejemplo). Protocolo para la caracterización del agua intersticial a. Cavar a pala un pozo que llegue más allá del nivel de la tabla de agua (usualmente unos 40 cm de profundidad). b. Insertar en éste, lo más ajustadamente posible, un tubo plástico de unos 50 cm de largo y con un diámetro suficiente como para alojar a una sonda multiparámetro ( o a los electrodos individuales); el extremo inferior del tubo se cierra con una malla de 1 mm o menos de abertura, para evitar el pasaje excesivo de arena hacia dentro del tubo y el agua dentro de éste debe alcanzar al menos unos 20 cm de alto. c. Tomar los diferentes parámetros permitidos por la sonda (en el caso de oxígeno disuelto mover verticalmente la sonda o el electrodo a unos 30 cm por segundo). En caso de que se necesiten muestras para su análisis de laboratorio, tomar las muestras de inmersión necesarias en botellas limpias, sin tocar su superficie interna ni la parte interna de la tapa con la mano u otros objetos. Usar guantes descartables. d. Una vez obtenidas las muestras (y sus réplicas), colocar las botellas en una heladera con ice-pack en cantidad suficiente (relación volumen de ice-pack a volumen de muestras 2:1 en verano y 1:1 en invierno) hasta que el tiempo y las condiciones 64 permitan llevar a cabo otros procedimientos (filtración y/o preservación de ser necesarios, embalaje). La caracterización del agua en sitios de escasa profundidad (menos de 2 m) se lleva a cabo mediante el mismo protocolo que para el muestreo del agua adyacente; la escasa profundidad de trabajo, complica en gran medida el trabajo y a esto se agrega en ocasiones, la agitación del agua propia de estos ambientes someros (por ejemplo en costas marinas abiertas). A mayores profundidades (2 a 20 m) las técnicas de muestreo pueden implicar el uso de botes provistos de sondas multiparámetro o botellas van Dorn. Protocolo para la caracterización de aguas someras (3 a 25 m) a. Ubicar la estación de muestreo (con GPS). b. Anclar el bote y tomar la profundidad con ecosonda. c. Bajar una sonda multiparámetro o los electrodos correspondientes hasta llegar a la capa de agua adyacente al fondo. Evitar tocar éste con la sonda o electrodos, dado que podrían arruinarse. Anotar las lecturas correspondientes. d. En caso de que el cable de la sonda no alcance el fondo, tomar una muestra con una botella Van Dorn para llevar a cabo las mediciones de campo (ver protocolo en sección 6.2). e. Para otros parámetros de campo (no contenidos en sonda múltiple), usar los equipos correspondientes (luz, transparencia, etc.). Anotar las lecturas correspondientes. f. Con una botella Van Dorn obtener una muestra de agua de fondo. Llenar las botellas de muestreo necesarias para tal fin (ver protocolo algo más adelante). e. Colocar las botellas en una heladera con ice-pack en cantidad suficiente (relación volumen de ice-pack a volumen de muestras 2:1 en verano y 1:1 en invierno) hasta que el tiempo y las condiciones permitan llevar a cabo otros procedimientos (filtración y/o preservación de ser necesarios, embalaje). El muestreo de agua a profundidades mayores de 20 m implica necesariamente el uso de botellas de muestreo de tipo Van Dorn o equivalentes. Las botellas Van Dorn han sido diseñadas para obtener muestras a profundidades del orden de 2 m o mayores y un equipo típico consiste en un tubo abierto de material plástico, donde las dimensiones 65 dependen de la capacidad de la botella (2 a 20 litros) y cuyos dos extremos pueden ser cerrados por un par de cierres de goma (sopapas), que ajustan herméticamente. La botella posee a un lado un mecanismo de sostén y disparo, que suelta a los cierres de goma cuando es activado por un mensajero enviado desde superficie. En uno de sus costados la botella cuenta con una válvula de drenaje, a través de la cual se puede vaciar el contenido de la botella. Se debe observar que las botellas Van Dorn están disponibles tanto en configuración vertical como horizontal. La ventaja de la configuración vertical es que el agua fluye a través de la botella a medida que esta es descendida y de esta manera se garantiza de que el agua obtenida corresponde a la profundidad deseada. La ventaja de la configuración horizontal es que la muestra corresponde a un rango vertical muy estrecho. Las botellas verticales son usadas en el muestreo de la columna de agua en ambientes marinos y lagos grandes y profundos, en tanto que las botellas horizontales se usan en lagunas, en muestras que deben ser colectadas justo por encima o por debajo de la termoclina u obtenidas muy cerca del fondo. Sea cual fuere el modelo o configuración de la botella, resulta bastante dificultoso poder bajar la botella a una distancia cercana al fondo (en general unos 50 cm), sin tocar a éste y levantar en consecuencia una nube de sedimentos resuspendidos. Para evitar este tipo de contaminación de la muestra de agua, es posible adaptar la botella de manera tal que el mecanismo de cierre se active, no por el envío de un mensajero desde superficie, sino por el contacto de una varilla rígida de metal contra el fondo. Para una botella de configuración vertical es apropiado hacer los siguientes cambios (adaptar para otras configuraciones): - Hacer que el disparador (pieza de metal que recibe el impacto del mensajero) y la válvula de drenaje se hallen del mismo extremo de la botella. Para ello aflojar las abrazaderas que unen el mecanismo de sostén y disparo al cuerpo de la botella y volver a ajustarlo invertido. El extremo inferior de la botella se define ahora por la presencia de la válvula de drenaje y del disparador. 66 - Destornillar la pieza metálica que se halla en el extremo del disparador (la que recibe el impacto del mensajero), de forma que quede expuesto el extremo roscado del disparador. - Preparar una varilla rígida de bronce de unos 60 cm de largo, con extremo superior roscado y una placa de bronce soldada a su extremo inferior. Esta pieza es la que tomará contacto con el fondo y accionará el mecanismo de disparo de la botella. - Unir el extremo roscado de la varilla con el extremo roscado del disparador mediante una tuerca larga de bronce. Protocolo para uso de botellas Van Dorn. a. Amarrar la botella a la soga con la que será descendida (soga con marcas). b. Abrir la botella Van Dorn tirando de los cierres de goma de los extremos. No tocar las superficies internas de la botella o de los cierres (particularmente si parte de la muestra va a ser utilizada en bacteriología). c. Armar el mecanismo de disparo de acuerdo a instrucciones del fabricante. d. Bajar la botella a la profundidad deseada, asegurarse que el extremo de la soga esté atado al bote. e. Si la botella no es de cierre “automático” (por contacto de un disparador con el fondo), entonces colocar el mensajero en la soga y enviarlo para que suelte el mecanismo de disparo y la botella se cierre. f. Recuperar la botella. g. Abrir la válvula de drenaje y dejar que fluya algo del agua contenida. De esta manera se reduce la posibilidad de que muestras anteriores contaminen la muestra actual. h. Utilizar el agua contenida en la botella para las mediciones de campo y para el muestreo de parámetros físico-químicos. i. Para mediciones de campo seguir los protocolos correspondientes de la sección 6.1. j. Para muestreos de parámetros físico-químicos, tomar una o más botellas para almacenamiento de muestras y lavarlas tres veces (si éstas no han sido prelavadas) antes de colectar la muestra. Transferir el agua desde la botella Van Dorn a una botella de muestreo, usando la válvula de drenaje. Procurar no tocar el extremo de la válvula de drenaje, el interior del tapón de la botella ni el agua que sale por la válvula. 67 k. Tapar la botella, completar la etiqueta externa, rotular en forma abreviada y guardar en heladera con ice-pack en cantidad suficiente (relación volumen de ice-pack a volumen de muestras 2:1 en verano y 1:1 en invierno). Proceder con la muestra siguiente. l. Las muestras que requieran filtración y/o preservación deben ser elaboradas cuando se retorne a la costa. Es usual en los muestreos desde embarcaciones grandes el descenso en cada estación de varias botellas simultáneamente para muestrear, además del agua próxima al fondo, varias profundidades de la columna de agua al mismo tiempo. Este procedimiento se denomina perfilado o “casting” y para llevarlo a cabo, cada botella de la línea (excepto la inferior) se arma junto con un mensajero de manera tal que al activarse el disparador de la botella ubicada en el extremo superior, se suelta de ésta un mensajero que activa a la segunda botella y así sucesivamente. Es usual que en las embarcaciones de muestreo grandes haya a bordo personal de marinería entrenado en todos los aspectos del armado de un “casting”, por lo que evitaremos aquí su descripción. Una vez que las botellas de muestreo (Van Dorn u otras) se hallan fuera del agua, el procedimiento es como se ya se describiera en esta misma sección. El muestreo del bentos en ríos y arroyos, es en esencia equivalente al muestreo que puede llevarse a cabo en aguas someras, en consecuencia la variedad de técnicas aplicables es grande. Cuando la turbulencia del curso de agua es notoria se puede admitir que la mezcla vertical es completa; en estas circunstancias es suficiente para la caracterización del agua, con la toma de muestras de superficie, en caso contrario tomar mediciones o muestras del agua adyacente al fondo. Cada vez que sea posible, las muestras deben ser colectadas en el medio de la corriente en lugar de la orilla. Las muestras tomadas en el medio de la corriente reducen las probabilidades de contaminación (efectos de orilla, remolinos, concentraciones debidas al viento en aguas de baja velocidad, etc.). A veces es posible llegar al centro de la corriente por vadeo, en otras ocasiones a través de puentes o bien mediante el uso de botes. 68 El aspecto más importante a tener en cuenta durante la toma de muestras es la seguridad. No vadear nunca ríos o arroyos que aparezcan como turbulentos, profundos o turbios. Utilizar una soga de seguridad amarrada a la orilla en caso de duda. Protocolo para la caracterización del agua (por vadeo) a. Tomar los diferentes parámetros permitidos por la sonda o electrodo (en el caso de oxígeno disuelto mover verticalmente la sonda o el electrodo a unos 30 cm por segundo). Utilizar otros equipos de ser necesario (luz, transparencia, redox, etc.). Anotar valores obtenidos en libreta de campo. b. En caso de que se necesiten muestras para su análisis de laboratorio utilizar botellas etiquetadas (las etiquetas pueden estar previamente llenas) y esterilizadas (para bacteriología). Se pueden llevar varias botellas en una bolsa de red para obtener varias unidades muestrales de un solo vadeo. Internarse en el agua hasta el punto donde no se observen sedimentos resuspendidos. c. Ubicarse perpendicularmente al flujo con la cara hacia éste. d. Remover el tapón de la una botella sin tocar su cara interna. Si algún lavado es necesario, llenar y vaciar tres veces. e. Con la otra mano tomar la botella por debajo del cuello, sumergirla bajo el agua (cerca del fondo) orientando la boca hacia abajo e inmediatamente contra la corriente. Evitar colectar suciedad u otras películas de la superficie. f. Una vez la botella llena, sacarla del agua con un movimiento hacia la corriente y reponer el tapón. Identificar, guardar en una bolsa de red y proceder con la siguiente muestra hasta terminar. g. Retornar a la orilla y guardar las muestras en heladera (con ice-packs). . Cuando la corriente sea muy fuerte, el agua sea muy profunda o la turbidez impida ver cuan profundo es el cauce, es más seguro llevar a cabo el muestreo desde la orilla. En ocasiones es posible utilizar una vara de muestreo, la cual en su forma más simple es un tubo de plástico rígido o metal (aluminio) de unos 2 m de largo, en cuyo extremo se ata o sujeta la botella de muestreo. Existen modelos a la venta que permiten abrir y cerrar la botella en el momento del muestreo. 69 Protocolo para la caracterización del agua desde la orilla a. Asegurarse a algún objeto sólido de la costa con una soga de seguridad. Como medida extra de precaución, una segunda persona debe estar cerca de la que está muestreando. b. Proceder a tomar las mediciones de campo, en la medida de los posible con una sonda multiparámetro. Anotar en la libreta de campo. c. Para muestreos a analizar en laboratorio utilizar botellas de muestreo prelavadas. Las botellas pueden llevarse en una bolsa de red (atada a la cintura). d. Remover el tapón de la botella y colocarlo dentro de una bolsa plástica limpia y resellable (tipo Zip Lock), de manera tal que ambas manos estén disponibles para la toma de la muestra. e. Tomar la botella por el cuello o asegurarla a una vara de muestreo. f. Extender el brazo (o ambos brazos con una vara de muestreo) y sumergir la botella con su boca orientada primero hacia abajo e inmediatamente hacia la corriente (cerca del fondo). g. Una vez la botella llena, sacarla del agua con un movimiento hacia la corriente y reponer el tapón. Identificar, guardar en una bolsa de red y proceder con la siguiente muestra hasta terminar. h. Retornar a la orilla y guardar las muestras en heladera (con ice-packs). Algunas estaciones pueden ser muestreadas desde puentes. Esto permite el muestreo de agua en la zona central de la corriente cuando el vadeo no es una opción. Las muestras pueden ser tomadas con un muestreador múltiple, el cual es bajado por el lateral del puente. Dado que los muestreadores múltiples pueden contener varias botellas de muestreo, es conveniente tomar todos las muestras necesarias a la vez (todas las variables). Este permite ahorrar tiempo y esfuerzo y potencialmente además una correspondencia más ajustada entre las variables obtenidas. Por supuesto que si se carece de un muestreador múltiple, es posible trabajar bajando de a una botella a la vez (provista de un lastre en su parte inferior para que se hunda fácilmente) o si la profundidad lo permite, bajar una botella de Van Dorn de configuración horizontal. 70 Cuando el caudal del río sea grande, es conveniente el muestreo desde un bote. Considerando que las aguas con mucho caudal son peligrosas, es condición que la persona que maneje el bote de muestreo sea una persona con amplia experiencia. Idealmente debe haber tres personas a borde del bote, dos de ellas dedicadas a la toma de las muestras y a la libreta de campaña y la tercera la manejo del bote. Los recorridos de muestreo deben comenzar aguas debajo de la zona de interés y terminar aguas arriba de ésta. Protocolo para la caracterización del agua (con bote) a. Cuando se alcanza el sitio de muestreo el operador del bote debe maniobrar en la corriente de manera tal de mantener el bote sobre un mismo sitio. Usar alguna referencia de la costa para lograrlo. b. La persona en la proa es la responsable por la toma de las muestras con botellas (ver sección 6.2), ya sea en forma directa (muestras de superficie) o bien de fondo a través de una botella Van Dorn de configuración horizontal. c. La tercera persona es la responsable por las mediciones de campo (ver sección 6.1). 6.2 Mediciones de campo Las mediciones de campo son aquellas que por lo general son obtenidas en el campo con el auxilio de equipamiento más o menos especializado y que no implican la toma de muestras para la determinación de parámetros en laboratorio. Dado que diferentes modelos de equipos están disponibles para la medición de diferentes variables, en esta sección se discute su uso sólo bajo una perspectiva general. Los encargados del muestreo deben referirse a la documentación provista por el fabricante. Un manual de uso (preferiblemente una fotocopia) del equipo debe ser llevado junto con el instrumento en todo momento y el mismo debe documentar la calibración, operación y mantenimiento del equipo. Varias de las mediciones de campo en estaciones de aguas someras o profundas son por completo equivalentes a las mediciones correspondientes de la columna de agua (temperatura, pH, oxígeno disuelto, etc.). Por otra parte, a diferencia del muestreo de la 71 columna de agua, donde se tiene interés en toda ella, los muestreos de agua en estudios bentónicos pueden ser restringidos o limitados sólo a la capa de agua en contacto con el fondo. 6.2.1 Mareas Las mareas de un sitio no son en realidad, excepto raras ocasiones, objeto de mediciones de campo, ya que prácticamente todas las localidades de la costa de Argentina tienen sus alturas de marea tabuladas en las Tablas publicadas por el Servicio de Hidrografía Naval, debiéndose consultar las tablas específicas para el año en curso. Para el caso de localidades cuyas mareas no se hallen tabuladas, se cuenta con una tabla de puertos secundarios, cuyas alturas de marea pueden ser estimadas a partir de las existentes para puertos patrones más cercanos a éstas, que siempre figuran en las tablas. Las tablas de marea para las principales localidades costeras de la Argentina también se hallan disponibles en la página web del Servicio de Hidrografía Naval: http://www.hidro.gov.ar/Oceanografia/Tmareas/Form_Tmareas.asp Las alturas de marea sólo son de interés en los muestreos de ambientes marinos, en particular en aquellos que son llevados a cabo en la zona intermareal o en aguas someras. Las alturas deben ser conocidas de antemano por el personal encargado del muestreo, ya que las horas a que ocurren las mareas bajas o altas determinan, como resulta obvio, la posibilidad de llevar a cabo un muestreo en un día determinado. Las mareas cambian día a día en cuanto a su hora de ocurrencia y altura, razón por la cual no pueden ser predichas de una forma simple, excepto por aproximaciones groseras. Por otra parte es posible una predicción diaria de las alturas, a partir de complejos cálculos realizados con computadora. Estas predicciones, muy ajustadas, son tabuladas en forma de tablas de marea, específicas para un año y una localidad determinados. Una tabla de marea consiste en varias columnas verticales repetidas, donde se consigna para un mes en particular, el día, la hora a que una marea alta o baja tiene lugar y la altura en 72 metros de dicha marea (respecto de un nivel de referencia arbitrario denominado plano de reducción). Figura 17: Parte de una tabla de mareas (tal como puede ser bajada desde Internet) para los meses de octubre a diciembre de 2002 en la localidad de Comodoro Rivadavia. 73 En la fracción de tabla de mareas de la Figura 17 y que corresponde a la localidad de Comodoro Rivadavia, se hallan indicadas las horas y alturas de marea para los primeros días de los meses de octubre, noviembre y diciembre del año 2002. Por ejemplo para el día martes 1 de octubre se contabilizan dos mareas bajas y dos mareas altas alternadas (como corresponde a una localidad con régimen semidiurno de mareas). La primer marea baja del día ocurre durante la madrugada, a las 5 horas 13 minutos y tiene una altura de 1,28 metros, en tanto que la marea alta (pleamar) subsecuente ocurre, seis horas con 22 minutos después, a las 11 horas 35 minutos de la mañana y tiene una altura de 4,36 metros. En general puede observarse que entre las mareas correspondientes de un día y el siguiente (por ejemplo las dos primeras bajamares de ambos días) existe una diferencia de aproximadamente unas 25 horas: Sobre el ejemplo anterior la primer bajamar del día 1 de octubre tuvo lugar a las 5:13 horas, en tanto que la primer bajamar del día 2 de octubre ocurrió a las 6:21 horas. La amplitud (diferencia entre una bajamar y la pleamar siguiente o viceversa) entre mareas no es igual a lo largo de todo el mes o el año. En un mes típico, existe un día donde las amplitudes son máximas y un día donde éstas son mínimas, entre ambos extremos las amplitudes van cambiando en forma gradual. Otra información importante se halla por lo general al principio de la tabla de mareas para una localidad (primera página de una localidad en las tablas publicadas), donde se indica entre otros, la longitud y latitud de ésta, el régimen (o tipo) de mareas del sitio (diurno, semidiurno o mixto) y una pequeña tabla en la que se marcan la altura de las pleamares y bajamares, tanto medias como extremas y las amplitudes máxima y media del lugar. Esta primera hoja no cambia o tiene cambios menores entre las sucesivas ediciones anuales de las Tablas impresas. En ocasiones las tablas pueden presentar más información respecto de las mareas de un lugar como por ejemplo: la altura (en pleamar y bajamar) en mareas de cuadratura, de sicigias y otras. Si bien a los efectos prácticos, la mayor parte de las veces es suficiente con conocer los valores medios, para determinados trabajos en particular es conveniente 74 conocer que describen los términos recién empleados (Consultar glosario en Tablas de marea del Servicio de Hidrografía Naval). 6.2.2 Nivel y profundidad. Nivel y profundidad hacen referencia a la distancia vertical que existe entre un determinado nivel de referencia y una estación de muestreo. A los efectos de este manual se reserva el término nivel para la zona intermareal (que por lo general tiene lugar en ambientes marinos) y se deja el término profundidad para las estaciones ubicadas por debajo de la superficie del agua (por debajo del nivel de mareas bajas en ambientes marinos). 6.2.2.1 Nivel El término nivel define la altura de una estación dentro de la zona intermareal, definida a su vez “sensu lato” como una franja costera comprendida entre las mareas bajas y altas de un sitio. Los protocolos para la determinación de niveles pueden variar de acuerdo a las características de la costa (tipo de pendiente de la costa, extensión de la zona intermareal, etc.) y a los equipos de medición disponibles. Así como con la profundidad, el nivel debe ser estandarizado respecto de un nivel de referencia, el cual puede ser el nivel de mareas altas (en cuyo caso es equivalente a una profundidad), o el nivel de mareas bajas (en este caso corresponde a una altura). A veces, resulta necesario diferenciar el tipo de marea a que se hace alusión, dado que existen diversos tipos de éstas (de sicigias, de cuadraturas, medias). En adición, resulta conveniente establecer primero un nivel de referencia provisorio, que puede ser tanto el nivel de la marea alta o de la marea baja para el día de muestreo. La elección de una u otra depende del conocimiento previo que se tenga del lugar y de las características de éste. Por ejemplo, cuando se debe muestrear con un transecto un sitio que no es conocido, conviene llevar a cabo el muestreo con la marea baja, de modo 75 de poder establecer la ubicación del mismo, evitando las discontinuidades y las áreas de muestreo peligrosas. Por otra parte, si el sitio es conocido o se asume que es uniforme (como ocurre en la mayoría de las playas arenosas), es conveniente comenzar a trabajar con la marea alta, ya que de esta forma el muestreo es más seguro y se evita que el agua que sube, nos desaloje de un sitio en el que estamos trabajando. Protocolo en sustratos verticales (en marea baja). a. Determinar la hora a la cual la marea está baja (a partir de Tabla). Comenzar las actividades preparatorias del muestreo (en el sitio de trabajo) una o dos horas antes. b. Marcar los niveles o estaciones de muestreo (con marcas que puedan removerse). c. Medir con una cinta métrica (plástica) la distancia vertical entre cada uno de los niveles de muestreo y el nivel de la marea baja del día (nivel de referencia provisorio). Estos niveles pueden denominarse h’ 1, h’ 2 , h’ 3 , etc. (Figura 18a). Si el sustrato no fuera vertical ver el siguiente protocolo. d. Alternativamente al paso (c) se pueden medir las distancias verticales entre niveles de muestreo (d 1-2 , d 2-3 , etc.) y la distancia vertical entre el nivel de muestreo inferior y el nivel de bajamar del día (d b-1 ). Calcular (en laboratorio) las alturas de todos los niveles de muestreo respecto del nivel de referencia provisorio como: h’ 1 = d b-1 h’ 2 = d 1-2 + d b-1 h’ 3 = d 2-3 + d 1-2 + d b-1 e. Para el calculo de los niveles estandarizados, obtener en primer lugar la diferencia (d b ) de altura entre la altura de bajamar en el día de muestreo (h b ) y la altura de una bajamar media (h m ), la cual puede hallarse en la primera página de la tabla de una localidad) como d b = h m – h b . f. Calcular los niveles estandarizados a la marea baja media (h i ) como: h 1 = h’ 1 - d b h 2 = h’ 2 - d b h 3 = h’ 3 - d b 76 Figura 18: Alturas y distancias a tomar en el campo para el establecimiento de alturas de nivel estandarizadas respecto del nivel de bajamares medias (Bmedia). a, para sustratos verticales; b, para otros tipos de sustrato. Bdia, bajamar del día de muestreo; Preduccion, plano de reducción de la localidad (Tablas). Para otras abreviaturas ver el texto. El siguiente protocolo esta basado en los sistemas de vasos comunicantes y utiliza como nivel una manguera plástica transparente llena de agua. Este sistema es muy exacto, 77 siempre y cuando la manguera tenga un diámetro suficiente y no tenga burbujas en su interior (Figura 18b). Protocolo para sustratos de pendiente intermedia, baja o irregular a. Establecer los niveles de muestreo y marcarlos convenientemente (con marea baja), alternativamente (con marea alta) ir marcándolos a medida que la marea va bajando. b. Disponer de una manguera plástica transparente (1 a 2 cm de diámetro) de un largo apropiado (la distancia horizontal entre niveles adyacentes más un par de metros extra). c. Llenar la manguera de agua. d. Desplegar la manguera entre dos niveles (o estaciones) de muestreo sucesivos, permitiendo que ajuste a las irregularidades del terreno, ya que esto no afecta las mediciones. En el nivel superior del par disponer el extremo de la manguera a ras del sustrato (parte del agua contenida se derramará). En el nivel inferior del par, curvar la manguera (sin estrangularla) y disponerla verticalmente. Con una regla o cinta métrica plástica medir la distancia entre el sustrato y el menisco de agua en la porción vertical de la manguera. Esta distancia es la diferencia de alturas entre ambos niveles (d (n-1)-n ). e. Con la ayuda del nivel de manguera, medir las distancias verticales (diferencias de altura) entre niveles de muestreo sucesivos (d 1-2 , d 2-3 , etc.) y la distancia vertical entre el nivel de muestreo inferior y el nivel de bajamar del día (d b-1 ). Calcular (en laboratorio) las alturas de todos los niveles de muestreo respecto del nivel de referencia provisorio (bajamar del día) como: h’ 1 = d b-1 h’ 2 = d 1-2 + d b-1 h’ 3 = d 2-3 + d 1-2 + d b-1 f. Para el calculo de los niveles estandarizados, obtener en primer lugar la diferencia (d b ) de altura entre la altura de bajamar en el día de muestreo (h b ) y la altura de una bajamar media (h m ), la cual puede hallarse en la primera página de la tabla de una localidad) como d b = h m – h b . g. Calcular los niveles estandarizados a la marea baja media (h i ) como: h 1 = h’ 1 - d b h 2 = h’ 2 - d b 78 h 3 = h’ 3 - d b Alternativamente a estandarizar las alturas de los niveles respecto de la marea media, éstos pueden estandarizarse respecto del plano de reducción local. A diferencia del caso anterior donde puede haber niveles con alturas negativas, en este caso las alturas son siempre positivas. h i = h’ i + h b Notas: - En la medición de niveles es conveniente elegir días calmos para llevar a cabo el muestreo ya que la precisión con que se puede determinar la hora en que el agua llega o descubre un nivel es mayor. Cuando el área a muestrear sea discontinua, es posible transportar las alturas de un sitio a otro trabajando con niveles de manguera o utilizando el nivel del mar para equiparar sitios. Otros métodos para la medición de niveles, a diferencia de los anteriores, no implican la comprobación en el campo de las distancias verticales entre niveles, sino que el cálculo de su altura se basa en las predicciones de altura obtenidas de las tablas de marea. Estos métodos tienen un doble uso, ya que es posible calcular la altura de un nivel de muestreo (respecto de un nivel de referencia) dada la hora en que el agua llega o deja al nivel, o bien a la inversa, si la altura de los niveles está predeterminada (por ejemplo 1, 2 y 3 m por sobre el nivel de la bajamar media), se puede calcular a que hora el agua descubrirá (o cubrirá) a dicho nivel. Con este método las alturas que se obtienen (o las horas a que esa altura ocurre) están estandarizadas respecto del nivel del plano de referencia de la localidad. Estos procedimientos suponen que la variación de la marea, en el intervalo entre una pleamar y una bajamar consecutivas (o viceversa), puede representarse por una sinusoide. Los resultados así obtenidos son suficientemente aproximados en sitios con regímenes de marea de tipo diurno o semidiurno, perdiéndose precisión a medida que el régimen de marea se aleja de los mencionados (desigualdades diurnas). Por otra parte, 79 se ha observado que en varios puertos de régimen semidiurno, la forma de la curva de marea se aleja de una sinusoide (fondeadero San Román, Puerto Madryn, Comodoro Rivadavia, Caleta Paula, Puerto Deseado, San Julián, Punta Quilla, Punta Loyola, Muelle el Turbio y Río Grande) y en ellos es posible encontrar diferencias del orden del 10% de la amplitud de la marea, entre los valores de la predicción armónica (de la que se obtienen las tablas convencionales) y la estimación sinusoidal. Para algunos de estos sitios (los marcados en negrita) y algunos otros con regímenes de desigualdades diurnas, las tablas de marea proporcionan, además de las tablas convencionales (con sólo pleamares y bajamares), las predicciones horarias de la altura de marea. Para los casos donde la estimación sinusoidal no sea apropiada, es conveniente el uso del protocolo de medición de las distancias verticales entre cada nivel y el nivel de bajamar obtenido de tablas (que es preciso) o bien del protocolo con nivel de manguera transparente. De los métodos para la medición de niveles basados en las predicciones de altura de marea podemos señalar: a. El uso de las Tablas de Marea del Servicio de Hidrografía Naval de la República Argentina (Tercera Parte). b. La consulta “on line” en sitios específicos de Internet. Las Tablas de Marea del Servicio de Hidrografía Naval (SHN) proveen en su Tercera Parte, métodos para calcular la altura de marea en un instante prefijado, así como para determinar la hora para la cual la altura de la marea alcanza un valor prefijado. Esta información puede obtenerse haciendo uso de la tablas A o B de la citada Tercera Parte y para su uso remitimos a cualquiera de las Tablas de Marea de años recientes del SHN. Alternativamente al cálculo de niveles u horas a partir de las tablas de marea, es posible llevar a cabo consultas “on line” en determinados sitios de Internet. Uno de estos sitios que admite el cálculo de niveles de marea a una hora determinada y el cálculo de la hora a que tiene lugar un determinado nivel es: http://www.shom.fr/fr_page/fr_serv_prediction/ann_marees.htm 80 Figura 19: Pantallas obtenidas ante el requerimiento de las horas a las cuales tiene lugar una altura de marea de 3 metros para el día 1 de octubre de 2002 en Comodoro Rivadavia. 81 Una vez conectados con el sitio, el procedimiento consiste en primer lugar en acceder a las predicciones, elegir la zona correspondiente del planisferio (Zona 4) y dentro de ella a la localidad de interés. A continuación se pueden elegir diferentes opciones, entre las que figuran horas para una determinada altura de agua y alturas de agua para una hora determinada. En la Figura 19 se indican los resultados de la consulta “on line” a la primera de las opciones indicadas para la localidad de Comodoro Rivadavia, el día 1 de octubre de 2002 y una altura de agua de 3 metros. 6.2.2.2 Profundidad. La profundidad es uno de los primeros parámetros a conocer de una estación, antes de comenzar con la toma de muestras o de otros parámetros . Además de contribuir a la descripción del medio en los estudios de poblaciones y comunidades, la profundidad determina asimismo el largo de cable (o cuerda) a desplegar con diferentes equipos y la velocidad de descenso de éstos. Una velocidad de descenso alta produce una onda de choque delante del equipo, la cual puede desplazar los sedimentos blandos no consolidados que se hallan en la superficie del área de muestreo. Un descenso rápido también puede provocar un mal funcionamiento del equipo utilizado, como por ejemplo el disparo del mecanismo de cierre antes de que la draga o el muestreador de tubo alcancen el fondo. Por otra parte, en el caso de los muestreadores de tubo, una velocidad de descenso baja puede conducir a la obtención de una muestra de sedimento de escaso volumen. En ambientes con aguas muy someras de hasta unos 4 metros de profundidad (lagunas, arroyos, algunos ríos, etc.), es posible el uso de varas graduadas, con divisiones (marcas) en metros, decímetros y centímetros. Por lo general los caudalímetros o correntómetros de mano (canal abierto) están provistos de varas de este tipo. La medición se realiza por vadeo (para profundidades del orden del metro) o bien con un bote en ambientes con profundidades mayores o en ambientes lóticos con corrientes fuertes. 82 Para aguas someras de hasta unos 20-30 metros es posible el uso de cuerdas plásticas lastradas con divisiones en metros y decímetros, siempre y cuando pueda asegurarse la verticalidad de la cuerda que se ha bajado (ambientes sin corrientes notorias o ausencia de vientos fuertes que muevan la embarcación). Un sistema como el indicado puede implementarse en la cuerda del disco de Secchi, colocando marcas por metro y cada 10 centímetros. Alternativamente, cuando se trabaja con buzos, existen actualmente relojes digitales diseñados especialmente a este tipo de actividades y que entre otras características miden la profundidad (0 a 80 m) y la temperatura del agua (-11 a 40ºC). Para aguas profundas el único método viable es el uso de ecosondas, las cuales se pueden obtener en formatos y prestaciones muy diversos, desde las sondas digitales de mano (hasta unos 80 m) y que no necesitan de instalaciones accesorias en el bote, hasta las ecosondas digitales con GPS incluido con memoria no volátil de las ubicaciones y sus profundidades. Las ecosondas más grandes, requieren de un transductor (que es parte del equipo) que puede ser montado en forma fija a la parte inferior del casco de la embarcación (si la estructura de ésta lo permite) o en forma portátil por uno de los costados del bote (disposición apropiada para botes neumáticos). Además precisan de una fuente de energía externa, que por lo general es suministrada por una batería de 24 V. Protocolo para ecosondas de mano. a. Asegurar la correa de la sonda a la muñeca y sumergir el extremo emisor del equipo en el agua, procurando que éste se disponga perpendicular a la superficie del agua. b. Tomar la profundidad leyendo ésta en la pantalla lateral, anotar indicando unidades de medición del equipo (ya que varios de éstos indican la profundidad en pies y no tienen conversión a metros). c. En ambientes marinos tomar asimismo la hora para poder estandarizar la profundidad con respecto a un nivel de referencia. 83 Protocolo para ecosondas con transductores portátiles. a. Conectar el transductor a la sonda, armar el soporte del transductor y disponerlo a un costado de la embarcación. b. Conectar el equipo a la batería (u otra fuente de energía apropiada). c. Acceder con el bote a la estación de trabajo. d. Encender el equipo, elegir las unidades de medición y el rango de profundidad de trabajo (en algunas sondas esta última operación es tanto manual como automática). e. Para cada estación anotar la profundidad, la latitud y longitud; además en estaciones en ambientes marinos, anotar la hora, para poder estandarizar la profundidad con respecto a un nivel de referencia. Notas: - Cuando se muestrea a bordo de embarcaciones grandes es usual que el transductor de la ecosonda esté ubicado en la parte inferior del casco. Averiguar a que profundidad se encuentra el transductor para sumar este valor a las lecturas de la ecosonda. En ambientes marinos sujetos a mareas importantes se deben estandarizar los valores de profundidad refiriéndolos a un nivel de referencia común (por lo general es conveniente el nivel de las mareas bajas medias, el cual se toma como 0). Esto es particularmente importante en los muestreos realizados en aguas someras, ya que al estar los muestreos de las estaciones desplazados en el tiempo, las profundidades están sujetas a los cambios de nivel provocados por las mareas. Por ejemplo, en una localidad con una amplitud de mareas de 4 m (diferencia entre las alturas de la marea baja y la marea alta), un mismo sitio muestreado en distintos momentos del día, tendrá profundidades que pueden diferir en hasta 4 m, de acuerdo a la hora del día en que la profundidad fue tomada. Protocolo de estandarización de profundidades (ambientes marinos) a. Para cada estación de muestreo tomar nota del día, hora y profundidad (p’) indicada por la ecosonda. En el caso que el transductor no se halle a nivel de la superficie, sumar la profundidad de ubicación de éste en el casco de la embarcación. 84 b. Estimar la altura de marea en el momento de la toma de la muestra (h s ) siguiendo el protocolo para hallar la altura de un nivel (o marea) a una hora determinada (sección anterior). c. Determinar la diferencia (d s ) entre la altura de marea en el momento de muestreo (h s ) y la marea baja media de la localidad (h m ), esta última obtenida de tablas, como: d s = h s - h m d. Calcular la profundidad estandarizada (p) al nivel medio de bajamares como: p= p’ – d s 6.2.3 Temperatura del agua La temperatura del agua en ambientes bentónicos puede ser medida con un termómetro convencional de mercurio o alcohol o con un termómetro digital convenientemente calibrado contra un termómetro certificado. Para la medición de la temperatura del agua con termómetros de tipo convencional, es preferible que los mismos estén protegidos dentro de una carcaza plástica o metálica y que el bulbo quede sumergido en agua (en un recipiente colector o balde inferior), cuando el termómetro es extraído de ésta. Todos los termómetros deben ser contrastados antes de su uso contra un termómetro de referencia en laboratorio y a partir de esto con una frecuencia anual. Los termómetros que no cumplan con los requisitos mínimos de calidad para el proyecto (por ejemplo ± 0,5ºC de la temperatura real) deben ser descartados. Nota: Algunos termómetros digitales pueden ser calibrados automáticamente en el campo sumergiendo el sensor en una mezcla de hielo y agua dulce (0ºC). Protocolo para termómetros a. En la zona intermareal, en playas de sustratos blandos, excavar un pozo estrecho donde quepa el termómetro, hasta encontrar agua. Sumergir el termómetro en el agua, permitir que éste se equilibre y leer la temperatura con el bulbo (o sensor) 85 sumergidos. Este protocolo es inaplicable en costas rocosas, en éstas solo es posible tomar la temperatura del agua en piletas de marea y encharcados. b. En aguas muy someras (menos de 1 m de profundidad), medir la temperatura del agua directamente sumergiendo el termómetro en el agua, permitir que éste se equilibre, leer la temperatura con el bulbo (o sensor) sumergidos. c. Para profundidades mayores, tomar la temperatura en el agua inmediatamente adyacente al fondo, ya sea en forma directa con un buzo o bien con una botella (por ejemplo Van Dorn). En este último caso, vaciar el contenido lentamente en un recipiente de ½ litro de capacidad, con el termómetro colocado, hasta que la lectura de temperatura se equilibre. d. Anotar la temperatura en la libreta de campo junto con el número de estación y la profundidad. Muchos medidores incluyen junto con el electrodo específico, un sensor para la medición de temperatura. Esto es corriente por ejemplo, en los medidores de oxígeno disuelto, ya que la temperatura del agua influye fuertemente en la solubilidad del oxígeno en el agua y ciertas medidas (porcentaje de saturación del oxígeno disuelto) necesitan de la temperatura tomada simultáneamente con el oxígeno. Protocolo para medidores varios a. Calibrar el medidor a partir de las instrucciones suministradas para cada modelo. b. Probar las lecturas de temperatura del medidor, tanto en agua como en aire, contra las lecturas de un termómetro de precisión reconocida como control. Si las medidas no se corresponden, el medidor deberá ser ajustado a las lecturas del termómetro. Las pruebas deberán ser repetidas a lo largo del día para determinar si existe algún tipo de deriva. Todos los ajustes deberán ser consignados en la libreta de campo. Los datos de temperatura en campo por lo general son leídos al 0,5ºC más cercano. c. Para medir la temperatura en playas de sustratos blandos intermareales, excavar un pozo estrecho donde quepa el sensor, hasta encontrar agua. Sumergir el sensor en el agua, permitir que éste se equilibre y leer la temperatura con el sensor sumergido. Este protocolo es inaplicable en costas rocosas, en éstas solo es posible tomar la temperatura del agua en piletas de marea y encharcados. 86 Nota: En nuestros trabajos hemos encontrado conveniente cavar un pozo (hasta la tabla de agua) en el cual se inserta, lo más ajustadamente posible, un tubo plástico de unos 50 cm de largo y con un diámetro suficiente como para alojar a una sonda multiparámetro; el extremo inferior del tubo se cierra con una malla de 1 mm o menos de abertura, para evitar un pasaje excesivo de arena hacia dentro del tubo. d. Para medir la temperatura en aguas someras (hasta donde el largo de cable lo permita), bajar el sensor hasta casi el fondo, evitando tocar éste (se puede agregar un protector al sensor) y anotar la temperatura. e. Para profundidades mayores, tomar la temperatura en el agua inmediatamente adyacente al fondo con una botella Van Dorn (Ver Manual de campo para el muestreo de la columna de agua (Zaixso, 2002)). Una vez recuperada, vaciar el contenido lentamente en un recipiente donde quepa el sensor sumergido, anotar la temperatura una vez que la lectura se estabilice. f. Anotar el número de estación, la fecha y la profundidad junto con la temperatura. Como complemento al uso de termómetros o medidores es posible registrar la temperatura del agua de fondo con “data loggers”, que se dejan sumergidos en la estación de trabajo y son capaces de guardar la información obtenida. El tiempo en que la memoria del “data loger” se llena, depende de la frecuencia con que los datos son tomados. Por ejemplo el Optic StowAway Temp permite elegir intervalos de muestreo entre 0,5 segundos y 9 horas, pudiendo guardar 15 minutos de datos en el primer caso y 2979 días en el segundo). En adición los “data loggers” pueden ser programados para que realicen muestreos múltiples y guarden el promedio de las medidas. Para la extracción de los datos guardados en un “data logger”, puede disponerse de dos alternativas. La primera es sacar el equipo del agua y enviarlo al laboratorio para la extracción de los datos, en este caso es necesario el reemplazo del “data logger” que tiene los datos, por otro vacío. La segunda alternativa consiste en sacar el “data logger” con datos del agua y en transferir la información guardada (vaciando el “data logger”) a equipos de transporte de datos de campo (por ejemplo el Optic Shuttle), volver a sumergir el “data logger” donde estaba y mandar al laboratorio el equipo de transporte, para la extracción de los datos; los equipos de transporte de datos de campo pueden guardar la 87 información de varios “data loggers”, por ejemplo un transportador Optic Shuttle puede almacenar la información de 16 “data loggers” llenos, de 8K de memoria cada uno. Nota: - La medición de la temperatura con termómetros o medidores no es reemplazable por el uso de “data loggers”, ya que los equipos sumergidos pueden desprenderse o romperse (particularmente en ambientes agitados) o pueden no ser ubicados nuevamente. El uso de “data loggers” sin embargo, es un excelente complemento de las mediciones convencionales, ya que éstos permiten analizar en forma contínua la evolución de la temperatura a lo largo de varios períodos anuales. El protocolo que sigue es apropiado para “data loggers” de temperatura tipo Stow Away y es apropiado para fondeos de equipos en sitios con profundidades no mayores a los 30 metros. Protocolo para fondeo de “data loggers”. a. Llevar a cabo para cada “data logger” y con antelación en el laboratorio, su instalación (con una PC y el software respectivo del equipo), considerando los siguientes aspectos: el momento de inicio de la toma de datos por el “data logger” (año, día y hora aproximada), intervalo de muestreo y unidades de medida de la temperatura. b. Armar con anticipación el equipo de fondeo. Si la intención es disponer el “data logger” en el fondo, el equipo debe incluir un fondeo (muerto) del que se sujetarán tanto el “data logger” como una boya de media agua (que no llega a la superficie), que servirá para poder recuperar más fácilmente al equipo y evitar mientras tanto, robos o roturas intencionales. Cuanto más expuesto o agitado el sitio de colocación, más peso debe tener el muerto (aproximadamente unos 5-10 kg para una boya de 0,5 a 1 litro). El fondeo debe de tener un agarre o asa metálicos (o un par de agarres) donde se pueda atar directamente el “data logger” y por separado la soga de la boya; el asa debe forrarse con un trozo de manguera plástica para evitar el desgaste, eventual rotura de la soga y/o pérdida del equipo. Alternativamente, los “data loggers” pueden ser ubicados en aguas someras (ríos y arroyos por ejemplo), atados fuertemente a un peso (no permitir que se muevan con la corriente pues podrían romperse) o si existe la 88 posibilidad de que haya elementos a la deriva, protegido dentro de una caja de red plástica resistente y convenientemente lastrada. c. El fondeo de “data loggers” en una estación implica conocer previamente su profundidad, ya que la estanqueidad de los equipos está asegurada hasta algo más de 30 m y en adición, los buzos que lo recuperarán, difícilmente quieran exceder esta profundidad. d. Amarrar el “data logger” y la boya de media agua al fondeo. e. Ubicar la estación con un GPS. f. Bajar cuidadosamente el fondeo, soga y equipo, tratando de evitar nudos y enganches. O alternativamente llevar a cabo los amarres directamente bajo el agua con el auxilio de un buzo. g. Visitar periódicamente el sitio para verificar la presencia de incrustaciones biológicas sobre la boya, soga y “data logger”, cuyo peso puede exceder la boyancia del sistema y hundirlo. Eliminar las incrustaciones en caso de encontrarlas. Aprovechar para vaciar los datos del “data logger” con un transportador de datos. 6.2.4. Temperatura del sustrato En ambientes intermareales, en adición a la toma de la temperatura del agua intersticial o de piletas o encharcados, puede ser de interés tomar la temperatura del sustrato. Para este fin es conveniente el uso de termómetros (preferiblemente protegidos del agua y salpicaduras) con sensores de termistor intercambiables (tomar recaudo de que el tipo de conector sea el adecuado). Existen numerosos tipos de sensores de termistor, por ejemplo para la temperatura de sustratos blandos son convenientes los modelos de inserción o los generales, en tanto que para sustratos duros se utilizan los modelos denominados de contacto. Notas: - Cuando la velocidad de respuesta del sensor de termistor sea importante, prestar atención al valor de la constante de tiempo (que por lo general figura entre las especificaciones) , que es el tiempo estimado para alcanzar el 63,2% de una nueva 89 lectura; para saber cuanto tiempo es necesario para alcanzar el 99% de una nueva lectura, multiplicar la constante de tiempo por cinco. - No utilizar los sensores de temperatura de equipos tales como oxímetros o sondas multiparámetro en la medición de temperaturas del sustrato, ya que se pueden arruinar. 6.2.5 Oxígeno disuelto El oxígeno disuelto (OD) puede ser medido tanto por titulación química (método de Winkler) o mediante el uso de electrodos de membrana (oxímetros). Ambos tiene el potencial de ser precisos y confiables, pero los dos requieren de algún entrenamiento para lograr medidas adecuadas. Los oxímetros proveen un método conveniente y relativamente barato para llevar a cabo las mediciones y son los más comúnmente usados. Existen diferentes modelos de oxímetros y electrodos. Procurar que el equipo que va a ser utilizado tenga compensación (preferiblemente automática) de temperatura, salinidad y altura (o de presión barométrica). Existen actualmente dos tipos de electrodos, los polarográficos que requieren de un tiempo de polarización (unos 15 a 30 minutos) antes de ser utilizados y los galvánicos que son de uso inmediato. Es importante remarcar que durante la lectura de la concentración, el oxígeno es consumido en el extremo del electrodo y en consecuencia es necesario mover la muestra (o el electrodo) durante la medición. Si el estancamiento tiene lugar se obtendrán valores artificialmente bajos de OD. La velocidad aconsejada de movimiento de la muestra o del electrodo es de unos 30 cm por segundo. Algunos electrodos (o sondas multipropósito) cuentan con dispositivos que hacen circular el agua en el extremo del electrodo. Una variante reciente de electrodos polarográficos (Tipo Micro Electrode Array) elimina la necesidad de agitar el electrodo durante la lectura. El muestreo para la medición de OD requiere un cuidado particular, dado que cualquier contacto de la muestra con el aire, modificará los resultados. Si se debe obtener el 90 porcentaje de saturación y el equipo no proporciona este parámetro en forma directa, entonces debe tomarse simultáneamente la temperatura del agua. Adicionalmente, puede ser necesario medir la presión barométrica o la altitud para determinar con precisión el porcentaje de saturación. Los protocolos que se indican a continuación son para la determinación de OD (o porcentaje de saturación) con electrodos. Protocolo para la medición de OD (con oxímetro). a. Seguir las instrucciones del fabricante respecto de la calibración y uso del oxímetro. Una vez que el equipo se enciende hay que esperar que éste se estabilice (usualmente unos 15 minutos) antes de calibrarlo o usarlo. La calibración es conveniente llevarla a cabo cada vez que el equipo es apagado. Calibrar siempre a una temperatura ± 10ºC de la temperatura de la muestra. Para la calibración sin compensación automática de presión y/o salinidad, es necesario conocer de antemano la altitud (o presión barométrica) del sitio de trabajo y la salinidad del agua (0 para agua dulce y unas 33 partes por mil en aguas costeras patagónicas). b. Para mediciones de oxígeno disuelto en el agua intersticial de playas, se puede cavar un pozo (hasta la tabla de agua) en el cual se inserta, lo más ajustadamente posible, un tubo plástico de unos 50 cm de largo y con un diámetro suficiente como para alojar cómodamente al electrodo o a una sonda multiparámetro; el extremo inferior del tubo se cierra con una malla de 1 mm o menos de abertura, para evitar un pasaje excesivo de arena hacia dentro del tubo. Mover el electrodo arriba y abajo en el agua a una velocidad equivalente a unos 30 cm por segundo y esperar a que las lecturas se estabilicen (lecturas estables). c. Para aguas someras (o hasta largo del cable del equipo), descender el electrodo hasta que se halle en la zona de agua adyacente al fondo (no tocar éste con el electrodo, en caso de necesidad agregarle un protector, por ejemplo un cesto plástico de aberturas grandes). Alternativamente tomar la medida en el agua superficial (piletas de marea o agua de orilla o adyacente). En aguas con poco movimiento, mover el electrodo arriba y abajo (o de un costado a otro) en el agua a una velocidad 91 de unos 30 cm por segundo; en ambientes lóticos esto no es necesario. Permitir que el electrodo se equilibre (la estabilización puede demorar de 2 a 5 minutos). d. Para aguas más profundas colectar la muestra de agua con una botella Van Dorn en la zona adyacente al fondo (no tocar éste con la botella para evitar resuspender sedimentos). Transferir la muestra con el tubo de vaciado de la botella Van Dorn a un recipiente de boca ancha donde se ha colocado el electrodo. Dejar que el agua fluya de manera que no se formen burbujas ni turbulencia, procurar para ello que el tubo llegue hasta el fondo de la botella (si fuera necesario cambiarlo por un tubo más largo) y frente a la membrana del electrodo. Dejar el agua fluyendo suavemente hasta que las lecturas se estabilicen. e. Anotar las lecturas de OD (o porcentaje de saturación) y eventualmente la temperatura. Notas: - La vida de las membranas depende del uso y éstas pueden durar largo tiempo si son tratadas con cuidado (hasta un mes de trabajo continuo). Las membranas dañadas, sucias o con burbujas de aire por debajo de ellas dan lecturas erráticas y por supuesto incorrectas, cambiarlas inmediatamente. Ver protocolo para cambio de membranas. - Cuando se mida OD en ambientes con baja concentración de oxígeno (hipolimnio de un lago), no permitir que el electrodo quede en aguas con contenidos de OD menores 0,5 mg/l, ya que pueden dañarse. - Para una correcta operación, el cátodo de oro del electrodo debe estar brillante, si así no fuera, o se hubiere plateado con plata (ocurre cuando se usa un electrodo con una membrana en mal estado), la superficie de oro debe ser restituida. Usar para ello los productos recomendados por el fabricante. - El electrodo de plata también puede contaminarse, para su limpieza seguir instrucciones de limpieza del fabricante. - Mantener el electrodo en la cámara de calibración cuando no esté en uso para evitar que se seque. Verificar que la esponja esté siempre húmeda. 92 - Usar membranas de alta sensibilidad (de menor espesor) en ambientes con bajas temperaturas (menos de 15ºC) y bajas concentraciones de OD (menores de 5 mg/l o saturaciones menores del 20% ). - Los electrodos (de acuerdo a los modelos de oxímetro) presentan dos sistemas de cambio de membranas. En uno de ellos, el más antiguo y económico, lo único que se reemplaza es la membrana, en tanto que en el otro se reemplaza todo el extremo del electrodo (soporte plástico con la membrana ya colocada que se enrosca en el extremo del electrodo). Consultar el protocolo de cambio de membranas en el Manual de campo para el muestreo de la columna de agua (Zaixso, 2002). 6.2.6 Luz (irradiancia). De relevancia sólo cuando se encaran estudios bentónicos referidos (o que incluyan) macrofitas acuáticas o macroalgas. La cantidad fundamental a medir es la radiación luminosa, incidente o absorbida por unidad de área y unidad de tiempo, específicamente la densidad de flujo de radiación o irradiancia. La irradiancia puede ser expresada en unidades de energía, potencia o quanta (fotones), pero dado que la respuesta de los vegetales a la luz es principalmente de naturaleza fotoquímica y depende del número de quanta absorbidos, es más adecuado expresar la irradiancia en términos del número de quanta disponibles o absorbidos por unidad de área y unidad de tiempo (quanta m -2 s -1 ). Varios autores prefieren el uso de microeinstein por metro cuadrado (µE m -2 s -1 ), donde un einstein es un mol de quanta (número de Avogadro, 6,02 .10 23 quanta). Para estudios de productividad o fotosintéticos (los más comunes), es conveniente limitarse a la radiación fotosintéticamente activa (photosynthetically active radiation: PAR) , cuya distribución espectral va de los 400 a los 700 nm. La radiación fotosintéticamente activa se mide mediante sensores que pueden tener diferentes aspectos, según las diferentes marcas y modelos existentes. En general el sensor comprende a: al sensor propiamente dicho (uno o más detectores fotovoltaicos de silicio con respuesta PAR: 400-700 nm); un colector de material translúcido, el cual tiene por objeto asegurar una adecuada respuesta direccional del sensor a la luz y donde la distribución angular de la sensibilidad depende de la forma del colector (plana, 93 semiesférica o esférica); un soporte de titanio o aluminio, que en algunos modelos puede contener al sensor propiamente dicho y a un transductor de profundidad. Un equipo básico debe comprender un sensor sumergible, un sensor de superficie y un medidor o un sistema de adquisición de datos, además de accesorios tales como cables de conexión de los sensores y un marco de soporte (Figura 20). Figura 20: Medición de la irradiancia. a, sensores, en el sentido de la agujas de reloj, sensor de superficie con colector plano y cable de conexión, sensor sumergible con colector plano, sensor sumergible con colector esférico; b, marco de soporte. El sensor sumergible debe tener preferentemente un colector esférico para medir el flujo de fotones proveniente de todas las direcciones, incluso desde abajo (tal como ocurre con las algas). El sensor sumergible debe estar montado sobre un marco de bajada. Algunos modelos de sensores sumergibles vienen acompañados opcionalmente de un transductor de profundidad, el cual si bien es indispensable para medidas ajustadas en aguas profundas, aumenta considerablemente el costo del sensor; para estudios en aguas someras, donde es relativamente sencillo obtener medidas precisas de profundidad con el largo de la soga o cable, este accesorio puede ser evitado. El cable de conexión al sistema de adquisición de datos de superficie debe ser reforzado y tener un largo 94 apropiado para los estudios a encarar (en general no debería ser inferior a los 30 metros). Los cables de conexión para el mismo modelo de sensor, cambian ya sea que los sensores incluyan o no un transductor de profundidad. Los marcos de soporte son de construcción metálica y están diseñados para el montaje de uno o dos sensores (un sensor esférico o dos sensores planos apuntando hacia arriba y abajo respectivamente), al mismo tiempo proveen soporte para el cable de conexión y un sitio de amarre seguro del marco a la superficie (con una soga o cable). En añadidura el marco debe estar balanceado (y/o lastrado) para que el sensor se mantenga horizontal (aún en presencia de corrientes) y su estructura general debe minimizar la cantidad de sombra que este accesorio proyecta sobre el sensor. Se debe procurar evitar que cuando el marco de descenso se halle cerca del fondo, se produzca una resuspensión de sedimentos que puedan alterar las lecturas a obtener; por otra parte es conveniente que el mismo marco mantenga al sensor a una distancia del fondo fija y conocida (por ejemplo 0,25 m). Estas últimas condiciones, más o menos antagónicas, pueden resolverse dotando al marco de “patas” de separación de un largo adecuado al estudio encarado, adosadas a la parte inferior del marco. El sensor de superficie por lo general consta de un colector plano y si bien no es necesario que sea sumergible, debe estar protegido de la lluvia y salpicaduras. Este sensor actúa como referencia del sensor sumergido y mide la PPFD (photosynthetic photon flux density) de superficie para compararla con la obtenida por el sensor que se halla sumergido. Esta comparación es utilizada tanto en mediciones llevadas a cabo bajo condiciones ambientales rápidamente cambiantes (olas, nubes, etc.), como en estudios de perfilados verticales. Ambos sensores van conectados a un equipo de superficie cuyas características (y costo) son muy variables y dependen de las funciones que se pretenden de tal equipo. En su versión más simple es un medidor destinado a la lectura de las observaciones de irradiancia obtenidas con los sensores, mientras que en su versión más compleja es un sistema de adquisición de datos (con una microcomputadora y memorias) destinado a operaciones como perfilados automáticos de irradiancia (en este último caso el detector 95 sumergible debe incluir un transductor de profundidad). Los equipos complejos en general cuentan con hardware y software para su comunicación con una PC, ya sea para la transferencia de datos a ésta, como para cambios en la configuración del equipo. Algunos modelos de sensores PAR permiten una conexión directa a una PC portátil (laptop) o una “hand held” (Palm top), a las cuales se provee de un “software” específico para leer las medidas obtenidas. Protocolo para la medición de radiación fotosintéticamente activa (PAR). a. Seguir las instrucciones del fabricante respecto del uso los sensores y uso y configuración del datalogger. b. Para mediciones PAR en el intermareal utilizar sólo el sensor plano de superficie. Anotar la lectura del sensor (en la pantalla del datalogger) o guardarla en memoria. c. Para mediciones PAR en aguas someras (o hasta largo del cable del equipo), descender el marco de bajada con el/los sensor/es sumergible/s (un colector esférico o dos colectores planos apuntando arriba y abajo respectivamente) hasta que se halle a la profundidad del sitio de trabajo (por ejemplo cerca del fondo para macroalgas pequeñas o a nivel de las frondes para algunas macroalgas grandes como Macrocystis o Lessonia). Anotar las lecturas del sensor de superficie y del sensor sumergido (evitar la sombra de la embarcación sobre el sensor), guardar en memoria, anotar o proceder a usar funciones de integración para perfilados. 6.2.7 Conductividad/salinidad Conductividad y salinidad pueden ser medidos con un medidor específico (conductivímetro o salinómetro) o un medidor multipropósito (como por ejemplo Horiba o Hydrolab). La conductividad es una expresión numérica de la capacidad de una sustancia para transportar una corriente eléctrica. Si la sustancia es una solución acuosa entonces es indistinto usar los términos conductividad o conductancia. En las soluciones electrolíticas 96 la capacidad de transporte de una corriente eléctrica por depende de la cantidad de sales disueltas (e ionizadas en aniones y cationes) que hay en la misma. Por otra parte, el término salinidad se refiere al contenido en sales en porcentaje (o unidades equivalentes) de una solución. Debe notarse que existe una relación entre conductividad y salinidad y que esta relación es constante a temperaturas determinadas. Por lo general el termino conductividad es reservado para las mediciones en agua dulce (con escasa cantidad de sales disueltas), en tanto que el término salinidad es utilizado para las mediciones que se llevan a cabo en agua de mar (con cantidades grandes de sales disueltas). En general, los salinómetros portátiles, determinan en primera instancia la conductividad y la temperatura de la muestra y luego convierten a la primera a valores de salinidad. Protocolo para la medición de salinidad en aguas intersticiales (intermareales). a. Seguir las instrucciones del fabricante respecto de la calibración y uso del equipo. Probar la precisión del mismo con un estándar de salinidad. b. Para mediciones de salinidad en el agua intersticial de playas, se puede cavar un pozo (hasta la tabla de agua) en el cual se inserta, lo más ajustadamente posible, un tubo plástico de unos 50 cm de largo y con un diámetro suficiente como para alojar al electrodo o a una sonda multiparámetro; el extremo inferior del tubo se cierra con una malla de 1 mm o menos de abertura, para evitar un pasaje excesivo de arena hacia dentro del tubo. Bajar el electrodo hasta que quede completamente sumergido, agitar hasta que las lecturas se estabilicen y anotar los valores obtenidos. c. Probar periódicamente las lecturas del salinómetro con muestras de agua medidas en el laboratorio (subestándares). Nota: En algunos muestreos del intermareal, como por ejemplo en el agua intersticial de los niveles más altos de la playa, o en piletas de marea o encharcados ubicados asimismo en niveles superiores de la costa, las lecturas de salinidad pueden exceder el rango de medición del equipo disponible. Por ejemplo en el agua intersticial de playas de la Patagonia se han llegado a medir valores de 7 %, siendo que algunos modelos de sonda (Horiba) tienen un rango que sólo va entre el 0 y el 4 %. En este caso (si no se 97 cuenta con otro equipo con un rango mayor), se debe tomar una muestra de agua en un recipiente de cierre hermético (en frío esta muestra puede durar meses). En laboratorio se diluye la muestra a la mitad (midiendo su volumen con la mayor precisión posible) y se vuelven a tomar las lecturas de salinidad. En caso de ser necesario repetir el proceso de dilución. Protocolo para la medición de conductividad / salinidad en aguas someras y piletas de marea (largo del cable del electrodo). a. Seguir las instrucciones del fabricante respecto de la calibración y uso del equipo. Probar la precisión del mismo con un estándar de conductividad o salinidad. b. Obtener las lecturas de conductividad (o de salinidad) en la capa de agua adyacente al fondo; en electrodos múltiples no dejar que la sonda toque el fondo, pues podría arruinarse. Alternativamente tomar la medida en el agua superficial (pileta de marea o muestreos de orilla). Permitir que el electrodo se equilibre (lecturas estables) antes de anotar los valores obtenidos. c. Probar periódicamente las lecturas del conductímetro con muestras de agua medidas en el laboratorio (subestándares). Notas: - Como la conductancia de las soluciones cambia con la temperatura, se debe llevar a cabo una corrección (por lo general automática) para estimar la conductancia a 25ºC, denominada conductancia específica. Se debe notar que no todos los conductímetros tienen compensación automática por temperatura; por otra parte es frecuente que los equipos con compensación automática se dañen de manera que esta compensación no funcione. En consecuencia durante el mantenimiento del instrumento debe probarse también que la compensación funcione. - Las unidades de medida de conductancia (específica) se expresan en S/cm (Siemens por cm), en mS/cm (miliSiemens por cm) y/o µS/cm (micro Siemens por cm). - Las unidades de medida de salinidad cambian de acuerdo a los instrumentos. Algunos de ellos miden la salinidad en términos de conductancia específica (S o mS), por lo 98 que hay que llevar a cabo la conversión (tablas suministradas con el equipo); otros expresan la salinidad como partes de sal por ciento (%) o bien como partes por mil. Protocolo para medición de conductividad / salinidad en aguas profundas. a. Seguir las instrucciones del fabricante respecto de la calibración y uso del conductímetro o salinómetro La calibración es conveniente llevarla a cabo cada vez que el equipo es apagado. b. La muestra puede ser colectada en la capa de agua adyacente al fondo con una botella Van Dorn (preferiblemente de configuración horizontal). Ver protocolo en inicio de la sección 6.1. c. Transferir la muestra con el tubo de vaciado de la botella Van Dorn a un recipiente de boca ancha donde se ha colocado el electrodo. Dejar el agua fluyendo hasta que las lecturas se estabilicen. d. Anotar las lecturas de conductividad (o salinidad). e. Probar periódicamente las lecturas del conductímetro con muestras de agua medidas en el laboratorio (subestándares). 6.2.8 pH La medición del pH es por lo general fácil, sin embargo si no se comprende como usar el equipo en forma adecuada, la probabilidad de obtener datos inexactos es muy alta. El pH puede ser medido con un pH-metro (pehachímetro) o con un medidor multipropósito. La medición del pH es precisa sólo en las muestras recién colectadas, porque los valores de pH pueden presentar cambios rápidos debidos a la difusión de gases, actividad biológica y reacciones químicas. La medición de pH se lleva a cabo comparando el potencial de soluciones con una concentración desconocida de iones H + , respecto de un potencial de referencia conocido. Esto implica el uso de dos medias celdas (o electrodo): una celda de medida y una celda de referencia. Actualmente, la mayoría de los electrodos son electrodos de combinación, 99 es decir combinan ambas celdas en un mismo cuerpo de electrodo. El algunas sondas multipropósito ambas celdas se mantienen separadas. Notas: - Algunos tipos de electrodos viene llenos de un gel de referencia y están sellados, en tanto que otros deben ser rellenados (“refillables”) con una solución electrolítica de referencia (por lo general de cloruro de K) y tienen una abertura superior por donde puede cargarse la solución de rellenado. Durante las mediciones asegurarse que el agujero de rellenado esté libre, para permitir que la solución de rellenado fluya adecuadamente a través de la unión del electrodo. - Muchos electrodos se transportan con una cubierta protectora de goma sobre el bulbo sensor (en el extremo del electrodo), para prevenir que este se raye o rompa. Para las mediciones esta cubierta debe ser quitada. Reponerla, cuando se guarde el equipo, llenándola previamente (hasta la mitad) con una solución 4M de ClK. - Los electrodos deben mantenerse siempre húmedos. Si un electrodo se seca sumergirlo en una solución buffer de pH 4 durante 24 a 48 horas. Para guardarlos lo más adecuado es sumergirlos en una solución 4M de ClK. Después del guardado es posible que se formen cristales de ClK sobre la parte externa del electrodo, esto interfiere con las mediciones, simplemente lavar con agua destilada antes de usar. Si se carece de solución de ClK, guardar los electrodos en una solución buffer 4 o 7 (en ese orden) y en último caso en agua de la canilla. No guardar nunca el electrodo en agua destilada o deionizada, ya que electrodo puede dañarse y quedar inútil. - Las soluciones buffer (utilizadas para guardar los electrodos) o más comúnmente para calibrarlos generalmente se comercializan como soluciones estándar, pastillas o cápsulas para disolver o en sobres sellados con la solución preparada. Este último tipo de envase es particularmente útil en el campo donde, si el tamaño lo permite, se puede sumergir directamente el electrodo dentro del sobre para su calibración. - El pH de una solución es una función de la temperatura y en consecuencia es necesario un ajuste para asegurar valores de pH estandarizados. La mayor parte de las sondas multipropósito actuales tienen compensación automática de la temperatura (ATC), en tanto que los pHmetros pueden no tener ninguna compensación, compensación manual o ATC. La compensación manual se lleva a cabo conociendo la 100 temperatura de la muestra (tomada con un termómetro), en tanto que la ATC es llevada a cabo por el equipo a partir de un sensor de temperatura independiente o utilizando un electrodo triple (de combinación y temperatura). Cuando la elección del electrodo a usar es posible (es decir cuando el sensor corresponde a un pHmetro específico y no a una sonda multipropósito), conviene saber que los electrodos están disponibles en diferentes modelos, cada uno de los cuales se adecúa a aplicaciones distintas: - Para las mediciones de campo en general los electrodos aconsejables son aquellos de combinación, propósito general y cuerpo de resina epoxi (con protección de bulbo). - Para mediciones en efluentes, aguas contaminadas o aguas conteniendo metales pesados, son convenientes los de combinación de doble unión (preferiblemente con cuerpo de resina y protección de bulbo). - Para fluidos viscosos, emulsiones o agua con sólidos suspendidos (agua intersticial por ejemplo), son convenientes los electrodos de combinación tipo doble unión, pHree-flow , Sure-flow o ISFET (ion-specific field effect transistor). Preferiblemente con cuerpo de resina y protección de bulbo). - Para aguas con fuerza iónica baja o lluvia ácida utilizar electrodos de combinación tipo pHree-flow o Sure-flow (preferiblemente con cuerpo de resina y protección de bulbo). Protocolo para la medición de pH en aguas intersticiales (intermareales). a. Seguir las instrucciones del fabricante para la calibración del electrodo (s) y uso del pH-metro. Remover la cubierta de goma del bulbo (y en electrodos rellenables asegurarse que el agujero de rellenado está abierto) antes de efectuar medidas. Calibrar el pH-metro en el campo utilizando al menos dos soluciones buffer, una a pH 7 y otra a pH 4 o 5 (y/o a pH 8 o 9). Colocar el electrodo en cada buffer al menos un minuto (lavar bien con agua destilada entre soluciones buffer). Si las lecturas no corresponden con las de la solución buffer ajustar el pHmetro de acuerdo al instrucciones. 101 b. Para mediciones de pH en el agua intersticial de playas, se puede cavar un pozo (hasta la tabla de agua) en el cual se inserta, lo más ajustadamente posible, un tubo plástico de unos 50 cm de largo y con un diámetro suficiente como para alojar al electrodo o a una sonda multiparámetro; el extremo inferior del tubo se cierra con una malla de 1 mm o menos de abertura, para evitar un pasaje excesivo de arena hacia dentro del tubo. Bajar el electrodo hasta que quede completamente sumergido, agitar hasta que las lecturas se estabilicen. c. Anotar las mediciones obtenidas con uno o dos decimales. Protocolo para la medición de pH en aguas someras y piletas de marea (largo del cable del electrodo). a. Seguir las instrucciones del fabricante para la calibración del electrodo (s) y uso del pH-metro. Remover la cubierta de goma del bulbo (y en electrodos rellenables asegurarse que el agujero de rellenado está abierto) antes de efectuar medidas. Calibrar el pH-metro en el campo utilizando al menos dos soluciones buffer, una a pH 7 y otra a pH 4 o 5 (y/o a pH 8 o 9). Colocar el electrodo en cada buffer al menos un minuto (lavar bien con agua destilada entre soluciones buffer). Si las lecturas no corresponden con las de la solución buffer ajustar el pH-metro de acuerdo al instrucciones. b. Si el cable lo permite, descender el electrodo hasta la capa de agua adyacente al fondo. En mediciones de agua de orilla o de piletas de marea, sumergir el extremo del electrodo directamente en el agua para mediciones de superficie o bien en una botella con una muestra de inmersión. Permitir que las lecturas se estabilicen antes de anotarlas. c. Anotar las mediciones obtenidas con uno o dos decimales. Protocolo para la medición de pH en aguas profundas a. Seguir las instrucciones del fabricante respecto de la calibración y uso del equipo. La calibración es conveniente llevarla a cabo cada vez que el equipo es apagado. Calibrar el pH-metro en el campo utilizando al menos dos soluciones buffer, una a pH 7 y otra a pH 4 o 5 (y/o a pH 8 o 9). Colocar el electrodo en cada buffer al menos un minuto (lavar bien con agua destilada entre soluciones buffer). Si las lecturas no 102 corresponden con las de la solución buffer ajustar el pH-metro de acuerdo a las instrucciones. b. La muestra puede ser colectada en la capa de agua adyacente al fondo con una botella Van Dorn (ver protocolo en inicio de la sección 6.1). c. Transferir la muestra con el tubo de vaciado de la botella Van Dorn a un recipiente de boca ancha donde se ha colocado el electrodo. Dejar el agua fluyendo hasta que las lecturas se estabilicen. Alternativamente sumergir el electrodo directamente en la botella Van Dorn para tomar las lecturas. d. Anotar las lecturas de pH con uno o dos decimales. 6.2.9 Potencial de óxido-reducción El potencial de óxido-reducción es por lo general medido con sondas multipropósito (por ejemplo Horiba o Hydrolab), si bien pueden encontrarse equipos específicos (redoxmetros). Estos equipos son semejantes a los pH-metros y de hecho los electrodos de referencia son frecuentemente los mismos; en cambio el electrodo de pH es reemplazado por un electrodo de un metal noble (platino u oro). El potencial de óxido- reducción es la diferencia entre los potenciales medidos por el electrodo de metal y el de referencia y corresponde a las concentraciones y actividades de todas las reacciones participantes que se hallan en la solución medida. Los valores de medición se expresan en mV (miliVolt) y tienen un rango de ± 2000 mV. Los electrodos de metal noble pueden ser contaminados (recubiertos) por carbonatos, sulfuros y otros subproductos del proceso redox, lo que da por resultado lecturas incorrectas. La mejor manera de remover estos contaminantes es identificar a los productos que puede haber en el proceso par luego eliminarlos con las sustancias más apropiadas (por ejemplo un depósito de carbonato de calcio puede ser eliminado con una solución débil de ClH). Dado que el potencial de óxido-reducción es una medida característica de un equilibrio redox, el electrodo redox no requiere calibración o estandarización y el potencial medido es absoluto. Sin embargo es conveniente probar el instrumento para ver si funciona 103 correctamente o el electrodo de metal se ha contaminado. Para estas pruebas, se han desarrollado soluciones estándar de quinhidrona en soluciones buffer de pH 4 y pH 7, que tienen un potencial conocido y que permiten en consecuencia verificar el correcto funcionamiento del equipo o electrodo (ver para mayor información se puede consultar http://www.sensorex.com/Products/ORP/ORPcalibrate.htm). Protocolo para la medición redox en aguas intersticiales (intermareales). a. En laboratorio seguir las instrucciones del fabricante para la verificación y uso de la sonda y en particular para el electrodo redox. Si las lecturas redox no se corresponden con los estándares, se puede sospechar la presencia de incrustaciones en el electrodo de metal noble, proceder a desincrustarlo de acuerdo a instrucciones. b. Para mediciones redox en el agua intersticial de playas, se puede cavar un pozo (hasta la tabla de agua) en el cual se inserta, lo más ajustadamente posible, un tubo plástico de unos 50 cm de largo y con un diámetro suficiente como para alojar al electrodo o a una sonda multiparámetro; el extremo inferior del tubo se cierra con una malla de 1 mm o menos de abertura, para evitar un pasaje excesivo de arena hacia dentro del tubo. Bajar el electrodo hasta que quede completamente sumergido, agitar hasta que las lecturas se estabilicen. c. Anotar las mediciones obtenidas con uno o dos decimales. Protocolo para la medición redox en aguas someras y piletas de marea (largo del cable del electrodo). a. En laboratorio seguir las instrucciones del fabricante para la verificación y uso de la sonda y en particular para el electrodo redox. Si las lecturas redox no se corresponden con los estándares, se puede sospechar la presencia de incrustaciones en el electrodo de metal noble, proceder a desincrustarlo de acuerdo a instrucciones. b. En el campo, descender el electrodo hasta la capa de agua adyacente al fondo. En otro caso, sumergir el electrodo directamente en el agua para mediciones de superficie (en aguas de orilla o adyacentes) o bien en una botella con una muestra de inmersión. Dejar que las lecturas se estabilicen antes de anotarlas. c. Anotar las mediciones obtenidas. 104 Protocolo para la medición redox en aguas profundas a. En el laboratorio seguir las instrucciones del fabricante respecto de la verificación y uso del equipo. Si las lecturas redox no se corresponden con los estándares, se puede sospechar la presencia de incrustaciones en el electrodo de metal noble, proceder a desincrustarlo de acuerdo a instrucciones b. La muestra puede ser colectada en la capa ade agua adyacente al fondo con una botella Van Dorn (ver protocolo en inicio de la sección 6.1). c. Transferir la muestra con el tubo de vaciado de la botella Van Dorn a un recipiente de boca ancha donde se ha colocado el electrodo. Dejar fluir el agua hasta que las lecturas se estabilicen. Alternativamente sumergir el electrodo directamente en la botella Van Dorn para tomar las lecturas. d. Anotar las lecturas obtenidas. Nota: A medida que la sonda se acerca al fondo (usar mapas batimétricos o una ecosonda para determinar la profundidad), las lecturas pueden caer rápidamente, en este punto tener cuidado que la sonda no contacte con el sedimento. 6.2.10 Turbidez La turbidez del agua está relacionada con sustancias que se hallan como dispersiones coloidales o dispersiones gruesas. La turbidez no puede ser medida por métodos químicos sino por métodos físicos. La turbidez no está asociada directamente con el tamaño de las partículas, sino más bien con su número, tipo de distribución y estructura de su superficie. Un parámetro relacionado a la turbidez es la transparencia, pero así como la primera se aplica a pequeños volúmenes de agua y en consecuencia es apropiada para caracterizar la capa de agua adyacente al fondo, la transparencia es un parámetro que se refiere a la columna de agua y sirve para caracterizar a esta última. La medición de la transparencia es descripta en el Manual de campo para el muestreo de la columna de agua (Zaixso, 2002). 105 La turbidez del agua puede ser medida con equipos específicos (turbidímetros) o con sondas multipropósito que incluyan el sensor específico. Por lo general la turbidez se mide en NTU (unidades nefelométricas de turbidez), si bien existen otras unidades (FTU: unidades formazina de turbidez). No es un parámetro que se aplique a la caracterización de aguas intersticiales o de piletas de marea. Protocolo para la medición de turbidez en aguas poco profundas (largo del cable del electrodo). a. Seguir las instrucciones del fabricante para la calibración y uso del turbidímetro. Calibrar el equipo en laboratorio utilizando agua deionizada (turbidez = 0) y una solución estándar de formazina (se puede hacer o comprar). Si las lecturas de turbidez no se corresponden con los estándares, ajustar el turbidímetro de acuerdo al instrucciones. b. Descender el sensor hasta llegar a la capa de agua adyacente al fondo, no tocar el fondo con el electrodo ni disturbarlo de alguna manera, ya que de las lecturas obtenidas pueden resultar erróneas. En las mediciones del agua de orilla, sumergir el electrodo directamente en el agua para mediciones de superficie o bien en una botella con una muestra de inmersión; como en el caso anterior procurar no disturbar el fondo antes de obtener las lecturas. c. Anotar las mediciones obtenidas. Protocolo para la medición de turbidez en aguas profundas a. Seguir las instrucciones del fabricante respecto de la calibración y uso del equipo. La calibración es conveniente llevarla a cabo cada vez que el equipo es apagado. b. La muestra puede ser colectada en profundidad (capa de agua adyacente al fondo) con una botella Van Dorn (ver protocolo en inicio de la sección 6.1). c. Transferir la muestra con el tubo de vaciado de la botella Van Dorn a un recipiente de boca ancha donde se ha colocado el electrodo. Dejar fluir el agua hasta que las lecturas se estabilicen. Alternativamente se puede sumergir el electrodo directamente en la botella Van Dorn para tomar las lecturas. d. Anotar las lecturas obtenidas. 106 6.2.11 Movimientos del agua Bajo la denominación movimientos del agua se engloban una serie de mediciones de campo que comprenden la medición del caudal en ríos y arroyos, la velocidad de corrientes y la estimación de la agitación del agua. En ambientes marinos costeros, al margen de los posibles métodos cuantitativos para la medición de la agitación del agua, casi siempre resulta de utilidad una estimación subjetiva de ésta por parte del muestreador. Esta estimación se denomina moda y se la clasifica generalmente en calma (con olas pequeñas sólo en circunstancias excepcionales), mediana (con olas grandes unos pocos días al mes, olas pequeñas permanentes), agitada (con olas grandes muy frecuentes, olas pequeñas permanentes) y muy agitada (con olas grandes en forma permanente). Lamentablemente, esta apreciación implica un conocimiento extenso, ya sea a lo largo del tiempo o al menos en muy diferentes condiciones meteorológicas, del área que se pretende evaluar. 6.2.11.1 Medición de caudales La medida más precisa del caudal de un río o arroyo se consigue con un correntómetro utilizado en varios puntos a lo ancho de la sección de la corriente. Sin embargo si las estimaciones no necesitan ser muy precisas, pueden utilizarse métodos más simples (por ejemplo un objeto flotante). El protocolo con correntómetro puede ser consultado en el Manual de campo para el muestreo de la columna de agua (Zaixso, 2002); aquí se describirá el protocolo de medición con objeto flotante. Protocolo a. Medir el ancho del curso de agua (A) y la profundidad promedio (P). Donde A el ancho del agua excluyendo el sector seco del cauce; P puede ser estimada a partir de varias mediciones a lo ancho del curso (con agua), pero por lo general es 0,4 o 0,6 de la profundidad máxima en cursos someros o profundos respectivamente. b. Medir una línea de 3 metros de largo (L) a lo largo de la orilla, dentro del sector medido en el punto a. En cursos de agua muy rápidos podría ser necesario medir 107 líneas de mayor largo. Elegir un sitio donde el flujo y el sustrato sean lo más uniforme posible y representativas del ancho, aspecto y dirección del curso de agua. Las áreas con recodos deben ser evitadas. c. Soltar un objeto flotante (corcho, madera o boya pequeñas, etc.) algo aguas arriba de la línea medida y en el centro del cauce. Tomar el tiempo (en segundos) en que el flotador tarda en recorrer el segmento de tres metros. Repetir la medición cinco o más veces hasta que al menos tres mediciones sean muy semejantes. d. El caudal puede entonces ser calculado como: q = A. P. L. a / t donde q = caudal en m 3 por segundo A= ancho del curso de agua P= profundidad promedio del curso L= largo del segmento de recorrido del flotador a= coeficiente de rugosidad del fondo [0,8 si es rugoso (cantos rodados grandes), 0,9 si es liso (fango o arena)] t= tiempo de recorrido del flotador 6.2.11.2 Medición de corrientes Para la medición de velocidad de corrientes en la zona cercana al fondo, existen actualmente equipos que permiten llevar a cabo esta medición de manera muy exacta, entre estos se hallan los correntómetros Doppler. Dependiendo del modelo, algunos de estos equipos son asimismo apropiados para la medición de velocidades del agua en ambientes de agua dulce, aún a muy bajas velocidades e incluso en cursos de agua de unos pocos centímetros de profundidad. Dado que en general el costo de estos equipos es bastante alto, es deseable su reemplazo por métodos de medición más económicos, como por ejemplo los que hacen uso de colorantes fluorescentes. Estos métodos son aplicables sólo a ambientes de aguas someras, ya que su utilización implica que la dispersión del colorante sea controlada por buzos. El colorante de uso más común es la rodamina B, que es de color 108 rojo violáceo y muy visible y puede utilizarse ya sea bajo la forma de soluciones acuosas, o bien como tabletas que se disuelven lentamente en el agua (5 a 8 minutos). Como con otros métodos para la medición de corrientes, resulta conveniente estandarizar el día y la hora de la medición. Para estandarizar el día, llevar a cabo la medición durante las mareas de mayor amplitud dentro del mes (corrientes máximas) y/o durante las de menor amplitud (mínimas) y/o en mareas de amplitud intermedia (promedio). Para estandarizar la hora, llevar a cabo la medición hacia la mitad del período entre dos mareas opuestas sucesivas. Protocolo para la medición de corrientes de fondo con colorantes. a. Si se deseara usar colorante en solución, disolver un poco de rodamina en agua de mar o dulce (unos 0,5 g por litro) y llenar uno o más frascos goteros flexibles de plástico (procurar taparlos ajustadamente). Usar guantes y alguna protección para la mesada de trabajo (film plástico), ya que este colorante mancha mucho. b. Descender (un par de buzos) al sitio de medición. Elegir un sitio de fondo uniforme, sin rocas grandes, escalones u otra irregularidades que puedan afectar la medición. c. Llevar a cabo una prueba preliminar para determinar la dirección general de la corriente. Esto se puede llevar a cabo vaciando. cerca del fondo (5 cm) algunas gotas del colorante contenido en un gotero. d. Clavar una estaca en el fondo y usar ésta para fijar el extremo de una cinta métrica plástica (o de fibra de vidrio). . Desplegar la cinta métrica en la dirección de la corriente. Con la ayuda de la cinta se alinearán en el sentido de la corriente algunas estacas marcadas (2 m, 4 m, 6 m, etc.). En caso de que se tengan dudas acerca de la dirección de la corriente en los puntos más alejados, volver a usar el método del gotero en los segmentos problemáticos. e. Uno de los buzos volcará unas gotas de la solución de colorante cerca del fondo, hasta que se forme una mancha bien visible pero no demasiado grande. Estas emisiones pueden repetirse periódicamente, a intervalos de, por ejemplo, 10 segundos o más. f. El otro buzo, provisto de un cronómetro y alejado varios metros (en función de la visibilidad) perpendicularmente al trayecto de la(s) mancha(s) de colorante, anotará 109 (en una pizarra) el tiempo transcurrido entre la emisión del colorante y el pasaje de la mancha de colorante por cada una de las estacas de marcación (es preferible tener la pizarra ya preparada para las anotaciones). Si la dispersión vertical de la mancha fuera grande, utilizar para el cronometraje, el sector de ésta adyacente al fondo. En general una distancia recorrida de entre 2 y 6 m es suficiente para llevar a cabo buenas estimaciones de velocidad. Preferiblemente usar los tiempos de recorrido a partir de la segunda estaca para evitar interferencias debidas a la presencia del buzo. g. Repetir la medición cinco o más veces (si es posible en lugares vecinos) hasta que al menos tres mediciones sean muy semejantes. Nota: Si sólo interesara la medición de corrientes en superficie o a media agua, se sugiere como otra alternativa económica a las mediciones con correntómetros Doppler, el uso combinado de flotadores y GPS. El protocolo correspondiente se halla descripto en el Manual de campo para el muestreo de la columna de agua (Zaixso, 2002). 6.2.11.3 Medición de la agitación del agua La medición de la agitación del agua es una tarea compleja, sin embargo es factible de ser estimada, si se aceptan algunas limitaciones a la cantidad de información obtenida. En primer lugar corresponde indicar que los correntómetros Doppler 3D son los instrumentos idóneos para la medición de las velocidades del agua (y otros parámetros) en sus tres componentes espaciales, aún en condiciones de campo muy complejas. Sin embargo, estos equipos son aún muy caros, para un uso generalizado de los mismos. Si sólo interesara una medición acumulada y relativa de la agitación de agua, entonces existen algunos métodos muy simples para llevar a cabo estas estimaciones. El método de las esferas (o semiesferas) de yeso se encuentra entre ellos. Este procedimiento se basa en el desgaste producido por disolución en el agua, de esferas de yeso estandarizadas y es particularmente útil cuando sólo se pretende una medida relativa de la agitación del agua, la cual por supuesto puede ser usada para comparar localidades 110 entre sí o niveles de una localidad entre sí, en el supuesto de que los materiales y protocolos utilizados son los mismos en todas las mediciones efectuadas. El yeso común puede ser reemplazado por yeso para moldes dentales o por mezclas comerciales para reparaciones de mampostería (Poximix para interiores por ejemplo); en todos los casos es conveniente que la mezcla húmeda contenga cantidades estandarizadas de agua. El molde (a llenar con una jeringa plástica sin aguja) puede ser ya sea un molde para cubitos esféricos o mejor aún pelotitas de ping-pong de celuloide. Un alambre grueso de un largo conveniente (sólo el extremo, que debe estar doblado) o bien un clavo (la cabeza) deben ser incluidos dentro del molde, antes de que la mezcla fragüe. En el caso de los moldes de pelotitas de ping-pong, una vez la mezcla bien fraguada, se pasan éstas por una llama y el celuloide se consume instantáneamente y sin dejar residuos. En determinados ambientes (intermareal por ejemplo) es conveniente el uso de semiesferas de yeso (el molde puede ser una pelota plástica de unos 10 cm de diámetro), que una vez fraguadas se pegan con cemento de contacto a una base cuadrada de plástico (acrílico), madera o aluminio, en la cual se perforan (en las esquinas) un par de agujeros para sujeción. Ya se trate de esferas o semiesferas, estas deben terminar de secarse (con su soporte y sin el molde) a temperatura ambiente o en una estufa a baja temperatura (unos 25-40ºC), hasta peso constante (varios días). En este momento se pesan y se identifican en el soporte (alambre o base). Protocolo para mediciones en costas rocosas. a. Disponer de un taladro eléctrico portátil (si es posible con percusión) y de brocas para piedra (zincadas). b. Ubicar el sitio de medición (en marea baja) y perforar un agujero de unos 7-10 cm de profundidad, llenarlo con pegamento epoxi de fraguado rápido e introducir el alambre (o clavo) que hace de base a la esfera de yeso. c. Alternativamente para semiesferas, marcar sobre la roca la ubicación de los agujeros de sujeción que hay en la base plástica y perforar a una profundidad suficiente como para poder insertar un par de tarugos plásticos de unos 5 cm de largo. Insertar los tarugos y sujetar la base con la ayuda de tornillos de bronce. Existen varios otros métodos alternativos para la colocación de esferas o semiesferas en el terreno, 111 cualquiera sea el elegido procurar que la esfera y su base puedan ser desmontadas una vez terminado el período de exposición. d. De acuerdo al tamaño de la esfera o de la semiesfera, exponer éstas a la agitación durante un período estandarizado (un ciclo de marea o preferentemente períodos más largos). e. Desmontar la esfera con su base y guardarlos bien amortiguados en un recipiente de transporte. f. Dejar secar en estufa y pesar. Obtener la diferencia de pesos. Notas: - El método no es muy apropiado para playas de sustratos blandos ya que los sedimentos resuspendidos pueden erosionar la esfera y resultar en lecturas aberrantes. En cambio, si los sedimentos son estables (playas de limos), se puede soldar una tuerca en el extremo de las bases de alambre de las esferas, de tal manera que se puedan atornillar a varillas de metal de extremo roscado, de unos 50 cm de largo, las cuales son enterradas completamente en el sedimento y actúan como ancla (existen varios otros diseños de anclado al sustrato). - Cuando el período de exposición sea largo es conveniente que las partes roscadas sean de bronce o galvanizadas. Protocolo para mediciones en el submareal. a. Preparar un muerto de metal (hierro) u hormigón de dos o tres kilogramos de peso (indicativo), Incluir en el muerto, ya sea uno (para esferas) o un par de tornillos (para semiesferas) que puedan encastrar en los agujeros de ajuste de la base plástica. b. En caso de usar esferas, en cada base de alambre soldar una tuerca en su extremo libre (pesar la esfera luego de esta operación). Atornillar al muerto. c. En caso de usar semiesferas encastrar en los tornillos del muerto y ajustar con un par de tuercas. d. Ubicar con el buzo el sitio de medición y disponer en éste el muerto con la esfera o semiesfera. e. De acuerdo al tamaño de la esfera o de la semiesfera, exponer éstas a la agitación durante un período estandarizado (desde 1 día a una semana por ejemplo). 112 f. Retirar con el muerto. Destornillar y guardar bien amortiguada en un recipiente de transporte. g. Dejar secar en estufa y pesar. Obtener la diferencia de pesos. En muchas ocasiones resulta útil estimar la máxima fuerza o velocidad del agua a que puede estar sometido un organismo (un alga flexible por ejemplo). El método del disco de arrastre, ha sido diseñado para obtener la máxima fuerza de arrastre en la zona intermareal. Este procedimiento consiste en un equipo para medir fuerzas, como por ejemplo un medidor de fuerza digital (también puede usarse una balanza de resorte), el cual es utilizado para registrar la máxima fuerza de arrastre ejercida sobre un pequeño disco que se mantiene perpendicular al flujo de agua. Las mediciones de fuerza máxima, pueden ser usados como tales (expresados en Newton) o bien utilizados para estimar la velocidad del agua a través de la siguiente ecuación: Velocidad = [(2 f) / (ρ π R 2 C d )] 1/2 Donde (respetando las unidades indicadas para mantener la dimensionalidad de la velocidad en m s -1 ): f = fuerza de arrastre (en Newton: kg m s -2 ) ρ= densidad del agua de mar (1024 kg m -3 ) π= 3,1416 R = radio del disco de arrastre (en metros) C d = Coeficiente de arrastre (adimensional). Este valor es igual a 1,2 para un disco de 2 cm de diámetro y velocidades del agua que vayan entre 0,1 y 100 m s -1 , las cuales incluyen las velocidades posibles en el intermareal. La ecuación para el cálculo de la velocidad no toma en cuenta los componentes de la fuerza debidos a la aceleración. Si las fuerzas de aceleración existen, entonces la ecuación tiende a sobrestimar la velocidad del agua 113 Nota: El diámetro del disco puede ser cambiado de tal forma que las fuerzas de arrastre permanezcan dentro del rango del medidor de fuerzas. Hoerner (1965) proporciona valores de C d para diferentes números de Reynolds y diámetros de disco. 6.2.12 Inclinación del sustrato La inclinación de las superficies estudiadas puede medirse con diferentes metodologías, siendo las más sencillas de entre ellas las estimaciones de orden (pendiente abrupta, pendiente intermedia, pendiente baja) y algunas cuantificaciones aproximadas de rango (0-10º, 10-30ª, 30-60º y más de 60º). Algo más complicadas, pero más precisas, son las estimaciones de pendiente basadas en las diferencias de altura entre puntos (sección 6.1.2.1); si se cuenta para cada par de puntos con su diferencia de altura (cateto opuesto: d 1-2 ) y la distancia en línea recta entre ambos (hipotenusa: c 1-2 ), entonces la pendiente (α) puede ser estimada a partir de la fórmula trigonométrica (Figura 21): α= inversa seno (cateto opuesto / hipotenusa) Las medidas a tomar dependen del tipo de costa a muestrear, por ejemplo por lo general en las costas rocosas de pendiente moderada a abrupta los cambios de pendiente o inflexiones son claramente visibles y conviene tenerlos en cuenta; en cambio, para playas arenosas o de fango donde es difícil observar puntos de inflexión, la estrategia de medición es diferente. Protocolo para costas con inflexiones netas del terreno a. Identificar los puntos de inflexión independientemente de las estaciones o niveles de muestreo. b. Tomar las diferencias de altura y distancias en línea recta entre pares adyacentes de puntos de cambio de pendiente. c. Calcular la pendiente por la fórmula general. Todos los niveles de muestreo comprendidos dentro de un par adyacente de puntos de inflexión tienen la misma pendiente. 114 Figura 21: Inclinación. a, mediciones en costas con inflexiones abruptas; b, mediciones en costas sin inflexiones; c, mediciones en costas de pendiente uniforme. 115 Protocolo para costas sin inflexiones netas del terreno a. Cuando es difícil observar puntos de inflexión (cambio de pendiente) identificar las estaciones de muestreo y para cada una de ellas identificar dos puntos accesorios, uno por arriba y otro por debajo de la estación. La distancia de la estación a ambos puntos accesorios debe ser aproximadamente la mitad de la distancia a las estaciones de muestreo adyacentes, de manera que un punto accesorio sirva a dos estaciones consecutivas. b. Tomar las diferencias de altura y distancias en línea recta entre pares adyacentes de puntos accesorios. c. Calcular la pendiente de la estación de muestreo por la fórmula general, utilizando las distancias entre puntos accesorios. Para sitios con pendientes relativamente uniformes se pueden usar para el cálculo de las inclinaciones, las diferencias de altura entre niveles de muestreo. 6.2.13 Penetrabilidad del sedimento Este es un parámetro a caracterizar sólo en muestreos de la zona intermareal de playas de sustratos muebles. A los efectos prácticos se puede definir la penetrabilidad como la profundidad de penetración en el sedimento de un objeto pesado y puntiagudo que cae desde una altura predeterminada. No hemos encontrado un método estandarizado para llevar a cabo las mediciones de penetrabilidad. El equipo usado por nosotros consiste en: - Un tubo de plástico rígido de 1,5 cm de diámetro y 100 cm de largo. - Una barra de hierro de 1cm de diámetro y 60 cm de largo, provista de una punta cónica de 1,5 cm de largo. A 10 cm del extremo romo (superior), se marcó un línea con pintura de color. Protocolo a. Disponer el tubo plástico verticalmente sobre el sustrato. b. Introducir por su extremo superior la barra de hierro hasta la marca de pintura. 116 c. Soltar la barra para que por su peso se inserte en el sustrato. d. Inmediatamente retirar verticalmente el tubo algunos centímetros, de forma de exponer a la barra. e. Marcar sobre la barra el nivel de penetración en el sustrato (con el pulgar). Extraer la barra y medir el nivel con una regla milimetrada. 6.2.14 Profundidad de la tabla de agua A caracterizar sólo en muestreos de la zona intermareal de playas de sustratos muebles, la profundidad de la tabla de agua se puede definir como la profundidad (estandarizada a un tiempo determinado, por ejemplo a la hora de la bajamar) a la que se encuentra agua en forma permanente. Protocolo a. Practicar un hoyo a pala en el sustrato, hasta que se observe fluir agua contenida en los sedimentos. b. Esperar un par de minutos y medir la profundidad desde el borde del pozo hasta el nivel de agua. 117 6.3 Muestreo de parámetros físico-químicos Incluye a todos aquellos parámetros cuyas muestras deben ser enviadas al laboratorio para su estimación, ya que su complejidad (o por la ausencia de un equipamiento adecuado, o por la imposibilidad de llevar a éste al campo) no permite su evaluación inmediata. Todos aquellos parámetros de la sección anterior (pH, oxígeno, salinidad, etc.), que no puedan ser determinados en el momento, pasan automáticamente a formar parte de esta categoría. 6.3.1 Química general en agua adyacente Corresponde a los muestreos del agua adyacente al fondo y su colección se hace de acuerdo a los protocolos descriptos en la sección 6.1 y que comprenden, la toma directa de muestras con botellas (en aguas de orilla) o con equipos especializados como las botellas de Van Dorn (en aguas someras o profundas). 6.3.1.1 Química general (incluye pH, potasio, nitrógeno, fósforo, sílice, dureza, acidez, alcalinidad, sulfatos, fluoruros, cloruros y turbidez) Protocolo a. Colectar las muestras de acuerdo a los protocolos de la sección 6.1 y guardar en botellas plásticas limpias y pre-etiquetadas (de 250 ml hasta 2 litros de acuerdo al número de los análisis a efectuar). b. Colocar el tapón y enfriar inmediatamente en heladera. c. No filtrar ni preservar. 6.3.1.2 Otros Consultar sección 5.2 del Manual de muestreo de la columna de agua (Zaixso, 2002) para los protocolos de análisis tales como nutrientes en bajas concentraciones, metales pesados, hidrocarburos y clorofila a. 118 6.3.2 Tamaño de partículas (granulometría) Sobre las muestras de sedimentos se pueden tomar las submuestras necesarias para llevar a cabo la determinación de varios parámetros propios de los sustratos blandos, tales como la granulometría, el contenido en materia orgánica y carbonatos. Asimismo, a partir de las mismas muestras, si éstas son adecuadamente manipuladas, pueden obtenerse submuestras para la determinación de metales pesados e hidrocarburos. Los protocolos para la obtención de muestras para análisis de sedimentos dependen del tipo de ambiente muestreado y de los equipos utilizados para ello y si bien es posible obtener submuestras para diferentes determinaciones a partir de una única muestra, a los efectos prácticos conviene llevar a cabo los muestreos por separado. Se comenzará con los protocolos para el muestreo de granulometría. La granulometría es el análisis de la distribución de las frecuencias de tamaño de las partículas en una muestra de sedimento. Este análisis se lleva a cabo tamizando la muestra a través de una batería de tamices estandarizados de abertura de malla decreciente y/o para las fracciones más finas pipeteando una suspensión de sedimento a tiempos determinados. El tamaño de las partículas si bien es una variable continua, es usualmente expresado según una escala de grado, con clases o categorías discretas, cada una con un límite superior y un límite inferior. Se han diseñado varias escalas de grado arbitrarias, pero las más comunes son la escala de Wentworth y la escala phi. La escala de Wentworth es geométrica y milimétrica; la escala phi se basa en la anterior y se halla aplicando –log 2 a los valores de la escala Wenworth. Protocolos para el intermareal a. Ubicar la estación de muestreo (latitud y longitud con GPS y su nivel vertical). b. Colectar la muestra para granulometría con un muestreador de Hope hasta la profundidad a que se encuentren los organismos estudiados (o alternativamente los ubicados más profundamente). c. De ser posible y sin sacar del muestreador, describir en el campo: largo de la muestra obtenida y si existen capas, entonces indicar largo de cada una de ellas y su color. 119 d. Si la muestra va a ser considerada en conjunto, entonces guardar en una bolsa plástica hermética (tipo Whirl-Pak), identificada interna y externamente y luego enfriar en heladera. e. Si la muestra va a ser estudiada por capas, entonces extruir cada una de ellas en sendas bolsas plásticas identificadas y guardar en heladera (ver nota). f. Si el tiempo hasta su elaboración es largo puede ser conveniente congelar la muestra. Nota: La extrusión por capas de una muestra obtenida con un muestreador de Hope se lleva a cabo colocando el muestreador vertical (sobre un recipiente o bolsa de recolección) y con el pulgar de la mano que sostiene el muestreador, se corre la banda de goma que tapa el orificio de entrada de aire. Permitiendo o cerrando la entrada de aire, la muestra se desliza hacia el extremo inferior de manera y la muestra puede fraccionarse. Protocolo para aguas muy someras (orilla) o someras (con buzo) a. Ubicar la estación de muestreo (latitud y longitud con GPS y su profundidad). b. Colectar (el muestreador o el buzo) la muestra para granulometría con un muestreador de Hope hasta la profundidad a que se encuentren los organismos estudiados (o alternativamente los ubicados más profundamente). c. Extraer el muestreador y tapar ambos extremos con tapas o tapones. d. Si se deben tomar varias muestras, mantenerlas en posición vertical hasta su descripción general (para comodidad de los buzos es posible usar un soporte plástico o de alambre forrado (“rack”) como los usados en laboratorios para sostener tubos de ensayo). e. De ser posible y sin sacar del muestreador, describir en el campo (o bote): largo de la muestra obtenida y si existen capas, entonces indicar largo de cada una de ellas y su color. f. Si la muestra va a ser considerada en conjunto, entonces guardar en una bolsa plástica hermética (tipo Whirl-Pak), identificada interna y externamente y luego enfriar en heladera. g. Si la muestra va a ser estudiada por capas, entonces extruir cada una de ellas (en la orilla) en sendas bolsas plásticas identificadas y guardar en heladera. h. Si el tiempo hasta su elaboración es largo puede ser conveniente congelar la muestra. 120 Nota: No es conveniente usar muestreadores más largos de lo necesario, ya que se llenan de agua y esto puede disturbar la muestra. La toma de muestras en aguas profundas requiere que al menos uno de los integrantes del equipo de muestreo sea práctico con las operaciones de botes y las de seguridad a bordo. Es conveniente antes de salir estar informado acerca del pronóstico de tiempo, ya que las predicciones no son buenas es conveniente posponer la campaña. Protocolo para muestreo de aguas profundas con dragas. a. Ubicar la estación de muestreo (latitud y longitud con GPS y su profundidad). b. Disponer la draga en posición de disparo. En esta etapa tener mucho cuidado en la manipulación del equipo (particularmente con dragas tipo Ekman), ya que su cerrado accidental puede causar serios daños al operador. c. En embarcaciones chicas, asegurarse que la soga (o cable) se halle adecuadamente unida por un extremo a la draga y por el otro, atada al bote. d. Bajar la draga hasta que tome contacto con el sedimento (es conveniente tener una idea previa de la profundidad del sitio de muestreo). Por lo general el propio peso de la draga es suficiente para penetrar en el sedimento. En este punto, el aflojamiento de la soga o cable, hace que en las dragas tipo Petersen o van Veen, se active el mecanismo de cierre. e. Para las dragas tipo Ekman, enviar el mensajero para soltar el mecanismo de cierre. f. Recuperar la draga lentamente para minimizar el efecto de disturbio de la turbulencia sobre el sedimento recogido (que puede resultar en la pérdida/alteración de los sedimentos de la superficie de la muestra). Nota: Si la draga sube a superficie con las cucharas parcialmente cerradas, la muestra debe ser descartada. El descarte debe ser temporalmente dispuesto en un balde u otro recipiente, hasta tanto se termine con el muestreo del sitio, para evitar contaminar las otras muestras a tomar. g. En cubierta, disponer la draga cerrada sobre un recipiente poco profundo (dependiendo del tamaño de la draga: una bandeja o un cajón de pescado). 121 h. Abrir la(s) tapa(s) de la cara superior y extraer con un muestreador de tubo (Hope), una o más muestras de la parte central del sedimento recogido. La profundidad de la muestra depende del ambiente de muestreo: en ambientes lacustres muchas veces es suficiente con muestrear uno o dos centímetros de la superficie; en ambientes marinos se muestrean unos 10 a 15 cm. Si la muestra es lo suficientemente abundante, vaciar el resto en el recipiente y seguir con los protocolos para muestreos biológicos. i. Alternativamente, particularmente si el tamaño de la draga es pequeño (Ekman) puede resultar necesario guardar todo el contenido de ésta. j. Alternativamente, vaciar el contenido de la draga en el recipiente, mezclar bien con una espátula y tomar una alícuota. k. Para muestras replicadas, lavar bien la draga y reiniciar en b. l. Guardar la muestra en un recipiente plástico de boca ancha (o una bolsa tipo Whirl- pak), convenientemente identificado interna y externamente. Enfriar en heladera (y congelar en cuanto sea posible si la muestra va a ser usada en parte para la determinación de materia orgánica). m. Anotar en la libreta de campo: la apariencia del sedimento, textura, color, olor, presencia de detritos, etc. Los muestreadores de tubo son capaces de penetrar el sedimento más profundamente que las dragas; en consecuencia pueden proveer una sección de las diferentes capas de sedimento y por lo tanto, información acerca de la depositación del mismo. En general son usados para el muestreo de las características físico-químicas de los sedimentos y en el muestreo de la micro-meiofauna, dado que por su escasa superficie de muestreo no son apropiados para el muestreo de organismos bentónicos grandes. Es raro el uso de muestreadores de tubo en el muestreo de sedimentos en ríos y arroyos, ya que estos equipos requieren de aguas de flujo mínimo. Alternativamente, los muestreadores de tubo son comunes en los muestreos de sedimentos de orilla, como fuera antes descripto. Protocolo para el muestreo de aguas profundas con muestreador tipo Kajak a. Ubicar la estación de muestreo (latitud y longitud con GPS y su profundidad). 122 b. Abrir la válvula y armar el mecanismo de disparo. Asegurarse que la soga (o cable) se halle adecuadamente unida por un extremo del muestreador y por el otro, atada al bote. c. Bajar el muestreador hasta casi tocar el sedimento y luego apoyar suavemente el equipo, dejando que penetre por su propio peso en éste. d. De acuerdo a los modelos, cerrar el extremo superior del muestreador ya sea enviando un mensajero o bien extrayendo al equipo del sedimento. e. Recuperar el equipo lentamente y una vez en superficie y sin sacarlo del agua, colocarle (si carece de una válvula cáscara de naranja) un tapón en su abertura inferior. f. Remover el tubo interno del muestreador (asegurarse de que tenga unos 20-30 cm de muestra) y colocarle un tapón en su extremo superior. Almacenar verticalmente e identificar. g. Repetir a partir de b (con un nuevo tubo interno) si se deben obtener réplicas. h. Una vez en la costa, sifonear el agua que se halla por encima de la muestra, dejando unos 2-3 mm. No alterar la interfase agua-sedimento. i. Llevar a cabo una cuidadosa descripción de la muestra, incluyendo: largo total de la muestra obtenida, longitud (en mm), color y textura de cada una de las capas que aparecen como diferentes. j. Con una varilla de extrusión (generalmente vienen con el equipo y consisten en una varilla con una pieza de goma en su extremo, la cual ajusta al diámetro interno del tubo), forzar al contenido suavemente a que salga por el extremo superior del tubo. k. A medida que la muestra es extruída, cortar con una espátula limpia rebanadas del largo de una capa o menos. Guardar en bolsas adecuadamente identificadas y anotar en la libreta de campo los detalles del extruído. Algunas estaciones de muestreo han sido diseñadas para ser muestreadas desde puentes. Consecuentemente las muestras pueden ser obtenidas desde el centro del canal sin tener que recurrir al uso de botes. 123 Protocolo para muestreo de ríos o arroyos desde puentes a. Disponer la draga en posición de disparo. En esta etapa tener mucho cuidado en la manipulación del equipo (particularmente con dragas tipo Ekman), ya que su cerrado accidental puede causar serios daños al operador. b. Asegurarse que la soga (o cable) se halle adecuadamente unida por un extremo a la draga y por el otro, atada al puente. Utilizar el lado del puente ubicado aguas arriba. c. Bajar la draga hasta que tome contacto con el sedimento (es conveniente tener una idea previa de la profundidad del sitio de muestreo). Por lo general el propio peso de la draga es suficiente para penetrar en el sedimento. En este punto, el aflojamiento de la soga o cable, hace que en las dragas tipo Petersen o van Veen, se active el mecanismo de cierre. d. Para las dragas tipo Ekman, enviar el mensajero para soltar el mecanismo de cierre. e. Recuperar la draga lentamente para minimizar el efecto de disturbio de la turbulencia sobre el sedimento recogido (que puede resultar en la pérdida/alteración de los sedimentos de la superficie de la muestra). Nota: Si la draga sube a superficie con las cucharas parcialmente cerradas, la muestra debe ser descartada. El descarte debe ser dispuesto en la orilla o aguas abajo (del lado opuesto del puente), para evitar contaminar las otras muestras a tomar. f. Una vez en el puente, apoyar la draga cerrada sobre un recipiente poco profundo (una bandeja por ejemplo). g. Abrir la(s) tapa(s) de la cara superior y extraer con un muestreador de tubo o una espátula, una o más muestras de la parte central del sedimento recogido. Vaciar el resto de la muestra en el recipiente (y de ser necesario seguir protocolos para los muestreos biológicos). h. Alternativamente, particularmente si el tamaño de la draga es pequeño (Ekman) puede resultar necesario guardar todo el contenido de ésta. i. Alternativamente, vaciar el contenido de la draga en el recipiente, mezclar bien con una espátula y tomar una alícuota. j. Para muestras replicadas, lavar bien la draga y reiniciar en b. k. Guardar la muestra en un recipiente plástico de boca ancha (o una bolsa tipo Whirl- pak), convenientemente identificado interna y externamente. Enfriar en heladera (y 124 congelar en cuanto sea posible si la muestra va a ser usada en parte para la determinación de materia orgánica). l. Anotar en la libreta de campo: la apariencia del sedimento, textura, color, olor, presencia de detritos, etc. El muestreo de ambientes lóticos con flujos altos puede ser complicado y requiere del uso de botes. Al igual que para el muestreo de aguas profundas, la persona que opera el bote debe ser adecuadamente experimentada en esta actividad. Idealmente debería haber tres personas en el muestreo con bote de ríos caudalosos, dos de ellas a cargo de la toma de las muestras y la tercera como responsable de la operación del bote exclusivamente. El muestreo debe comenzar siempre en el sitio ubicado más aguas abajo y procediendo con las muestras ubicadas hacia la cabecera. De existir problemas con el motor del bote, la corriente se encargará de acercar al equipo al vehículo de transporte. Protocolo para el muestreo de ríos o arroyos desde bote a. Cuando un sitio de muestreo es alcanzado, el botero debe maniobrar de forma de mantener al bote en dicho sitio. Usar referencias de la costa para lograr este objetivo. b. La persona ubicada en la proa es la responsable de la toma de las muestras (las correspondientes al agua adyacente, antes que las de fondo). c. Obtener las muestras de sedimento con una draga (tipo van Veen o Petersen) de acuerdo a los protocolos ya descriptos en esta sección. Una descripción de la elaboración de muestras para granulometría es detallada en el Apéndice 4. 6.3.3 Carbonato de calcio y materia orgánica. Dado que para determinar la materia orgánica contenida en una muestra de sedimento, algunas de las técnicas usadas implican la eliminación previa de los carbonatos, es posible entonces usar la misma muestra para ambos propósitos. 125 Para la determinación de las cantidades de carbonato de calcio y de materia orgánica en sedimentos, se puede tomar una alícuota de la muestra destinada a granulometría (homogeneizando la muestra antes de tomarla) o alternativamente obtener una nueva muestra. Protocolo a. Tomar la muestra de sedimento con un muestreador de Hope, Kajak o draga, de acuerdo a lo que resulte más apropiado de acuerdo a la profundidad o conveniencia y seguir los protocolos descriptos en la sección 6.3.2. b. Guardar en bolsas plásticas herméticas (tipo Whirl-Pak) e identificar interna y externamente. c. Enfriar inmediatamente en heladera. Cuando sea posible congelar hasta el momento de elaboración. 6.3.4 Metales pesados Los protocolos de toma de muestras para la determinación de metales pesados son en esencia los mismos que los utilizados en el muestreo para estudios granulométricos, debiéndose tomar algunas precauciones particulares. Protocolo a. Tomar la muestra con un muestreador de Hope, de Kajak o una draga, de acuerdo a lo que resulte más apropiado de acuerdo a la profundidad o conveniencia y seguir los protocolos descriptos en la sección 6.3.2. Tener en cuenta que: El muestreador de Hope debe ser de material plástico; en los muestreadores de tipo Kajak, utilizar preferiblemente aquellos que son de tubo único recambiable y sin cilindro bisel cortador; la espátula para separar capas (en la extrusión) también debe ser de plástico; en muestreos con draga tomar la submuestra para metales con un muestreador de tubo de plástico, en la parte central de la muestra de sedimento. b. Guardar la muestra en recipientes de plástico (o bolsas herméticas) ultralimpios. c. Enfriar en heladera. 126 6.3.5 Hidrocarburos y orgánicos Los protocolos de toma de muestras para la determinación de hidrocarburos y otros orgánicos (organoclorados, etc.) son en esencia los mismos que los utilizados en el muestreo para estudios granulométricos, debiéndose tomar algunas precauciones particulares. Protocolo a. Tomar la muestra con un muestreador de Hope, de Kajak o una draga, de acuerdo a lo que resulte más apropiado de acuerdo a la profundidad o conveniencia y seguir los protocolos descriptos en la sección 6.3.2. Tener en cuenta que: El muestreador de Hope debe ser de metal (preferiblemente acero inoxidable); en muestreadores de tipo Kajak, el tubo interno debe ser metálico y la espátula para separar capas (en la extrusión) también debe ser de metal; en muestreos con draga tomar la submuestra para orgánicos con un muestreador de tubo metálico. b. Guardar la muestra en recipientes de vidrio de boca ancha ultralimpios con tapa (o contratapa) de teflón. Si la muestra es para análisis de orgánicos volátiles o semivolátiles entonces el frasco debe llenarse hasta el tope, sin dejar espacios vacíos. Para otros análisis más específicos el laboratorio que llevara a cabo los análisis debe proveer de los recipientes y preservantes adecuados. c. Enfriar en heladera. 6.3.6 Otros análisis en sedimentos Otros análisis en sedimentos pueden incluir la determinación de las concentraciones de nitrógeno y fósforo en los mismos. A continuación se describe el protocolo de muestreo. Protocolo d. Tomar la muestra con un muestreador de Hope, de Kajak o una draga, de acuerdo a lo que resulte más apropiado de acuerdo a la profundidad o conveniencia y seguir los protocolos descriptos en la sección 6.3.2. 127 e. Guardar la muestra en recipientes de vidrio ultralimpios con tapa (o contratapa) de teflón. f. Enfriar en heladera. 6.3.7 Caracterización de los sustratos duros En muchos ambientes de muestreo los sustratos duros son el sustrato dominante, siendo necesaria su caracterización a los fines de la descripción general del habitat. Dicha caracterización es conveniente que la lleve a cabo un petrólogo o un geólogo, para lo cual se debe tomar una o más muestras del sustrato de aproximadamente unos 300 cm 3 cada una. La muestra debe ser representativa del área de trabajo y no debe presentar signos de haber sido meteorizada (alterada por el ambiente). 128 6.4 Muestreos biológicos generales Las técnicas y equipos de muestreo utilizados en estudios taxonómicos, biológicos y ecológicos, son sensiblemente semejantes. La principal diferencia entre ellos, es la cantidad mínima de ejemplares requeridos y las características del muestreo, ya que por ejemplo, a los efectos taxonómicos es suficiente una muestra cualitativa de unos pocos individuos (como extremo un único individuo); para estudios de biología se requieren por lo general muestras cualitativas o cuantitativas del orden de unas pocas decenas de individuos o más; finalmente para estudios de ecología son necesarios muestras cuantitativas del orden de decenas o unas pocas centenas de ejemplares. Los muestreos taxonómicos sirven principalmente para la obtención de especímenes de referencia taxonómica. Los especímenes de referencia, constituyen valiosos registros científicos y su colección y manipulación subsecuente deben ser hechos con todo el cuidado posible, para que el tiempo empleado en estas tareas no se malgaste. Los muestreos biológicos son utilizados principalmente para el estudio de ciclos de vida, fenología, crecimiento o fisiología. Por su parte los muestreos ecológicos se utilizan para estudios de demografía o dinámica de poblaciones (reclutamiento de juveniles en la población, cambios estacionales de la biomasa, mortalidad, etc.) o para el estudio de comunidades (estructura, diversidad, área ocupada, etc.). 6.4.1 Bacterias Los protocolos de toma de muestras para bacteriología en sedimentos son los correspondientes al muestreo con dragas y muestreadores de jeringa, debiéndose tomar para el caso algunas precauciones particulares. Protocolo a. Siguiendo los protocolos descriptos en la sección 6.3.2, tomar la muestra preferentemente con una draga que tenga tapa para submuestreo en su parte superior (de acuerdo al modelo que resulte más apropiado para la profundidad y ambiente). 129 b. Una vez extraída la draga del agua se toman las submuestras para bacteriología con un muestreador de jeringa. La jeringa se mantiene perpendicular al sustrato y al tiempo que se tira del émbolo, se la introduce lentamente en el sedimento hasta la marca de 5 cc. c. Guardar la jeringa con la muestra en bolsas tipo Whirl-Pak (esterilizadas) o alternativamente en un recipiente esterilizado con tapa (o contratapa) de teflón. Etiquetar. d. Enfriar en heladera. e. A continuación se pueden tomar otras muestras de la draga (granulometría, macrofauna, etc.). 6.4.2 Macroalgas y macrofitas. En todos los muestreos obtener especímenes de referencia. Aún cuando el trabajo encarado sea de índole ecológica, biológica o para análisis de tejidos, siempre se deben colectar y guardar especímenes de referencia de las especies muestreadas. Los especímenes de referencia pueden ser guardados en herbarios por muchos años y proveen de registros permanentes de las especies que han sido muestreadas (y registradas o analizadas) en un trabajo en particular y que pueden ser consultados por especialistas para estudios taxonómicos generales. Es conveniente que el herbario al cual se envían los especímenes de referencia, garantice el mantenimiento del material recolectado y sea adecuadamente conocido por los especialistas de los diferentes grupos taxonómicos; al respecto consultar con la Universidad (Facultad de Ciencias Naturales) o Museo de Ciencias Naturales más cercano. Por otra parte, es conveniente guardar algunos especímenes de referencia (con la misma identificación que los enviados al herbario) en una pequeña colección en el lugar de trabajo; cuando se disponga de una identificación confirmada, incluirla en una etiqueta extra, con indicación del nombre del especialista que la llevó a cabo. Nos referiremos en primer lugar a la colección de especímenes para referencia y biología. En general se deben colectar plantas enteras. Muchos grupos (particularmente 130 de algas) no pueden ser adecuadamente identificados (a nivel de género o especie) si la planta colectada no cuenta con estructuras reproductivas (macroalgas: esporangios y/o gametangios; macrofitas: flores y/o frutos maduros). Protocolo para colectar especímenes de macroalgas y macrofitas blandas para referencia y estudios biológicos a. Recoger, con el método más apropiado al sitio de muestreo (manualmente, buzo, rastra, etc.), algunas plantas en un recipiente de plástico, vidrio, bolsa plástica hermética o bolsa de red fina (en muestreos con buzos). Para estudios de biología por lo general es suficiente colectar entre 30 y 100 ejemplares. b. Si el laboratorio estuviera cercano, guardar en una bolsa plástica o recipiente con un poco de agua. Para viajes más largos, envolver en papel absorbente mojado y guardar en una bolsa plástica; transportar dentro de una heladera de telgopor con ice- packs. c. Alternativamente, preservar los especímenes en una solución al 5% de formalina en agua de mar (o dulce según los casos). Se pueden transportar con agua y fijar en la costa. Etiquetar internamente con etiqueta de papel vegetal, escrito con lápiz común. Etiquetar externamente para una referencia más sencilla del material. d. Alternativamente, además de los ejemplares fijados llevar a cabo el montaje en cartulina de especímenes de referencia. Para ello colectar especímenes enteros y guardarlos hasta que las condiciones sean apropiadas para su montaje. No dejar al sol. Las plantas no deben ser expuestas al sol porque se arruinan; pueden ser sumergidas en agua (no demasiada) dentro de una bolsa plástica. Es mejor mantener cada planta por separado en una bolsa. e. Las notas de referencia de la muestra deben ser escritas con lápiz en la cartulina sobre la que se van a colocar las plantas, antes de colocar éstas, ya que no es posible escribir cuando la cartulina está húmeda. Para escribir, utilizar la esquina inferior derecha de la cartulina. f. Para montar cada espécimen, utilizar una bandeja de fotografía (de mayor tamaño que las cartulinas) y llenarla de agua. Disponer la cartulina en la bandeja y luego la planta o plantas (varias si son chicas). Con la ayuda de un pincel y/o pinzas reacomodar la planta sobre la cartulina de manera que quede bien esparcida. Es 131 conveniente llevar a cabo el arreglo, primero sobre el conjunto y luego sobre sectores chicos, empezando por el extremo de la cartulina más cercano al operador (la zona de la raíz). A medida que un sector es terminado, se saca esta zona de la cartulina fuera del agua, ya que una vez fuera del agua la planta permanece en su sitio. No cubrir la zona de las notas de referencia. En el caso de plantas pequeñas, llenar la cartulina con varios ejemplares del mismo grupo o clon, de manera que muestren la variabilidad morfológica que puede ser hallada. g. Una vez arreglada toda la cartulina, tomar por una esquina superior y escurrir bien el agua contenida. h. Para macrofitas con fruto maduro recoger las semillas en una bolsita de papel y adjuntar estas bolsitas a la hoja de herbario terminada. i. Para macrofitas, después de montar la planta sobre la cartulina, disponer una hoja gruesa de papel absorbente directamente sobre el espécimen (Figura 22b). j. Para macroalgas, después de montar la planta sobre la cartulina, disponer directamente sobre la planta una tela no muy gruesa (liencillo o tela de sábanas) y por encima de ella, una hoja de papel secante. La tela no se removerá hasta que el alga esté completamente seca, ya que evita que la misma se adhiera al papel secante. Para ayudar al secado, un segundo papel secante puede ser colocado por debajo de la cartulina (Figura 22a). k. Tomar varias hojas de papel de diario, doblarlas por su pliegue central de manera que formen un sobre, dentro del cual se dispondrá el sándwich (cartulina-planta más accesorios) armado en el paso i o el paso j. l. Para facilitar el secado (particularmente para macrofitas), separar los sobres de papel de diario con un rectángulo de cartón corrugado (disponer los cartones con las corrugaciones todas en el mismo sentido para facilitar la operación de secado) y prensarlos en una prensa de herbario. m. Secar las muestras sin sacarlas de la prensa. Si se retorna rápidamente al laboratorio usar para ello una estufa (preferiblemente con circulación forzada de aire) a unos 40ºC. En caso contrario utilizar ya sea la calefacción del hotel y/o caloventiladores (o secadores de pelo) y/o secar al sol si el tiempo es seco y ventoso y/o utilizar la calefacción del vehículo cuando el personal de desplaza de un sitio a otro. 132 Figura 22: Montaje en cartulina de especímenes de referencia. a, macroalgas, b, macrofitas. n. Alternativamente (para macroalgas) y en ambientes secos, el secado en estufa puede ser obviado a condición de que se cambie periódicamente el papel de diario. Este procedimiento puede ser recomendable para macroalgas delicadas. o. A medida que las plantas se secan, ajustar la prensa diariamente, para que las plantas se mantengan chatas. p. Los especímenes deben ser remitidos a un herbario, donde las especies serán identificadas y almacenadas para referencias futuras. Notas: - Para algunas macroalgas (Gigartinales por ejemplo), es conveniente que antes del montado en cartulina los ejemplares sean fijados en formol al 5% durante unos 5 a 10 minutos. 133 Protocolo para colectar especímenes de macrofitas flotantes pequeñas para referencia y estudios biológicos a. Recoger, con el método más apropiado al sitios de muestreo, algunas plantas en un recipiente de plástico, vidrio o bolsa plástica hermética. Para estudios de biología por lo general es suficiente colectar entre 30 y 100 ejemplares. b. Si el laboratorio estuviera cercano, guardar en una bolsa plástica o recipiente con un poco de agua. Para viajes más largos, transportar dentro de una heladera de telgopor con ice-packs. c. Alternativamente, preservar los especímenes en una solución de alcohol etílico al 70%, 25% de agua y 5% de formalina. Se pueden transportar con algo de agua y fijar en la costa. d. Etiquetar internamente con etiqueta de papel vegetal, escrito con lápiz común. Etiquetar externamente para una referencia más sencilla del material. e. En especímenes de referencia remitir al herbario para su identificación y almacenamiento. Protocolo para colectar especímenes de macrofitas emergentes grandes (rígidas) para referencia y estudios biológicos a. Colectar especímenes enteros y guardarlos hasta que las condiciones sean apropiadas para su montaje. No dejarlos al sol. Las plantas emergentes no deben ser sumergidas, pero pueden ser mantenidas en una bolsa plástica con algo de agua en el fondo para mantener la humedad. Es mejor mantener cada planta por separado en una bolsa y todas las bolsas de un sitio (o lago) dentro de una bolsa grande (tipo consorcio). Para estudios de biología por lo general es suficiente colectar entre 30 y 100 ejemplares. b. Las notas de referencia de la muestra deben ser escritas con lápiz en la cartulina sobre la que se van a colocar las plantas, antes de colocar éstas, ya que no es posible escribir cuando la cartulina está húmeda. Para escribir, utilizar la esquina inferior derecha de la cartulina. 134 c. Para montar cada espécimen, ubicar la planta sobre la cartulina, con las raíces en la esquina inferior izquierda (doblar el extremo superior de la planta si esta fuera demasiado larga). No cubrir la zona de las notas de referencia. d. Esparcir hojas y flores sobre la cartulina, de manera que el ejemplar ocupe toda la hoja. En el caso de plantas pequeñas, llenar la cartulina con varios ejemplares del mismo grupo o clon, de manera que muestren la variabilidad morfológica que puede ser hallada. e. Para plantas con fruto maduro recoger las semillas en una bolsita de papel y adjuntar estas bolsitas a la hoja de herbario terminada. f. Después de montar la planta sobre la cartulina, disponer una hoja gruesa (o varias) de papel absorbente (rollo de cocina o papel secante) sobre el espécimen, para ayudar a que la planta se seque rápido. g. Tomar varias hojas de papel de diario, doblarlas por su pliegue central de manera que formen un sobre, dentro del cual se dispondrá la cartulina con la planta. h. Cuando se hayan armado varios sobres de cartulina-planta-diario, separarlos con rectángulos de cartón corrugado (disponer las corrugaciones todas en el mismo sentido para facilitar la circulación de aire durante el secado subsiguiente) y prensarlos en una prensa de herbario. i. Secar las muestras sin sacarlas de la prensa. Si se retorna rápidamente al laboratorio usar para ello una estufa (preferiblemente con circulación de aire forzada) a unos 40ºC. En caso contrario utilizar ya sea la calefacción del hotel y/o caloventiladores (o secadores de pelo) y/o secar al sol si el tiempo es seco y ventoso y/o utilizar la calefacción del vehículo cuando el personal de desplaza de un sitio a otro. j. A medida que las plantas se secan, ajustar la prensa diariamente, para que las plantas se mantengan chatas. k. Los especímenes deben ser remitidos a un herbario, donde las especies serán identificadas y almacenadas para referencias futuras. Los estudios ecológicos, donde interesan la diversidad de especies o su biomasa, requieren de protocolos de muestreo diferentes (se excluye de esta descripción la discusión de estrategias de muestreo). 135 La mayor parte de las macroalgas, particularmente las intermareales, pueden ser removidas con equipos simples, como cuchillos o espátulas. Las algas incrustantes requieren de un esfuerzo mayor, ya que es necesario sacarlas junto con el sustrato que las soporta, utilizando cinceles y martillo. Una sorbona pequeña puede ser útil en los muestreos submareales de algas chicas. Las dragas y rastras por lo general no son aconsejables como método de muestreo, ya que además de dañar a los especímenes recogidos, estos equipos no son apropiados para muestreos en aguas someras y de sustratos rocosos, que son los ambientes preferidos por las algas. Las algas adheridas al sustrato son preferibles a las arrancadas por mares de fondo o tormentas, las cuales en muchos casos están dañadas o en mal estado fisiológico. Asimismo, se debe hacer un esfuerzo por colectar plantas enteras, incluyendo las estructuras de adhesión (que ayudan en la determinación taxonómica de algunas especies) y plantas con estructuras reproductivas, las cuales pueden ser críticas para la identificación de los ejemplares. No existe un protocolo único para el muestreo cuantitativo de algas, ya que estos dependen, entre otros aspectos, del sustrato, la profundidad del sitio de muestreo, la visibilidad y el tamaño de los organismos. En general, en estudios de demografía, se requiere del orden de 100 o más ejemplares. Protocolo para estudios ecológicos en macroalgas pequeñas o medianas. a. Utilizar muestreo directo en el intermareal o con buzos en el submareal (no más de 30 m de profundidad). Usar cuadrados de entre 0,1 m 2 para plantas pequeñas y/o en densidades altas, hasta de 0,5 m 2 para plantas grandes y/o en densidades bajas. b. Para muestreos intermareales, raspar cuidadosamente el área de la muestra con una espátula, recoger y guardar en una bolsa plástica. Para muestreos submareales, cubrir primero las frondes con una bolsa de red fina (0,5 mm de abertura) y luego extraer las plantas a mano (en sustratos blandos) o con espátula (en sustratos duros), cuidando de obtener las partes basales. Cerrar la bolsa. c. En superficie embolsar en bolsa plástica con algo de agua, etiquetar y enfriar, o alternativamente fijar con solución de formalina al 5%. 136 Protocolo para estudios ecológicos en macroalgas grandes. a. Utilizar muestreo directo en el intermareal o con buzos en el submareal. Usar cuadrados de entre 0,25 m 2 para plantas pequeñas a medianas y/o en densidades altas, hasta de 1 m 2 para plantas medianas a grandes y/o en densidades bajas. Para plantas muy grandes como las de Macrocystis se requieren tamaños mayores. b. Para muestreos intermareales, raspar cuidadosamente el área de la muestra con una espátula, recoger y guardar en una bolsa plástica. c. Para muestreos submareales, cubrir primero las frondes con una bolsa de red fina (0,5 mm de abertura) y luego extraer las plantas a mano (en sustratos blandos) o con espátula (en sustratos duros), cuidando de obtener las partes basales. Cerrar la bolsa y en superficie, embolsar en bolsa plástica con algo de agua, etiquetar y enfriar, o alternativamente fijar con solución de formalina al 5%. Los muestreos cuantitativos (biomasa y densidad de tallos) para macrofitas siguen el siguiente protocolo. Protocolo para estudios ecológicos en macrofitas. a. Utilizar muestreo con buzos y cuadrados de 0,1 m 2 para plantas en densidades altas hasta de 0,5 m 2 para plantas en densidades bajas. b. Cubrir los tallos con una bolsa de red fina (0,5 mm de abertura) y luego cortarlos. Cerrar la bolsa. c. Muestrear las partes enterradas de las plantas con una sorbona. Excavar hasta una profundidad de unos 15 a 20 cm. Recoger las partes enterradas y embolsar. d. En superficie, lavar las partes enterradas a través de un tamiz de 0,5 mm de abertura. e. Embolsar en bolsas plásticas separadas a ambas porciones del muestreo. Etiquetar. Embolsar en una bolsa general de color claro. Identificar externamente con un marcador indeleble. Enfriar y transportar para determinaciones en laboratorio. f. Alternativamente, una vez en la costa, sacudir las muestras para eliminar el agua que puedan tener en exceso y pesar para obtener el peso húmedo, con balanza electrónica con una precisión de 0,01 g para plantas pequeñas o de 1 g para plantas grandes. Reembolsar, enfriar y transportar para determinaciones en laboratorio. 137 Como alternativa, o complemento a los anteriores protocolos de muestreo, es posible llevar a cabo una descripción de la muestra tomada, a través de una estimación de la abundancia de los organismos muestreados. Esta técnica es de uso corriente en el muestreo de plantas e inclusive puede ser el único tipo de muestreo efectuado en el campo. Sin embargo es condición, para este tipo de evaluación, que el muestreador tenga directamente a la vista el área a muestrear (en el intermareal por ejemplo); es decir no es un método apropiado para muestreos con dragas o buzos (a no ser que éstos tomen anotaciones debajo del agua) y menos aún con equipos de muestreo de carácter cualitativo (como rastras). Existen muchas formas posibles de escalar las abundancias y en general para plantas, la más común es la referida al porcentaje de la superficie cubierta por cada especie. Esta forma de cuantificación es particularmente útil cuando los organismos muestreados no presentan individuos discernibles unos de otros, o cuando el conjunto de individuos representan a una colonia de clones. La cuantificación se lleva a cabo a través de la estimación visual del porcentaje de la superficie de la muestra que es cubierta por una especie en particular. La suma de los porcentajes de todas las especies de una muestra se denomina recubrimiento y puede sumar más del 100% ya que varias especies pueden disponerse en capas que se recubren entre sí. En este esquema de cuantificación es preferible no recurrir a escalas simplificadas (por ejemplo 1= 0-25% de la muestra, 2= 26-50% de la muestra, etc.), sino a la estimación de un valor aproximado aunque concreto (por ejemplo: especie a≅ 30% de la muestra). Con muestras relativamente chicas es posible ayudarse, para la estimación de los porcentajes, con marcos (metálicos o plásticos), divididos (con hilos por ejemplo) en cuadrados menores. Protocolo para la estimación de coberturas a. Colocar una plantilla (con divisiones) en el sitio de muestreo. b. Estimar el porcentaje cubierto por cada una de las especies. c. Anotar estos valores en la planilla de muestreo a un lado del nombre común o científico de la especie. De no conocerse el nombre, utilizar un nombre de trabajo suficientemente explícito. 138 d. Tomar un par de submuestras (o más) del área de la muestra y guardar juntas en una muestra compuesta adecuadamente etiquetada y fijada. e. Replicar las veces necesarias, repitiendo los puntos a hasta d. f. En laboratorio, analizar las muestras compuestas y estimar el porcentaje de superficie cubierta para las especies no detectadas durante el muestreo visual (raras o escasas) el cual es menor al 10%. Las especies raras tienen porcentajes de cobertura del orden del 1% o menores (por ejemplo arbitrariamente se les puede asignar un porcentaje entre 0,001 y 1%). 6.4.3 Perifiton. El perifiton se define como los organismos vegetales y animales adheridos a objetos sumergidos, como piedras grandes (bloques, guijones) y plantas acuáticas (Cole, 1994). Si bien los muestreos ecológicos en el análisis de la comunidades perifíticas pueden ser algo más complicados, por su carácter cuantitativo, que los taxonómicos o biológicos, en esencia hay poca diferencia entre ambos y se sugiere seguir los protocolos de tipo cuantitativo, ya que éstos sirven a ambos fines. En general en muestreos para el cálculo de la biomasa y la diversidad (y por extensión para taxonomía, biología y número de especies), se halla implícita la colección de todos los organismos de una superficie de área conocida. No existen equipos diseñados “ad hoc” para tal fin, pero pueden adaptarse para ello, algunos que pueden obtenerse del mercado común. Por ejemplo, puede usarse para muestrear una sopapa grande (para inodoros), donde el agujero de inserción del mango ha sido agrandado (manteniendo la forma circular) para ajustar a las dimensiones pretendidas para el área de muestreo. La sopapa se aplica por la parte convexa (la del agujero agrandado) sobre una roca; el diámetro del agujero es conocido, en consecuencia la superficie expuesta de la roca ubicada bajo éste, también es conocida. Un burlete de neopreno puede pegarse siguiendo el contorno del agujero, para evitar la pérdida de agua y organismos durante su recolección. Otros elementos necesarios son: una piseta con agua (deionizada o de mar según los casos), un cepillo de dientes (para raspar las algas de la roca) y una pera de 139 goma (o equivalente) como las usadas en cocina para bañar piezas asadas (para transferir el material recolectado desde la sopapa al recipiente de la muestra). Los protocolos de trabajo son diferentes según se trate de muestreo de organismos sobre rocas o sobre plantas sumergidas (rígidas). · Protocolo para muestreo de rocas a. Elegir un sitio de muestreo donde el sustrato bajo el agua sea lo más uniforme posible. En ríos y arroyos trabajar hacia la cabecera. Seleccionar al azar (de no haber instrucciones en contrario) rocas que sean relativamente planas y lo suficientemente grandes como para acomodar tres o más submuestras tomadas con la sopapa. Para esto, caminar por el lecho sin prestar atención a las posibles concentraciones de algas, detenerse y recoger la primer piedra que sea de la forma y tamaño apropiados. Llevar la piedra muestreada a la orilla y repetir el proceso hasta obtener en total de 4 a 6 piedras. b. Adosar la sopapa con su cara convexa (la del agujero de muestreo) contra una de las piedras muestreadas. Con el cepillo de dientes raspar la superficie expuesta y lavar con la piseta con pequeñas cantidades de agua (no exceder la capacidad de almacenamiento de la sopapa). c. Transferir con una pera de goma (si es necesario con el extremo cortado para agrandar el agujero), la mezcla de agua y algas a un recipiente de muestreo etiquetado externamente. d. Lavar, raspar con el cepillo y lavar nuevamente. Colectar este último lavado con la pera de goma y transferir al recipiente de muestreo. Nota: La muestra puede ser simple o compuesta, en éste último caso se aconseja tomar entre 3 y 6 “discos”· por piedra, dependiendo de la densidad de perifiton. Anotar en el recipiente de muestreo el número de discos que componen la muestra. e. Alternativamente a los pasos b-d, particularmente cuando la cantidad de perifiton es grande, adosar a la roca una plantilla (de goma o plástica) del tamaño de la muestra deseada. Eliminar, con cepillo, todo el perifiton ubicado por fuera de la plantilla, hasta por ejemplo unos 5 cm alrededor. A continuación recoger el perifiton ubicado por debajo de la plantilla con un bisturí. Este método lleva a un mínimo la cantidad de agua utilizada para la muestra. 140 f. Si el objeto del estudio fuera taxonomía o un análisis de la diversidad, fijar la muestra con Lugol a razón de 1 ml por cada 250 ml de mezcla de perifiton y agua de lavado. Si la cantidad de perifiton fuera muy alta aumentar la cantidad de Lugol utilizado (para el mismo volumen de agua de muestra). Agitar suavemente para mezclar el fijador con el agua. g. Si el objeto del estudio fuera un análisis de biomasa de microalgas, ubicar la muestra dentro de una bolsa de residuos negra y ésta en una heladera de telgopor con “ice- packs” en la cantidad apropiada para la época del año (dos veces el volumen de las muestras en meses cálidos y una vez el volumen en meses fríos). h. Biomasa (continuación). Preparar la muestra para análisis de clorofila filtrando la muestra a través de un filtro de 0,45 µm de poro (consultar H. Zaixso (2002): Manual de campo para el muestreo de la columna de agua). Una vez filtrada la muestra, colocar el filtro sobre un filtro de papel Whatman (de 8 a 10 cm de diámetro) y plegar varias veces, mantener plegado con un clip plástico. Anotar sobre el filtro de papel las especificaciones de la muestra (Sitio, estación, fecha, área muestreada, etc.). Guardar el filtro en un recipiente con desecante (silica-gel) y a éste dentro de una heladera con ice-packs (preferentemente de congelación) para su envío a laboratorio. i. Repetir los pasos b-i para obtener replicados. Protocolo para muestreo de plantas sumergidas a. Elegir un sitio de muestreo donde las condiciones ambientales sean uniformes. Seleccionar varias plantas al azar (de no haber instrucciones en contrario) y llevarlas a la orilla. b. En cada planta cortar de la parte sumergida, un segmento de diámetro aproximadamente uniforme (el largo lo determina la densidad de perifiton), unos centímetros más largo que el sector que interesa muestrear. Colocar una máscara de film plástico en el extremo que no se va a muestrear, tomar este sector entre pulgar e índice y con un cepillo y una piseta limpiar el sector de muestreo, recogiendo el lavado en una bandeja pequeña, plástica, preferiblemente con pico vertedor en una de sus esquinas. Nota: No usar bisturíes para la limpieza, para evitar arrastrar células superficiales de la planta sostén. 141 c. Transferir la muestra (mezcla de agua y organismos) a un recipiente de muestreo etiquetado externamente. d. Raspar con el cepillo y lavar nuevamente. Transferir este último lavado al recipiente de muestreo. Lavar con piseta la bandeja y transferir al recipiente de la muestra. En lo posible no usar mucho agua para los lavados. e. Si el objeto del estudio fuera taxonomía o un análisis de la diversidad, fijar la muestra con Lugol a razón de 1 ml por cada 250 ml de mezcla de perifiton y agua de lavado. Si la cantidad de perifiton fuera muy alta aumentar la cantidad de Lugol utilizado (para el mismo volumen de agua de muestra). Agitar suavemente para mezclar el fijador con el agua. f. Si el objeto del estudio fuera un análisis de biomasa de microalgas, ubicar la muestra dentro de una bolsa de residuos negra y ésta en una heladera de telgopor con “ice- packs” en la cantidad apropiada para la época del año (dos veces el volumen de las muestras en meses cálidos y una vez el volumen en meses fríos). g. Biomasa (continuación). Preparar la muestra para análisis de clorofila filtrando la muestra a través de un filtro de 0,45 µm de poro (consultar H. Zaixso (2002): Manual de campo para el muestreo de la columna de agua). Una vez filtrada la muestra, colocar el filtro sobre un filtro de papel Whatman (de 8 a 10 cm de diámetro) y plegar varias veces, mantener plegado con un clip plástico. Anotar sobre el filtro de papel las especificaciones de la muestra (Sitio, estación, fecha, profundidad, área muestreada, etc.). Guardar el filtro en un recipiente con desecador (silica-gel) y a éste dentro de una heladera con ice-packs (preferentemente de congelación) para su envío a laboratorio. h. Guardar el segmento de planta muestreado en una bolsa tipo Whirl-Pak con formol al 5% (etiquetada de la misma forma que la muestra de perifiton), para control en laboratorio de la superficie de muestreo. i. Repetir los pasos b-i para obtener replicados. Para técnicas de muestreo de algas epipélicas o episammicas en ambientes marinos se sugiere consultar Round & Hickman (1971). 142 6.4.4 Meiozoobentos y microzoobentos En general, la mayoría de los instrumentos para el muestreo de la macrofauna son apropiados también para el muestreo del meiobentos (ver sección siguiente: 6.4.5). La principal diferencia entre la meiofauna y la macrofauna es que la primera es mucho más abundante y en consecuencia son apropiadas las muestras de menor tamaño. Si bien estas muestras pueden obtenerse a partir de alícuotas de muestras mayores, dado que esto introduce errores en el muestreo, es preferible tomar y elaborar muestras enteras. Para los muestreos del intermareal o de aguas someras (con buzos) los muestreadores más eficientes son los de tipo Hope, los cuales se entierran manualmente en el sedimento (ver descripción en sección 4.3). Alternativamente, para el intermareal se puede usar un “meiostecher”, cuyo protocolo de uso es semejante al de un muestreador de Hope. Protocolo con muestreador de Hope (intermareal o submareal) a. En el intermareal ubicar la estación de muestreo y su nivel. En submareal, anclar el bote, ubicar la estación con GPS y anotar la profundidad. b. Tomar la muestra enterrando (manualmente o con martillo) un muestreador de Hope (identificado de acuerdo a la estación y eventualmente a unidades muestrales dentro de ésta), sin su tapón superior. Para el intermareal por lo general es suficiente una muestra de 20 a 30 cm de largo (profundidad), mientras que para muestreos submareales, dado que los organismos viven en las capas superficiales, alcanza con muestras del orden de los 10 cm de profundidad. c. Tapar el extremo superior del muestreador. d. Extraer al muestreador del sustrato, si fuera necesario excavando lateralmente al mismo. e. Colocar el tapón inferior. Si fuera necesario, este tapón debería ser diferenciable del superior para poder establecer la polaridad de la muestra. f. Guardar verticalmente dentro de una heladera. Enfriar. g. Una vez en la costa, sifonear el agua que se halla por encima de la muestra, dejando unos 2-3 mm. No alterar la interfase agua-sedimento. 143 h. Llevar a cabo una cuidadosa descripción de la muestra, incluyendo: largo total de la muestra obtenida, longitud (en mm), color y textura de cada una de las capas que aparecen como diferentes. i. La muestra se extrae del muestreador, sosteniendo con una mano el tubo y con el pulgar corriendo el manguito de goma y permitiendo que entre el aire. Usando la escala inscripta es posible desalojar volúmenes parciales de muestra y llevar a cabo submuestreos de la misma. j. A medida que la muestra es extruída, cortar con una espátula limpia rebanadas del largo de una capa o menos. Guardar en bolsas adecuadamente identificadas y anotar en la libreta de campo los detalles del extruído. Enfriar o fijar. Los muestreos en aguas profundas, donde es peligroso que el buzo descienda, pueden realizarse tanto con muestreadores de tubo tipo Kajak (descripción en sección 4.1.3) o con dragas (descripción en sección 4.1.2). Protocolo con muestreador tipo Kajak (aguas profundas) a. Ubicar la estación de muestreo (latitud y longitud con GPS y su profundidad). b. Abrir la válvula y armar el mecanismo de disparo. Asegurarse que la soga (o cable) se halle adecuadamente unida por un extremo del muestreador y por el otro, atada al bote. c. En sedimentos muy blandos, bajar el muestreador hasta casi tocar el sedimento y luego apoyar suavemente el equipo, dejando que penetre por su propio peso en éste. En sedimentos algo más duros, dejar caer el muestreador desde unos 2 a 6 m del fondo. En todos los casos, la altura de caída libre se determina por prueba y error. d. De acuerdo a los modelos, cerrar el extremo superior del muestreador ya sea enviando un mensajero o bien extrayendo al equipo del sedimento. e. Recuperar el equipo lentamente y una vez en superficie y sin sacarlo del agua, colocarle (si carece de una válvula cáscara de naranja) un tapón en su abertura inferior. f. Remover el tubo interno del muestreador (asegurarse de que tenga al menos unos 20 cm de muestra) y colocarle un tapón en su extremo superior. Identificar y almacenar verticalmente al frío (heladera). 144 g. Repetir a partir de b (con un nuevo tubo interno) si se deben obtener réplicas. h. Una vez en la costa, sifonear el agua que se halla por encima de la muestra, dejando unos 2-3 mm. No alterar la interfase agua-sedimento. i. Llevar a cabo una cuidadosa descripción de la muestra, incluyendo: largo total de la muestra obtenida, longitud (en mm), color y textura de cada una de las capas que aparecen como diferentes. j. Con una varilla de extrusión (generalmente vienen con el equipo y consisten en una varilla con una pieza de goma en su extremo, la cual ajusta al diámetro interno del tubo), forzar al contenido suavemente a que salga por el extremo superior del tubo. k. A medida que la muestra es extruída, cortar con una espátula limpia rebanadas del largo de una capa o menos. Guardar en bolsas adecuadamente identificadas y anotar en la libreta de campo los detalles del extruído. Enfriar o fijar. Protocolo para muestreo con dragas (aguas profundas) a. Ubicar la estación de muestreo (latitud y longitud con GPS y su profundidad). b. Preparar la draga en posición abierta y amarrada con una soga al bote. Descender el equipo con cuidado por uno de los costados. De ser necesario, enviar un mensajero para el cierre de la draga. En embarcaciones mayores esta parte del protocolo cambia por el uso de guinches. c. Recuperar la draga. Si esta llegara abierta a la superficie, descartar la muestra y tomarla nuevamente. d. Una vez la draga en cubierta, abrir la tapa de muestreo superior y tomar con la ayuda de un muestreador de tubo (tipo Hope o de jeringa de acuerdo con el tamaño de la draga) una o más muestras del sedimento colectado, preferentemente en la parte central de la muestra (hasta unos 10 cm de profundidad). Extruir por capas de ser necesario y guardar estas muestras debidamente identificadas. Enfriar o fijar. e. Lavar cuidadosamente la draga con agua a presión y dejarla dispuesta para la siguiente muestra. En líneas generales se puede indicar que para la meiofauna es preferible llevar a cabo la separación de los animales antes de proceder a fijarlos, sin embargo este tipo de elaboración es poco probable que se pueda llevar a cabo durante el desarrollo de una 145 campaña, particularmente si esta se lleva acabo en un barco que no retorna a puerto en varios días. En estos casos es posible mantener las muestras en buenas condiciones bajo refrigeración, sólo por uno o dos días; luego las muestras deben enviarse a laboratorio para la extracción de los animales; alternativamente, siempre como último recurso, se pueden preservar las muestras obtenidas con un fijador adecuado. Nota: Descripciones detalladas de las técnicas de separación de la meiofauna del sedimento, tanto en vivo como a partir de material preservado, pueden encontrarse en Hulings & Gray ( 1971) y en Holme & McIntyre (1971). Protocolo para la fijación-preservación de muestras con sedimento a. Para meiofauna “blanda” (nematodes, oligoquetos, etc.) se indica el uso de fijador de Bouin caliente (60ºC) durante un par de horas, preferentemente siguiendo al uso de relajantes o anestésicos (dejar el sedimento durante 2 horas en una solución de 73,2 g Cl 2 Mg por cada litro de agua destilada: isotónico con agua de mar 34 ups). Alternativamente fijar con solución de formalina al 5% con aditivos al menos 24 horas. b. Para meiofauna “dura” (moluscos, ostrácodos, etc.) fijar con solución de formalina al 5% con aditivos por al menos 24 horas. c. Preservar la meiofauna blanda en alcohol 70%, preferiblemente llegando a esta concentración luego de varios cambios sucesivos a concentraciones crecientes (por ejemplo: ½ hora de alcohol 30% y ½ hora de alcohol 50%). No usar con nematodes. d. Preservar la meiofauna dura en solución de formalina al 5% con aditivos. e. Utilizar bolsas tipo Whirl-Pak etiquetadas. Notas: - Procurar que la relación fijador a sedimento drenado sea del orden de 3 a 1 o mayor. - Para los diferentes taxa existen técnicas particulares de muestreo, como por ejemplo el tipo de muestreador más efectivo, el volumen mínimo a muestrear, los fijadores y tinciones más comunes y otros. Para un mayor detalle en cuanto a los taxa de la meiofauna marina se puede consultar a Hulings & Gray ( 1971). Para estudios de microfauna (protozoos por ejemplo), la mayor parte de los métodos descriptos para la meiofauna son apropiados. Para estudios cuantitativos de la 146 microfauna es posible trabajar con muestras de tamaño aún más pequeño que las usadas para meiofauna (por ejemplo tubos de jeringa de 1 cm de diámetro interno). 6.4.5 Macrozoobentos (macroinvertebrados). 6.4.5.1 Ambientes intermareales En los ambientes intermareales tanto de sustratos duros como blandos los muestreos se llevan a cabo por lo general mediante el uso de cuadrados de muestreo. Protocolo de muestreo en fondos duros a. Determinar la hora a la cual la marea está alta o baja (a partir de Tabla), elegir preferentemente la bajamar. Comenzar las actividades preparatorias del muestreo (en el sitio de trabajo) una o dos horas antes de este momento. b. Con la marea subiendo, marcar los niveles o estaciones de muestreo (utilizar marcas que puedan ser removidas) y establecer la distancia vertical existente entre cada uno de los niveles de muestreo y el nivel de la marea baja del día (o entre niveles). c. Alternativamente, con la marea bajando, determinar los niveles de muestreo a alturas igualmente espaciadas (calcular la hora a que tiene lugar una altura de marea determinada de acuerdo a la sección 6.2.2). Marcar los niveles o estaciones de muestreo (utilizar marcas que puedan ser removidas) a medida que el agua vaya bajando. d. Apoyar el cuadrado de muestreo sobre la superficie a muestrear y con la ayuda de las manos, espátulas (de punta y recta) y/o cuchillos, extraer todos los organismos contenidos dentro del cuadrado. En sustratos relativamente blandos, con la ayuda de espátulas, extraer asimismo los organismos perforadores que se hallan dentro de la roca. Asegurar un tamaño de cuadrado de muestreo representativo (el tamaño del cuadrado depende del tipo de organismo/s a muestrear y de su densidad) y un número suficiente de réplicas. e. Embolsar la muestra e identificarla adecuadamente con una etiqueta de papel vegetal escrito con lápiz. Fijar con formol al 5-10%. 147 f. En laboratorio usar los líquidos conservadores más adecuados para cada tipo de organismo. Nota: En el muestreo de un nivel particular es preferible tomar varias muestras chicas, en vez de una sola muestra grande de la misma superficie que las muestras chicas sumadas. De esta forma se puede, con el mismo trabajo de separación y determinación de especies, pesos, largos, etc., obtener una estimación de la varianza de los parámetros a medidos y llevar a cabo pruebas estadísticas de igualdad entre muestras . Protocolo de muestreo en fondos blandos. a. Determinar la hora a la cual la marea está alta o baja (a partir de Tabla), elegir preferentemente la marea alta. Comenzar las actividades preparatorias del muestreo (en el sitio de trabajo) una o dos horas antes de esta hora. b. Con la marea subiendo, marcar los niveles o estaciones de muestreo (utilizar marcas que puedan ser removidas) y establecer la distancia vertical existente entre cada uno de los niveles de muestreo y el nivel de la marea baja del día (o entre niveles). c. Alternativamente, con la marea bajando, determinar los niveles de muestreo a alturas igualmente espaciadas (calcular la hora a que tiene lugar una altura de marea determinada de acuerdo a la sección 6.2.2). Marcar los niveles o estaciones de muestreo (utilizar marcas que puedan ser removidas: estacas) a medida que el agua vaya bajando. d. Delimitar con un marco apoyado en el sustrato el área de la muestra. Con una pala extraer el sedimento hasta la profundidad adecuada al tipo de organismo a muestrear (usualmente entre 20 y 50 cm) Asegurar un tamaño de cuadrado de muestreo representativo y un número suficiente de réplicas. e. Vaciar el sedimento obtenido en un tamiz de la malla adecuada (#18 o #35), llevar el tamiz hasta la orilla y tamizar (bajo agua) para separar los organismos del sedimento. f. Embolsar la muestra e identificarla adecuadamente con una etiqueta de papel vegetal escrito con lápiz. Fijar con formol al 5-10%. g. En laboratorio usar los líquidos conservadores más adecuados para cada tipo de organismo. 148 6.4.5.2 Aguas someras La recolección de muestras en aguas someras más alejadas de la orilla, requiere que al menos uno de los miembros del grupo de trabajo sea práctico con la operación de botes y de la seguridad en los mismos. Dado que los muestreos con bote (o embarcaciones mayores) pueden o no implicar el uso de buzos, las características del muestreo dependen de esta circunstancia. En ausencia de buzos, el muestreo del bentos se llevan a cabo haciendo uso de los protocolos descriptos en la sección 6.4.5.3. Si bien es posible el uso de cuadrados de muestreo en el muestreo con buzos, la pérdida de material puede llegar a ser importante; se sugiere usar este método de muestreo sólo cuando el principal objetivo del muestreo sea el estudio de organismos bentónicos sésiles (macrofauna y macroalgas), asentados sobre sustratos rocosos. Mejor adaptados al muestreo con buzos son los métodos que usan sorbonas o “air lifts” para la captura de los organismos; las sorbonas pueden aplicarse a sustratos duros o blandos con escasas modificaciones en el diseño del equipo. Protocolo para el uso de sorbonas. a. Fondear la embarcación y ubicar la estación (GPS). b. Armar la sorbona y descenderla por el costado del bote con la ayuda de una soga amarrada al tubo metálico de su extremo inferior. Verificar que la manguera de alta presión esté acoplada al tubo y que el extremo superior de ésta quede en la cubierta del bote. c. En el extremo superior de la manguera corrugada (que es conveniente quede fuera del agua), adosar una bolsa de red con la abertura de malla adecuada a los organismos que se desean capturar. d. Acoplar el extremo superior de la manguera de alta presión a un tubo de buceo o un cilindro de aire llenos. e. El buzo (B: tarea realizada por el buzo) debe bajar el delimitador de metal y enterrarlo en el sitio de muestreo, si es necesario con ayuda de una maza, hasta la profundidad de muestreo. f. (B) Abrir la llave de paso de aire. 149 g. (B) “Aspirar” el contenido del delimitador. Sacar con la mano los organismos más grandes y colocarlos en una bolsa de red. h. (B) Una vez terminada la muestra, cerrar la llave de paso y adjuntar los organismos juntados a mano con el contenido de la bolsa de red en superficie. f. Mantener la muestra dentro de la bolsa de red y ésta dentro de una heladera con “ice- packs”, en cantidad suficiente (relación volumen de ice-pack a volumen de muestras 2:1 en verano y 1:1 en invierno), hasta que el tiempo y las condiciones permitan llevar a cabo otros procedimientos: elaboración de la muestra y separación de los organismos. Por lo general, cada una de las muestras de sorbona está asociada a una muestra de sedimento la cual es tomada de un sitio cercano a la ubicación del delimitador (10-15 cm). Es común que estas muestras se obtengan mediante un muestreador de Hope, cuyo largo depende de la profundidad de muestreo deseada, la cual a su vez está en función de la profundidad de muestreo realizada con la sorbona, la cual por lo general se halla entre los 15 y los 30 cm. Nota: No es conveniente usar muestreadores más largos de lo necesario, ya que se llenan de agua y esto puede disturbar la muestra. 6.4.5.3 Aguas profundas Los invertebrados bentónicos en ambientes marinos profundos, lagos o ríos grandes y lentos son colectados de la misma forma que las muestras de sedimento para granulometría y en consecuencia se remite a la Sección 6.3.2 para la descripción de los protocolos respectivos. Las técnicas difieren sólo en el procesado ulterior de la muestra obtenida. Los muestreadores de tubo son raramente usados para el muestreo del macrozoobentos. Protocolo para el muestreo con dragas a. Obtener la muestra con la draga más adecuada para el ambiente y organismos a muestrear. 150 b. Una vez la draga en cubierta, ubicar un recipiente bajo y amplio por debajo de ésta (una bandeja en caso de una draga tipo Ekman o un cajón grande de plástico en el caso de una draga grande tipo van Veen o Petersen). c. En el caso de muestras chicas (Ekman) colocar uno o dos cedazos (#5 y #35) entre la draga y la bandeja, abrir las cucharas y permitir que el sedimento caiga sobre el cedazo superior (#5). d. En el caso de muestras grandes, los pasos a seguir dependen del diseño de los equipos de tamizado. Algunos modelos aceptan, como en el caso de las muestras chicas, que todo el contenido de la draga pueda ser volcado sobre el tamiz, en otros casos, se deberá volcar el contenido de la draga en el cajón receptor y desde éste se transfieren a los cedazos con una pala, cantidades apropiadas de sedimento que permitan un adecuado tamizado. e. Lavar el contenido del tamiz con agua del sitio y remover la mayor cantidad de sedimento posible. Lavar la muestra con suavidad (se puede hacer uso de las manos) para no romper los organismos presentes. f. Transferir el contenido del o los cedazos a una o más bandejas grandes. g. Si no hubiera tiempo, fijarlos en conjunto con formol al 5%, para luego conservarlos en líquidos conservadores adecuados a cada tipo de organismo. Alternativamente, fijar a los organismos con el fijador más adecuado a sus características. h. Usar bolsas herméticas o frascos plásticos para la conservación, Etiquetarlos con etiquetas de papel vegetal e indicar en cada una de ellas el número total de bolsas/frascos que componen la muestra. i. Limpiar escrupulosamente con agua a presión la draga y los tamices para prepararlos para la siguiente muestra. Nota: Si en la muestra de sedimento (granulometría) asociada a la muestra de bentos aparecieran durante su elaboración organismos del macrozoobentos, separar éstos, identificarlos, contarlos y descontar su peso seco del peso de la muestra de granulometría. Incorporar estos valores a la planilla de macrozoobentos. Como alternativa o complemento de los muestreos con dragas, el uso de rastras es general en los estudios del bentos de aguas profundas. En consideración del alto costo 151 básico de las campañas, resulta conveniente llevar a cabo ambos tipos de muestreo, siempre y cuando esto sea posible, ya que la información que brindan ambas técnicas de muestreo es diferente. Protocolo para muestreo con rastras a. Preparar la rastra en cubierta unida a una soga o cable de un largo suficiente como para acceder a todas las estaciones del muestreo (3 a 3,5 veces la profundidad de la estación). Atar el extremo libre de la soga o cable de arrastre a algún punto reforzado de la popa del bote. Tomar nota de la ubicación de la estación (GPS) y su profundidad; descender el equipo con cuidado por uno de los costados. En embarcaciones mayores esta parte del protocolo se cambia por el uso de guinches. b. Iniciar el rastreo tomando nota de la hora. La velocidad del bote debe ser muy baja (prácticamente con el motor regulando). Estandarizar el tiempo de rastreo. c. Finalizado el rastreo, tomar la posición del punto final del arrastre (GPS), su profundidad y la hora de finalización. Recuperar la rastra. d. Una vez recuperada la rastra, vaciar su contenido en uno o más cajones o bandejas grandes. Si se dispone de un sitio adecuado, entonces elaborar la muestra. En caso contrario almacenar el cajón o bandeja debidamente identificado, para su elaboración en costa. e. Lavar la rastra cuidadosamente con agua a presión y dejarla preparada para el siguiente lance. Cuando la campaña se lleva a cabo a bordo de una embarcación grande con laboratorios y otras facilidades y hay tiempo suficiente entre estaciones, es posible llevar a cabo una elaboración preliminar rápida de las muestras tomadas (de draga o rastra), la cual es de mucha utilidad en la elaboración definitiva que se llevará a cabo en el laboratorio, ya que por una parte permite fijar a las especies obtenidas con el fijador más adecuado a su carácter y por otra permite identificar bolsas de muestras que por error hayan ido a parar a un lugar equivocado y en casos extremos, subsanar en parte la pérdida de alguna muestra. 152 Esta elaboración previa, implica una descripción preliminar de la muestra tomada, incluyendo en ésta una estimación de la abundancia relativa de los organismos muestreados. Existen muchas posibles escalas de abundancia relativa y la más adecuada depende, entre otros aspectos, de las especies y del sitio muestreados. Por ejemplo la cuantificación de la abundancia relativa puede hacerse a través del porcentaje de la superficie de la muestra que es cubierta por una especie en particular Protocolo para elaboración preliminar de muestras a. Disponer la muestra tamizada en una bandeja, preferiblemente de color blanco. Dejar una fina película de agua para evitar que los organismos recogidos se deshidraten. b. Identificar las especies componentes, si es que su nombre científico o común es conocido. En caso contrario, describirlas por el taxa al que pertenecen y/o algún carácter notorio de su morfología. c. Anotar sus nombres en la planilla de muestreo correspondiente, preferentemente ordenadas por grupo taxonómico y si se halla disponible, repetir este listado (e ir completándolo a medida que aparezcan más especies en otras muestras) en una pizarra que se halle a la vista de aquellos que elaboran las muestras. Mantener los nombres otorgados, a lo largo de todo el muestreo. d. Asignar un valor de abundancia relativa a cada especie y anotarlo en la planilla de muestreo (en caso de especies notorias en bajo número, indicar directamente la densidad). e. Guardar los animales (de acuerdo al taxa y/o al fijador) en bolsas plásticas tipo Whirl- Pak o equivalentes. Identificar con etiqueta interna indicando: Campaña, fecha, estación, número de bolsa y total de bolsas de la muestra (por ejemplo bolsa 3 de 5) y fijar con el fijador más adecuado. f. Hacer constar en la planilla de muestreo el número de bolsas total correspondiente a la muestra en cuestión. 6.4.5.4 Ambientes lóticos poco profundos (menos de 1 m) Como fuera indicado el muestreo en ambientes lóticos grandes y velocidades del agua bajas es semejante al recién descripto. En adición a los métodos anteriores, para el 153 muestreo de macroinvertebrados en ríos y arroyos poco profundos es usual disponer de algunos equipos que son específicos para ambientes lóticos, tales como los muestreadores de Surber y Hess. Protocolo para muestreador de Surber. a. Buscar un sitio de muestreo donde el sustrato sea lo más uniforme posible. Ubicar al muestreador en una posición al azar, paralelo a la corriente y con la red hacia aguas abajo. La abertura de malla de la red debe ser compatible con el objetivo del muestreo. Nota: Tomar recaudo de no alterar el sustrato aguas arriba del muestreador. b. Con mucho cuidado, tomar cada una de las piedras ubicadas dentro del marco inferior del muestreador y refregarlas con las manos o un cepillo, de manera tal que todos los organismos adheridos a ellas se suelten y sean capturados por la red del muestreador. Verificar que no quedan organismos adheridos antes de descartar la piedra hacia un lado del sitio de muestreo. En razón de poder comparar entre estaciones de muestreo, uniformizar el tiempo de manipulación de piedras y rodados (se recomienda 5 minutos). c. Revolver la grava remanente con las manos hasta una profundidad de 5 a 10 cm. d. Dado que generalmente la densidad de organismos es baja, mover el muestreador a un nuevo sitio seleccionado al azar y repetir los pasos a hasta c. Continuar este proceso hasta totalizar una muestra compuesta de 2 a 6 marcos de muestreo (estandarizar este número dentro de un muestreo), cada uno de los cuales debe ser obtenido aguas arriba del anterior. La superficie muestreada total depende del tamaño del marco del muestreador y del número de marcos muestreados. Anotar el número de marcos de la muestra compuesta en la libreta de campo. e. Retornar a la orilla desarmar el frasco colector y volcar su contenido en un recipiente o bolsa plástica (Whirl-Pak). f. Si el muestreador no tiene frasco colector o si quedan organismos pegados a la red, dar vuelta a ésta y volcar su contenido en una bandeja con agua. Transferir los organismos de la bandeja al recipiente o bolsa plástica anteriores y fijarlos con solución de formaldehido al 4 %. g. Lavar la red y el colector antes de tomar otra muestra. 154 Protocolo para muestreador de Hess a. Buscar un sitio de muestreo donde el sustrato sea lo más uniforme posible. Ubicar el muestreador, enterrándolo parcialmente en el sustrato, en un sitio al azar, paralelo a la corriente, con la ventana con cedazo apuntando hacia la corriente y la red apuntando aguas abajo. La abertura de malla de la red debe ser compatible con el objetivo del muestreo. b. Tomar cada una de las piedras contenidas dentro del cilindro y refregarlas con las manos o un cepillo, de manera tal que todos los organismos adheridos a ellas se suelten y sean capturados por la red del muestreador. Verificar que no quedan organismos adheridos antes de descartar la piedra hacia un lado del sitio de muestreo. En razón de poder comparar entre estaciones de muestreo, uniformizar el tiempo de manipulación de piedras y rodados (se recomienda 5 minutos). c. Revolver la grava remanente con las manos hasta una profundidad de 5 a 10 cm. d. Dado que generalmente la densidad de organismos es baja, mover el muestreador a un nuevo sitio seleccionado al azar y repetir los pasos a hasta c. Continuar este proceso hasta totalizar una muestra compuesta de 2 a 6 marcos de muestreo (estandarizar este número dentro de un muestreo), cada uno de los cuales debe ser obtenido aguas arriba del anterior. La superficie muestreada total depende del tamaño del marco del muestreador y del número de marcos muestreados. Anotar el número de marcos de la muestra compuesta en la libreta de campo. h. Retornar a la orilla desarmar el frasco colector y volcar su contenido en un recipiente o bolsa plástica (Whirl-Pak). i. En el caso de que queden organismos en la red, Invertir a ésta y volcar su contenido en una bandeja con agua. Asegurarse de que no quedan organismos en la red. Transferir los organismos al recipiente o bolsa plástica anteriores y fijarlos con solución de formaldehido al 4 %. j. Lavar la red y el colector antes de tomar otra muestra. 155 6.4.6 Peces. Para la colección de peces y protocolos de procesamiento consultar los Métodos estándar para el muestreo de peces (en preparación). Para la identificación de especies de peces de agua dulce de la región patagónica consultar: Del Valle, A. 1996. Peces de agua dulce de la región patagónica. En tanto que para la identificación de especies marinas remitimos a: Cousseau, M. B. y Perrota, R. G. 2000. Peces marinos de Argentina. 6.5 Muestreos biológicos en estudios de composición química. Los estudios de composición química en muestras biológicas son principalmente análisis de tejidos que se utilizan en la determinación de las concentraciones de metales, pesticidas y otros productos naturales o no (metabolitos, lípidos, etc.) en organismos vegetales o animales. Por lo común las muestras para composición química son muestras de tipo compuesto, es decir que los análisis son llevados a cabo sobre una muestra constituida por varios organismos (de la misma especie) cuyos tejidos se han homogeneizado para formar dicha muestra. Esta forma de muestreo, sin embargo no permite llevar a cabo un análisis estadístico de las muestras, como por ejemplo establecer la existencia de diferencias significativas entre las concentraciones de una sustancia particular en dos o más fechas de muestreo, ya que no se dispone de información acerca de la variabilidad (varianza). Este problema puede solucionarse si cada muestreo consta de varias unidades muestrales, constituidas cada una por un individuo y estas unidades son analizadas por separado. Sin embargo en este tipo de muestreo, la cantidad de biomasa disponible en cada unidad muestral individual puede ser demasiado exígua para llevar a cabo los análisis previstos. Una solución intermedia, aconsejada por la United States Environmental Protection Agency, es el uso de muestras compuestas replicadas por cada estación de muestreo. 156 Protocolo general para la obtención de muestras compuestas replicadas a. Determinar el número de muestras compuestas replicadas a obtener por sitio de muestreo (se aconseja un mínimo de tres). b. En general, el plan de muestreo debe especificar el tamaño de los organismos a muestrear. Si no fuera así, los individuos más grandes constituyen para estudios de contaminación el “peor caso posible de exposición al contaminante”; en estudios de organismos que sirven como alimento, se deben utilizar ejemplares que tengan al menos un tamaño legal de cosecha o captura (o en su defecto, cuando no hay reglas al respecto, un tamaño común para mercado). c. Los ejemplares usados en las muestras compuestas deben ser todos de un tamaño equivalente. El largo (o peso) del individuo más pequeño de la muestra no debe ser inferior al 75% del largo (o peso) del individuo más grande de la muestra. d. El número de individuos en cada muestra compuesta debe ser el mismo. Este número depende del tamaño de los organismos y en general puede oscilar para macroinvertebrados, entre 10 y 50 individuos; y para peces en unos 3 a 10 ejemplares. Como regla puede indicarse que son necesarios aproximadamente unos 500 g de tejidos homogeneizados por cada análisis a efectuar. e. La media de largo (o peso) de una muestra compuesta individual no debe diferir en más de un 10% de la media general de largo (o peso) de las réplicas combinadas. 6.5.1 Macroalgas y macrofitas. Los tejidos de plantas acuáticas pueden ser colectados para análisis de metales, pesticidas, nutrientes, productos vegetales, para el análisis de su composición porcentual (proteínas, glúcidos y lípidos), o para otros análisis de laboratorio. En todos los casos, particularmente si la muestra tuviera que ser parcialmente elaborada en el campo, se debe colectar un ejemplar entero, intacto y se lo debe archivar en un herbario, como documento de lo que fue analizado, para lo cual se deben seguir los protocolos descriptos en la sección anterior (6.4). 157 En ocasiones, las especies de gran tamaño individual (por ejemplo el alga parda Macrocystis pyrifera), pueden asegurar la cantidad de material necesario para llevar a cabo una o más determinaciones. En estos casos, la elección entre muestras compuestas o individuales debe decidirse en el diseño del plan de estudio encarado. Protocolo a. Colectar, con los métodos más adecuados para la profundidad y tamaño de los especímenes, plantas enteras y mantenerlas sumergidas y cubiertas hasta que puedan ser procesadas (no permitir que se sequen). b. Para análisis generales (composición proximal): Transportar los ejemplares en heladera de telgopor, dentro de recipientes plásticos con tapa hermética o en bolsas tipo Whirl-Pak o en bolsas de residuos (bien cerradas con un nudo). Colocar una etiqueta de identificación interna. Enfriar con ice-packs. c. Para análisis de metales: Transportar los ejemplares en heladera, dentro de recipientes plásticos o de vidrio, con tapa hermética, o en bolsas tipo Whirl-Pak o en bolsas de residuos. Colocar etiqueta de identificación interna. Enfriar con ice-packs envueltos en bolsas limpias tipo zip-lock. d. Para análisis de sustancias orgánicas traza: Transportar los ejemplares en heladera, dentro de recipientes de metal, vidrio (con contratapa de film de aluminio) o porcelana, tapados con film aluminio grueso y etiqueta de identificación interna. Alternativamente envolver a los ejemplares con film de aluminio (doble). Envolver los ice-packs dentro de film de aluminio (doble). e. Algunas muestras requieren sólo de enfriado, otras de congelación, por lo cual deben guardarse en una heladera ya sea con ice-packs o bien con hielo seco (o ice-packs para congelación) en la cantidad apropiada. Manejar el hielo seco con guantes. 6.5.2 Macrozoobentos (macroinvertebrados). Al igual que el caso anterior, los ejemplares a muestrear deben estar bien identificados y el colector debería tomar un pequeño curso sobre la taxonomía del grupo, particularmente si existe la posibilidad de que haya en el sitio de muestreo, especies vecinas a la buscada. En todo caso, si la muestra tuviera que ser parcialmente elaborada 158 en el campo, se deben colectar algunos ejemplares enteros y se los debe conservar en fijador, como documento de lo que fue analizado, para lo cual se deben seguir los protocolos descriptos en la sección anterior (6.4). Algunos macroinvertebrados, como por ejemplo los bivalvos intermareales, son capaces de sobrevivir períodos prolongados fuera del agua (un día o más), particularmente a bajas temperaturas (unos 0 a 4ºC). Los mejillones por ejemplo, cuando son sumergidos en un balde con agua de mar, mantienen su ritmo metabólico normal y filtran agua, consumen oxígeno y excretan productos metabólicos en el agua; en cambio en un ambiente frío y húmedo, su metabolismo está muy reducido. En consecuencia, para el transporte de mejillones (y otros bivalvos), es preferible hacerlo con los animales fuera del agua, a baja temperatura y en un ambiente húmedo. Un equipo de transporte para animales vivos puede llegar a adaptarse a partir de una heladera de telgopor convencional. En primer lugar se debe disponer de dos rejillas o grillas (plásticas u metálicas, de acuerdo a los análisis a efectuar) que ajusten a diferentes alturas dentro de la heladera: una aproximadamente unos 3 cm del fondo y otra a unos 15-20 cm de la anterior. En el compartimento inferior se coloca una capa de lana de teflón de unos 2 cm de espesor (filtros para purificadores de aire de cocina), humedecida con agua. En el compartimento central van los animales de la/s muestra/s, dentro de cajas con tapas perforadas como para permitir un adecuado pasaje de la humedad y el frío, pero no la salida de los animales. En el compartimento superior se coloca una capa de ice-packs, los cuales mantienen frío al muestreo. Protocolo para la conservación de animales vivos (bivalvos, caracoles y cangrejos intermareales). a. Colectar, con los métodos más adecuados, la cantidad de ejemplares que aseguren un tamaño de muestra (compuesta o individual) adecuado para el análisis a encarar. b. Para análisis generales (composición proximal): Transportar a los animales en una heladera (con cámara húmeda e ice-packs) como la descripta más arriba, dentro de recipientes plásticos con tapa y etiqueta de identificación interna. 159 c. Para análisis de metales: Transportar a los animales en una heladera (con cámara húmeda y grillas plásticas) como la descripta más arriba, dentro de recipientes plásticos con tapa y etiqueta de identificación interna. Envolver los ice-packs dentro de una bolsa tipo zip-lock. d. Para análisis de sustancias orgánicas traza: Transportar a los animales en una heladera (con cámara húmeda y grillas metálicas) como la descripta más arriba, dentro de recipientes de metal, porcelana o esmaltados (sin cachaduras), tapados con film aluminio grueso perforado y etiqueta de identificación interna. Alternativamente envolver a los animales con film de aluminio con perforaciones (doble de ser necesario). Envolver los ice-packs dentro de film de aluminio (doble). Los macroinvertebrados más delicados (bivalvos submareales, langostinos, centollas, etc.), mueren rápidamente una vez que han sido extraídos del agua. Para su transporte es suficiente con una heladera de telgopor convencional con ice-packs de enfriamiento, siempre y cuando el transporte sea inferior a las 24 horas. Protocolo para transportes de hasta unas 24 horas a. Colectar, con los métodos más adecuados, la cantidad de ejemplares que aseguren un tamaño de muestra (compuesta o individual) adecuado para el análisis a encarar. b. Para análisis generales (composición proximal): Transportar a los animales en heladera de telgopor, dentro de recipientes plásticos con tapa hermética y etiqueta de identificación interna. Enfriar con ice-packs. c. Para análisis de metales: Transportar a los animales en heladera, dentro de recipientes plásticos o de vidrio, con tapa hermética, o en bolsas tipo Whirl-Pak. Colocar etiqueta de identificación interna. Enfriar con ice-packs envueltos en bolsas limpias tipo zip-lock. d. Para análisis de sustancias orgánicas traza: Transportar a los animales en heladera, dentro de recipientes de metal, vidrio (con contratapa de film de aluminio) o porcelana, tapados con film aluminio grueso y etiqueta de identificación interna. Alternativamente envolver a los animales con film de aluminio (doble). Envolver los ice-packs dentro de film de aluminio (doble). 160 Si los muestreos son llevados a cabo con una embarcación que no vuelve a puerto en menos de 24 horas, entonces congelar las muestras en las instalaciones de que dispone el barco, evitando toda posible contaminación. Se sugiere guardar las muestras dentro de los recipientes adecuados hasta tanto se congelen, luego guardarlas dentro de heladeras de telgopor bien selladas. Para transportes de más de 24 horas se sugiere congelar las muestras con hielo seco o equivalente. Protocolo para transportes de más de 24 horas a. Colectar, con los métodos más adecuados, la cantidad de ejemplares que aseguren un tamaño de muestra (compuesta o individual) adecuado para el análisis a encarar. b. Para análisis generales (composición proximal): Transportar a los animales en heladera de telgopor, dentro de recipientes plásticos con tapa hermética o en bolsas tipo Whirl-Pak. Colocar etiqueta de identificación interna. Enfriar con ice-packs de congelación o hielo seco. c. Para análisis de metales: Transportar a los animales en heladera, dentro de recipientes plásticos con tapa hermética o en bolsas tipo Whirl-Pak. Colocar etiqueta de identificación interna. Enfriar con hielo seco o ice-packs de congelación envuelto/s en bolsas limpias tipo zip-lock. d. Para análisis de sustancias orgánicas traza: Transportar a los animales en heladera, dentro de recipientes de metal, vidrio (con contratapa de film de aluminio) o porcelana, tapados con film aluminio grueso y etiqueta de identificación interna. Alternativamente envolver a los animales con film de aluminio (doble). Enfriar con hielo seco o ice-packs de congelación envuelto/s dentro de film de aluminio (doble) Notas: - Los animales adheridos a caños metálicos, cascos de barcos, u otras superficies que sean potenciales causas de contaminación, no deben ser incluidos en las muestras. - Uniformizar el tamaño de los ejemplares recolectados: por ejemplo en mejillones se acostumbra colectar animales de unos 4 a 5 cm de largo (umbo-borde posterior), en 161 langostinos de 8 a 10 cm de largo (rostro-telson), en cangrejos de 2 a 4 cm de largo de caparazón. - En los muestreos de cangrejos es suficiente conservar una de las quelas en lugar de todo el animal. Este procedimiento disminuye las probabilidades de contaminación de la muestra. 6.5.3 Peces. Los ejemplares a muestrear deben estar bien identificados y el colector debería tomar un pequeño curso sobre la taxonomía del grupo, particularmente si existe la posibilidad de que haya en el sitio de muestreo, especies vecinas a la buscada. En todo caso, si la muestra tuviera que ser parcialmente elaborada en el campo, se deben colectar algunos ejemplares enteros y se los debe conservar en fijador, como documento de lo que fue analizado, para lo cual se deben seguir los protocolos descriptos en la sección anterior (6.3). Los protocolos de muestreo son semejantes a los descriptos para macrozoobentos (sección 6.4.3). 162 7. EMBALAJE. Dado que algunos tipos de análisis tienen tiempos de conservación restringidos (ver Apéndice 3), la planificación del trabajo diario debe ser hecha con mucho cuidado de manera tal que se pueda asegurar que las unidades muestrales llegarán al sitio de análisis dentro del horario de trabajo y sin exceder el máximo de horas posible para ese análisis en particular. El siguiente es el procedimiento a seguir para asegurar la integridad de las unidades muestrales durante su transporte. Notas: a. Generalmente, todas las muestras, excepto las bacteriológicas y las destinadas a taxonomía, pueden ser empacadas en forma segura dentro de heladeras de telgopor o plásticas grandes. Las muestras bacteriológicas son por lo general empacadas en heladeras o recipientes de telgopor pequeños. Las muestras taxonómicas se hallan conservadas en fijadores y no necesitan enfriamiento para el transporte; por lo general resulta útil su empacado en recipientes herméticos en caso de pérdida de líquidos, las heladeras sirven bien a este propósito siempre y cuando sean utilizadas sólo con este objeto en el futuro. b. Los “ice-packs” no son reemplazables por bolsas de hielo excepto en emergencias. Cuando el hielo se derrite el contenido de las heladeras puede moverse y potencialmente permitir la rotura de las botellas y/o permitir la contaminación de las unidades muestrales con hielo derretido. Protocolo. a. Empacar las unidades muestrales en la heladera de forma vertical, con una (1) vez (en invierno) o dos (2) veces (en verano, otoño y primavera) el volumen de ice-packs respecto del volumen de muestras. Asegurar que las botellas de vidrio están separadas unas de otras por ice-packs, botellas de plástico o material de empacar (telgopor) limpio, para evitar roturas durante el transporte. b. Para algunos análisis (tejidos por ejemplo) estos requieren estar congelados para lo que es necesario disponer de hielo seco o de ice-packs especiales para congelar. 163 c. Completar las planillas de datos para el laboratorio de análisis, encerrarlas herméticamente en una bolsa plástica que pueda ser sellada y colocarlas en la heladera encima de las muestras. El mínimo de información recomendable en estas planillas debe incluir: c. Nombre de la campaña. d. Nombre o número de la/s estación/es de muestreo. e. Fecha de recolección. f. Nombre del colector. g. Tipo de análisis a llevar a cabo. h. Si en la heladera hubiera envases destinados a diferentes tipos de análisis, discriminarlos e identificarlos por el número de la botella. i. Comentarios de campo: Comentarios sobre la apariencia de la unidad muestral, condiciones del tiempo y sobre cualquier circunstancia que ayude a interpretar los datos. d. Sellar la heladera con una cinta de embalaje fuerte para evitar que la misma se abra accidentalmente. Las heladeras que lleguen al laboratorio sin su cinta bien colocada pueden alertar al personal que algún accidente puede haber ocurrido durante el transporte. e. Pegar una etiqueta grande indicando destino y remitente. f. Llevar al medio de transporte y avisar telefónicamente de la salida del material muestreado. 164 8. BIBLIOGRAFÍA SUMARIA. Alveal, K., M. E. Ferrario, Oliveira, E. C. & E. Sar (eds) 1995. Manual de métodos ficológicos. Universidad de Concepción, Concepción, Chile, 863 pp. Baker, J. M. & W. J. Wolf (eds). 1987. Biological surveys of estuaries and coasts. Cambridge University Press, Cambridge, 449 pp. Barnes, R. S. K. & K. H. Mann (eds) 1991. Fundamentals of acuatic ecology (Second Edition). Blackwell Science, Oxford, 270 pp. Benson, B. L. 1989. Air-lift sampler: Applications for sampling hard substrata. Bull. Mar. Sci. 44: 752-756. Bernhard, M. 1976. Manual of methods in aquatic environment research. Part 3. Sampling and analysis of biological material.. FAO Fisheries Technical Paper (158), 124 pp. Boraso de Zaixso, A. L., A. E. Rico de It, S. Perales, L. Pérez & H. Salazar. (en preparación). Algas marinas de la Patagonia. Una guía ilustrada. Universidad Nacional de la Patagonia S. J. Bosco. Boschi, E., 1964. Los crustáceos decápodos Brachyura del litoral bonaerense (R. Argentina). Boletín Instituto de Biología Marina, Mar del Plata (Argentina), 6: 1-99. Boschi, E. E. & J. L. Fenucci. 1972. Contribución al conocimiento de la fauna marítima del golfo San José. Physis 31 (82): 155-167. Boschi, E. E., C. E. Fischbach & M. I. Iorio, 1992. Catálogo ilustrado de los crustáceos estomatópodos y decápodos marinos de Argentina. Frente marítimo, 10, Sec. A: 7-94. Buchanan, J. B. & J. M. Cain. 1971. Measurement of the physical and chemical environment. En Holme, N. A. & A. D. McIntyre (eds). 1971. Methods for study of marine benthos. IBP Handbook (16). International Biological Programme - Blackwell Scientific Publ., Oxford: 30-58. Cole, G. A. 1994. Textbook of limnology. Fourth Edition. Waveland Press, Prospect Heights, 412 pp. 165 Cousseau, M. B. & R. G. Perrota. 2000. Peces marinos de Argentina: Biología, distribución y pesca. Instituto Nacional de Investigación y Desarrollo Pesquero, Mar del Plata, Argentina, 167 pp. Dalkin, M. & B. Barnett. 2001. Procedural guideline Nº 3-6. Quantitative sampling of intertidal sediment species using cores. En J. Davies, J. Baxter, M. Bradley, D. Connor, J. Khan, E. Murray, W. Sanderson, C. Turnbull & M. Vincent (eds) Marine Monitoring Handbook: 253-257. Del Valle, A. & P. Núñez. 1990. Los peces de la provincia del Neuquén. Agencia de Cooperación Internacional del Japón. Editorial Hemisferio Sur, Buenos Aires, 86 pp. Digby, P. G. & R. A. Kempton. 1994. Multivarite analysis of ecological communities. Chapman & Hall, London, 206 pp. Ecological Monitoring and Assessment Network. 2001. Protocols for monitoring organisms of marine ecosystems. Marine and estuarine biodiversity monitoring protocols. Disponible en: http://www.cciw.ca/eman-temp/research/protocols/marine FAO 1975. Manual of methods in aquatic environment research. Part 1. Methods for detection, measurement and monitoring water pollution. FAO Fisheries Technical Paper (137), 238 pp. Gauch, H. 1989. Multivariate analysis in community ecology. Cambridge University Press, New York, 298 pp. Gerlach, S. 1968. Meiobenthos. En C. Schlieper (ed) Methoden der meeresbiologischen Forschung. G. Fisher Verlag, Jena, 322 pp. Gerlach, S. 1981. Marine pollution. Diagnosis and therapy. Springer Verlag, Berlin, 218 pp. Gray, J. S. 1974. Animal-sediment relationships. En H. Barnes (ed) Oceanogr. Mar. Biol. Ann. Rev.: 223-261. Green, R. H. 1979. Sampling design and statistical methods for environmental biologist. J. Wiley & Sons Ltd., 257 pp. Guy, H. P. & V. W. Norman. 1970. Field methods for measurements of fluvial sediments. U. S. Department of the Interior. 166 Hedgpeth, J. W. (Ed). 1957. Treatise on Marine Ecology and Palaeoecology. T.I Ecology. Bulletin Geological Society of America (61), 1296 pp. Higgins, R. P. & T. Hjalmar (eds). 1988. Introduction to the study of the meiofauna. The Smithsonian Institute Proc. Wa. D.C. London, 488 pp. Holme, N. A. 1964. Methods of sampling the benthos. Advances in Marine Biology, 2: 171-260. Holme, N. A. & A. D. McIntyre (eds). 1971. Methods for study of marine benthos. IBP Handbook (16). International Biological Programme - Blackwell Scientific Publ., Oxford, 334 pp. Hulings, N. C. & J. S. Gray. 1971. A manual for the study of meiofauna. Smithsonian Contribution to Zoology (78), 84 pp. Hutchinson, G. E. 1957. A treatise on limnology. Volume 1: Geography, physics and chemistry. John Wiley & Sons. New York, 1015 pp. Hutchinson, G. E. 1967. A treatise on limnology. Volume 2: Introduction to lake biology and the limnoplancton. John Wiley & Sons. New York, 1115 pp. Hutchinson, G. E. 1975. A treatise on limnology. Volume 3: Limnological botany. John Wiley & Sons. New York, 660 pp. Hynes, H. B. N. 1970. The ecology of running waters. University of Toronto Press, Toronto, 555 pp. Keith, L. (ed). 1990. Compilation of EPA´s sampling and analysis methods. Lewis, New York, 803 pp. Klemm, D. J., P. A. Lewis, F. Fulk & J. M. Lazorchak. 1990. Macroinvertebrate field and laboratory methods for evaluating the biological integrity of surface waters. USEPA. EPA/600/4-90/030, 246 pp. Krebs, C. J. 1999. Ecological methodology. Second Edition. Benjamin/Cummings, Menlo Park, 620 pp. Legendre, P. & L. Legendre, 1998. NumericaL ecology. Second English Edition. Elsevier, Amsterdam, 853 pp. Littler, M. M. & D. S. Littler (eds.) 1985. Handbook of phycological methods. 4. Ecological field methods: Macroalgae. Cambridge University Press, Cambridge, 617 pp. 167 Margalef, R. (ed). 1967. Ecología Marina. Monografía 14, Fundación La Salle de Ciencias Naturales, Caracas, 711 pp. Miserendino, M. L. 1996. Ninfas de Plecóptera en ambientes lóticos del noroeste del Chubut. Naturalia patagónica, Ser. Cs. Biol. 4 (1-2): 75-83. Murray, E. 2001. Procedural guideline Nº 3-7. In situ quantitative survey of subtidal epibiota usin quadrat sampling techniques. En J. Davies, J. Baxter, M. Bradley, D. Connor, J. Khan, E. Murray, W. Sanderson, C. Turnbull & M. Vincent (eds) Marine Monitoring Handbook: 259-267. Pérès, J. M., 1982 a. Zonations. En O. Kinne Marine ecology. John Wyley & Sons Ltd. 5 (1): 9-45. Pérès, J. M., 1982 b. General features of organismic assemblages in pelagial and benthal. En O. Kinne Marine ecology. John Wyley & Sons Ltd. 5 (1): 47-66. Pérès, J. M., 1982 c. Major benthic assemblages. En O. Kinne Marine ecology. John Wyley & Sons Ltd. 5 (1): 373-522. Pizzolón, L. 1998. Descomposición de las macrofitas en ambientes de agua dulce Naturalia patagónica, Ser. Cs. Biol. 6 (1-2): 1-27. Rees, H. L., D. C. Moore, T. H. Pearson, M. Elliot, M. Service, J. Pomfret & D. Johnson. 1990. Procedures for the monitoring of marine benthic communities at UK sewage disposal sites. Scottish Fisheries Information Pamphlet (18): 79 pp. Resources Inventory Commitee (b). 2001. Freshwater biological sampling manual. Disponible en: http://www.for.gov.bc.ca/ric/pubs/aquatic/index.htm Resources Inventory Commitee (c). 2001. Lake and stream bottom sediment sampling manual. Disponible en: http://www.for.gov.bc.ca/ric/pubs/aquatic/index.htm Resources Inventory Commitee (f). 2001. Field key to freshwater fishes of BC. Disponible en: http://www.for.gov.bc.ca/ric/pubs/aquatic/index.htm Resources Inventory Commitee (h). 2001. An identification guide to the nimphal mayflies (order Ephemeroptera) of British Columbia. Disponible en: http://www.for.gov.bc.ca/ric/pubs/aquatic/index.htm 168 Resources Inventory Commitee (i). 2001. Fish collection methods and standards. Disponible en: http://www.for.gov.bc.ca/ric/pubs/aquatic/index.htm Reys, J. P. & B. Salvat. 1971. L’échantillonnage de la macrofaune des sédiments meubles marins. En M. Lamotte & F. Bourlière (eds) Problèmes d’écologie: L’echantillonnage des peuplements animaux des milieux aquatiques. Masson et Cie. Editeurs, Paris: 185-242. Rhoads, D. C. 1974. Organism-sediment relations on the muddy sea floor. En H. Barnes (ed) Oceanogr. Mar. Biol. Ann. Rev.: 263-300. Rhoads, D. C. y D. K. YOUNG, 1970. The influence of deposit feeding organisms on sediment stability and community trophic structure. J. mar. Res., 28: 150- 178. Riedl, R. 1971. Water movement. Animals. En O. Kinne (ed) Marine ecology. John Wyley & Sons Ltd. 1 (2): 1123-1156. Robinsont, C. L. K., D. E. Hay, J. Booth & J. Truscott. 1996. Standard methods for sampling resources and habitats in coastal subtidal regions of British Columbia: Part 2 – Review of sampling with preliminary recommendations. Canadian Technical Report of Fisheries and Aquatic Sciences, 40, xii + 119 pp. Rosemberg R. 1995. Benthic marine fauna structured by hydrodinamic processes and food avalaibility. Netherland Journal of Sea Research 34: 303-317. Rostron, D. M. 2001. Procedural guideline Nº 3-10. Sampling marine benthos using suction samplers. En J. Davies, J. Baxter, M. Bradley, D. Connor, J. Khan, E. Murray, W. Sanderson, C. Turnbull & M. Vincent (eds) Marine Monitoring Handbook: 293-305. Round, F. E. & M. Hickman. 1971. Phytobenthos sampling and estimation of primary production. En N. Holme & A. D. McIntyre (eds) Methods for the study of marine benthos. IBP Handbook (16). International Biological Programme - Blackwell Scientific Publ., Oxford: 169-196. Scarabino, V. 1977. Moluscos del golfo San Matías (Provincia de Río Negro, República Argentina). Inventario y claves para su identificación. Comunicaciones de la 169 Sociedad Malacológica del Uruguay, 4: 177-285. Sladeckova, A. 1962. Limnological investigation methods for the peryphyton (“Aufwuchs”) community. Bot. Rev. 28: 287-350. Stichling, W. & T. F. Smith. 1968. Sediment surveys in Canada. Inland Waters Branch. Department of Energy, Mines and Resources. Otawa. Tait, R. V. & F. A. Dipper. 1998. Elements of marine ecology. Fourth Edition. Butteworth-Heinemann, Oxford, 462 pp. Thomas, N. S. 2001. Procedural guideline Nº 3-9. Quantitative sampling of sublittoral sediment biotopes and species using remote-operated grabs. En J. Davies, J. Baxter, M. Bradley, D. Connor, J. Khan, E. Murray, W. Sanderson, C. Turnbull & M. Vincent (eds) Marine Monitoring Handbook: 275-291. Tilzer, M. M. & C. Serruya. 1990. Large lakes, ecological structure and function. Brock Springer Series in Contemporary Science. 691 pp. Underwood, A. J. 1997. Experiments in ecology. Their logical design and interpretation using analysis of variance. Cambridge University Press, Cambridge, 504 pp. Valiela, I. 1984. Marine ecological processes. Springer Verlag , New York, 546 pp. Wentzel, R. G. 1975 . Limnology. W. B. Saunders Co., Philadelphia, 743 pp. Wildish, D. J. 1977. Factors controlling marine and estuarine sublittoral macrofauna. Helgoländer wiss. Meeresunters., 30: 445-454. Wildish, D. J. & D. D. Kristmanson, 1993. Hydrodynamic control of bivalve filter feeders: a conceptual view. En R. F. DAME (ed) Bivalve filter feeders in estuarine and coastal ecosystem processes, Springer-Verlag, Berlin: 299-324. Wildish, D. J. & Peer, D. 1983. Tidal currents speed and production of benthic macrofauna in the lower Bay of Fundy. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 40 (Supl. 1): 309-321. Zaixso, H. E. 2002. Manual de campo para el muestreo de la columna de agua. Universidad Nacional de la Patagonia S. J. Bosco, 128 pp. 170 APENDICE 1: LISTADO GENERICO PARA CAMPO (incluye muestreos en la columna de agua, en fondos, biota y efluentes). 1. Generales. • GPS, mapas de acceso, cartas y fotografías aéreas y satelitales del sitio de trabajo. • Libretas (tipo “rite in the rain”), lápices (y sacapuntas) o lápices de mina (y minas de repuesto), gomas de borrar. • Heladeras (con ice packs y/o hielo seco) y/o heladeras eléctricas portátiles. • Marcadores indelebles nuevos. • Sogas. • Cinta aisladora y adhesiva. • Cinta de medir. • Cámara fotográfica, film y pilas o baterías. Cámara de video, cintas y baterías recargables (cargador). • Etiquetas de papel vegetal y/o autoadhesivas plásticas. • Bolsas plásticas cerrables (tipo Wirhl-Pak) o sellables o bien rollo de tubo de polietileno y selladora portátil. • Agua deionizada (10 litros). • Cortador (cutter) con hojas de repuesto. • Pegamento (cianacrilato). • Tarjeta de crédito. • Credencial de trabajo. • Autorizaciones. • Llaves de candados (si hay tranqueras que pasar). • Binoculares. • Calculadora. • Teléfono celular o satelital. • Formularios para laboratorio. 171 2. Botellas etiquetadas (pueden en algunos casos ser reemplazadas por bolsas plásticas tipo Whirl-Pak). Procurar que los recipientes plásticos sean de teflón y que los de vidrio tengan contratapas de este material. La cantidad debe ser apropiada para los muestreos siguientes: • Química general (2 litros). • Metales disueltos, metales totales. • Carbono total, nutrientes. • Coliformes. • Zooplancton, fitoplancton. • Perifiton, invertebrados. • Macrofitas. • Tejidos. • Sedimentos. • Extras (para solventar roturas o muestreos no previstos). 3. Equipo de muestreo (limpio, en funcionamiento y con las baterías cargadas o nuevas). • Muestreador de oxígeno disuelto (botella BOD). • Pipeta automática ajustable (de 1 a 10 ml) y abundantes “tips” descartables. • Medidor de oxígeno disuelto (o reactivos Winkler) • Medidor redox. • Termómetro. • Phmetro. • Conductivímetro (o salinómetro). • Turbidímetro (o remplazando a todos o algunos de los anteriores una sonda multiparámetro). • En algunos casos donde la evaluación de parámetros del agua no sea esencial en su precisión puede usarse un espectrofotómetro portátil con test incluídos (tipo Hach). En este caso asegurarse de disponer de las drogas necesarias para llevar a cabo todas las determinaciones. 172 • Disco de Secchi, soga con divisiones para profundidad. • Botellas Van Dorn (o equivalentes), soga con divisiones y mensajeros. • Ecosonda. • Batería de 12 o 24 V (para ecosonda) y cables de conexión. • Muestreador de costa para agua. • Draga para sedimento y/o bentos. • Muestreador tipo Hope o de jeringa (para micro-meiobentos), tipo Hope de plástico (para metales pesados) o de tubo de metal (para hidrocarburos). • Muestreador tipo Kajak para sedimentos profundos. • Flujómetro tipo “open channel” (incluído en algunas sondas multiparámetro). • Redes de plancton (zoo y fitoplancton) y soga. • Balanza portátil (preferiblemente de 1 a 3 kg de capacidad y 0,1 a 0,01 g de precisión) y/o balanza de colgar. • Juego de tamices (ASTM). • Bandejas blancas de unos 6-8 cm de profundidad y un diámetro que permita sumergir un tamiz de los anteriores. • Bomba de pistón o bomba de vacío y grupo electrógeno portátil. • Trompa de vacío y mangueras • Equipo de filtración y membranas de filtración (0,45 µm Sartorius), tubos plásticos reforzados y abrazaderas (incluye Kitasato de 1l, preferiblemente de material plástico). • Embudo Buchner (preferiblemente plástico) • Pinzas de teflón. • Desecador portátil (o frasco con tapa hermética) con placas de silicagel como desecante. • Filtros tipo Whatman de 9 cm de diámetro (#50). • Clips plásticos. • Equipo para muestreo de invertebrados (muestreador Hess, muestreador Surber, red de deriva, sorbona). • Equipo para muestreo de perifiton (cepillo de dientes, sopapa modificada, pera de goma, bandeja, recipientes/bolsas de recolección) 173 • Equipo para muestreo de macrofitas (bolsas plásticas, prensa, trapos limpios, papel absorvente, diarios, hojas de herbario o cartulina blanca, carpetas, etc.). • Equipo para pesca eléctrica. • Redes de pesca. • Calibre. Si se va a trabajar con muestras húmedas o mojadas evitar los calibres electrónicos. • Manuales de uso (fotocopias) de los equipos a utilizar. 4. Fijación-preservación. • Formaldehido (solución comercial 40%) y probeta o frasco marcado para hacer diluciones “ad hoc”. Alternativamente formol diluido al 5% (para algas) y/o 10% (para invertebrados-peces), en agua dulce o agua de mar según corresponda y convenientemente neutralizado con glicerofosfato de sodio. • Alcohol etílico 70% o alcohol etílico 70% glicerinado (para fijación de equinodermos y/o crustáceos). • Solución de Lugol. • Glicerofosfato de sodio (aproximadamente 100 g por cada botella de formaldehido de 1 litro). • Fijador de Bouin. • Suspensión de carbonato de magnesio (para clorofila “a”). • Preservantes varios 5. Equipamiento para botes. • Bote neumático u otro. • Remos. • Motor fuera de borda y combustible. • Equipo básico de reparaciones (incluye caja de herramientas básicas, bujías y reparaciones de flotadores). • Soga y ancla. 174 • Salvavidas. • Chalecos salvavidas. 6. Equipo personal y de seguridad. • Comida calórica (y eventualmente agua dulce). • Equipo de frío y recambios de ropa. • Traje de agua. • Botas. • Waders. • Guantes de abrigo y/o impermeables. • Protector solar. • Repelente de insectos. • Linterna. • Equipo de primeros auxilios. • Radios VHF o UHF preferiblemente “waterproof”. • Guantes de látex. • Anteojos de seguridad. • Extinguidor de tipo general. 175 APENDICE 2: EJEMPLOS DE PLANILLAS PARA SU USO EN CAMPO. Localidad: Muestra: Fecha: Hoja: Lat: Long: Sustrato: Dureza: Inclinación: Retención agua: Hora: Nivel: Nivel relativo: Moda relativa: Moda: Temperatura: pH: DO: Salinidad: Turbidez: Amplitud: Observaciones generales: Especie Abundancia Observaciones Campaña: Fecha: Muestra Latitud inicio Longitud inicio Prof. inicial Latitud final Longitud final Prof. final Hora Observaciones 176 177 Estacion: Rastra Draga Bolsa Nº Especies Abund. Bolsa Nº Especies Abund. Fecha: Hora: Profundidad: Draga Lat: Long: Rastra Lat ini: Long ini: Lat fin: Long fin: Submuestras Meiofauna Mat. Organ. Granulom. Observaciones: Campaña: Fecha: Nº muestra: Campaña: Fecha: Nº muestra: Características cualitativas: Características cualitativas: Peso seco total (A): Peso seco total (A): Pesos secos parciales % Pesos secos parciales % Tamiz 5: ------------- Tamiz 10: ------------- Tamiz 18: ------------- Tamiz 35: ------------- Tamiz 60: ------------- Tamiz 120: ------------- Tamiz 230: ------------- Subtotal (B): Fracción fina (A - B)------------ Tamiz 5: ------------- Tamiz 10: ------------- Tamiz 18: ------------- Tamiz 35: ------------- Tamiz 60: ------------- Tamiz 120: ------------- Tamiz 230: ------------- Subtotal (B): Fracción fina (A - B)------------ Observaciones: Observaciones: 178 179 APENDICE 3: MUESTRAS DE BENTOS (SEDIMENTOS, AGUA ADYACENTE Y BIOLOGICAS): TIPO DE ANALISIS, TIPO DE RECIPIENTE, MODO DE PRESERVACION Y TIEMPO DE CONSERVACION. TIPO DE ANALISIS TIPO DE RECIPIENTE MODO DE PRESERVACION TIEMPO DE CONSERVACION MAXIMO SEDIMENTOS Granulometría Plástico o vidrio boca ancha, 100-150 g En frío (4ºC) 6 meses Química general Plástico de boca ancha, 200 g En frío (4ºC) 72 horas Metales pesados (excepto mercurio) Plástico o vidrio de boca ancha, 50 g En frío (4ºC) Congelado (-18ºC) 6 meses 2 años Mercurio Plástico o vidrio de boca ancha, 1 g Congelado (-18ºC) 28 días Carbono orgánico total Plástico o vidrio boca ancha, 25 g En frío (4ºC) Congelado (-18ºC) 14 días 6 meses Amonio Plástico o vidrio boca ancha, 25 g En frío (4ºC) 7 días Aceites y grasas Vidrio boca ancha, 100 g En frío (4ºC) con ClH Congelado (-18ºC) con ClH 28 días 6 meses Compuestos orgánicos volátiles Vidrio ámbar boca ancha, tapa teflón, 50 g En frío (4ºC) sin aire Congelado (-18ºC) sin aire 14 días 14 días Compuestos orgánicos semivolátiles Vidrio de boca ancha, tapa de teflón, 50-100 g En frío (4ºC) Congelado (-18ºC) 10 días 1 año Sulfuros totales Plástico o vidrio de boca ancha, 50 g En frío (4ºC) con acetato de Zn (1 N), sin aire 7 días Haluros orgánicos extraíbles Vidrio, 50 g Congelado (-18ºC) 6 meses AGUA ADYACENTE Nitratos Plástico, 200-500 ml En frío (4ºC) 72 horas Nitritos Plástico, 200-500 ml En frío (4ºC) 72 horas Ortofosfato total disuelto Plástico, 200-500 ml En frío (4ºC) 72 horas Fosforo niveles bajos Vidrio ámbar, 250 ml, lavado con ácido En frío (4ºC) 72 horas Amonio Plástico, 250 ml En frío (4ºC) 72 horas Sulfuros totales Plástico o vidrio, 500 ml 1 ml de acetato de cinc 2N, excluir aire 72 horas Metales totales Plástico, 125 ml En frío (4ºC), agregar NO 3 H 2 hasta pH menor de 2 72 horas 180 Metales disueltos Plástico, 125-1000 ml Filtrada, agregar NO 3 H 2 hasta pH menor de 2, conservar en frío (4ºC) 6 meses Mercurio total Vidrio ámbar, 1 litro, lavado con ácido Agregar 6 ml sol. 10% Cr 2 O 7 K 2 y 6 ml SO 4 H 2 por litro 28 días Carbono total inorgánico/orgánico Plástico o vidrio, 100 ml En frío (4ºC) 72 horas DBO Plástico, 500-1000 ml En frío (4ºC) excluir aire 72 horas máximo (preferible 24 horas) Hidrocarburos Vidrio ámbar, 250 ml En frío (4ºC) 30 días Orgánicos semivolátiles Vidrio ámbar, 1litro, tapón de teflon Agregar 5 ml de SO 4 H 2 En frío (4ºC) 5 días Otros: ver Muestreo de la columna de agua BIOLOGICOS Bacterias Muestreador de jeringa esterilizado, llenar hasta 5 cc (un muestreador por muestra) y bolsa plástica esterilizada. En frío (4ºC) 48 horas Macroalgas Plástico, vidrio o bolsas tamaño variable. Alternativamente secas en herbarios. Formol 5% como fijador. Años Macrofitas grandes Secas en herbarios. En seco Años Macrofitas flotantes pequeñas Plástico, vidrio o bolsas tamaño variable. Mezcla de alcohol, formalina y agua como fijador. Años Macrozoobentos Plástico, vidrio o bolsas tamaño variable Formol 5-10% como fijador inicial. Años Peces Plástico, tamaño variable de acuerdo al largo de los animales. Formol 10% como fijador. Alcohol etílico 70% como conservador. Años. Metales-elementos traza Plástico, boca ancha, 100 g Congelado en hielo seco 48 horas Histología (piezas de 1 cm máxima dimensión) Plástico, boca ancha, 50 ml Bouin 24 horas 181 APENDICE 4: GRANULOMETRIA. En ocasiones, además de la toma de muestras para el análisis de los sedimentos, resulta necesaria la elaboración de las mismas a los fines de su interpretación. El análisis de la granulometría es una de las técnicas relativamente sencillas y básicas, que pueden ser utilizadas en la caracterización de los fondos blandos. La granulometría es el análisis de la distribución de las frecuencias de tamaño de las partículas en una muestra de sedimento. Este análisis se lleva a cabo tamizando la muestra a través de una batería de tamices estandarizados de abertura de malla decreciente y/o para las fracciones más finas pipeteando una suspensión de sedimento a tiempos determinados. El tamaño de las partículas si bien es una variable continua, es usualmente expresado según una escala de grado, con clases o categorías discretas, cada una con un límite superior y un límite inferior. Se han diseñado varias escalas de grado arbitrarias, pero las más comunes son la escala de Wentworth y la escala phi. La escala de Wentworth es geométrica y milimétrica; la escala phi se basa en la anterior y se halla aplicando –log 2 a los valores de la escala Wenworth. Las categorías en las escalas Wentworh y phi, además de los números de los tamices correspondientes utilizados para separar cada fracción, son descriptas en la Tabla 1. Como primera etapa en el análisis granulométrico de una muestra de sedimento es necesario considerar la presencia de sales disueltas en el agua intersticial de la muestra. Este problema se presenta sólo para las muestras obtenidas en ambientes marinos y salobres. En las muestras obtenidas de agua dulce se puede proceder directamente al secado de la muestra. Protocolo para desalinizar muestras de sedimento a. Colocar la muestra de sedimento en un recipiente de vidrio o plástico grande. b. Llenarlo de agua dulce (preferiblemente agua destilada). La proporción sedimento- agua debe ser aproximadamente 1 a 10 (100 g de sedimento en 1 litro de agua). Mezclar agua y sedimento, revolviendo suavemente con una varilla de vidrio. 182 c. Dejar reposar el tiempo suficiente para que el contenido sedimente (depende de la cantidad presente de fracciones granulométricas muy finas). Por lo general son suficientes unas 24 horas. d. Cuando el agua por encima del sedimento está limpia, sifonear el sobrenadante con cuidado de no disturbar el sedimento subyacente. e. Repetir los pasos b a d. f. Vaciar en un recipiente que pueda ir a estufa. g. Secar la muestra hasta peso constante (a unos 70-80ºC) y pesar. Tabla 1: Equivalencias entre escala Wentworth y phi e indicación de tamices utilizables. En la columna de nombre de clase se indica en primer lugar el nombre del agregado suelto (sedimento) y entre paréntesis el nombre de las partículas de sedimento aisladas . Nombres de clase (Wentworth) Esc. Wentworth Límites (mm) Escala Phi Abertura de malla en mm (tamices) Número de malla en tamices U.S. Número de malla en tamices ASTM Aglomerado (bloque) (1) Más de 256 -------------- -------------- -------------- -------------- Grava gruesa (guijón) (1) 256-64 -------------- -------------- -------------- -------------- Grava mediana (guijarro) (1) 64-16 -------------- -------------- -------------- -------------- Grava fina (guija) (1) 16-4 -3 -------------- -------------- -------------- Sábulo (gránulo) -2 4,00 5 5 Sábulo (gránulo) 4-2 -1,5 2,83 7 -------------- Arena muy gruesa (grano) -1 2,00 10 10 Arena muy gruesa (grano) -0,5 1,41 14 -------------- Arena muy gruesa (grano) 2-1 0,0 1,00 18 18 Arena gruesa (grano) 0,5 0,71 25 -------------- Arena gruesa (grano) 1-0,5 1 0,50 35 35 Arena mediana (grano) 1,5 0,35 45 -------------- Arena mediana (grano) 0,5-0,25 2 0,25 60 60 Arena fina (grano) 2,5 0,177 80 -------------- Arena fina (grano) 0,25-0,125 3 0,125 120 120 Arena muy fina (grano) 3,5 0,083 170 -------------- Arena muy fina (grano) 0,125-0,0625 4 0,0625 230 230 Limo (partícula) (2) 0,063-0,004 8 -------------- -------------- -------------- Arcilla (partícula) (2) Menor de 0,004 -------------- -------------- -------------- -------------- (1) Por medición directa (con metro o calibre). (2) a determinar por pipeteo o por diferencia, consultar Buchanan & Kain (1971). 183 Una vez la muestra seca y pesada (al miligramo) se procede a tamizarla a través de una serie de tamices de malla decreciente. Una de las opciones es disponer una serie de 13 tamices separados 0,5 unidades en la escala phi (entre # –2 y # 4); alternativamente se puede usar una serie más corta de 7 tamices ASTM (# 5 a 230). En ambos casos, los sedimentos que pasen a través del tamiz de malla más fina (0,0625 mm) se consideran limos y arcillas y su porcentaje se obtiene por diferencia respecto del peso seco inicial del sedimento lavado. Los sedimentos retenidos por los tamices corresponden principalmente a la serie de arenas. Protocolo para la separación de fracciones arenosas (en húmedo). a. Disponer la serie de tamices uno sobre otro y ordenados de acuerdo a su tamaño de malla (el de malla mayor en la parte superior). b. Disponer el sedimento previamente pesado en el tamiz superior y lavar con un regador que disperse el agua en forma de lluvia. c. Lavar hasta que no pase más sedimento por el tamiz superior. Asegurarse de esto sacándolo de la serie, colocándolo sobre una bandeja de color blanco y lavándolo individualmente. Si no pasara más sedimento dejar a este tamiz a un lado y continuar con los de abajo. Si quedara sedimento en la bandeja seguir lavando y luego volcar el contenido de la bandeja en el siguiente tamiz. d. Repetir el paso c hasta que no queden tamices por lavar. e. Recoger el contenido de cada tamiz con una espátula y/o un pincel y volcarlo en un recipiente que pueda ir a estufa. Secar a 70-80ºC hasta peso constante. f. Pesar cada una de las fracciones al miligramo. Nota: Como guía general se puede indicar que un tamiz de 3,75 cm de diámetro puede procesar 15 g de sedimento, uno de 7,5 cm de diámetro puede procesar 30 g de sedimento y un tamiz de 15 cm de diámetro puede procesar 60 gramos. El material de limos y arcillas que pasa a través del tamiz de 0,0625 mm se halla por debajo de la capacidad práctica de procesamiento con tamices. Si la subdivisión de la fracción de limos-arcillas tuviera que ser llevada a cabo, entonces corresponde emplear alguna de las técnicas de sedimentación. El principio de estas técnicas es que en un 184 tiempo determinado, las partículas más grandes caen más rápidamente que las de tamaño más pequeño en una columna de agua destilada. Un ejemplo de cómo una de estas técnicas de separación puede ser llevada a cabo, se halla descripta con detalle en Buchanan & Cain (1971). En muchas muestras de sedimentos no elaboradas (crudas), parte del material puede existir en varios estados semiconsolidados en la forma de “pellets” fecales, tubos de poliquetos, etc. Estos agregados naturales son en ocasiones de considerable interés ecológico, ya que ayudan a definir la heterogeneidad del sustrato, sin embargo ellos son por lo general destruidos y sus partículas dispersas con los métodos estándar de análisis granulométrico. Si se estuviera interesado en ellos, seguir el siguiente protocolo, el cual debe practicarse en tierra luego de la toma de las muestra y que no es apto para seguir luego del transporte de la muestra: Protocolo para la descripción de agregados naturales. a. Dado que los agregados naturales se hallan por lo general verticalmente estratificados, obtener la muestra con un muestreador de tubo. b. Limitar la profundidad de muestra a la de enterramiento de los organismos de interés. c. Mantener el muestreador con la muestra (adecuadamente tapado) y guardado en heladera en posición vertical hasta el momento del análisis. d. Si interesara mantener la estructura de estratificación, llevar a cabo la descripción de los agregados presentes en las diferentes capas extruídas individualmente del muestreador. e. Disponer la muestra suavemente en un tamiz apto para la fracción arenosa de mayor tamaño (#10: 2 mm) y sumergir a éste con cuidado en un recipiente de color blanco lleno con agua. f. Agitar muy suavemente. g. El material que pasó a través del primer tamiz es transferido suavemente junto con el agua a un segundo tamiz de malla #18, ubicado en un segundo recipiente blanco. h. Repetir los pasos e, f y g, usando tamices de mallas progresivamente menores y el mismo par de recipientes blancos, hasta que no se observen más agregados. 185 i. Volcar el contenido de los tamices, con mucho cuidado (con pinceles blandos) en cápsulas de Petri y los agregados descriptos (preferiblemente bajo lupa), contados y si se desea, secados para su pesado (se los puede guardar con agua en recipientes de vidrio etiquetados, para secarlos en laboratorio). j. Es posible la elaboración total de la muestra (para granulometría), utilizando una serie completa de tamices (ASTM #: 5, 10, 18, 35, 60, 120, 230), con secado y pesado de todas las fracciones. La fracción de limos-arcillas (que pasa a través del tamiz #230) es filtrada suavemente (con embudo Buchner kitasato y una trompa de vacío) a través de un filtro de papel (Whatman #50, prelavado, secado y pesado), el cual es subsecuentemente secado y pesado, para sacar el peso de esta fracción por diferencia. 186 APENDICE 5: FIJADORES Y CONSERVADORES. Por regla general una muestra puede traer consigo una variedad tan grande de organismos, tan diferentes en su composición química, física y tamaño, que cualquier fluido fijador y conservador que se utilice para todos ellos, representa en el mejor de los casos una solución de compromiso. Formaldehido. El formaldehido se considera uno de los fijadores-conservadores de uso más práctico, por su precio, la posibilidad de transportarlo concentrado y porque se adapta a gran variedad de organismos. Por otra parte se sabe que el formaldehido puede ser cancerígeno y en muchos sitios se lo usa sólo como fijador temporal para luego reemplazarlo por líquidos de preservación menos nocivos. El formaldehido se comercializa en forma de solución a concentraciones del orden del 40%. A baja temperatura ambiental el formaldehido en solución se polimeriza en paraformaldehido (sustancia blanca que se deposita en el fondo de los envases, enturbia la solución restante y disminuye en esta última la concentración de fijador); los fabricantes recomiendan temperaturas de almacenamiento de 10 a 25ºC: El fenómeno de polimerización puede revertirse calentando la solución o agregando pequeñas cantidades de una solución de hidróxido de sodio al 0,5%. El formaldehido tiende a acidificarse con el tiempo tanto en presencia de especímenes (reacción de Sorensen del formol en solución acuosa con los grupos NH 2 de los aminoácidos), como en ausencia de éstos (reacción de Canizzaro de los aldehidos a transformarse en ácidos y alcoholes). En consecuencia, como fijador y preservador, el formaldehido producirá un líquido ácido, ya sea que se lo almacene puro o se lo ponga en contacto con los especímenes. La tendencia a la acidificación es tanto más marcada en agua dulce que en agua de mar, dado que esta última posee sales que pueden actuar como buffer. Entre las sustancias que estabilizan el pH de las soluciones de formaldehido en un valor neutral se recomienda el uso de glicerofosfato-β de sodio o bien una mezcla 187 de fosfato monobásico de sodio monohidratado (PO 4 NaH 2 . H 2 O) y fosfato dibásico de sodio anhidro (PO 4 HNa 2 ). Existe una considerable confusión en cuanto a la concentración de las soluciones de formaldehido, dado que coexisten dos nomenclaturas. En una de ellas se habla de soluciones de formaldehido y toma en cuenta la concentración al 40% de la solución comercial de formaldehido y se habla en consecuencia de soluciones en agua al 4% (1 parte de solución de formaldehido al 40% y 9 de agua) y 2% (1 parte de formaldehido y 19 de agua). Por otra parte, se habla de soluciones de formol o formalina y se consideran las diluciones como si la solución comercial (al 40%) no estuviera diluída, obteniéndose en consecuencia soluciones al 10% (equivalente a la solución previa del 4%) y al 5% (equivalente a la solución del 2%). Dado que estas son las dos concentraciones utilizadas más frecuentes, los porcentajes que se indiquen implicarán consecuentemente una u otra nomenclatura. La preparación de soluciones fijadoras-preservadoras en base a formaldehido se resume en el siguiente protocolos. Protocolos a. Mantener la solución comercial de formaldehido a una temperatura entre 10 y 25ºC para evitar precipitaciones de paraformaldehido. Si estas tuvieran lugar agregar de a poco una solución al 0,5% de NaOH hasta lograr su disolución. b. Para preparar una solución de formol al 10% con pH neutro, diluir 1 (una) parte de solución comercial en 9 (nueve) partes de agua (dulce o de mar). Agregar 1% de glicerofosfato de sodio. Por ejemplo para preparar 1 litro de solución de formol al 10%, diluir 100 ml de sol. de formaldehido (40%) en 900 ml de agua y agregar 10 g de glicerofosfato. Apta para invertebrados y peces. c. Alternativamente para preparar un litro de solución de formol al 10% con buffer fosfato, diluir 100 ml de solución de formaldehido en 900 ml de agua dulce o de mar y agregarle 4 g de PO 4 NaH 2 . H 2 O y 6 g de PO 4 HNa 2 . d. Para preparar una solución de formol al 5% con pH neutro, diluir 1 (una) parte de solución comercial en 19 (diecinueve) partes de agua (dulce o de mar). Agregar 0,5- 188 1% de glicerofosfato de sodio. Por ejemplo para preparar 1 litro de solución de formol al 5%, diluir 50 ml de sol. de formaldehido (40%) en 950 ml de agua y agregar entre 5 y 10 g de glicerofosfato. Apta para zooplancton, algas e invertebrados pequeños. Fijador de Bouin De uso general en histología el fijador de Bouin tiene la fórmula siguiente: - 15 partes (en volumen) de una solución saturada de ácido pícrico: prepararla con agua tibia y agregar ácido pícrico agitando, hasta que éste se deposite en el fondo (se conserva indefinidamente). - 5 partes de solución comercial de formaldehido (40%). - 1 parte de ácido acético glacial. Se recomienda prepararla en el momento de uso. Las piezas fijadas en formol que vayan a ser usadas en histología pueden ser refijadas en Bouin. Este fijador es muy ácido por lo que descalcifica las piezas en él sumergidas. Las piezas a fijar en Bouin deben tener menos de 5 mm en su máxima dimensión, se recomiendan tiempos de fijación de unas 48 horas. El fijador de Bouin no es un líquido preservador. Si hubiere la intención de fijar y simultáneamente descalcificar (eliminar la concha por ejemplo) piezas pequeñas, el tiempo de estancia en el fijador puede aumentarse a varios días. Alcoholes Los alcoholes son considerados como malos fijadores, pero pueden ser utilizados en la conservación de muestras durante períodos largos. En general para muestras de bentos o de peces se recomienda una fijación de 2 días a una semana en una solución en agua de mar de formaldehído al 2 o 4% según los casos 189 (5 o 10 % de formalina), neutralizado con bórax u otros compuestos y el almacenamiento subsiguiente en alcohol etílico al 70% o isopropílico al 50%. El pasaje a alcohol debe estar precedido de un lavado de la muestra en agua en condiciones de buena ventilación. Notas: - Es usual para la conservación de equinodermos la fijación previa en formaldehido y pasaje a alcohol etílico 70% adicionado de glicerina (5%). - En peces grandes, para asegurar la fijación/conservación de las vísceras, practicar una incisión corta en la pared abdominal, que permita la entrada de fijadores y/o conservadores. Solución de Lugol Se prepara mezclando una solución de 10 g de yoduro de potasio neutro en 100 ml de agua destilada, con otra de 5 g de yodo cristalino disuelto en 10 ml de ácido acético glacial; dejar que decante y usar el sobrenadante como fijador. Debe conservarse en un frasco hermético de color oscuro. Agregar a la muestras de fitoplancton a razón de 2 a 3 gotas (0,4 a 0,8 ml) por cada 200 ml de muestra (2 a 4 ml por litro de muestra). El color de la muestra debe ser el del coñac o de un té claro. El efecto de fijación dura entre uno y varios años. Nota: No usar en recipientes plásticos ya que éstos retiran yodo de la solución. A continuación se indica con referencia a diferentes taxa generales o específicos las soluciones fijadoras, de lavado y de conservante más apropiados para cada uno de ellos (Tabla 1). 190 Tabla 1: Soluciones fijadoras, de lavado y conservantes para diferentes taxa animales. Taxa Fijador Lavado Conservante Meiofauna en bloque con sedimento Formalina 10% con buffer ----------------------- Formalina 10% con buffer Meiofauna en bloque sin sedimento Formalina 5% con buffer ------------------------ Formalina 5% con buffer Macrofauna en bloque Formalina 5-10% con buffer Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70-80% Nematodes Formalina 5% con buffer ----------------------- Formalina 5% con buffer Rotíferos (los de agua dulce se tratan como zooplancton) Formalina 5-10% con buffer Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70% Tardígrados Formalina 3-7% con buffer ----------------------- Formalina 3-7% con buffer o alcohol al 70-80% Poríferos Formalina 10% con metenamina como buffer Alcohol etílico al 70-80%, cambiar dos veces Alcohol etílico al 70-80% Cnidarios (antozoos e hidrozoos) Formalina 4-10% en agua de mar con buffer Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70% Cnidarios (medusas) Formalina 5-10% (dependiendo del tamaño) en agua de mar con buffer ------------------------ Formalina 5% con buffer Ctenóforos Ácido tricloroacético (1 g) en agua de mar (99 ml) ----------------------- Propilen fenoxetol (1,5 ml), propilen glicol (3 ml), formaldehido al 40% (10 ml) y agua destilada o de mar (83,5 ml) Anélidos Formalina 10% en agua de mar con buffer Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70% Moluscos bivalvos Formalina 10% con buffer o alcohol 70% Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70% Moluscos cefalópodos Formalina 6-10% (dependiendo del tamaño) en agua de mar con buffer o alcohol 70% Drenar la cavidad del manto de fluidos, luego lavar con alcohol 70-75% o alcohol isopropílico Alcohol etílico al 70-75% o alcohol isopropílico. Moluscos gasterópodos y poliplacóforos Formalina 10% en agua de mar con buffer Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70% Braquiópodos Formalina 10% en agua de mar con buffer Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70% o seco Nemertinos Formalina 5-10% en agua de mar con buffer ----------------------- Formalina 5-10% en agua de mar con buffer Briozoos Formalina 5% con buffer Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70% o seco 191 Artrópodos (crustáceos medianos o grandes) Formalina 5-10% (dependiendo del tamaño) en agua de mar con buffer o alcohol 75% Alcohol etílico al 70% Alcohol etílico al 70% Artrópodos (insectos) Alcohol 70-75% ----------------------- Alcohol etílico al 70-75% Equinodermos Alcohol etílico al 70-75% ----------------------- Alcohol etílico al 70%, puede ser adicionado de 5% de glicerina para evitar accidentes por evaporación Ascidias Formalina 10% en agua de mar con buffer ------------------------ Formalina 10% en agua de mar con buffer