Práctica . Quimiolitotrofía

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONALEscuela Nacional de Ciencias Biológicas Oxidación de Azufre y de ion Ferroso por Bacterias Quimiolitotróficas. Equipo 8 Sección 2 6QM1 Alumnos: Aurelio Lomeli Jeanette Garnica Vergara Carlos Eduardo González Judd Pablo Miguel López Villalva Eduardo Terroba Escalante Paulina Rubro Hipótesis y diseño experimental Objetivos Registro de datos Manejo de datos Discusión de resultados Conclusiones Bibliografía Total Profres. QBP. Odilia García Aquino QBP. Susana Alfaro Aguilar 16 de Abril de 2013 Valo Calificació r n 3% 1% 3% 4% 5% 3% 1% Práctica. Oxidación de azufre y de ion ferroso por bacterias quimiolitotróficas. Hipótesis Dado que Thiobacillus thiooxidans es una bacteria quimiolitotrófica oxidante del azufre (sulfuro oxidante) que transforma el azufre en ácido sulfúrico, y que crece mejor en un medio acido (pH 2.0-6.0) [1]. Si se coloca a Thiobacillus thiooxidans en un medio donde hay 500 mg de azufre como sustrato, y condiciones de agitación que favorezcan el contacto bacteria-azufre-oxígeno ENTONCES se encontrará tras un periodo de incubación que una parte de ese azufre elemental ha sido transformado en ácido sulfúrico (detectable como acidez titulable y sulfatos precipitables) Por el contrario en un medio incubado estacionariamente donde no se vea favorecido el contacto bacteria-azufre-oxígeno, se encontrarán pocas cantidades de productos oxidados del azufre. Diseño experimental. Se determinó la oxidación de azufre y del ión ferroso por bacterias quimiolitotróficas, inoculando tres medios de cultivo con diferentes fuentes de energía, en condiciones de agitación y en cultivos estacionarios, comparándolos con los testigos correspondientes, los cuales no contenían el inoculo de las bacterias quimiolitotróficas, ya que la oxidación o productos que se obtuvieran serian por la oxidación abiótica de los compuestos. Se determinó el azufre residual para que, indirectamente, el cálculo del azufre utilizado por un cultivo de bacteria quimiolitotrófa Thiobacillus thiooxidans así como su acidez, ya que se sabe que en el ciclo de estas bacterias, existe producción de sulfatos y sulfitos [1], que en medio acuoso dará ácido sulfúrico y la determinación de azufre a sulfatos, en un medio que contenía azufre elemental como fuente de energía. Se determinó el tiosulfato residual de la bacteria quimiolitotrófa Thiobacillus thioparus en un medio que contenía tiosulfato de fierro como fuente de energía, así como la acidez titulable y el pH. Se determinó la oxidación del ión ferroso en un medio de cultivo que estaba inoculado con la bacteria quimiolitotrófa Thiobacillus ferrooxidans, y el cual tenía como fuente de energía sulfato ferroso. Todos los cultivos se compararon con los testigos correspondientes, los cuales no contenían el inoculo de la bacteria correspondiente, igualmente se encontraban en condiciones de agitación, así como estacionarios. Los fundamentos de las determinaciones realizadas fueron: ACIDEZ TITULABLE (Formación de ácido sulfúrico por actividad bacteriana) Método: valoración ácido-base (reacción de neutralización). Se basa en la titulación del ácido, en este caso H2SO4, presente en la muestra, utilizando una solución valorada de NaOH, hasta alcanzar el equilibrio químico de la reacción. El punto final de la neutralización La reacción en la titulación es la siguiente: 5Fe2+ + MnO4.Método: reacción de precipitación. para evitar la oxidación del ión ferroso en condiciones atmosféricas.forma un complejo (Fe (PO4)2=) con el ión férrico. [2] MnO4. Al eliminar el ión férrico.estequiométrica se pone de manifiesto con el cambio en la coloración de la fenolftaleína al pH más cercano al punto de equivalencia.+ 8H+  Mn2+ + 5Fe3+ + 4H2O DETERMINACIÓN DE pH. Este método utiliza como agente oxidante una solución valorada de yodo. La cadena helicoidal de α -amilosa absorbe el primer volumen de yodo en exceso. presente en la muestra. Requisitos: la titulación debe llevarse a cabo en frío. El electrodo de vidrio se basa en una propiedad singular de una fina membrana de un vidrio especial.. [2]. [3] MnO4 MnO2 o bien que haya incertidumbre en el punto final. . DETERMINACIÓN DEL IÓN FERROSO. que hace que se establezca un potencial a través de la membrana cuando ambos lados de la misma se hallan en contacto con disoluciones en las que las . mediante la siguiente reacción: I2 + S2O3=  2I.Método: Yodimetría (método directo). {2].. pudiéndose entonces titular el ión tiosulfato presente en la muestra. coadyuvando su oxidación total por la acción de MnO4. CrO4= o análogos. TIOSULFATO RESIDUAL.Método: de Zimmermann-Reinhardt -permanganometría-. La formación de BaSO4 (precipitado)..Se utilizó un potenciómetro. La cantidad debe ser tal que se evite la reducción parcial.. PO4=. El método consiste en la generación de un precipitado mediante la siguiente reacción: SO4= + BaCl2 BaSO4 (pp) + 2ClEl precipitado es además insoluble en la presencia de HCl.. que permite la detección del punto final. DETERMINACIÓN DE AZUFRE DE SULFATOS... es una prueba común en la determinación del ión sulfato (SO4=). lo que favorece la separación del ión SO4=. aumenta el poder reductor del ferroso.produce la reducción de Mn 7+ a Mn2+. por lo que la solución se torna de color azul [2].bloquea el poder de oxidación del hierro sobre Cl-. La valoración con KMnO 4 debe ser lenta y la adición de cada gota de valorante es seguida de una agitación intensa. H3PO4. si en la muestra se encuentra CO3=.+ S4O6= El punto final de la reacción se detecta utilizando una solución acuosa de almidón (αamilosa). [2] Esto mediante los reactivos siguientes: H2SO4 (acondicionamiento del medio).  Determinar si existe alguna diferencia en la actividad metabólica de los microorganismos quimiolitótrofos al colocarlos en condiciones de alta aireación y superficie de contacto (cultivo agitado) y un cultivo estacionario.  Cuantificar los productos procedentes del metabolismo de los microorganismos quimiolitótrofos. [2] Objetivo general. y que estas condiciones favorecen su desarrollo. una de pH conocido y otro desconocido.  Analizar la oxidación del tiosulfato por Thiobacillus thioparus a través de la acidificación del medio. Durante su utilización. Objetivos particulares.  Corroborar la necesidad de las bacterias quimiolitotróficas de oxígeno como último aceptor de electrones para su crecimiento.  Comprobar que Thiobacillus thiooxidans oxida al azufre a sulfatos y acidifica el medio por la formación de ácido sulfúrico.  Estudiar la necesidad de Thiobacillus ferrooxidans de un medio ácido para la oxidación del ión ferroso a ión férrico. todo el electrodo se sumerge en la disolución de pH desconocido y así la membrana se halla en contacto con dos disoluciones. La disposición es tal que la diferencia de potencial medida por el voltímetro se debe solamente a la diferencia de las concentraciones de ion hidrógeno en las dos disoluciones.concentraciones de iones hidrógeno son diferentes. . .7 4.8 5.3389 1.8373 0.Azufre residual a) mg de papel 0.Azufre de sulfato formado a) Alícuota para 0.8548 1.6 3..5 1 0 4.05 1.74 48 ..21 5.8411 0...5 (mL) b) Gasto de yodo/alícuota 0.8 3 NaOH/alícuota (mL) 3.8408 b) mg de papel + muestra 1.393 0 0.Registro de datos Microorganism os cultivados Cultivos Agitados Estacionario Con inoculo Sin inoculo Con inoculo Thiobacillus thiooxidans Medio de cultivo A 1.3372 2.11 Thiobacillus ferrooxidans Medio de cultivo C 1.3623 1.24 2..pH 1.3627 40 1.5 43.Acidez titulable a) Gasto de 8.Ión ferroso a) Volumen total 45 40 44 (mL) Sin inoculo 0.5 1.7 39 13.2 2.037 4.4 1.35 1.6 Thiobacillus thioparus Medio de cultivo B 1.2 1 1 determinación (mL) b) Absorbancia obtenida 0...Tiosulfato residual a) Volumen total 44 43.3 3.1 11.Acidez titulable a) Volumen total 40 42 45 (mL) b) Gasto de NaOH/alícuota (mL) 7.pH 1.6 1. 5=0 2.8 1362.H2SO4 formado (mg) Los mg de H2SO4 formados se determinaron por medio de una titulación ácido base.83 1.1−501.1 15.9 mg de azufre utili zado=−11.6 mg de azufre utilizado=10. Utilizando los datos obtenidos se tiene que: Cultivos mg de papel mg de papel + muestra mg de azufre (diferencia) Agitados Con Sin inoculo inoculo 841.5 Para los tratamientos estacionarios se obtiene que: mg de azufre utilizado=496.4−507.2 501.8 Tabla 1.37 1.b) Gasto de KMnO4 3. obteniendo las diferencias entre los pesos de los papeles y el peso de los papeles después del filtrado.7 2. Determinación indirecta del crecimiento de bacterias quimiolitotrófos en condiciones de agitación y estacionarias.94 1. por lo que el cálculo de mg de H2SO4 se obtiene con la siguiente fórmula: mg H 2 SO 4= Donde: V T ∗N NaOH ∗Gatsto de NaOH∗Pmeq H SO Alícuota 2 4 ..2 15.Azufre utilizado (mg) Se obtiene mediante un método gravimétrico.1 837.4 507.9 Los mg de azufre utilizado se calculan al restar los mg de azufre de los cultivos sin inoculo a los mg de azufre con inoculo.5 9..3 1338. Para los tratamientos en agitación e tiene que: mg de azufre utilizado=mg de azufre ( c /i)−mg de azufre (s /i) mg de azufre utilizado=512.8 854.6 496.7 521.pH 1.  Thiobacillus thiooxidans Medio de cultivo A 1.2 1362.9 1337.3 Estacionario Con Sin inoculo inoculo 840.. 44 52.24 55.05∗46 5 mg H 2 SO 4=259.76 Cultivos Estacionario 11.1 N) Gasto de NaOH= mL de NaOH utilizados para la titulación Pmeq= Peso miliequivalente del H2SO4 = 46 Alícuota= alícuota de muestra titulada Para el tratamiento agitado con inoculo se tiene: mg H 2 SO 4= 40∗0.2 mg H 2 SO 4=11.04 .1∗7.VT = Volumen total obtenido N NaOH= normalidad del hidróxido de sodio (0.44 Se obtienen los siguientes resultados de todos los tratamientos: Cultivos Agitados Con Sin inoculo inoculo 259.164 mg H 2 SO 4=207. Para el tratamiento con agitación se tiene: mg H 2 SO 4 formados=mg H 2 SO 4 con onoculo−mg H 2 SO 4 sin inoculo mg H 2 SO 4=259.2 Para obtener los mg de H2SO4 formado se debe de tomar en cuenta los mg de H 2SO4 formados en los tratamientos sin inoculo.276 Para el tratamiento en condiciones estacionarias se obtiene: mg H 2 SO 4=66.04 Los resultados se presentan en la siguiente tabla: Agitados mg de H2SO4 formados 3.164 mg de H2SO4 Estacionario Con Sin inoculo inoculo 66.Azufre de sulfato formado (mg) 207.24−55.44−52.. 2 0.35 0.4 0.215 0.La determinación de S de SO4 se llevo a cabo mediante la obtención de valores de absorbancia.0019 x−0.45 0. Valores para la realización de la curva tipo de S de SO4: µg de S de SO4 0 24 72 120 168 192 216 240 Absorbancia a 445 nm 0 0.458 0.02 0.012 0. obteniendo las concentraciones mediante la realización de una curva tipo de S de SO4.33 0.15 0.05 0 0 50 100 150 µg de S de SO4 Fig.123 0.28 0.382 0.0166 De esta ecuación se despeja x: 200 250 .3 Absorbancia a 445 nm f(x) = 0x .1 Curva tipo de S de SO42+ De la curva tipo se obtiene la siguiente ecuación: y=0.0.1 0.25 0.5 0. x= y+ 0.0019 Donde x = µg de S de SO4 y= absorbancia obtenida.077 Para el tratamiento en condiciones estacionarias con inoculo se tiene que: µg de S de SO 4= 0. Los resultados se presentan en la siguiente tabla: Agitados S de SO4 formado (mg)  1.2 µg de S de SO 4=1077.57 Para este tratamiento se debe de tomar en cuenta que la alícuota tomada fue de 0.0019 µg de S de SO 4=215. por lo que las concentraciones de µg de S de SO 4 es igual a 0.85 mg de S de SO 4=1.02821 .037+ 0.0166 0.21 mg de S de SO 4=0.02821 Para los tratamientos sin inoculo de ambas condiciones (agitados y estacionarios) el valor de absorbancia obtenida es igual a 0.393+0. Para el tratamiento en agitación y con inoculo se obtiene: µg de S de SO 4= 215.0166 0.0019 µg de S de SO 4=28.57∗1 0.0166 0.077 Thiobacillus thioparus Medio de cultivo B Cultivos Estacionario 0. Para el tratamiento en agitación con inoculo se tiene que: µg de S de SO4= 0.2 mL por lo que al resultado de µg de S de SO 4 se debe de multiplicar por el inverso de la alícuota. por lo que se debe de calcular un factor gravimétrico que nos permita el calcular solamente el tiosulfato oxidado.9856 Se obtienen los siguientes resultados de todos los tratamientos: Cultivos Agitados Con Sin inoculo inoculo mg de Tiosulfato residual 0.1000 mL X g Na2S2O3 -------.1. .50 mL X g = 0.9856 112.69 117.06 Para obtener los mg de tiosulfato oxidado se debe de tener en cuenta que los medios se prepararon con Na2S2O3. de yodo utilizados para la titulación Pmeq= Peso miliequivalente del S2O3= 112 Alícuota= alícuota de muestra titulada (5 mL) Para el tratamiento con inoculo agitado se tiene: mg S 2 O3= 44∗0.01 N) Gasto de la sol. Los mg de tiosulfato residual se determino mediante una titulación.1∗112 5 mg S 2 O3=0. Para el cálculo del factor gravimétrico se debe de tomar en cuenta la forma de preparación del medio.Tiosulfato residual.01∗0. de yodo= mL de sol.056 Estacionario Con Sin inoculo inoculo 11.25 g de Na2S2O3 Se utilizan los pesos moleculares de Na2S2O3 y de S2O3 para poder calcular el contenido neto de S2O3. por lo tanto: 5 g Na2S2O3 ---------. y cada matraz contenía 50 mL de esta solución.. por lo que el cálculo de mg de tiosulfato residual se obtiene con la siguiente fórmula: mg S 2 O3= V T ∗N∗Gatsto de sol de I∗Pmeq S O Alícuota 2 3 Donde: VT = Volumen total obtenido N = normalidad de la solución de yodo (0. Se disolvieron 5 g de Na 2S2O3 en 1 L de agua. 158 g/mol x g S2O3 ---------.9856 mg S 2 O3 oxidado=176.177 g de S2O3 x g = 177 mg de 2O3 Para calcular la cantidad de tiosulfato oxidado de cada tratamiento se debe de obtener la diferencia entre el tiosulfato inicial en cada tratamiento y el tiosulfato residual de cada tratamiento.94 mg S 2 O3 oxidado=111.94 Para obtener los mg de tiosulfato oxidado se debe de tomar en cuenta los mg de tiosulfato oxidado en los tratamientos sin inoculo.01 165.25 g Na2S2O3 ---------.01−64.31−59. Para el tratamiento agitado con inoculo se tiene: mg S 2 O3 oxidado=mg S 2 O3 inicial−mg S2 O 3 residual mg S 2 O3 oxidado=177−0. Para el tratamiento con agitación se tiene: mg S 2 O3 oxidado=mg S 2 O3 con inoculo−mg S2 O3 sin inoculo mg S 2 O3 oxidado=176.P.94 .112 g/ mol x g = 0. M.01 Se obtienen los siguientes resultados de todos los tratamientos: Cultivos mg de Tiosulfato oxidado Agitados Con Sin inoculo inoculo Estacionario Con Sin inoculo inoculo 176.25 g de Na2S2O3 con un peso molecular de 158 g/mol. M. Na2S2O3 = 158 g/mol P. S2O3 = 112 g/mol Si se tienen 0.07 Para el tratamiento en condiciones estacionarias se obtiene: mg S 2 O3 oxidado=165.31 64. cuantos gramos se tienen de S2O3 si su peso molecular es de 112 g/mol: 0.94 59. 128 Se obtienen los siguientes resultados de todos los tratamientos: Cultivos mg de H2SO4 Agitados Con Sin inoculo inoculo 348.06 64. por lo que el cálculo de mg de H2SO4 se obtiene con la siguiente fórmula: mg H 2 SO 4= V T ∗N NaOH ∗Gatsto de NaOH∗Pmeq H SO 2 4 Alícuota Donde: VT = Volumen total obtenido N NaOH= normalidad del hidróxido de sodio (0..036 Estacionario Con Sin inoculo inoculo 120.mg S 2 O3 oxidado=105.07 105.37 2.1∗8.128 72.6∗46 5 mg H 2 SO 4=348.H2SO4 formado (mg) Los mg de H2SO4 formados se determinaron por medio de una titulación ácido base. Para el tratamiento con agitación se tiene: mg H 2 SO 4 formados=mg H 2 SO 4 con inoculo−mg H 2 SO 4 sin inoculo .37 Los resultados se presentan en la siguiente tabla: Agitados mg de Tiosulfato oxidado Cultivos Estacionario 111.584 Para obtener los mg de H2SO4 formado se debe de tomar en cuenta los mg de H 2SO4 formados en los tratamientos sin inoculo.1 N) Gasto de NaOH= mL de NaOH utilizados para la titulación Pmeq= Peso miliequivalente del H2SO4 = 46 Alícuota= alícuota de muestra titulada Para el tratamiento agitado con inoculo se tiene: mg H 2 SO 4= 44∗0. 128−72.036 mg H 2 SO 4=276. por lo que el cálculo de mg de ión férrico se obtiene con la siguiente fórmula: mg Fe= V T∗N KMnO ∗Gatsto de KMn O4∗Pmeq KMnO Alícuota 4 4 Donde: VT = Volumen total obtenido NKMnO4 = normalidad del KMnO4 (0.06−64..1∗56 10 mg Fe=78.584 mg H 2 SO 4=55.mg H 2 SO 4=348.092 55.476 Los resultados se presentan en la siguiente tabla: Cultivos Estacionario Agitados mg de H2SO4 formados 276.Ión férrico.1N) Gasto de KMnO4= mL de KMnO4 utilizados para la titulación Pmeq= Peso miliequivalente del Fe= 56 Alícuota= alícuota de muestra titulada (10 mL) Para el tratamiento con inoculo agitado se tiene: mg Fe= 45∗0. Los mg de ión férrico formado se determino mediante una titulación con KMnO 4.12 Se obtienen los siguientes resultados de todos los tratamientos: Cultivos Agitados Estacionario .1∗3.092 Para el tratamiento en condiciones estacionarias se obtiene: mg H 2 SO 4=120.476 Thiobacillus ferrooxidans Medio de cultivo C 1. 88 78. FeSO4*7H2O = 278 g/mol P. por lo tanto: 42 g FeSO4*7H2O ---------. y cada matraz contenía 50 mL de esta solución.56 g/ mol x g = 0.312 0. Para el cálculo del factor gravimétrico se debe de tomar en cuenta la forma de preparación del medio.2 Con inoculo 226. Para el tratamiento agitado con inoculo se tiene: mg Fe formado=mgFe inicial−mg Fe residual mg Fe formado=423−78.88 Se obtienen los siguientes resultados de todos los tratamientos: mg de Fe formado Cultivos Agitados Estacionario Con Sin Con Sin inoculo inoculo inoculo inoculo 344.Con inoculo 78. cuantos gramos se tienen de Fe si su peso molecular es de 55 g/mol: 2.50 mL X g = 2.1 g FeSO4*7H2O ---------.1000 mL X g FeSO4*7H2O -------. Fe= 56 g/mol Si se tienen 2.5 196. M.278 g/mol x g Fe ---------.688 Sin inoculo 422. P.12 mg de Fe Sin inoculo 347. Se disolvieron 42 g de FeSO4*7H2O en 1 L de agua.984 .016 Para obtener los mg de Fe formado se debe de tener en cuenta que los medios se prepararon con FeSO4*7H2O.1 g de FeSO 4*7H2O con un peso molecular de 278 g/mol.1 g de FeSO4*7H2O Se utilizan los pesos moleculares de FeSO4*7H2O y de Fe para poder calcular el contenido neto de Fe.423 g de Fe x g = 423 mg de Fe Para calcular la cantidad de Fe de cada tratamiento se debe de obtener la diferencia entre el Fe inicial en cada tratamiento y el Fe residual de cada tratamiento.12 mg Fe formado=344. por lo que se debe de calcular un factor gravimétrico que nos permita el calcular solamente el ion Fe. M. 88−78.328 .328 Los resultados se presentan en la siguiente tabla: mg de Fe formado Agitados 266.38 Para el tratamiento en condiciones estacionarias se obtiene: mg Fe formado=196.Para obtener los mg de Fe formado se debe de tomar en cuenta los mg de Fe formado en los tratamientos sin inoculo.5 mg Fe formado=266.312−0.38 Cultivos Estacionario 195.984 mg Fe formado=195. Para el tratamiento con agitación se tiene: mg Fe formado=mgFe coninoculo−mg Fe sin inoculo mg Fe formado=344. 7 Cultivo de Thiobacillus thioparus en tiosulfato (medio B) 1.077 0.5 0 2.Azufre Utilizado (mg) 10.028 4.37-1..38 195.3 3.47 3.32 2..7-4..74 Cultivo de Thiobacillus ferrooxidans en ión ferroso (medio C) 1...24 2.8 Discusión de resultados. .76 11.S deSO4 formado (mg) 1.Se muestran los datos de todos los cálculos en la siguiente tabla: Tabla 3.21-5.H2SO4 formado (mg) 207.Ión férrico formado (mg) 266.pH 1...H2SO4 formado (mg) 276.6-4.37 2.04 3..1.09 55.11-5.94 1.pH 1. Productos oxidados y sustratos consumidos por bacterias quimiolitotrófas en diferentes condiciones de cultivo.83.pH 1..Tiosalfato oxidado (mg) 111.07 105. Cultivos Resultados obtenidos Agitados Estacionario Cultivo de Thiobacillus thiooxidans en azufre elemental (medio A) 1. perteneciente a las bacterias oxidadoras del azufre. ya que no fue conveniente filtrar el medio para tratar de retirar la mayor cantidad de azufre que se encontrara. Se determinó el crecimiento de Thiobacillus thiooxidans. [11] Por lo cual se resto la cantidad de productos oxidados y sustratos residuales obtenidos en los matraces sin inoculo a los inoculados en tratamientos iguales. el cual baja el pH del medio de uno inicial 4. por lo tanto va a utilizar al azufre elemental que estaba en el medio como un donador de electrones. no solo iba el microorganismo. Por lo cual el azufre residual al final del experimento fue mayor que la cantidad de azufre colocada. Esta disminución demuestra efectivamente el crecimiento de este microorganismo. [4] [11] De acuerdo con los resultados obtenidos. a 1. debido a que muchos microorganismos se encuentran adheridos a las partículas de azufre y el inoculo hubiera sido menor.7 en el caso del medio en condiciones de agitación y pH de 3. esto no quiere decir que el experimento haya estado mal. adicionado de azufre elemental (como donador de electrones) y tiene un pH inicial de 4. es un medio mineral. El microorganismo utilizado y las demás condiciones de cultivo. que se desarrolla mejor en medios con pH de 2-6.La variable analizada en los experimentos es la agitación de uno de los medios y el hecho de que el otro estuviera en condiciones estacionarias.5. que el medio o el microorganismos estuvieran mal. [4] El medio A en donde se inoculo a este microorganismo. Se montaron de igual forma matraces de los medios estacionarios y agitados pero sin inoculo. esto con el fin de obtener la cantidad de productos oxidados solo por los microorganismos. Lo que se realizó fue determinar indirectamente el crecimiento de los microorganismos quimiolitótrofos mediante la estimación de los sustratos residuales o de los productos oxidados. además del medio utilizado fue el mismo. . Obtuvimos valores de azufre utilizado de cero al realizar los cálculos.6 estacionario. oxidándolo hasta sulfatos. Al igual que la producción de S de SO42+. estos resultados se debieron a que al inocular los matraces con el microorganismo se colocó una alícuota. estos sulfatos al ionizarse se transforman en ácido sulfúrico. [3] También es importante señalar que este microorganismo es autótrofo y aerobio estricto por lo que utiliza como fuente única de carbono al CO2 y utiliza al O2 como aceptor final de electrones. debido a que en la alícuota que se utilizó para inocular los matraces. sino también trazas de azufre. se observó que como productos formados tenemos la presencia de ácido sulfúrico. ya que la oxidación abiótica de las formas de azufre reducido puede ocurrir en forma espontánea pero es un proceso muy lento. para lo cual ésta fue tomada del medio en donde se había crecido a Thiobacillus thiooxidans. es decir: agitados o estacionarios.5 para favorecer el desarrollo de este microorganismo acidofílico. el cual es un microorganismo quimiolitotrófo. tanto con Thiobacillus thiooxidans como Thiobacillus thioparus se debe a que al estar el cultivo en agitación. [5] Produciendo así que el pH del medio disminuya. [8] Por lo cual en los medios estacionarios. pero que en este caso no puede utilizar al azufre elemental como fuente de energía sino al tiosulfato. es decir. el cual al igual que el anterior es quimiolitoautótrofo obligado y este no crece a pH ácidos. el cual de igual manera es un quimiolitoautotrófo aerobio obligado. adicionado de tiosulfato de sodio como fuente de energía y tiene un pH de 6. teóricamente se tendría que observar solo la oxidación del ion ferroso a férrico. esto se debe a que al estar en agitación.Además de que la técnica empleada para obtener el azufre residual. el hecho de haber filtrado totalmente el azufre residual. [10] Para el medio B. los cuales al ionizarse se transforman en ácido sulfúrico. De acuerdo con los resultados. el contacto entre las bacterias y su fuente de energía era menor que el contacto que se daba en un medio en el cual constantemente se estaba mezclando todo el contenido. pero se está observando una ligera disminución en cuanto al valor del pH del medio en el caso del medio en agitación. [7] Otra causa por la que hay un mayor crecimiento en el medio agitado que en el medio no agitado. es de igual forma un medio mineral. mediante la siguiente reacción. está reaccionando con el agua para formar H2CO3.5-7 para promover el desarrollo de este microorganismo. etc. que fue gravimétrica. parte del CO2 que se está solubilizando en el medio. Además existe otro factor. es el contacto que tiene estas bacterias con las fuentes de energía. recordando el azufre elemental es insoluble en agua y tiende a precipitar. como Fe2+ a Fe3+. adicionado de FeSO 4 (el Fe2+ sirve como fuente de energía para el microorganismo anteriormente descrito). Este mayor desarrollo de bacterias quimiolitotrófas en ambos casos. [6] Esta bacteria es Thiobacillus thioparus. que puede oxidar tanto azufre elemental a sulfatos. evaluamos el crecimiento de otra bacteria quimiolitotrófa. es un medio mineral. se favorece la solubilización de gases como O2 y CO2 en el medio. es acidofílico y crece a pH de 2. los resultados están influidos por varios factores. se observa de acuerdo a los resultados que eso está ocurriendo en mayor proporción en el medio en condiciones agitadas a diferencia del estacionario. el hecho de que las partículas de azufre lleguen a tener una capa de hidratación que proporcione un mayor peso a estas. [11] El medio C. De igual forma Thiobacillus thioparus transforma el tiosulfato a sulfatos. Para evaluar el crecimiento de Thiobacillus ferrooxidans. como lo pueden ser: la sensibilidad de la balanza analítica. Además de que el tiosulfato oxidado por acción microbiana es mayor igualmente en el medio agitado que en el estacionario. [6] El medio b. Y al ser estas bacterias autotróficas y aerobias se favorece su desarrollo al estar constantemente entrando este tipo de gases al sistema. [9] . no es específica.  Los microorganismos quimiolitótrofos utilizados utilizan como donador de electrones el CO2 y como aceptor final de electrones el O2. siendo que hay muy pocos microorganismos que puedan realizar esta transformación debido al tipo de metabolismo que tienen. los cuales son los más abundantes en la superficie terrestre y poderlos utilizar como fuente de energía. Además de no depender de una fuente de compuestos preformados para utilizarlos como fuente de carbono. [11] Conclusiones.De igual forma que en los experimentos anteriores se observa mayor cantidad de ion férrico formado en el caso del cultivo en agitación al cultivo estacionario debido a los factores antes mencionado. Los microorganismos quimiolitotrófos pueden mantenerse en el planeta gracias a la capacidad que tiene de oxidar compuestos inorgánicos.  El metabolismo de Thiobacillus thiooxidans y Thiobacillus thioparus produce la acidificación del medio de cultivo al llevar a cabo la oxidación de un compuesto mineral.  En condiciones de agitación los microorganismos quimiolitótrofos empleados produjeron mayor cantidad de metabolitos solubles en el medio. generados a partir del metabolismo de los organismos quimiolitótrofos son directamente proporcionales al crecimiento de dichos microorganismos (biomasa).  La cantidad de productos oxidados y metabolitos solubles en el medio.  La agitación favorece la aireación y la superficie de contacto de los microorganismos con las partículas minerales. Bibliografía. . P. Principles and Aplications of soli microbiology. 44.[1] Cook. Química general. Editorial Springer. Madrid. 260. 260 [3] Curtis. Bartha. 2002. Bacteriol. 158. Pág. Microbiología industrial. 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