Manual Quimica Bioorganica 2012-Jesus Morales

MANUAL DE PRÁCTICAS DE QUÍMICA BIOORGÁNICAPARA LA CARRERA DE: QUÍMICO BACTERIÓLOGO PARASITÓLOGO EDICIÓN 2012 [Escribir texto] MANUAL DE PRÁCTICAS DE QUÍMICA BIOORGÁNICA QUÍMICO BACTERIÓLOGO PARASITÓLOGO EDICIÓN 2012 2 EDICIÓN 2012 PROGRAMA DE QUÍMICA BIOORGÁNICA PARA LA CARRERA DE QUÍMICO BACTERIÓLOGO PARASITÓLOGO ASIGNATURA: QUÍMICA BIOORGÁNICA 1. Reacciones de Adición Adición electrofílica Formación de enlaces C-X Formación de enlaces C-O Formación de enlaces C-C Equilibrio tautomérico Ceto- Enol Factores que modifican el 3. Espectroscopía U.V.- Visible Bases teóricas de la 1.1. 1.2. 1.3. 1.4. 1.5. 1.6. 1.7. 1.8. 1.8.1. 1.8.2. 1.8.3. 1.8.4. 3.1. 3.2. 3.3. 3.4. 4. ( enlaces espectroscopía U.V. Absortividad molar y longitudes de onda máxima Reglas de Woodward Interpretación de espectros Espectroscopía de Resonancia Magnética Nuclear tautomerismo Adición nucleofílica múltiples no polares ó polarizados) Formación de enlaces C – O Formación de acetales Formación de hidratos Formación de ésteres Formación de alcoholes Formación de enlaces C – S Formación de tiocetales Formación de enlaces C – N Formación de iminas Formación de amidas y sus 4.1. 4.2. 4.3. 4.4. 5. Aspectos teóricos de la RMN-H Desplazamientos estructura molecular Desdoblamiento spin-spin Interpretación de espectros Espectrometría de masas Principios básicos de la químicos y 1.9. 1.9.1. 1.10. 1.10.1. 1.10.2. 5.1. 5.2. 5.3. 5.4. 6. y espectrometría de masas Predicción fragmentación Identificación de ión molecular Interpretación de espectros de formas de derivados oximas, hidrazonas 1.11. 1.11.1. 2. Formación de enlaces C – C Formación de alquenos Espectroscopía Infrarroja Radiación Electromagnética Química de aminoácidos Nomenclatura Propiedades físicas Configuración y actividad óptica Solubilidad Propiedades químicas Activación del grupo carbonilo Formación de amidas Esterificación Halogenuros de ácido Anhídridos mixtos EDICIÓN 2012 2.1. 2.2. 2.3. 2.4. 2.5. 6.1. 6.2. 6.3. 6.4. 6.5. 6.5.1. 6.5.1.1. 6.5.1.2. 6.5.1.3. 6.5.1.4. espectroscopía de absorción Bases físicas de la espectroscopía infrarroja Absorción molecular Grupos IR. Interpretación de espectros funcionales y Absorción IR. y estructura 3 6.5.1.5. 6.5.1.6. 6.5.2. 6.5.2.1. 6.5.2.2. 6.5.3. 6.5.4. 6.5.4.1. 6.5.4.2. 6.5.4.3. 6.5.4.4. Acil azidas O-acilureas Química de grupos protectores Grupos protectores del carbonilo Grupos protectores del amino Protección del sustituyente lateral Reacciones degradativas Descarboxilación Degradación de Strecker Racemización Reacción de Nitrosación Alcaloides Propiedades físicas Propiedades químicas Clasificación de alcaloides Antibióticos Penicilinas cefalosporinas Síntesis de β- lactamas Síntesis asimétrica de aminoácidos Síntesis de Strecker Homologación de glicina Síntesis de Evans Síntesis de Seebach Síntesis de Schollokopf Reducción de α- enaminoácidos Ventajas y desventajas de los 7.3.1. 7.3.1.1. Dependientes del grupo carbonilo Adición de ácido cianhídrico y síntesis de Killiani-Fischer 7.3.1.2. Reacciones de Oxidación: Tollens, Fehling, etc. Formación de ácidos aldáricos 7.3.1.3. Reacciones de reducción; Formación de alditoles 7.3.1.4. Adición-Eliminación : Formación de oximas 7.4. 7.4.1. 7.4.2. 7.4.3. Dependientes de grupo hidroxilo Esterificación Formación de éteres Reacción con aldehídos y cetonas (formación de acetales) 6.6. 6.6.1. 6.6.2. 6.6.3. 6.7. 6.8. 6.9. 6.10. 6.11. 6.11.1. 6.11.2. 6.11.3. 6.11.4. 6.11.5. 6.11.6. 7.5. 7.6. 7.6.1. 7.6.2. 7.6.3. 7.6.4. 7.6.5. Dependientes de ambos grupos Análisis conformacional de carbohidratos Formación de hemiacetales Efectos estéricos Efectos polares Efectos estereoelectrónicos Efecto anomérico Oxidación Formación de ácidos aldónicos Formación de ácidos aldáricos Con ácido peryódico, con reactivo de Tollens, de Fehling y Benedict 7.7. 7.7.1. 7.7.2. 7.7.3. 6.12. 6.13. 6.14. 6.14.1. 6.14.2. métodos químicos Métodos enzimáticos de síntesis Química de péptidos y proteínas Nomenclatura y propiedades físicas Análisis conformacional de péptidos y proteínas 6.14.3. 6.14.3.1. 6.14.3.2. 6.14.4. 6.14.5. 7. Métodos de preparación Síntesis en fase sólida Síntesis en fase líquida Ruptura de enlace Hidrólisis parciales y totales Monosacáridos Nomenclatura y estructura Configuración serie L y D Propiedades químicas 7.11.4. 7.8. 7.9. 7.10. 7.11. 7.11.1. 7.11.2. 7.11.3. Reducción total Formación de osazonas Degradación de Ruff y de Whol Química de di y polisacáridos Nomenclatura y fuentes naturales Propiedades físicas Propiedades químicas: Comparadas a monosacáridos Métodos de determinación de la estructura 7.12. 7.12.1. 7.12.2. Ácidos Nucleicos Importancia de los ácidos nucleicos Estructura de las bases púricas y pirimídicas 7.1. 7.2. 7.3. 4 EDICIÓN 2012 7.12.3. Estructura de los azúcares que intervienen en los ácidos nucleicos 8.2.2.6. 9. Vitaminas Polímeros Clasificación de los polímeros Mecanismos de polimerización Ejemplos de polímeros Colorantes Teoría del color Espectro electromagnético Estructura molecular Interacción entre la energía radiante y las moléculas 7.12.4. Estructura de Nucleótidos y Nucleósidos 9.1. 9.2. 9.3. 10. 7.12.5. Análisis de los enlaces involucrados 7.12.6. 7.12.7. 7.12.8. 7.12.9. 7.12.10. 7.12.11. 8. Derivados de carbohidratos Antibióticos Inóforos Sideróforos Dextrinas Pectinas 10.1. 10.2. 10.3. 10.4. 10.4.1. Transiciones energéticas (electrónica, vibracional y rotacional) Lípidos Clasificación Ácidos grasos Propiedades químicas Reacción con diazometano Halogenación Conjugación del doble enlace Hidrogenación Peroxidación Ceras, Aceites y Grasas Jabones Detergentes Prostaglandinas Terpenos Esteroides 8.1. 8.2. 8.2.1. 8.2.1.1. 8.2.1.2. 8.2.1.3. 8.2.1.4. 8.2.1.5. 8.2.2. 8.2.2.1. 8.2.2.2. 8.2.2.3. 8.2.2.4. 8.2.2.5. 10.5. Definición de grupo cromóforo, auxócromo, efecto hipercrómico, hipocrómico, etc. 10.6. 10.6.1. 10.6.2. 10.6.3. 10.6.4. 10.6.5. 10.6.6. 10.6.7. Clasificación de los colorantes En base a su estructura química En base a su forma de aplicación Azoicos Del trifenil metano Indigoídes Antraquinoídes y naftoícos Porfirínicos Métodos de preparación, ejemplos de cada grupo. 10.7. 5 EDICIÓN 2012 REGLAMENTO INTERNO PARA LOS LABORATORIOS DEL DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA I. GENERALIDADES. 1. Las disposiciones de este reglamento regirán todas las actividades de los laboratorios del Departamento de Química Orgánica y serán obligatorias para los alumnos que cursen cualquier asignatura del departamento. 2. Los alumnos que deseen cursar el laboratorio, deberán reunir los requisitos que marca la E.N.C.B. así como los estipulados en el presente reglamento: a) No será permitida la estancia a los alumnos que no porten bata y lentes de seguridad (los lentes serán proporcionados al inicio de cada práctica y su uso y cuidado serán responsabilidad de los alumnos; los lentes serán devueltos al termino de cada práctica ) b) Los alumnos que no mantengan el comportamiento adecuado en el laboratorio no podrán permanecer en él. c) Para abandonar temporalmente el laboratorio durante el desarrollo de la práctica, se deberá solicitar el permiso correspondiente al profesor. d) Al concluir la práctica, los alumnos deberán dejar completamente limpio su lugar de trabajo y las áreas comunes como las campanas de extracción. 3. No se aceptarán alumnos condicionales. 4. Los alumnos a los que se les hayan autorizado baja en el curso, deberán presentar la constancia correspondiente; de no hacerlo, el curso se considerará reprobado. II. ORGANIZACIÓN. 1. La hora de entrada será la indicada en el horario de cada grupo, dándose una tolerancia máxima de 15 minutos, después de los cuales se pasará lista y no se permitirá la entrada al laboratorio. No habrá retardos. 2. El trabajo de laboratorio se realizará en el sitio indicado por el profesor. 3. Se formarán equipos de trabajo en el laboratorio, los cuales serán de dos o tres alumnos según las características del grupo, siendo permanentes durante todo el curso. 4. El total de equipos formados por grupo, serán divididos en dos o tres secciones. 5. La sesión de laboratorio iniciará con un seminario, en donde se tomarán los puntos teóricos necesarios, así como, las indicaciones de seguridad y de trabajo para la buena realización de la práctica; posteriormente se desarrollará la parte experimental de la misma. 6 EDICIÓN 2012 6. Cada equipo contará con la cantidad necesaria de reactivos para la realización de la práctica. No habrá reposición de los mismos, en caso de pérdida o accidente. 7. Cada equipo hará un vale al almacén, por el material que se requiera en la práctica, debiendo hacer una revisión exhaustiva del mismo en el momento de recibirlo y reportando cualquier anomalía al almacenista antes de entregar el vale. 8. En caso de ruptura o pérdida del material, se dará un plazo máximo de 15 días para reponerlo; de no hacerlo oportunamente, no se permitirá la realización de prácticas, las cuales serán calificadas con CERO. Si al final del semestre hay adeudo de material, la calificación del curso será reprobatoria. 9. Todo asunto relacionado con el material, se deberá tratar directamente con el almacenista. 10. Cada equipo deberá traer el siguiente material: cerillos, detergente, escobillones, franela, jerga, vaselina sólida, papel absorbente, aceite, perilla de seguridad o jeringa y espátula. 11. Al final de la práctica se entregará el material limpio; de no ser así, no será recibido por el almacenista. 12. El material roto o restos de material quedará en poder del almacenista y será destruido en presencia del alumno en el momento en que éste lo reponga en el almacén. III. EVALUACIÓN. 1. Para acreditar el curso teórico, el alumno deberá aprobar el curso práctico, para lo cual requerirá: a) Un mínimo de 80% de asistencias. b) Calificación final mínima de seis. c) No adeudar material 2. La evaluación del curso práctico se hará en la forma siguiente: a) Se realizarán cuatro exámenes parciales. No habrá examen final ni reposición. b) La calificación promedio de los seminarios, contará como un 5º examen parcial y el promedio de calificaciones del trabajo de laboratorio, como un 6º examen parcial. La calificación final del curso de laboratorio, será el promedio de estas 6 evaluaciones: E1 + E 2 + E 3 + E 4 + PS + PTL = CF 6 CF. E. PS. PTL. Calificación final Examen Parcial Promedio de calificaciones de seminarios Promedio de calificaciones del trabajo de laboratorio 7 EDICIÓN 2012 INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA TRABAJO EN EL LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA OBJETIVO. • • Conocer las normas y la metodología requeridas para el desempeño de las actividades que se realizan en el laboratorio. Desarrollar un criterio que le permita usar y comprender las operaciones y procesos comunes de la Química Orgánica y conocer las limitaciones y riesgos que conlleva dicho trabajo. Conocer el material de laboratorio, el equipo de vidrio, el manejo de los reactivos y el montaje de aparatos a utilizar durante la realización de las prácticas. Aprender a buscar información y a registrar las observaciones de manera metódica, precisa, completa y reproducible. • • INTRODUCCIÓN. La Química Orgánica es una materia experimental, por lo que se requiere de disciplina y metodología para la obtención de resultados confiables, así como de la aplicación de las normas de seguridad apropiadas para evitar accidentes. La realización de este trabajo implica el diseño experimental, observación y registro de datos y finalmente la interpretación de resultados. NORMAS DE TRABAJO. Procedimientos de operación en el Laboratorio de Química Orgánica. El laboratorio de Química Orgánica es una área de alto riesgo, por lo cual cualquier estudiante que sea sorprendido comportándose de manera inapropiada y no cumpla las normas indicadas será dado del laboratorio, con la consecuente baja de la materia. Actitud y Preparación. El trabajo de laboratorio demanda del estudiante una actitud crítica, inquisitiva y una cooperación ilimitada. Antes de realizar cualquier experimento, se deberán revisar los antecedentes teóricos de la reacción a efectuar, el mecanismo de reacción, los fundamentos fisicoquímicos así como los aspectos de seguridad involucrados en el manejo de los reactivos. La lectura previa y la comprensión de las indicaciones del experimento, permitirán que el curso y el desarrollo de la práctica sean claros en todos sus detalles. Al ingresar al laboratorio se deberá estar preparado físicamente; no hacer el trabajo de laboratorio con el estómago vacío o sin dormir. Se deberá llegar puntualmente ya que sólo se permiten 15 minutos de tolerancia, y se deberá estar preparado mentalmente para estudiar el experimento y planear las actividades. 8 EDICIÓN 2012 NORMAS DE SEGURIDAD PAR EL TRABAJOEN EL LABORATORIO DE QUÍMICA ORGÁNICA. 1. Es obligatorio el uso de bata y lentes de seguridad (personal) 2. Para cada experimento a realizar, el alumno deberá informarse de las medidas de seguridad, sobre el manejo y toxicidad de los reactivos, así como las recomendaciones específicas para su realización. 3. Es preciso identificar el lugar de los extinguidores y la ubicación de las salidas del laboratorio. 4. Queda prohibido fumar e ingerir alimentos y bebidas dentro del laboratorio. 5. Considerando que algunas sustancias químicas son irritantes (sólidos, líquidos y gas) a la piel y mucosas, debe evitarse; a) el contacto directo de productos en manos y cara; b) la inhalación directa de gases. Para hacer la inhalación es conveniente formar una ligera corriente de aire con la mano, sobre la boca de los recipientes hacia la nariz (Fig.1) 6. Los remanentes de reactivos utilizados no deben regresarse a los envases originales, y deben manejarse con pipetas y espátulas limpias y secas. 7. La transferencia de un líquido con pipeta nunca ha de realizarse succionando con la boca, sino que deberá utilizarse una perilla de hule, una perilla de seguridad, o una jeringa (Fig.2) 8. Cuando se efectúa una reacción química en un tubo de ensayo, debe cuidarse que la boca de éste no se dirija hacia un compañero o hacia sí mismo, ya que puede haber proyecciones. 9. Un accidente (por pequeño que sea) debe comunicarse de inmediato al maestro responsable en el laboratorio. 10. La gran mayoría de los disolventes orgánicos son volátiles e inflamables. Al trabajar con ellos deberá hacerse en lugares ventilados y nunca cerca de una flama. Los recipientes que los contienen deben mantenerse cerrados, en lugares frescos y secos. 11. Queda prohibida la visita de personas ajenas a la práctica que se realiza. 12. Cualquier quemadura con ácido, base o fuego, requiere que se ponga la parte afectada bajo el chorro de agua fría durante 15 minutos. 9 EDICIÓN 2012 FIGURA 1. FIGURA 2. 10 EDICIÓN 2012 Consideraciones de seguridad para la realización de las prácticas. Mantener la mesa de trabajo ordenada y limpia, sin productos o con agua derramados sobre ésta. En caso de derrames se deberá limpiar rápidamente el lugar utilizando papel absorbente, si el material es volátil se deberá colocar en la campana de extracción. Si se derrama un ácido concentrado sobre la mesa se deberá utilizar una solución de bicarbonato de sodio para neutralizarlo, si es una base la que se ha derramado se deberá utilizar ácido acético diluido. Se deberán mantener limpias y ordenadas las áreas comunes, las áreas de pesado de reactivos y las balanzas. No contaminar los reactivos con espátulas o pipetas que tengan restos de otros reactivos. Material de vidrio. No usar material de vidrio roto o en mal estado, revisar el material antes de utilizarlo. Utilizar material de vidrio limpio y seco. No utilizar el termómetro como agitador. Identificar cada uno de los materiales de vidrio por su nombre (Figura 3). FIGURA 3. 11 EDICIÓN 2012 Nunca evaporar materiales inflamables calentando con la flama del mechero. Está estrictamente prohibido calentar un sistema cerrado, ya que éste puede ser causa de una proyección que puede convertirse en explosión. En caso de producirse fuego, tener identificadas las ubicaciones de los extinguidores, los botes de arena, y el material de auxilio, así como la salida más próxima. Al calentar con baño de aceite, revisar que el recipiente donde se encuentra el aceite esté totalmente seco ya que la presencia de agua provoca proyecciones de aceite caliente. El fuego de un tubo de ensaye o matraz puede sofocarse con un vidrio de reloj, con el extintor o con arena. En caso de fuego en la ropa en una persona, cubrirlo con una manta y evitar correr. LOS DESECHOS SE COLOCARÁN EN LOS LUGARES DESTINADOS A ESTE FIN. COLOCAR EL PAPEL Y LA BASURA EN LOS RECIPIENTES APROPIADOS, NO TIRAR NINGÚN REACTIVO O DESECHO QUÍMICO EN LAS TARJAS. En casos de tener alguna condición física que pueda afectar tu rendimiento o tu salud, como alergias, embarazo, epilepsia, etc. informar al profesor; dicha información será totalmente confidencial. En caso de accidente informar inmediatamente al profesor. Desarrollo de la Práctica. El trabajo de laboratorio no empieza en el momento que se entra al laboratorio, por el contrario, previamente se ha de realizar una investigación bibliográfica sobre la práctica que se realizará. Seminario. El propósito del seminario es aclarar cualquier aspecto de la práctica que no esté comprendido, por lo que se requiere de la participación de todos los estudiantes. Informe de resultados. El profesor indicará las características que deberá contener cada informe. 12 EDICIÓN 2012 Etiquetado de seguridad de productos químicos. La etiqueta es, en general, la primera información que recibe el usuario y es la que permite identificar el producto en el momento de su utilización. Todo recipiente que contenga un producto químico deberá llevar una etiqueta visible en su envase que, contenga: • Nombre de la sustancia o del preparado. • Fecha de preparación u obtención. • Nombre de la persona o equipo que lo preparó, grupo y sección. • Símbolos e indicaciones de peligro para destacar los riesgos principales. Para manejar con seguridad las sustancias químicas se han ideado diversos códigos y pictogramas dependiendo de la casa fabricante. A continuación se muestra uno de los más usados. (Azul) (Rojo) (Blanco) FIGURA 4. (Amarillo) Algunos de los pictogramas de peligro más utilizados se muestran a continuación en la siguiente Tabla 13 EDICIÓN 2012 TABLA 1. Pictogramas de peligrosidad. Clasificación: Sustancias y preparaciones que reaccionan exotérmicamente también sin oxígeno y que detonan según condiciones de ensayo fijadas, pueden explotar al calentar bajo inclusión parcial. Ejemplo: dicromato de amonio. Precaución: Evitar el choque, Percusión, Fricción, formación de chispas, fuego y acción del calor. Clasificación: Líquidos con un punto de inflamación inferior a 21ºC, pero que NO son altamente inflamables. Sustancias sólidas y preparaciones que por acción breve de una fuente de inflamación pueden inflamarse fácilmente y luego pueden continuar quemándose o permanecer incandescentes. Precaución: Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y fuentes de calor. F Fácilmente inflamable A. Sustancias autoinflamables. Ejemplo: alquilos de aluminio, fósforo. Precaución. Evitar contacto con el aire B. Gases fácilmente inflamables. Ejemplo: butano, propano. Precaución. Evitar la formación de mezclas inflamables gas gasaire y aislar de fuentes de ignición. C. Sustancias sensibles a la humedad. Productos químicos que desarrollan emanaciones de gas inflamable al contacto con el agua. Ejemplo: litio, borohidruro de sodio. Precauciones: evitar contacto con agua o con humedad. E Explosivo Clasificación: Líquidos con un punto de inflamación inferior a 0ºC y un punto de ebullición de máximo de 35ºC. Gases y F+ mezclas de gases, que a presión normal y a temperatura usual Extremadamente Extremadame son inflamables en el aire. inflamable Precaución: Mantener lejos de llamas abiertas, chispas y fuentes de calor. Clasificación: Destrucción del tejido cutáneo en todo su espesor en el caso de piel sana, intacta. Ejemplo: bromo, ácido sulfúrico. Precaución: Mediante medidas protectoras especiales evitar el contacto con los ojos, piel e indumentaria. NO inhalar los vapores. En caso de accidente o malestar consultar inmediatamente al médico. Clasificación: La inhalación y la ingestión o absorción cutánea en pequeña cantidad, pueden conducir a daños para la salud de magnitud considerable, eventualmente con consecuencias mortales. Ejemplo: trióxido de arsénico, cloruro de mercurio (II). Precaución: evitar cualquier contacto con el cuerpo humano. En caso de malestar consultar inmediatamente al médico. En caso de manipulación de estas sustancias deben establecerse procedimientos específicos. C Corrosivo T Tóxico 14 EDICIÓN 2012 T+ Muy Tóxico Clasificación: La inhalación y la ingestión o absorción cutánea en MUY pequeña cantidad, pueden conducir a daños de considerable magnitud para la salud, posiblemente con consecuencias mortales. Precaución: Evitar cualquier contacto con el cuerpo humano, en caso de malestar tar consultar inmediatamente al médico. Clasificación: (Peróxidos orgánicos). Sustancias y preparados que, en contacto con otras sustancias, en especial con sustancias inflamables, producen reacción fuertemente exotérmica. Peligro de inflamación: Pueden favorecer los incendios comenzados y dificultar su extinción. Ejemplo: permanganato de potasio, peróxido de sodio. Precaución: Evitar todo contacto con sustancias combustibles. Clasificación: La inhalación, la ingestión o la absorción cutánea pueden provocar daños para la salud agudos o crónicos. Peligros para la reproducción, peligro de sensibilización por inhalación. Ejemplo: tricloroetileno. Precaución: evitar el contacto con el cuerpo humano. huma Clasificación: Sin ser corrosivas, pueden producir inflamaciones en caso de contacto breve, prolongado o repetido con la piel o en mucosas. Peligro de sensibilización en caso de contacto con la piel. ilo. Ejemplo: amoníaco, cloruro de bencilo. Precaución: Evitar el contacto con ojos y piel; no inhalar vapores. O Comburente Xn Nocivo Xi Irritante Clasificación: En el caso de ser liberado en el medio acuático y no acuático puede producirse un daño del ecosistema por cambio del equilibrio natural, inmediatamente o con posterioridad. Ciertas sustancias o sus productos de N transformación pueden alterar simultáneamente simultáneament diversos Peligro para el compartimentos. medio ambiente Precaución: Según sea el potencial de peligro, no dejar que alcancen la canalización, en el suelo o el medio ambiente. Observar las prescripciones de eliminación de residuos especiales. 15 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 1 REACCIONES DE ADICIÓN OBJETIVOS 1. Ilustrar las reacciones de adición electrofílica y nucleofílica en compuestos con dobles enlaces polarizados y no polarizados 2. Analizar diferencias y analogías entre ambos mecanismos de reacción. 3. Analizar la diferencia en reactividad de diferentes tipos de compuestos carbonílicos hacia la adición nucleofílica. ANTECEDENTES La solución de bromo en tetracloruro de carbono es roja. Al agregarle unas cuantas gotas de un alqueno el color desaparece. INTRODUCCIÓN Definición. Reacción de Adición: Reacción en la que un reactivo X-Z se une a un enlace multiple, de modo que X se une a uno de los carbonos del enlace múltiple y Z al otro. R2 R R3 R1 2 R X z R X R1 z R3 Fig. 1.1 Las reacciones de adición son características de compuestos insaturados, ya sea con dobles ó con triples enlaces, siendo estos polares y no polares. Fig. 1.2 16 EDICIÓN 2012 ENLACES MULTIPLES POLARES R C R´ N H R´ R C S R´ R C O R C N ENLACES MULTIPLES NO POLARES R C R C R R R C C R N N Fig. 1.2 En la Fig. 1.1 Se indica de manera general la reacción de adición en donde el reactivo X-Z también puede ser representado como E-Nu. El grupo E (electrofílico) de un reactivo E-Nu, se une a uno de los átomos del doble enlace y el grupo Nu (nucleofílico) se une al otro, dando un producto que presenta un enlace sencillo entre los átomos que presentaban el doble enlace. El enlace pi (π) se rompe, así como el enlace sigma (σ) presente en la especie E-Nu, formándose dos nuevos enlaces sigma, en el compuesto que presentaba el enlace múltiple. A continuación se esquematiza la reacción general de la adición electrofilica (1) y de la adición Nucleofílica (2) E Nu E Nu 1) E 2) Nu O OE Nu Fig. 1.3 I.- ADICION ELECTROFÍLICA. Ocurre generalmente en dobles enlaces no polares. El paso iniciador, es la reacción de la parte electrofílica del reactivo E-Nu con el doble enlace, para producir un carbocatión y el segundo paso, el ataque de la parte nucleofílica al carbocatión, para dar el producto de adición. (Fig. 1.4) 17 EDICIÓN 2012 MECANISMO E a) E Nu E b) Nu E Nu Fig. 1.4 Algunos de los reactivos que se adicionan al doble enlace carbono-carbono por este mecanismo, son: Br2,( bromación),Cl2, ( cloración), H-X (hidrohalogenación), H2O (hidratación); B2H6, (hidroboración), H2 (hidrogenación), etc. II.- ADICION NUCLEOFÍLICA. Ocurre generalmente en dobles enlaces polares. El paso iniciador es el ataque de la parte nucleofílica del reactivo E-Nu al doble enlace en su parte más electrofilica para producir un intermediario aniónico y el segundo paso, es la reacción entre este intermediario y la parte electrofilica del reactivo E-Nu, para dar el producto de adición. (Fig. 1.5) MECANISMO E Nu 1) O O Nu E 2) O Nu E OE Nu Fig. 1.5 Algunos de los reactivos que se adicionan a dobles enlaces polarizados, por este mecanismo, son: HCN (formación de cianohidrinas), R-OH (formación de cetales y 18 EDICIÓN 2012 acetales), R-SH (formación de tiocetales y tioacetales), H2O (formación de hidratos), RMgX (reacciones de Grignard), NH2-Z (adición de compuestos de nitrógeno), carbaniones (condensaciones), etc. En esta práctica se realizarán reacciones de adición electrofílica y nucleofílica. I.- ADICION ELECTROFÍLICA. Reacción de adición de bromo: Br 2/CCl 4 Br Br Es una adición anti estereoespecífica. II. ADICION NUCLEOFÍLICA. a) Reacción de adición bisulfítica: O Na O 3S NaHSO 3 H OH H Se lleva a cabo en aldehídos principalmente y en cetonas de bajo peso molecular con poco impedimento estérico. El producto de adición bisulfítica es soluble en agua y se descompone fácilmente, regenerando el carbonilo original. b) Reacción con el reactivo de Schiff. La fucsina es un colorante rosa del trifenilmetano, el cual es convertido por el ácido sulfuroso en el ácido leucosulfónico incoloro. 19 EDICIÓN 2012 H2N NH2 Cl Fucsina NH2 REACCIÓN (obtención del reactivo de Schiff) OH S H2N NH2 Cl HN SO3H O NH3 Cl 2H2O Fucsina 3 H2SO3 Fucsina incolora NH2 HN S OH O El ácido leucosulfónico o la fucsina incolora es el llamado propiamente reactivo de Schiff, es inestable y pierde ácido sulfuroso cuando se trata con un aldehido, produciendo un colorante quinoide de color violeta-púrpura. 20 EDICIÓN 2012 REACCIÓN (Adición Nucleofílica a aldehido) OH R NH3 Cl R O H O S HN H O NH2 O S HN OH SO3H 2 Fucsina incolora HN S OH O HN S O O H OH R Solución violeta-púrpura III. REACCIONES DE COMPUESTOS CARBONILICOS CON Hα. El grupo carbonilo confiere cierta acidez a los hidrógenos alfa (Hα). Debido a ésta acidez, un compuesto carbonílico con Hα, puede existir en dos formas tautoméricas llamadas ceto y enol. La reacción de enolización, se pone de manifiesto en aquellos compuestos que contienen alto porcentaje de enol, dando coloraciones características con cloruro férrico y produciendo enolatos de fierro color rojo-violeta. Los enolatos de compuestos carbonílicos, pueden actuar como nucleófilos y adicionarse a dobles enlaces polares. O O OEt EtO OH O Tautómero Ceto FeCl3 OH O EtO O OH Fe O OH OEt OEt Tautómero Enol Complejo de Fierro (Rojo) 21 EDICIÓN 2012 MATERIAL Por sección: 6 buretas 10 pipetas graduadas de 5 mL Por equipo: 10 Tubos de ensayo 1 Gradilla 1 Vasos de precipitados de 150 mL 1 Vasos de precipitados de 200 mL 1 Varilla de vidrio REACTIVOS Acetoacetato de etilo Acetona Bromo/ CCl4 ó H2O 1:10 Benzaldehido Benzofenona Cloruro Férrico al 10% Ciclohexeno Ac. Fumárico ó Ac. Maleico Permanganato de potasio al 10% Ciclohexanona Dibenzalacetona Etanol Formaldehído Bisulfito de sodio Solución Alcohólica saturada de bisulfito de sodio Reactivo de Schiff PARTE EXPERIMENTAL ** Antes de comenzar la práctica revisa que cuentes con todos los compuestos a realizar para todas las pruebas aquí incluidas (recordando que son pruebas cualitativas donde no es tan importante la medida de peso o volumen exactos). I. ADICIÓN ELECTROFÍLICA. 1. coloca en un tubo de ensayo 0.5 mL de ciclohexeno y en otro tubo coloca 0.1 g de ácido fumárico ó ácido. maleico, (No es necesario pesarlo, solo coloca una pizca). 2. Agrega dos gotas de bromo en agua ó CCl4 a cada tubo y observa. 3. Realiza la misma experiencia con permanganato de potasio al 10%. 22 EDICIÓN 2012 II. ADICIÓN NUCLEOFÍLICA. a) Adición Bisulfítica. 1. Coloca en 6 tubos de ensayo, 0.1mL ó 0.1g (pizca) de los compuestos carbonílicos a analizar. 2. Adiciona poco a poco, 1 mL de solución alcohólica saturada de NaHSO3. 3. Agita vigorosamente y observa. 4. Si se obtiene un precipitado, agrega poco a poco 2 mL de agua y observa si el precipitado se solubiliza. b) Reacción con el reactivo de Schiff. 1. En 6 tubos de ensayo coloca (una pizca) ó 1 gota de los compuestos carbonílicos a ensayar y 2 mL de agua (o etanol). 2. Agrega 2 mL de reactivo de Schiff y agita. 3. Observa la coloración y compara con un tubo patrón (negativo) que contenga 1 mL de reactivo de Schiff y 2 mL de agua. III. ENOLIZACIONES. 1. En un tubo de ensayo disuelve 0.5 mL de acetoacetato de etilo en 1 mL de agua, agita y agrega 2 gotas de solución diluida de cloruro de fierro. 2. Observa la coloración. En seguida agrega gota a gota mediante una bureta, una solución fría (1:10) de agua de bromo, hasta que la coloración desaparezca. 3. Después de un tiempo, la coloración reaparece. 4. Repite la misma experiencia empleando acetona. Efectúa la prueba del inciso I con ciclohexeno y ácido maleico ó ácido fumárico Efectúa las pruebas a) y b) del inciso II con acetona, benzofenona, benzaldehído, ciclohexanona, dibenzalacetona y formaldehído. 23 EDICIÓN 2012 Completa la tabla de resultados que se incluye a continuación. RESULTADOS: COMPUESTO POSITIVO NEGATIVO OBSERVACIONES PRUEBA I ADICIÓN ELECTROFILICA CICLOHEXENO AC. FUMÁRICO AC. MALÉICO PRUEBA II (A) ADICIÓN NUCLEOFÍLICA CON BISULFITO ACETONA BENZOFENONA BENZALDEHÍDO CICLOHEXANONA DIBENZALACETONA FORMALDEHÍDO PRUEBA II (B) ADICIÓN NUCLEOFILICA CON REACTIVO DE SCHIFF ACETONA BENZOFENONA BENZALDEHIDO CICLOHEXANONA DIBENZALACETONA FORMALDEHÍDO PRUEBA III ENOLIZACION ACETOACETATO DE ETILO ACETONA 24 EDICIÓN 2012 DIAGRAMA DE FLUJO. I.- Adición Electrofílica. Adición de Bromo. CO2H HO2C HO2C CO2H REACTIVOS ADICIONAR GOTAS DE SOLN. DE Br 2/CCl 4 o AGUA OBSERVAR PRODUCTOS REPETIR LA PRUEBA USANDO SOLUCIÓN DE KMnO 4 PRODUCTOS 25 EDICIÓN 2012 DIAGRAMA DE FLUJO ADICIÓN NUCLEOFÍLICA II. a) Adición Bisulfítica REACTIVOS O PRODUCTOS O H O O ADICIONAR 1 ml DE SOLN. ALCOHOLICA SATURADA DE BISULFITO DE SODIO O H H O 26 EDICIÓN 2012 DIAGRAMA DE FLUJO II. b) Reactivo de Schiff REACTIVOS O PRODUCTOS O H O O ADICIONAR 2ml de AGUA ó ETANOL Y 2 ml de REACTIVO DE SCHIFF O H H PREPARAR TUBO PATRÓN CON 2ml DE AGUA Y 2ml DE REC. DE SCHIFF. COMPARAR O 27 EDICIÓN 2012 III.- Enolizaciones O O O O Et ADICIONAR AGUA Y SOLUCIÓN DILUIDA DE FeCl 3 OBSERVAR COLORACION ADICIONAR GOTAS DE SOLUCIÓN DE BROMO Tratamiento de Residuos Depositar los productos de las reacciones en frascos debidamente etiquetados como residuos clorados o no clorados. En el caso de que exista reacciones acido base en las cuales se genere una sal disuelta en agua ésta puede ser arrojada directamente a la tarja. BIBLIOGRAFÍA 1. Keese, R., Müller R. K., Toube T. P. Métodos de laboratorio para química orgánica. Editorial Limusa S. A. de C. V. México, 1990 2. Pavia D. L., Lapman G. M., Kritz G. S. Jr. Introduction to Organic Laboratory Techniqúes. A contemporary approach. W. B. Saunders Company, USA. 1976 3. Hünig S., Markl G., Sauer J. Integriertes Organisches Praktikum. Verlag Chemie, 4. Shriner, Fuson, Curtin., Identificación sistematica de compuestos orgánicos., Editorial Limusa S. A. de C. V. México, 1982. 28 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 2 SÍNTESIS DE DIBENZALACETONA (Reacción de Claisen-Schmidt) OBJETIVOS. 1. Realizar la reacción de Claisen-Schmidt para obtener una cetona α, β-insaturada (dibenzalacetona), por condensación de un aldehído aromático con una cetona alifática. 2. Purificar e identificar la dibenzalacetona por medio de una reacción química y por la determinación de su punto de fusión. INTRODUCCIÓN. Las reacciones de condensación entre aniones enolato y compuestos carbonílicos, se pueden considerar entre las más útiles en química orgánica. La condensación implica el ataque nucleofílico del enolato sobre el centro electrofílico del carbonilo. De manera general, cuando ésta reacción ocurre entre un enolato derivado de un aldehído ó cetona y otra molécula de aldehído o cetona, se le denomina condensación aldólica. El primer producto obtenido en una condensación aldólica es un aldol (beta-hidroxicetona beta-hidroxialdehído), el cual puede deshidratarse bajo condiciones apropiadas para dar como producto final un aldehído o cetona alfa-beta-insaturada. En muchas ocasiones es posible aislar el aldol si así se desea, aunque en otros casos el producto deseado es el compuesto alfa-beta-insaturado. A continuación se muestra una reacción típica de condensación aldólica seguida de deshidratación. Fig.1 H O O O O H enolato H H aldol O OH O -H2O + - OH cetona α,β−insaturada Fig. 1 Mecanismo general de una reacción de condensación. 29 EDICIÓN 2012 Un problema que se presenta en la condensación aldólica entre dos moléculas diferentes, es la posibilidad de obtener varios productos de reacción. Esto se debe a que generalmente las dos moléculas participantes, tienen hidrógenos enolizables y por lo tanto se pueden formar enolatos de ambas. También se debe tomar en cuenta, que las dos moléculas pueden actuar como electrófilo en un momento dado. El problema se minimiza, si es posible utilizar como electrófilo, un aldehído que no contenga hidrógenos enolizables, como un aldehído aromático. Cuando el enolato de una cetona se condensa con un aldehído aromático, la reacción de deshidratación para dar la cetona alfa-beta-insaturada, ocurre de manera espontánea. Este tipo particular de condensación aldólica, es conocida como reacción de Claisen-Schmidt. La deshidratación espontánea ocurre porque el producto final contiene un sistema insaturado altamente conjugado (carbonilo-doble enlace-anillo aromático), que proporciona estabilidad a la molécula. REACCIÓN. En esta práctica se llevará a cabo la síntesis de dibenzalacetona (también conocida como estirilcetona, dibencilidenacetona ó 1,5-difenil-1,4-pentadien-3-ona), la cual se obtiene a través de una doble reacción de Claisen-Schmidt, entre benzaldehído y acetona, como se muestra en el esquema siguiente: O O 2 H+ B - O -2H2O Benzaldehido Acetona Dibenzalacetona 30 EDICIÓN 2012 Las propiedades físicas de las materias primas y del producto, se resumen en la siguiente tabla. BENZALDEHIDO 106.1 179 -----1.04 ACETONA 58.1 56 ----0.79 DIBENZALACETONA 234.3 -----110-111 ------ P.M.(g/mol) p.eb.(ºC) p.f.(ºC) Densidad (g/mL) Solubilidad soluble en acetona y soluble en alcohol y cloroformo soluble en etanol éter poco soluble en alcohol y y éter poco soluble en agua éter Insoluble en agua. MECANISMO. El esquema general del mecanismo de reacción, se muestra a continuación. A primera vista puede parecer muy largo y complicado, sin embargo la síntesis de la dibenzalacetona involucra dos reacciones consecutivas de condensación de ClaisenSchmit catalizadas por base. El mecanismo se divide en diez etapas, cada una de las cuales se analizan a continuación. El primer paso (1) es la generación del enolato de la acetona, el cual ataca al carbonilo del benzaldehído (2) para generar el alcóxido correspondiente, que toma un protón del disolvente, produciendo un aldol (3). En la etapa (4) muestra la formación de un nuevo enolato que conduce a la deshidratación del aldol (5), para producir la cetona alfa-betainsaturada. En la etapa (6) se forma nuevamente un enolato, ahora en el otro extremo de lo que era la acetona. El enolato ataca a otra molécula de benzaldehído (7) para formar un nuevo alcóxido, el cual toma otro protón del disolvente para dar un segundo aldol (8). Las etapas (9) y (10) muestran nuevamente la formación de otro enolato, que conduce a la deshidratación del aldol y consecuentemente a la formación del producto final. Esquema 1. 31 EDICIÓN 2012 O EtO H (1) O CH 2 H O O O (2) (3) O OH H (5) EtO OH O (4) H OH EtOH O (6) EtO O H (7) O O O (8) EtOH O OH (9) EtO O OH H (10) OH O Esquema 1. Mecanismo de reacción, para la síntesis de la dibenzalacetona. REACTIVOS Acetona Benzaldehído Etanol Hidróxido de sodio Soln. de NaOH al 10% Soln. de Br2 / CCl4 Carbón activado 0.5 mL 1.3 mL 20 mL 1.25 g 12.5 mL gotas MATERIAL 2 Vasos de precipitados de 100 mL 2 Matraz Erlenmeyer de 125 mL 1 Embudo de vidrio 2 Tubos de ensayo 1 Termómetro 1 Mechero Bunsen 1 Rejilla 1 Soporte 1 1 1 1 1 1 Anillo metálico Tapón de hule Probeta de 50 mL Baño maría Varilla de vidrio Papel filtro 32 EDICIÓN 2012 PARTE EXPERIMENTAL En un matraz Erlenmeyer de 125 mL disolver 1.25 g de NaOH en 12.5 mL de agua, controlando que la temperatura de la solución resultante sea menor de 25ºC (enfriar con agua de la llave si es necesario). El paso anterior no se requiere si la solución al 10% de hidróxido de sodio ya se tiene preparada. En otro matraz de 125 mL mezclar 1.3 mL de benzaldehído, 0.5 mL de acetona y 6 mL de etanol, agregar poco a poco y con agitación, la solución de NaOH al 10% preparada anteriormente. Tapar el matraz con el tapón de hule y continuar con agitación suave por un período de 15 minutos. Observar y tomar nota de todos los cambios observados, a continuación filtrar la mezcla que se obtuvo. Lavar el residuo que queda en el papel (la dibenzalacetona cruda) con dos porciones de 4 mL de agua. Purificar la dibenzalacetona por recristalización con etanol. Para esto transferir el sólido (crudo de reacción) a un vaso de precipitados y adicionar 8 mL de etanol. Calentar el vaso suavemente (en un baño de agua), adicionar otra porción de 2 mL de etanol si el sólido no se disuelve completamente y volver a calentar. Repetir este proceso hasta que todo el sólido se disuelva, filtrar en caliente, (precaución el etanol el inflamable) dejar reposar para que el etanol se enfríe y el sólido recristalice. Filtrar el sólido nuevamente y dejarlo secar al aire por unos minutos. IDENTIFICACIÓN. 1. Para la identificación del producto colocar una mínima cantidad del producto en un tubo de ensayo y disolverlo en 1 mL de acetona. 2. Simultáneamente tomar otro tubo de ensaye y rotularlo como testigo con 1 mL de etanol. 3. A continuación adicionar unas gotas de solución de bromo en tetracloruro de carbono y observar si hay algún cambio en el color de la solución de bromo. 4. Determinar el punto de fusión del producto seco (de preferencia dejarlo secar hasta la siguiente sesión) y compararlo con el punto de fusión de la dibenzalacetona pura 110-111º C. 33 EDICIÓN 2012 PRECAUCIONES E INDICACIONES. • • Tener mucho cuidado al utilizar el mechero. Tanto la acetona como el benzaldehído y el etanol son sustancias altamente inflamables. El benzaldehído y el tretracloruro de carbono son tóxicos por inhalación y por contacto. Trabajar en un área ventilada y tratar de exponerse a los vapores lo menos posible. Evitar tener contacto directo de estas sustancias con la piel. • Se puede acelerar la cristalización frotando suavemente las paredes internas del vaso con una varilla de vidrio o bien, si se coloca el vaso de precipitados en el baño de agua fría, aunque los cristales que se obtienen de esta manera no son tan buenos como los que se obtienen por precipitación espontánea. DIAGRAMA DE FLUJO SÍNTESIS DE DIBENZALACETONA 34 EDICIÓN 2012 Anota tus observaciones, tus resultados, realiza el cálculo de rendimiento, discute tus resultados y concluye. CUESTIONARIO. 1. Indicar cuál es la función del etanol en la síntesis de la dibenzalacetona. 2. Poco tiempo después del inicio de la reacción aparece un precipitado. ¿Indicar de qué compuesto se trata? 3. En el transcurso de la reacción para obtener dibenzalacetona se forman dos carbaniones: (a) Escribir la estructura de cada uno de ellos. (b) Indicar cuál de los dos sería el más estable. 4. Escribir las reacciones que se llevan a cabo en la parte de la identificación. 5. Aplicando la reacción de Claisen Schmidt, indicar: (a) las reacciones necesarias para la obtención de benzalacetofenona (chalcona) y (b) la estructura del carbanión principal que se formaría en el transcurso de la reacción. 6. Indicar a qué se debe que la dibenzalacetona presente color, siendo las materias primas incoloras. 35 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 3 SÍNTESIS DE ALCOHOL BENCÍLICO Y ACIDO BENZOICO OBJETIVO. 1. Estudiar las propiedades químicas de compuestos carbonílicos sin hidrógenos en posición alfa (Hα.) INTRODUCCIÓN. Cuando aldehídos que no poseen átomos de hidrógeno en posición alfa, se colocan en presencia de un álcali concentrado, se produce una reacción de óxido-reducción, donde el aldehído (dos moles) actúa como agente oxidante y como agente reductor; por lo tanto los productos de la reacción, son un alcohol y la sal de un ácido carboxílico. REACCIÓN. O 2 H - O OH OH + OH Benzaldehido Ac. Benzoico Alcohol Bencílico 36 EDICIÓN 2012 MECANISMO. PROPIEDAD Estado físico P. M g/ mol p.f. ° C p. eb ° C Densidad g/ml Solubilidad PROPIEDADES ALCOHOL BENCÍLICO Líquido 108.06 -15.3 202-206 1.04 s. en agua, etanol, metanol y éter FÍSICAS ACIDO BENZOICO Sólido 122.05 122-123 249 1.32 s. en etanol, éter y tetracloruro de carbono MATERIAL Agitador Embudo de separación Embudo de vidrio Matraz Erlenmeyer de 125 mL Refrigerante Baño María Probeta vasos de precipitados de 600 y 250 mL Unión triple Termómetro Porta termómetro 37 REACTIVOS Benzaldehído Hidróxido de potasio Ácido clorhídrico concentrado Éter etílico Sulfato de sodio anhidro Carbón activado Solución diluida de hidróxido de sodio Bisulfito de sodio EDICIÓN 2012 Pinzas Anillo metálico Rejilla de asbesto Mechero Soportes PARTE EXPERIMENTAL Reacción de Cannizaro En un matraz Erlenmeyer disolver 13.5g de hidróxido de potasio con 12.5mL de agua, una vez disuelto el hidróxido, dejar que enfríe la disolución hasta temperatura ambiente, una vez fría la disolución, adicionar lentamente y con agitación 14.5mL de benzaldehído, tapar el matraz y agitar constantemente; llevar a un baño de agua a una temperatura de 65° C, mantener la mezcla a esa tempe ratura durante 1 hora. Es importante agitar constantemente para evitar un sobrecalentamiento. Obtención de ácido benzoico y alcohol bencílico Agrega 50 mL de agua para disolver el benzoato de potasio formado y transfiere la solución a un embudo de separación. 1. Enjuaga el recipiente con 15 mL de éter etílico y agrega éste al embudo de separación. 2. Agita para extraer el alcohol bencílico con el éter, separa y efectúa dos extracciones más, empleando 10 mL de éter etílico en cada una; junta los extractos etéreos obtenidos y guarda la solución acuosa separada. 3. Si percibes olor a benzaldehído (almendras dulces), agita la solución etérea con 7 mL de solución saturada de bisulfito de sodio; separa la capa acuosa, lava la capa etérea con 5 mL de solución diluida de hidróxido de sodio, volver a separar y lavar con agua. Seca el producto, empleando sulfato de sodio anhidro. 4. Decanta la solución etérea y destila el éter, calentando a baño maría; retira éste y colecta el alcohol bencílico que destila a 204 oC. 5. La solución acuosa guardada, viértela lentamente y con agitación, en una mezcla de 40 mL de ácido clorhídrico concentrado, 40 mL de agua y 50 g de hielo picado. 38 EDICIÓN 2012 6. Filtra el precipitado de ácido benzoico, lava con una pequeña cantidad de agua y recristaliza de agua caliente. 7. Seca, pesa y calcula el rendimiento. IDENTIFICACION DE LOS PRODUCTOS. ♦ Para el ácido benzoico, determinar su punto de fusión y su solubilidad en tetracloruro de carbono. ♦ Para el alcohol bencílico, comprobar su solubilidad en metanol y su punto de ebullición. CUESTIONARIO 1. a) Investiga y escribe la estructura de los productos que se obtienen de la reacción de benzaldehído con KOH, indicando ¿cuál es el producto de oxidación y cuál de reducción? b) Explica ¿Por qué uno de los productos se obtiene en forma de sal? Incluye su estructura c) Explica en base a qué propiedades se separaron los productos formados. 2. Explica ¿Cuál es la razón de eliminar el benzaldehído residual? 3. Explica cuál es la razón de agregar NaOH después de adicionar bisulfito de sodio. 39 EDICIÓN 2012 4. Investiga o diseña un método diferente al empleado en el laboratorio, para separar el alcohol bencílico del ácido benzoico. 5. Investiga ¿Qué características deben presentar los compuestos carbonílicos para dar la reacción de Cannizaro? 6. Investiga y escribe la forma de calcular el rendimiento teórico del alcohol bencílico y ácido benzoico obtenidos. 40 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 4 SÍNTESIS DE ACETATO DE ISOAMILO (ESTERIFICACIÓN DE FISCHER) OBJETIVOS. 1. Efectuar la síntesis de un éster por el método de Fischer. 2. Analizar los factores que se requieren para conseguir que una reacción en equilibrio se desplace hacia la formación de los productos. 3. Aplicar el método de Fischer en la preparación de un éster con importancia comercial. TEORÍA. Los ésteres son compuestos ampliamente difundidos en la naturaleza; gran variedad de ellos tienen aromas fragantes y se encuentran en frutas y flores; algunos ejemplos se muestran en la siguiente tabla. Compuesto Formiato de etilo Acetato de octilo Butanoato de metilo Acetato de 3-metilbutilo Butirato de etilo 2-aminobenzoato de metilo Acetato de n-amilo Sabor Ron Naranja Manzana Plátano Piña Uva Frutas En general los ésteres de los ácidos alifáticos lineales de cadena larga, constituyen los aceites grasos y ceras presentes en animales y vegetales. Los ésteres pueden prepararse tratando un ácido carboxílico con un alcohol en presencia de un catalizador ácido, que con frecuencia es el ácido sulfúrico concentrado. La conversión de un ácido carboxílico y un alcohol en un éster recibe el nombre especial de esterificación de Fischer. 41 EDICIÓN 2012 La esterificación catalizada con ácido es reversible y en general, en el equilibrio, hay presentes cantidades apreciables de ácido carboxílico y alcohol. Siendo ésta una reacción en equilibrio, en necesario controlar las condiciones de reacción para lograr la producción de ésteres con alto rendimiento. Esto solo podrá llevarse a cabo sólo si se dispone de medios para desplazar el equilibrio hacia la formación del éster. Existen varias formas para lograr esto, entre las que se encuentran: a) Adición de exceso de reactivos (de alcohol o de ácido carboxílico, generalmente el más económico o menos tóxico). b) Remoción del agua o del éster por destilación de una mezcla azeotrópica. c) Remoción del agua mediante un agente deshidratante, siendo éste el método más efectivo, ya que permite rendimientos hasta de un 100%. La selección de un método en particular, depende de las propiedades de los reactivos y de los productos de reacción, así como de su dificultad de manejo y costo, la formación del éster se incrementa si las reacciones de esterificación están catalizadas con pequeñas cantidades de ácidos fuertes (H2SO4, HCl, H3PO4). Cuando un ácido carboxílico reacciona con un alcohol que ha sido marcado con O18, el oxígeno marcado aparece en el éster. Esto revela que la ruptura de enlace ocurre entre el carbono del grupo carboxilo y el -OH del mismo, como se muestra a continuación. O 18 O 18 + HO R R OH R + H 2O OH Reacción por efectuar O + OH H HO + O O + H O 2 42 EDICIÓN 2012 PM (g/mol) Solubilidad Densidad (g/mL) P. ebullición (° C) Toxicidad Ácido acético glacial 60 s. en agua y etanol 1.0520 117 Muy irritante Alcohol isoamílico 88 s. en etanol y éter etílico 0.8120 131 Moderado Alcohol n-amílico 88 s. en etanol y éter etílico 0.8120 138 Moderado Acetato de isoamilo 130 s. en etanol y éter etílico; i.s. agua 0.875620 145 Moderado Ácido sulfúrico 98 s. en agua y etanol 1.8420 310 Extremadamente corrosivo Tolueno PM (g/mol) 92 i.s. agua; Solubilidad s. éter etílico Densidad (g/mL) 0.8720 P. ebullición (° C) 111 Teratogénico e Toxicidad irritante s. soluble i.s. insoluble Mecanismo propuesto de la reacción El resultado experimental y la catálisis ácida, están de acuerdo con el siguiente mecanismo. Esta es una reacción de sustitución nucleofílica típica de acil carbonos. Ataque electrofílico del H+: .. :O R OH H + + O H OH R OH R OH Ataque nucleofílico del R’OH: 43 EDICIÓN 2012 OH R OH OH OH R HO O-R' + H + .. + :O-R' H H + R HO O-R' H H O-R' .. :OH R HO O-R' + H + O R HO O-H + H2 O R OR' + O -H R OR' R :O : OR' + H + La reacción se inicia por el ataque electrofílico de un protón a la porción carbonílica del grupo carboxílo, lo que facilita el ataque del alcohol; finalmente, el intermediario formado se deshidrata dando lugar a la formación del éster. Material por equipo 1 Matraz balón de 250 mL 14/23 4 Pipetas graduadas 10 mL Trampa de Dean Stark para disolventes 1 de baja densidad 1 Refrigerante de agua 14/23 1 1 1 1 1 Soporte universal Embudo de separación de 250 mL Unión triple 14/23 Porta termómetro 14/23 Rejilla de asbesto 1 1 2 1 1 3 1 1 1 Anillo Baño María Pinza de tres dedos con nuez Probeta graduada de 50 mL Termómetro de 250° C Vaso de precipitados de 50 mL Refrigerante de aire 14/23 Probeta de 25 mL Mechero Bunsen Material por sección 1 Balanza granataria Reactivos y soluciones Alcohol isoamílico 7.4 mL Ácido sulfúrico concentrado Ácido acético glacial 6 mL Ácido p-toluensulfónico Tolueno 10 mL Sulfato de sodio anhidro Solución saturada de bicarbonato de sodio 1 mL ≈ 0.1 g ≈1 g 15 mL 5 Pipetas graduadas 44 EDICIÓN 2012 Parte experimental 1. En un matraz balón colocar 6 g (0.682 moles; 7.4 mL) de alcohol isoamílico (también puede usarse alcohol n-amílico), 6 mL de ácido acético glacial (0.1 moles) y 10 mL de tolueno; adicionar 10 gotas de ácido sulfúrico concentrado y una pizca de ácido p-toluensulfónico como catalizadores. No olvidar colocar cuerpos de ebullición. 2. Adaptar una trampa de Dean Stark en el matraz balón, como se muestra en la figura 1. FIGURA No. 1 Montaje de una trampa de Dean Stark 3. Verter tolueno por la parte superior del refrigerante que está acoplado a la trampa de Dean Stark, hasta el nivel del tubo lateral. 4. Sumergir el matraz en un baño de aceite. Calentar aproximadamente a 110º C, lo cual permite mantener el líquido en ebullición a una velocidad tal, que el condensado del refrigerante cae al tubo del separador a la velocidad de unas 100 gotas por minuto. 45 EDICIÓN 2012 5. Cuando no aumente el volumen de agua en el tubo separador, se dejara de calentar y se enfriará el sistema. Pasar todo el contenido del matraz a un embudo de separación. 6. Lavar la mezcla dos veces con porciones de 15 mL de agua y una vez con 15 mL de solución saturada de bicarbonato de sodio (para eliminar los ácidos que se utilizaron); lavar una vez más con 15 mL de agua. La fase acuosa se neutraliza con bicarbonato de sodio hasta la desaparición de la efervescencia, y se desecha en la tarja. 7. Separar la capa orgánica en un vaso de precipitados y secar con sulfato de sodio anhidro. Montar un sistema de destilación fraccionada colocando la fase orgánica anhidra en el matraz con cuerpos de ebullición. 8. El líquido seco consta principalmente de tolueno, éster y también puede contener una pequeña proporción de alcohol sin esterificar. 9. Destilar en baño de aceite a una temperatura aproximada de 120° C. Recolectar el destilado en baño de hielo para evitar que se incendie o explote. El destilado se debe vaciar en el contenedor de “desechos NO clorados”. 10. Transferir el residuo de la destilación a una probeta para medir el rendimiento de la reacción. 11. Identificar el éster por su aroma (no oler directamente) y por su solubilidad en agua. 12. Guardar el resto del éster en un frasco bien sellado. Una vez realizada la síntesis obtener los siguientes datos: a) Volumen teórico de acetato de isoamilo b) Volumen real obtenido de acetato de isoamilo c) Rendimiento teórico del acetato de isoamilo 46 EDICIÓN 2012 d) Rendimiento real del acetato de isoamilo e) Eficiencia de la reacción de síntesis f) Describa el aroma del éster obtenido Cuestionario 1. Explicar cuál es la función de la trampa de Dean Stark. 2. Explicar por qué al lavar con agua el éster formado, no se hidroliza con la misma intensidad con que se hidrolizaría en el reflujo. 3. ¿Por qué en esta síntesis, la mezcla de reacción se lava con agua y con solución de NaHCO3? 4. Demostrar ¿cuál es el reactivo limitante y por qué?. Bibliografía 1. Fessenden, R. J. y Fessenden, J. S., Tecniques and experiments for Organic Chemistry, 1983. Boston, Mass. P. W. S. Publisher. 2. Francis A. Carey., Química orgánica, 6a Ed. 2006, Editorial Mc. Graw Hill. 3. Morrison & Boyd., 5a Ed. Química Orgánica, 1990, Editorial Addison-Wesley Iberoamericana. 4. The Merck Index of Chemical and Drugs, 9a Ed.Rahway, Merck and Co.; 1976. 5. William H. Brown., Intoducción a la química orgánica, 2a Ed. 2003, Editorial CECSA. 47 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 5 SÍNTESIS DE 2,3-DIFENILQUINOXALINA MEDIANTE EL EMPLEO DE MICROONDAS OBJETIVOS 1.- Llevar a cabo una reacción química empleando un horno de microondas convencional como modo de activación alterna, omitiendo el empleo de disolventes 2.- Sintetizar una quinoxalina, compuesto heterocíclico de seis miembros conteniendo nitrógeno. ANTECEDENTES Condensación de compuestos carbonílicos con aminas primarias, síntesis de iminas, formación de iminas, cinética química. INTRODUCCIÓN Actualmente, los químicos orgánicos cuentan con una gran variedad de alternativas y metodologías en síntesis orgánica para una gran diversidad de compuestos. Hoy en día se busca desarrollar metodologías que minimicen las cantidades de reactivos, disolventes, catalizadores y también los tiempos de reacción; el alcanzar desarrollos sintéticos de éste tipo reduce considerablemente el volumen de desechos generados, así como el ahorro de energéticos como gas y electricidad. El uso de microondas en síntesis orgánica, comenzó a ser estudiado en la década de los 80; 26 años después de la aparición del primer horno de microondas comercial diseñado para el calentamiento de alimentos1. Las microondas son una forma de energía electromagnética que se ubica en la zona de baja frecuencia, entre el infrarrojo y las ondas de radio (Figura 1), sus longitudes de onda van desde 1 milímetro hasta 1 metro, con frecuencias desde 300 hasta 300,000 MHz (0.3 - 300 GHz). Por ser radiaciones de baja energía sólo afectan los movimientos 48 EDICIÓN 2012 moleculares, tales como la migración iónica o la rotación molecular, pero no afectan la estructura molecular. Las radiaciones de las microondas pueden ser reflejadas, en el caso de los metales, transmitidas por materiales que no se calientan por efecto de esta radiación, y absorbida, para el caso de los materiales o muestras que contienen moléculas con cierta polaridad. Rayos-X Ultravioleta Vis Infrarrojo Radiación Láser Microonda s 10-3 10-2 10-1 Ondas de radio 10-10 10-9 10-8 10-7 10-6 10-5 10-4 Longitud de onda (metros) 3x1012 3x1010 3x108 3x106 3x104 1 3x102 Frecuencia (MHz) Vibración molecular Electrones de capas internas Electrones de valencia Rotación molecular Figura 1. Ubicación de las microondas en el Espectro Electromagnético. Por acuerdos internacionales sólo están autorizadas para el uso de microondas las bandas ubicadas en 915, 2450, 5800 y 22215 MHz. Los equipos de microondas domésticos, de laboratorio e industriales se regulan generalmente a una longitud de onda de 12.2 cm, la cual corresponde a la frecuencia de 2450 MHz (2.45 GHz)2. Las microondas no tienen suficiente energía para afectar la estructura de las moléculas orgánicas debido a que la energía de los fotones de microondas es muy cercana a 1 J/mol (muy baja con relación a la energía típica requerida para provocar la ruptura de un enlace covalente C-C 347 kJ/mol), y tampoco es suficiente para la ruptura de un enlace por fuerzas de van der Waals (2.5 J/mol)3. Es de suma importancia mencionar que la componente eléctrica de la radiación es la responsable del calentamiento dieléctrico de las sustancias, el cual se produce a través de tres mecanismos fundamentales3: 49 EDICIÓN 2012 • Polarización bipolar • Conducción iónica • Polarización Interfacial En el caso de reacciones que no involucren la participación de disolventes, el mecanismo fundamental para entender el calentamiento por medio de microondas es el de Polarización bipolar. Existen ten algunos inconvenientes al hacer reacciones con hornos de microondas convencionales como: Sobrecalentamiento de las mezclas de reacción Control deficiente de la potencia de irradiación Solo se pueden trabajar volúmenes pequeños En la actualidad, ya se c cuenta uenta con reactores de microondas profesionales Fig. 2, con los cuales es posible controlar temperatura, potencia y se incrementa considerablemente la reproducibilidad de los resultados, aunque la principal desventaja de éstos equipos es su elevado costo en en el mercado, lo cual los hace de muy difícil acceso para fines prácticos a nivel licenciatura y solo los podemos encontrar en laboratorios de investigación dedicados a la síntesis orgánica. Figura 2. Horno monomodal “DiscoverTM” con sistema BechMate (CEM Corp.). En la literatura, se pueden encontrar un gran número de compuestos orgánicos sintetizados mediante el empleo de microondas. Las quinoxalinas son un tipo de heterociclos nitrogenados (imino funcionalizados), los cuales se han empleado como base farmacéutica, debido a su amplia gama de actividad biológica, ya que se ha demostrado que poseen actividad antiviral, antibacterial, y como inhibidores de cinasas, entre otras4-6. Las alternativas sintéticas para la síntesis de quinoxalinas 3 son variadas; la metodología más común es mediante el empleo de aril aril-1,2-diaminas diaminas 1 y compuestos 1,2-dicarbonílicos 2. Esquema 1. 50 EDICIÓN 2012 NH2 O R N R + NH2 1 O 2 R 3 N R Esquema1. Metodología general para la síntesis de quinoxalinas Reacción general de la síntesis de 2,3-difenilquinoxalina vía microondas: O NH2 Ph microondas N Ph + NH2 O 4 Ph N 5 Ph MECANISMO DE REACCIÓN H O NH2 O O NH Ph NH2 Ph Ph NH2 Ph OH N Ph NH2 Ph NH2 O H2O N Ph Ph O H O H2 O N Ph N Ph 51 EDICIÓN 2012 PARTE EXPERIMENTAL MATERIAL POR EQUIPO 1 Matraz balón de 100 mL 2 Vasos de precipitados de 100 mL 1 Baño maría 1 Probetas de 50 mL 1 Equipo de destilación simple 1 Rejilla de asbesto 1 Mechero de Buncen 1 Embudo de filtración 1 Soporte universal 1 Pinzas de nuez 1 Anillo de fierro 3 Cromatofolios de 2.5 x 5 cm 5 Tubos de ensaye Mortero con pistilo EQUIPO POR SECCIÓN Horno de microondas Balanza Cámaras cromatográficas Lámpara U.V. REACTIVOS Y DISOLVENTES Bencilo 1,2-fenilendiamina Sulfato de sodio anhidro Carbón activado Cloruro de metileno Metanol Sol. de permanganato de potasio al 10% Hexano Acetato de etilo Acetona DESARROLLO En un mortero colocar 0.74 g (3.5 mmol) de bencilo y 0.38 g (3.5 mmol) de 1,2fenilendiamina. Con ayuda del pistilo pulverizar los dos reactivos, posteriormente, pasar la mezcla pulverizada a un matraz bola de 100 mL perfectamente limpio y seco. El matraz a su vez se deposita en un vaso de precipitados, de tal forma que no se caiga el matraz al momento de llevar a irradiar en el horno de microondas. Una vez que el matraz se encuentra en el vaso de precipitados, éste se lleva a irradiar al horno de microondas el cual deberá ponerse en la máxima potencia (10), por un periodo de 4 minutos, al finalizar la irradiación, sacar el matraz del horno con mucha precaución, ya que el vaso y el matraz se calientan excesivamente. Observar si la 52 EDICIÓN 2012 mezcla se ha vuelto líquida, si es así, con ayuda de un agitador o espátula tomar una pequeñísima muestra de la mezcla de reacción y disolverla con 1 mL de acetona. Hacer una cromatografía de la mezcla de reacción en una cromatoplaca de silica gel F254. En la misma placa se deberán correr la mezcla de reacción y los reactivos de partida (bencilo y fenilendiamina), para esto se toman una pizca de cada uno de los reactivos y se disuelven en 1 o 2 mL de acetona. Correr la placa en una mezcla de hexano/acetona (6:4). Revelar la placa con una lámpara de luz ultravioleta de 254 nm, marcar los productos que se revelen por éste medio y posteriormente sumergir la placa con ayuda de unas pinzas a una solución de permanganato de potasio al 10%. En caso de que la mezcla de reacción a los 4 minutos de irradiación todavía no sea líquida, irradiar por 6 minutos, o más, en caso de observar en la cromatografía un exceso de materia prima. Cuando la mezcla de reacción se enfría se forma un sólido de color café, el cual se disolverá con 10 mL de cloruro de metileno, una vez disuelta, se adiciona a la mezcla de reacción un gramo de sulfato de sodio anhidro. La disolución de cloruro de metileno se decanta para retirar el sulfato de sodio anhidro y se pasa a un matráz de destilación de 100 mL para destilar el cloruro de metileno en un baño de agua a 90 ºC. Una vez que se ha destilado todo el cloruro de metileno, el sólido remanente de color café claro se pasa a un vaso de precipitados y se le adiciona 15 mL de metanol, disolviendo en baño maría. Una vez disuelto el sólido, se le adiciona una pizca de carbón activado y se filtra en caliente (precaución, el metanol es inflamable). El filtrado se recibe en un baño de hielo hasta la aparición de cristales blancos de 2,3-difenilquinoxalina (p.f.=112 ° C). Filtrar los cristales y lavarlos con 2 porcion es de 3 mL de metanol frio (no desechar los filtrados). Dejar secar los cristales y determinar su punto de fusión. RECICLADO DE DISOLVENTES Todos los equipos deberán colectar el cloruro de metileno destilado en un frasco ámbar limpio y etiquetado para su posterior destilación. Los filtrados de metanol de todos los equipos se colectarán en un frasco limpio, seco y etiquetado para su posterior destilación. 53 EDICIÓN 2012 ACTIVIDADES 1. Calcula el rendimiento de tu reacción y compara los puntos de fusión (reportado y obtenido) 2. Investiga en que consiste el modo de calentamiento en microondas por el mecanismo de polarización bipolar 3. Explica que condición deben reunir los compuestos que se someterán a microondas con la finalidad de calentamiento 4. Da por lo menos cinco ventajas de ésta alternativa sintética 5. Investiga por lo menos cinco tipos diferentes de reacciones llevadas a cabo por microondas 6. Aparte de las microondas ¿qué otras alternativas de activación química existen en la actualidad? 7. Por que crees que es conveniente pulverizar los reactivos al inicio de la práctica 8. Investiga que es un magnetrón 9. ¿Por qué motivos esta normalizado internacionalmente la frecuencias de las microondas empleadas en hornos de microondas? 10. Con lo que realizaste en el laboratorio ¿crees que los alimentos calentados con microondas conserven todas sus propiedades naturales? 11. Consideras importante y relevante éste tipo de alternativas en síntesis orgánicas 54 EDICIÓN 2012 REFERENCIAS 1. Buffler, R. C. Microwave Cooking and Processing; Van Nostrand Reinhold: New York, 1993, p. 1-68. 2. Bykov, Y. V.; Eremeev, A. G.; Holoptsev, V. V.; Odemer, C.; Rachkovskii, A. I.; Kleissl, H. J. R. Ceram. Trans. 1997, 80, 321. 3. Mingos, D. M. P.; Baghurst, D. R. Chem. Soc. Rev. 1991, 20, 1. b) Gedye, R.; Smith, F.; Westaway, K. J. Microwave Power, 1991, 26, 3. c) Giguere, R. J. Mater. Res. Soc. Symp. Proc. 1992, 269, 387. d) Loupy, A.; Bram, G.; Sansoulet, J. New J. Chem. 1992, 16, 233. 4. Sakata, G.; Makino, K.; Kurasawa, Y. Heterocycles, 1988, 27, 2481 5. He, W.; Meyers, M. R.; Hanney, B.; Spada, A.; et al. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2003, 13, 3097 6. Zhao, Z.; Wisnoski, S.; Leister, W.; et al. Tetrahedron lett. 2004, 45, 4873 7. Morales, J. Síntesis de derivados aromáticos y heterocíclicos, Imino funcionalizados, sin disolventes ni catalizadores, empleando microondas como modo de activación alterna. Tesis de Maestría, E. N. C. B.-IPN, México, 2007 55 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 6 HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA Y ENSAYOS PARA PROTEÍNAS Y AMINOÁCIDOS. OBJETIVOS: 1. Efectuar la hidrólisis total de una proteína. 2. Identificar algunos aminoácidos presentes en un hidrolizado e proteína, por medio de sus propiedades físico-químicas. 3. Identificar por cromatografía en placa fina algunos de los aminoácidos presentes en un hidrolizado de proteína. INTRODUCCIÓN: Las proteínas son polímeros biológicos, componentes principales de células vegetales y animales; químicamente son poliamidas, cuyos monómeros son α-aminoácidos. Las proteínas se pueden clasificar según el tipo de función que desempeñan: 1) Proteínas fibrosas o estructurales.- Se caracterizan por ser insolubles en agua, de gran resistencia y en forma de fibras. Constituyen la piel, músculos, cabellos, etc. 2) Proteínas globulares.- Se caracterizan por ser proteínas pequeñas que se asocian formando unidades compactas y son solubles en agua. Desempeñan diferentes funciones en el organismo, como transportadores de oxígeno (hemoglobina); catalizadores biológicos (enzimas); mediadores químicos (hormonas); en el sistema inmunológico (anticuerpos, gama globulina), etc. 3) Proteínas conjugadas.- Están asociadas a una parte no proteica, como las nucleoproteínas, glicoproteínas, lipoproteínas, etc. Los α-aminoácidos que forman las proteínas, pertenecen a la serie L y su fórmula general es la siguiente: H 56 EDICIÓN 2012 Estos aminoácidos se unen entre sí formando enlaces peptídicos; la unión de dos aminoácidos origina un dipéptido; de tres un tripéptido, etc., hasta la formación de polipéptidos; cuando el número de aminoácidos es mayor de 80, se considera proteína. La estructura de cualquier proteína, presenta varios niveles de complejidad. 1. La estructura primaria es la secuencia específica de los aminoácidos en la cadena polipeptídica y están implicados enlaces peptídicos. 2. La estructura secundaria es la forma en que se acomoda la cadena por interacciones por puente de hidrógeno, dando una determinada conformación a las proteínas. Frecuentemente es en forma de α−hélice o bien hoja plegada-β. 3. La estructura terciaria es la forma en que las cadenas enrolladas se doblan por diversas interacciones por puentes de hidrógeno, puentes de disulfuro, fuerzas electrostáticas, etc. dando también determinadas conformaciones a las proteínas. 4. La estructura cuaternaria es el resultado de la agrupación de dos o más unidades plegadas. La determinación de la estructura de una proteína, es un proceso complejo que comprende el empleo de métodos instrumentales y químicos. Las proteínas se pueden hidrolizar con soluciones diluidas de ácidos minerales a ebullición suave; dependiendo de las condiciones de hidrólisis se pueden realizar hidrólisis parciales, en las cuales se obtienen fragmentos peptídicos, así como aminoácidos aislados; o hidrólisis totales, donde se obtienen mezclas de aminoácidos. Dependiendo del tipo de aminoácidos que contenga una proteína, se pueden realizar diferentes análisis; como por ejemplo una técnica cromatográfica, o reacciones químicas, que pongan de manifiesto la presencia de determinados aminoácidos. Algunas de estas reacciones son coloridas, como la reacción xantoprotéica y la reacción con ninhidrina. La presencia del grupo amino de aminoácidos o grupos amino libres en una proteína, se pone de manifiesto cuando se efectúa una reacción con ácido nitroso, desprendiéndose 1 mol de nitrógeno molecular, por cada grupo amino primario. 57 EDICIÓN 2012 Los aminoácidos son anfolitos que en solución acuosa existen en forma de ión bipolar o zwitterion, por lo cual pueden reaccionar con ácidos y con bases. La presencia de enlaces disulfuro en algunas proteínas, se pone de manifiesto por una reacción de precipitación en medio básico y la presencia de enlaces peptídicos, se detecta por la reacción de Biuret. En esta práctica se realizarán los ensayos anteriormente indicados y las reacciones que se llevan a cabo son las siguientes: MATERIAL Refrigerante. Matraz Balón de 200 mL Vaso de precipitados de 600 mL Vasos de precipitados de 150mL Embudo de vidrio. Tubos de ensayo. Agitador de vidrio. Pinzas de 3 dedos. Pinzas para tubo de ensayo. Rejilla. Baño María. Mechero. Soporte universal. Trozo de Manta de cielo. Papel pH. Papel filtro REACTIVOS Acetato de plomo al 10% Acido clorhídrico conc. Acido clorhídrico 0.1N Acido nítrico conc. Hidróxido de sodio al 10% Hidróxido de sodio 0.1 N Fenolftaleína al 10%. Ninhidrina al 3% Nitrito de sodio al 5% Rojo Congo al 0.1% Sulfato de cobre al 2% Grenetina Valina Glicina Alanina Fenilalanina Carbón Activado Alcohol terbutílico Clara de huevo 1 1 1 4 1 10 1 2 1 1 1 1 1 1 3 mL. 19 mL. 1 mL. 10 mL. 22 mL. 2 mL. 1 mL. 2.5 mL. 1 mL. 12 mL. 1.5 g. PARTE EXPERIMENTAL: PREPARACIÓN DE SOLUCIONES: I. Hidrólisis de Grenetina (Solución “A”). REACCIÓN DE HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA DENOMINADA GRENETINA: O N H O R H N COOH + HCl n H R NH2 PROTEINA 58 α-AMINOACIDO EDICIÓN 2012 REACTIVOS: Cantidad: 1 g 10 mL 10 mL 0.5 g PROCEDIMIENTO: 1. Colocar en un matraz Balón de fondo plano de 200 mL, 1 g de grenetina, 10 mL de ácido clorhídrico concentrado (líquido altamente corrosivo) y 10 mL de agua destilada. 2. Adaptar un refrigerante en posición de reflujo y calentar suavemente por 35 minutos. 3. Después de este tiempo agregar 0.5 g de carbón activado, continuar calentando por 2 minutos y filtrar. II. Solución neutralizada de hidrolizado de grenetina (Solución “B”). Reactivo: Grenetina. Ácido Clorhídrico concentrado. Agua Destilada. Carbón Activado. REACTIVOS: Cantidad: 5.0 mL. La necesaria El necesario Reactivo: Solución “A”. Hidróxido de Sodio al 10%. Papel pH. 1. Tomar 5 mL de solución. “A” y neutralizarla con hidróxido de sodio al 10% (determinar el punto de neutralización empleando papel pH); filtrar. NOTA: Utilizar ésta solución de grenetina hidrolizada a pH neutro (solución “B”), para efectuar la cromatografía, la prueba de ninhidrina y la acción reguladora de aminoácidos. III. Solución de Grenetina sin hidrolizar (Solución “C”). REACTIVOS: Cantidad: 0.5 g. 20 mL. Reactivo: Grenetina. Agua destilada. 59 EDICIÓN 2012 ♦ Colocar en un vaso de 100 mL 0.5 g de grenetina, agregar 20 mL de agua destilada y agitar. IV. Solución de Albúmina (Solución “D”). REACTIVOS: Cantidad: 1 huevo 100 mL. Un trozo. Reactivo: La clara. Agua destilada. Manta de cielo. 1. Preparar una solución de albúmina, agitando clara de huevo por 10 segundos. 2. Agregar 100 mL de agua, agitar y filtrar a través de un trozo de manta de cielo. 3. Utilizar el filtrado (solución “D”) para efectuar las siguientes pruebas: REACCIONES DE IDENTIFICACIÓN: 1) Reacción Xantoproteíca: NO2 R OH + HNO3 R OH REACTIVOS: Cantidad: 2.0 mL. 2.0 mL 10 mL. El necesario. Reactivo: Solución “A”. Solución “D”. Ácido Nítrico concentrado (líquido altamente corrosivo). Hidróxido de sodio al 10%. PROCEDIMIENTO: a) Colocar en un tubo de ensayo 2 mL de solución de grenetina hidrolizada (solución “A”) y en otro, 2 mL de solución de albúmina (solución “D”). b) Agregar a cada tubo 5 mL de ácido nítrico concentrado (líquido altamente corrosivo). c) Calentar suavemente a baño María y observar la coloración. 60 EDICIÓN 2012 d) Enfriar cada tubo de ensayo y agregar a cada uno, gota a gota, una solución de hidróxido de sodio al 10% hasta pH básico. e) Observar el cambio de color. Realice las anotaciones correspondientes: Sustrato: OBSERVACIONES: Solución “A”. Solución “D”. 2) Reacción de Precipitación: R-S-S-R + NaOH R-SH (CH3-COO)2Pb PbS REACTIVOS: Cantidad 2.0 mL. 2.0 mL. 2.0 mL. 15 mL. 1.0 mL. PROCEDIMIENTO: a) Colocar en un tubo de ensayo 2 mL de grenetina hidrolizada (Solución “A”), en otro 2 mL de solución de albúmina (Solución “D”); y en un tercer tubo de ensayo, colocar 2 mL de agua destilada. b) Agregar a cada uno 5 mL de solución de hidróxido de sodio al 10% y 1.0 mL de solución de acetato de plomo al 10%. c) Calentar a ebullición con agitación, por cinco minutos. d) Observar los resultados. Realice las anotaciones correspondientes: Sustrato: OBSERVACIONES: Solución “A”. Solución “D”. 3) Reacción de Biuret: O N H O R H N n + CuSO4 + NaOH COMPLEJO DE COBRE Reactivo: Solución “A”. Solución “D”. Agua destilada. Hidróxido de sodio al 10%. Acetato de Plomo al 10%. PROTEINA 61 EDICIÓN 2012 REACTIVOS: Cantidad 0.5 mL. 1.0 mL. 0.5 mL. 1.0 mL. 2.0 mL. PROCEDIMIENTO: ♦ En seis tubos de ensayo, colocar las siguientes soluciones: TUBO No: 1. 0.5 mL de agua destilada + 0.5 mL de sol. de hidróxido de sodio al 10% (tubo testigo). 2. 0.5 mL de solución de grenetina sin hidrolizar (Solución “C”) + 0.5 mL de hidróxido de sodio al 10% 3. 4. 0.5 mL de solución de albúmina (solución “D”). 0.5 mL de solución de grenetina hidrolizada sin neutralizar (solución “A”) + 0.5 mL de solución de hidróxido de sodio al 10%. 5. 0.5 mL de solución de albúmina + 0.5 mL de solución de hidróxido de sodio al 10%. 6. 0.5 mL de grenetina hidrolizada sin neutralizar (solución “A”) Reactivo: Agua destilada. Solución “A”. Solución “C”. Solución “D”. Hidróxido de sodio al 10%. ♦ A cada tubo, agregar 2 mL. de solución de sulfato de cobre al 2 %. ♦ Agitar, observar y concluir. Realice las anotaciones correspondientes: Sustrato: OBSERVACIONES: Agua destilada. Solución “A”. Solución “C”. Solución “D”. 4) Reacción con Ninhidrina: O R NH2 O OH + O OH NaOH OH O O N O O + R-CHO + CO2 62 EDICIÓN 2012 REACTIVOS: Cantidad: 0.5 mL. 0.5 mL. 0.5 mL. 0.5 mL. 0.5 mL. 2.5 mL. Reactivo: Agua destilada. Solución “B”. Solución “C”. Solución “D”. Aminoácido patrón al 1%. Ninhidrina al 3%. PROCEDIMIENTO: ♦ En cinco tubos de ensayo, colocar las siguientes soluciones: TUBO No: 1. 2. 3. 4. 5. 0.5 mL de agua destilada. 0.5 mL de solución de grenetina hidrolizada a pH neutro (solución “B”) 0.5 mL de solución de grenetina sin hidrolizar (solución “C”) 0.5 mL de solución de albúmina (solución “D”) 0.5 mL de solución al 1% de un aminoácido patrón. ♦ Agregar a cada tubo 0.5 mL de solución de ninhidrina al 3% y calentar a baño María por cinco minutos ♦ Observar y concluir. Realice las anotaciones correspondientes: Sustrato: OBSERVACIONES: Agua destilada. Solución “B”. Solución “C”. Solución “D”. Sol.Aminoácido Patrón. 5) Reacción con Ácido Nitroso: O R NH2 OH + HNO2 0-5 ºC N2 + MEZCLA DE PRODUCTOS 63 EDICIÓN 2012 REACTIVOS: Cantidad: 3.0 mL. 2.0 mL. 2.0 mL. 2.0 mL. 2.0 mL. 4.0 mL. PROCEDIMIENTO: ♦ En cuatro tubos de ensayo, colocar 3 mL de HCl concentrado (líquido altamente corrosivo) y enseguida agregar: TUBO No: 1. 2. 3. 4. 2 mL de hidrolizado de grenetina (solución “A”) 2 mL de grenetina sin hidrolizar (solución. “C”) 2 mL de solución de albúmina (solución. “D”) Tubo testigo sin proteína. Reactivo: Ácido Clorhídrico concentrado (líquido altamente corrosivo). Solución “A”. Solución “C”. Solución “D”. Agua destilada. Nitrito de sodio al 5%. ♦ Enfriar y agregar a los cuatro tubos de ensayo, 1 mL de solución acuosa de nitrito de sodio al 5%. ♦ Observar y concluir Realice las anotaciones correspondientes: Sustrato: Agua destilada. Solución “A”. Solución “C”. Solución “D”. OBSERVACIONES: 5) Acción reguladora de aminoácidos: REACTIVOS: Cantidad: 4.0 mL 4.0 mL 0.6 mL 0.6 mL El necesario. El necesario. Reactivo: Agua destilada. Solución “B”. Solución indicadora – Rojo Congo. Fenolftaleína al 0.1%. HCl al 0.1N. NaOH al 0.1N. 64 EDICIÓN 2012 PROCEDIMIENTO: a) En tubo de ensayo colocar 2 mL de hidrolizado de grenetina a pH neutro (solución “B”) y en otro 2 mL de agua destilada. b) Agregar a cada tubo 0.3 mL (6 gotas) de solución indicadora de rojo congo; y c) Agregar a cada tubo, gota a gota HCl 0.1N, hasta un cambio de coloración. d) Observar y concluir. e) Efectuar el mismo ensayo empleando fenolftaleína al 0.1% como indicador, y agregando solución de hidróxido de sodio 0.1N de igual forma, hasta cambio de coloración. f) Observar y concluir. Realice las anotaciones correspondientes: Solución: Indicador: Agua destilada. Rojo Congo Solución “B”. Rojo Congo Agua destilada. Fenolftaleina 0.1% Solución “B”. Fenolftaleina 0.1% OBSERVACIONES: Color inicial. mL. HCl 0.1N Color final. mL .NaOH 0.1N 6) Cromatografía en placa fina: REACTIVOS: Cantidad: 0.1 mL. 0.1 mL. 0.1 mL. 3.0 mL. La necesaria. Reactivo: Solucion “B”. Solución Patrón de Aminoácido 1, al 1%. Solución Patrón de Aminoácido 2, al 1%. Solución Alcohol Terbutílico-Agua 3:1. Solución de ninhidrina para revelar. PROCEDIMIENTO: a) En una cromatoplaca, aplicar una pequeña muestra del hidrolizado de grenetina neutra (solución “B”). b) Enseguida hacer aplicaciones de aminoácidos patrón. 65 EDICIÓN 2012 c) Dejar secar el cromatograma e introducirlo en una cámara de cromatografía que contenga una mezcla de alcohol terbutilico-agua 3:1. d) Eluir el cromatograma. e) Secar en la estufa y revelar con un atomizador que contenga una solución de ninhidrina. f) Identificar los aminoácidos presentes en el hidrolizado de grenetina, determinando valores de Rf. Realice las anotaciones correspondientes. Solución “B”. Mancha No.1 Mancha No.2 Mancha No.3 Mancha No.4 Aminoácido patrón 1. Nombre: Aminoácido patrón 2.Nombre: Frente del Disolvente. Frente de la mancha. Relación de frentes – Rf. DIAGRAMAS DE FLUJO HIDRÓLISIS DE UNA PROTEÍNA: SOLUCION "A" Mezcla de AA. HCl y agua Grenetina + HCl conc. + agua Reflujar 35 min. Agregar carbón activado Filtrar en caliente SOLUCION "D" Solución de albúmina SOLUCION "C" Grenetina/agua SOLUCION "B" Mezca de AA neutra 5 ml de "A" agregar Hasta pH 7 NaOH 66 EDICIÓN 2012 ENSAYOS PARA PROTEÍNAS. REACCIÓN XANTOPROTEICA: SOLUCION "A" HNO3 conc. SOLUCION "B" Calentar en baño de agua Enfriar Adicionar NaOH 10% hasta pH básico OBSERVAR REACCIÓN DE PRECIPITACIÓN: SOLUCION "A" NaOH al 10 % Pb(CH3COO) 2 AL 10 % ∆ a ebullición 5 min. OBSERVAR SOLUCION "D" H2O REACCIÓN DE BIURET: Testigo H 2O ,NaOH al 10 % Solución "C", NaOH al 10 % SOLUCION "D" Solución "A", NaOH al 10 % Solución "D" NaOH al 10 % SOLUCION "A" ADICIONAR CuSO 4 AL 2% AGITAR OBSERVAR REACCIÓN CON NINHIDRINA: H2O SOLUCION "B" SOLUCION "C" SOLUCION "D" Solución al 1 % de Aa patrón "D" NaOH al 10 % Adicionar ninhidrina al 3 % Calentar 5 min. en baño Maria OBSERVAR 67 EDICIÓN 2012 REACCIÓN CON ACIDO NITROSO: tubo testigo sin proteína SOLUCION "A" SOLUCION "C" SOLUCION "D" Adicionar HCl conc. Enfriar, Adicionar NaNO 2 al 5 % OBSERVAR ACCIÓN REGULADORA DE LOS AMINOÁCIDOS: SOLUCION "B" H2 O Adicionar solución. Rojo congo (indicador) Adicionar HCl 0.1 N OBSERVAR SOLUCION "B" H2 O Adicionar solución Fenolftaleína al 1 % (indicador) Adicionar NaOH 0.1 N OBSERVAR 68 EDICIÓN 2012 CROMATOGRAFÍA: 1 - Solución “B” 2 y 3 - Aminoácidos patrón. ___•______ •___ _ •_ 1 2 3 1) 2) 3) 4) 5) Después de las aplicaciones dejar secar. Realizar la cromatografía en una mezcla de alcohol terbutílico-agua 7:3 Sacar y dejar secar. Revelar usando una solución de ninhidrina y calor. Determinar los valores de R.f. CUESTIONARIO En la hidrólisis de grenetina, indicar: 1. ¿Cómo sabría si la hidrólisis fue parcial o total? 2. Describa: tres tipos de hidrólisis de proteínas. 69 EDICIÓN 2012 3. Describa el mecanismo que se lleva a cabo en la reacción xantoproteíca. 4. Indicar cuál es la razón de agregar hidróxido de sodio en la reacción xantoproteíca. 5. Indicar qué tipo de aminoácidos debe contener una proteína, para dar positiva la reacción de precipitación con acetato de plomo. 6. Indicar por medio de reacciones, el efecto regulador de aminoácidos. 7. Explicar los resultados obtenidos en la prueba del efecto regulador de los aminoácidos. 8. Indicar la fórmula de los aminoácidos que identificó por cromatografía. 9. Investigar algunos de los aminoácidos que se encuentran presentes en grenetina y albúmina. 10. Investigar de qué proteína se obtiene la grenetina. 70 EDICIÓN 2012 BIBLIOGRAFÍA. - McMurry, John. “Química Orgánica”. 6ª Edición, 2005. Editorial Thomson. Fessenden, Ralph. Fessenden, Johan S. “Química Orgánica”. 1ª Edición. 1983. Grupo Editorial Iberoamérica. - Rendina G. “Técnicas de Bioquímica aplicada”. Edición, 1974. Editorial Interamericana. - Litwack G. “Bioquímica Experimental”. Edición, 1967. Barcelona.Editorial Omega, S.A. 71 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 7 PODER REDUCTOR, FORMACIÓN DE OSAZONAS Y SÍNTESIS DE PENTAACETATO DE β-D-GLUCOSA OBJETIVOS. 1. Evidenciar el poder reductor de algunos carbohidratos. 2. Destacar la importancia de la formación de osazonas, para la identificación de azúcares. 3. Aplicar la reacción de acetilación sobre los grupos oxhidrilo de un monosacárido INTRODUCCIÓN. a) PODER REDUCTOR Y FORMACIÓN DE OSAZONAS. Los azúcares reductores son aquellos que presentan un grupo carbonilo libre o potencialmente libre, susceptible de oxidarse en presencia de complejos cúpricoalcalinos, lo cual se pone de manifiesto efectuando las pruebas de Benedict o de Fehling. En la prueba de Fehling, se utiliza un complejo oxidante de tartrato de cobre divalente, que reacciona con el azúcar, oxidándose éste y dando una mezcla de productos complejos; el oxidante se reduce a óxido de cobre (I) que es un sólido de color rojo. En tales oxidaciones se basan varios métodos de análisis cuantitativos de azúcares. Los azúcares reductores reaccionan con fenilhidrazina para formar derivados cristalinos llamados osazonas. Los azúcares que difieren en la configuración de los carbonos 1 ó 2 (epímeros), dan la misma osazona, siendo importante esta reacción para comparar las configuraciones relativas de los centros asimétricos que siguen al carbono C2, en aldosas y cetosas. Es importante observar que la velocidad de formación de las osazonas, varía dependiendo del azúcar que la origina, aunque la osazona sea la misma; por ejemplo, la osazona de la fructosa se forma más rápidamente que la osazona de la glucosa. En esta práctica se pone de manifiesto la velocidad de 72 EDICIÓN 2012 formación de osazonas de diferentes azúcares; la formación de osazonas de mono y disacáridos reductores, así como la formación de osazonas de los productos de hidrólisis de disacáridos no reductores y de un polisacárido. REACCIONES. PODER REDUCTOR AZÚCARES 6 CHO H OH H OH + H OH OH ribosa O2C O2C CO2 6Na CO2 H H H CO2 OH OH OH CH2OH O O Cu O O + Cu2O + H2O complejo de tartrato de cobre (el cobre está en un estado de oxidación Cu 2+, considerar que el Cu(II) puede tener dos enlaces coovalentes y más de coordinación) producto de oxidación de la ribosa FORMACIÓN DE OSAZONAS H C PhNHNH2 H C OH (H C OH)n NaHSO3 acuoso H2C OH (genera el medio ácido) H O H C H C N N Ph + (H C OH)n H2C OH N N Ph NH3 + PhNH2 + H2O Osazona, observe que el segundo carbono sufre oxidación y que hay epímeros que dan el mismo producto. b) SÍNTESIS DE PENTAACETATO DE α- β-D-GLUCOSA. La síntesis de pentaacetato de α- y β-D-glucosa, es una reacción general para aldosas y cetosas. Los azúcares son compuestos polihidroxilados y es posible acetilarlos por reacción con anhídrido acético, obteniéndose los acetatos correspondientes. Si la acetilación es de un monosacárido tipo aldopentosa, se obtiene un tetraacetato y si se acetila un disacárido con anillos piranósidos, se obtiene un octaacetato. Los acetatos producidos, se derivan por lo general de la forma cíclica piranosa; en consecuencia los 73 EDICIÓN 2012 acetatos existen como pares de anómeros, por ejemplo: la β-D-glucopiranosa, da el βD-pentaacetato y la α-D-glucopiranosa, da el α-D-pentaacetato. Los acetatos son derivados importantes de los azúcares porque: 1. Por lo general son cristalinos y resultan útiles en la purificación y caracterización de los azúcares. 2. Se convierten con facilidad en los azúcares libres, mediante una hidrólisis alcalina suave. 3. Constituyen importantes compuestos de partida para transformaciones sintéticas de azúcares. REACCIÓN. OH O HO HO OH OH O O O CH3 CH3CO2Na AcO AcO OAc OAc O OAc + 5 H3C β−D-glucosa anhídrido acético pentaacetato de β−D-glucosa PROPIEDADES FÍSICAS Y FISICOQUÍMICAS β-D-glucosa P.M.: p.f.: Tipo de sólido y apariencia: Anhidrido acético P.M.: p.eb.: Densidad: Pentaacetato de β-D-glucosa P.M.: p.f. Tipo de sólido y apariencia: Solubilidad: Solubilidad: Solubilidad: MATERIAL. 1 16 3 1 4 Agitador Tubos de ensayo Vasos de precipitados Gradilla Portaobjetos Papel filtro 1 Mortero con pistilo 1 Embudo de filtración 1 1 1 1 2 2 12 Matraz Erlenmeyer de 125 mL Matraz Erlenmeyer de 500 mL Refrigerante Probeta Vasos de precipitados de 150 mL Vasos de precipitados de 200 mL Pipetas de 5 mL por sección. 74 EDICIÓN 2012 REACTIVOS. Almidón (solución al 2% y 10%) Fructosa (solución al 10% y 2%) Glucosa (solución al 10% y 2%) Lactosa (solución al 10% y 2%) Sacarosa (solución al 10% y 2%) *Reactivo de Fenilhidrazina Solución saturada de bisulfito de sodio Acido clorhídrico concentrado *Solución “A” de Fehling *Solución “B” de Fehling *Recién preparada Acetato de sodio anhidro Anhídrido acético Glucosa anhidra Carbón activado Hielo PARTE EXPERIMENTAL. PODER REDUCTOR. Colocar 6 tubos de ensayo en una gradilla; a cada tubo agregar 2 mL de solución de Fehling recientemente preparada (1 mL de solución “A” y 1 mL de solución “B”) y 5 mL de solución al 10% de cada uno de los azúcares a ensayar. Agitar cada tubo y colocarlos en un baño maría con agua hirviendo durante dos minutos. Observar y anotar los resultados. (Tabla 8.1) FORMACION DE OSAZONAS. 1. Osazonas de monosacáridos (glucosa y fructosa). Colocar en un tubo de ensayo 5 mL de solución al 2% del azúcar a ensayar, agregar 3 mL del reactivo de fenilhidrazina recientemente preparada y 0.2 mL de solución saturada de bisulfito de sodio; mezclar, calentar en un baño maría y anotar el tiempo en que se forman las osazonas. Continuar el calentamiento por 15 minutos más y enfriar lentamente; filtrar y lavar el precipitado con agua fría, tomar con un agitador una pequeña muestra y colocarla sobre un portaobjetos; observar al microscopio y dibujar los cristales de las osazonas. 2. Formación de osazonas de disacáridos (sacarosa, maltosa y lactosa). Preparar las osazonas de los disacáridos, siguiendo la técnica empleada para monosacáridos; anotar el tiempo en que se colocan los tubos en el baño maría y tomar muestras de las mezclas de reacción a los 15, 20 y 30 minutos. Enfriar las 75 EDICIÓN 2012 muestras así como la mezcla de reacción, filtrar y observar al microscopio las osazonas formadas. 3. Formación de osazonas de polisacáridos. Colocar en un tubo de ensayo 5 mL de solución de almidón al 2% y proceder como en la técnica para monosacáridos. 4. Formación de osazonas de disacáridos y polisacáridos hidrolizados (sacarosa, maltosa y almidón). a) Preparación de hidrolizados. Para el hidrolizado de disacáridos, colocar en un matraz Erlenmeyer de 125 mL, 2 g del disacárido, agregar 60 mL de agua y 5 mL de ácido clorhídrico concentrado; calentar a baño maría durante 1 hora y enfriar. Para el hidrolizado de polisacáridos, colocar 1 mL de ácido clorhídrico y 10 mL de solución de almidón; calentar a baño maría durante 1 hora y enfriar. b) Formación de osazonas de los productos de hidrólisis. Colocar 5 mL de los hidrolizados en tubos de ensayo y proceder como en la técnica para monosacáridos. DIAGRAMA DE FLUJO I. PODER REDUCTOR 76 EDICIÓN 2012 II. FORMACION DE OSAZONAS (NO HIDROLIZADAS) Antes de iniciar la sesión experimental se deberá anotar las cantidades requeridas de cada reactivo para los ensayos. II.1 MONOSACÁRIDOS. II.2 DISACÁRIDOS. II.3 POLISACÁRIDOS. *Se sugiere trabajar este ensayo simultáneamente con las muestras hidrolizadas. 77 EDICIÓN 2012 III. HIDROLIZADOS III.1 DISACÁRIDOS III.2 POLISACÁRIDOS PARTE EXPERIMENTAL (Pentaacetato de β-D-glucosa) En un mortero mezclar 2.0 g (0.01 moles) de glucosa anhidra y 1g (0.01 moles) de acetato de sodio anhidro; pasar la mezcla a un matraz bola de 50 mL, agregar anhídrido; agregar por el refrigerante 10 mL (0.01 moles) de anhidrido acético *(líquido altamente irritante), adaptar un refrigerante en posición de reflujo y calentar en baño maría hasta disolución. Continuar el calentamiento por una hora más. SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN Enfriar un poco la mezcla de reacción y verterla sobre 200 mL de una mezcla aguahielo agitando vigorosamente. Continuar la agitación hasta que el sólido formado quede finamente dividido y dejar reposar durante 30 minutos agitando ocasionalmente. Filtrar el sólido y recristalizar de agua caliente, utilizando carbón activado para decolorar. IDENTIFICACIÓN. Determinar el punto de fusión del pentaacetato de β-D-glucosa. 78 EDICIÓN 2012 DIAGRAMA DE FLUJO Síntesis de Pentaacetato de β-D-glucosa *Se debe realizar en la campana TABLA DE RESULTADOS DE LAS PRUEBAS AZÚCAR Fructosa Glucosa Manosa Maltosa Lactosa Sacarosa Almidón PRUEBA DE FEHLING FORMACIÓN DE OSAZONAS SI NO TIEMPO 79 EDICIÓN 2012 CUESTIONARIO. 1. Indicar cuál es la razón de utilizar clorhidrato de fenilhidrazina como reactivo, en lugar de fenilhidrazina base, en esta reacción. 2. Si se utilizara clorhidrato de fenilhidrazina en la reacción de obtención de osazonas ¿cómo se obtendría la fenilhidrazina base? 3. Indicar por qué se emplea la solución de bisulfito de sodio, en la formación de osazonas. 4. Explicar las diferencias en la formación de osazonas entre monosacáridos y disacáridos. 5. Indicar, por medio de reacciones, cuáles azúcares dan positiva la prueba de Fehling; dar el nombre de los productos. 6. Explicar por qué se utiliza el cobre como tartrato y no como sulfato. 80 EDICIÓN 2012 7. Dar tres ejemplos de carbohidratos que den positiva la prueba de Fehling y tres que no la den. 8. Indicar qué tipo de grupos funcionales reacciona con la fenilhidrazina. 9. Indicar cuántos moles de fenilhidrazina base se necesitan en la formación de osazonas. Explicar. 10. Explicar por qué las osazonas se forman únicamente en los carbonos 1 y 2 de los carbohidratos. 11. En la síntesis de pentaacetato de β-D-glucosa: a) Indicar cuál es el papel del acetato de sodio anhidro. b) Explicar por qué se vierte la mezcla de reacción en agua helada después del calentamiento a reflujo. c) Indicar por qué es importante que el sólido formado se agite hasta que quede finamente dividido. 12. La hidrólisis de sacarosa produce lo que se conoce como azúcar invertido; investigar qué significa dicho término. 13. Anota tus observaciones, tus resultados, realiza un análisis de todos los resultados obtenidos, discute y concluye. 81 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 8 POLÍMEROS OBJETIVOS. 1. Obtener un material termoplástico (polimetacrilato de metilo) a partir de metacrilato de metilo, empleando peróxido de benzoílo como iniciador de radicales libres. 2. Poner de manifiesto la influencia de un iniciador y de un inhibidor de radicales libres en la reacción de polimerización. INTRODUCCIÓN. Las tecnologías a favor del desarrollo de polímeros sintéticos comenzaron en 1828 con Friedrich Wöhler, quien logró sintetizar urea a partir de compuestos inorgánicos. A partir de ahí se realizaron grandes avances como la fabricación del caucho vulcanizado y la combinación de celulosa con ácido nítrico para obtener nitrocelulosa. En la actualidad los polímeros sintéticos han venido a sustituir ventajosamente una gran variedad de productos naturales, dando lugar a la fabricación de nuevos compuestos que presentan propiedades novedosas, impactando de manera importante en el desarrollo industrial, científico y tecnológico. El polimetacrilato de metilo es un polímero sintético clasificado dentro de los termoplásticos, es duro, transparente, de excelentes propiedades ópticas, buena resistencia al envejecimiento y a la intemperie. El polimetacrilato de metilo es un mmaterial sustitutivo del vidrio, por lo cual se puede encontrar comúnmente en vitrinas, cristaleras, letreros luminosos, así como lentes de contacto y fibra óptica. Es necesario hacer notar, que esta industria ha venido a contribuir a un mayor desequilibrio ecológico por su acumulación continúa como desecho de difícil descomposición. 82 EDICIÓN 2012 FUNDAMENTOS TEÓRICOS Los polímeros son compuestos macromoleculares de origen natural y sintético, formados por uniones de moléculas sencillas llamadas monómeros. Los monómeros utilizados en la preparación de polímeros se caracterizan por tener en su estructura grupos funcionales tales como dobles y triples enlaces, carbonílo, amídico, uretámico e hidroxílicos y el encadenamiento molecular puede ser en forma ordenada (red cristalina) o en forma desordenada (amorfa). Existen varios tipos de polímeros sintéticos como son los elastómeros que tienen la propiedad de ser elásticos, otros tipos son las fibras de alta resistencia y los plásticos que pueden ser rígidos para ser moldeados a temperatura y presión. El proceso por el cual se llevan a cabo estas reacciones se llama polimerización cuando se trata de un solo monómero y copolimerización cuando intervienen diferentes monómeros. La reacción puede ser en masa, solución, emulsión y suspensión. El mecanismo por el cual se desarrollan estos compuestos pueden ser: vía radicales libres, aniónico o catiónico. La estructura y estereoquímica de los polímeros indican que estos pueden tener una orientación isotáctica si sus radicales o grupos funcionales se encuentran de un solo lado de la cadena; sindiotáctico, en donde los grupos sustituyentes están alternados de un lado y otro de la cadena y atáctico cuando se encuentran los radicales en forma desordenada. R R R R R Isotáctico R R R R R Sindiotáctico R R R R R Atáctico El polimetacrilato de metilo se obtiene por un proceso en masa vía radicales libres utilizando peróxido de benzoilo como iniciador. 83 EDICIÓN 2012 SÍNTESIS DEL POLIMETACRILATO DE METILO REACCIÓN GENERAL. O CH3 CO2CH3 Ph O O O Ph CH2 O CH3 CH3 C O INICIADOR DE RADICALES LIBRES (peróxido de benzoílo) O O Ph O O Ph 2 Ph O. O . + CO2 MECANISMO DE POLIMERIZACIÓN. H3C CO2CH3 O CH3 CH2 C O CH3 CO2CH3 CH3 CH3 CH2 C O CH3 O n 84 EDICIÓN 2012 REACTIVOS Metacrilato de metilo Peróxido de benzoilo Hidroquinona Cloroformo 10 mL 2 g 0.5 g 0.5 mL MATERIAL 2 Matraz Erlenmeyer de 125 mL 1 Probeta de 25 mL 2 Pinzas para tubo de ensaye 1 Pipeta graduada 5 mL 1 Termómetro 1 Baño María 1 Gotero Papel aluminio Hidróxido de sodio (lentejas) 1.5 g PARTE EXPERIMENTAL. (POR SECCIÓN) Preparación de la solución iniciadora. En un matraz Erlenmeyer de 125 mL mezclar 1 g de NaOH con 15 mL de metacrilato de metilo* y agitar durante 15 minutos. Filtrar y agregar 2 g de peróxido de benzoilo. * Se usarán solo tres gotas de ésta solución por equipo por lo que el volumen se deberá de ajustar a las necesidades de la sección. Reacción de polimerización. (POR EQUIPO) Colocar 10 mL de metacrilato de metilo en un matraz Erlenmeyer de 125 mL y agregar 0.5 g de lenteja de hidróxido de sodio. Tapar el matraz con papel aluminio y agitar durante 10 minutos (las lentejas de hidróxido toman un color amarillo-verdoso). 85 EDICIÓN 2012 Polimerización. Eliminar las lentejas de NaOH por decantación del metacrilato de metilo y dividir el reactivo en tres tubos de ensayo de la siguiente forma: Tubo 1 -------------------- 8 mL Tubo 2 -------------------- 1 mL Tubo 3 -------------------- 1 mL Al tubo 1 agregar 3 gotas de la solución iniciadora. Al tubo 2 agregar trazas de hidroquinona. Al tubo 3 no agregar nada. Tapar perfectamente los tubos con papel de aluminio para evitar que entre agua durante el calentamiento y colocarlos en un baño maría a ebullición. Cuando se observe que en el tubo 1 se incrementa la viscosidad, retirar el tubo 1 del baño maría y agregar 3 gotas más de la solución iniciadora y dos gotas de cloroformo el calentamiento debe ser moderado (menor ó igual a 70 ° C) para evitar la formación de espuma, si se forma, colocar el tubo en un baño de hielo. Continuar el calentamiento controlando la temperatura del baño maría a 65 -70 ° C, hasta que s olidifique el producto. Continuar calentando los tubos durante el dos horas más, si no ha solidificado durante éste tiempo, guardar los tubos hasta la próxima sesión de laboratorio. ACTIVIDADES Anota tus observaciones, tus resultados, realiza un análisis de todos los resultados obtenidos, discute y concluye. 86 EDICIÓN 2012 RÁCTICA 9 SÍNTESIS DE COLORANTES AZOICOS ORANGE II, SUDAN I Y ROJO PARA OBJETIVOS. 1. Efectuar la síntesis de colorantes azoicos. 2. Comprobar el efecto batocrómico en una serie de colorantes. 3. Comprobar que el grupo cromóforo principal de un compuesto es el responsable de su color. INTRODUCCIÓN. Los colorantes Orange II, Sudán I y Rojo para, son colorantes sintéticos de tipo azoico. La fórmula general de este tipo de colorantes es Ar-N=N-Ar, cuyo cromóforo principal es el grupo azo -N=N- que imparte un color brillante a estos compuestos. La síntesis de estos colorantes comprende una primera etapa de diazoación, que es la formación de la sal de diazonio y una segunda etapa de copulación con compuestos aromáticos, cuya característica es tener grupos donadores de electrones como -OH, NH2, -NHR, etc. En el proceso de copulación se obtiene fenol como producto secundario, debido a la reacción de la sal de diazonio con agua, por lo cual deben elegirse condiciones que permitan que la copulación proceda con la mayor rapidez posible. Algunos colorantes azoicos pueden utilizarse como indicadores, ya que cambian de coloración al variar el pH. 87 EDICIÓN 2012 REACCIONES. DIAZOACIÓN COPULACIÓN OH NH3 NaNO2/HCl 0-5º C SO3 Ac. Sulfanílico P.M.= 173.8 g/mol P.f. = 288ºC / 1 atm. Soluble en éter y benceno SO3H Orange II P.M. 311 g/ mol Soluble en éter y benceno NaOH N2Cl O3 S N N HO OH NH2 NaNO2/HCl 0-5º C NO2 NO2 Rojo paraI P.M. 110 g/ mol Soluble en éter y benceno NaOH N2Cl O2N N N HO p-Nitroanilina P.M. 138.1 g/mol P.f. 198ºC / 1 atm Soluble en etanol y benceno MECANISMO El mecanismo de reacción para la síntesis de los colorantes azoicos indicados, se ejemplificará con el mecanismo de obtención de Orange II. El ácido sulfanílico es una sal interna, por lo que el primer paso es generar la amina libre con NaOH (A). La diazoación comprende como primera etapa, generar ácido nitroso (B) por medio de la reacción entre nitrito de sodio y ácido clorhídrico; el ácido nitroso, reactivo muy inestable, produce en medio ácido el intermediario (C), el cual libera una molécula de agua, más el electrófilo NO+ (D), que reacciona con el grupo 88 EDICIÓN 2012 amino produciendo (E); éste por reacciones de intercambio protónico origina (F), que por ruptura heterolítica del enlace nitrógeno-oxígeno, libera una molécula de agua para dar lugar a la sal de diazonio (G). El ión aril diazonio formado (G), actúa como un electrófilo y reacciona a través de una reacción de sustitución electrofílica aromática con el β−naftóxido en posición 1, formando el compuesto azo (H). N H3 + 1) - NH2 ¨ + NaOH ¨ - O 3S O3S A 2) NaNO2 + HCl NaCl + HNO2 B 3) H ¨ N O ¨ B O H + H O N H C O + N=O + H2O D 4) - ¨ 2 NH + + H N N=O - H N=O H + H N N - ¨ OH ¨ O 3S A D O3S E O3S H + + N2 Cl - H -H2O - N N O 3S F H O H O3S G 5) - + N2 Cl O Na - + - O3S + O 3S N N Na O + - G H 89 EDICIÓN 2012 MATERIAL Agitador Baño María. Capilar Embudo de vidrio Matraz Erlenmeyer de 125 mL vaso de precipitados de 600 mL Vasos de precipitados de 200 mL Vasos de precipitados de 150 mL Vasos de precipitados de 100 mL Mechero Papel filtro Probeta Refrigerante de agua 14/23 Termómetro 4 Tubos de ensayo 1 3 2 4 REACTIVOS Ac. sulfanílico Anilina Ac. Acético Etanol p- Nitroanilina Ac. Clorhídrico Carbonato de sodio Estaño Hidróxido de sodio Nitrito de sodio β- naftol 1.7 g 2.5 mL 20 mL 14 mL 1.4 g 20.5 mL 0.5 g 0.5 g 4.5 g 3.4 g 2.1 g PARTE EXPERIMENTAL. (Efectuar todas las síntesis en la campana) ORANGE II. DIAZOACIÓN 1. En un vaso de precipitados de 200 mL preparar una solución de 1.2 g (0.08 moles) de beta-naftol y 1.8 g (0.4 moles) de hidróxido de sodio en 10 mL de agua; calentar hasta disolución y enfriar a 5 ºC, agregando hielo. 2. En un vaso de precipitados de 150 mL, colocar 1.7 g (0.009 moles) de ácido sulfanílico y agregar una solución que contenga 0.45 g (0.004 moles) de carbonato de sodio en 8 mL de agua. 3. Calentar con agitación hasta disolución del ácido sulfanílico y enfriar en un baño de hielo a 5 ºC. 4. Preparar en un tubo de ensayo una solución de 0.6 g (0.008 moles) de nitrito de sodio en 1.7 mL de agua y adicionarla a la solución anterior. 5. Mezclar la solución resultante con agitación lenta y verterla en un vaso que contenga 1.7 mL (0.04 moles) de HCl (líquido altamente corrosivo); mantener la temperatura entre 0 y 5 ºC 90 EDICIÓN 2012 6. Colocar esta solución que contiene el sulfonato de p-bencendiazonio en un baño de hielo y agitar por espacio de 15 a 20 minutos. COPULACIÓN 7. Sumergir el naftóxido de sodio en un baño de hielo y agregar la sal de diazonio lentamente y con agitación; mantener en hielo la mezcla de reacción durante 30 minutos. - SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN. 8. Separar el producto por filtración al vacío y recristalizar de agua caliente SUDAN I - DIAZOACIÓN 1. En un vaso de precipitados de 100 mL preparar una solución de 0.4 g (0.02 moles) de beta-naftol en 22.5 mL de hidróxido de sodio al 10% y enfriar a 5 ºC. 2. Colocar 8 mL de agua en un vaso de precipitados de 200 mL, sumergir en un baño de hielo y agregar lentamente y con cuidado 8 mL (0.23 moles) de HCl concentrado y 2.5 mL (0.27 moles) de anilina (líquido carcinogénico) (solución A). 3. Por separado preparar en un vaso de 100 mL, una solución de 2 g (0.02 moles) de nitrito de sodio en 10 mL de agua; sumergir en un baño de hielo (solución B) 4. Agregar la solución (B) lentamente y con agitación a la solución (A), manteniendo la temperatura entre 0 y 5 ºC. - COPULACIÓN 5. Agregar la solución del naftóxido a la sal de diazonio lentamente y con agitación. Dejar en reposo 30 minutos con agitación ocasional. 91 EDICIÓN 2012 - SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN. 6. Filtrar al vacío el colorante formado, lavar con agua fría y recristalizar de ácido acético glacial; filtrar y lavar con 5 mL de etanol. ROJO PARA. - DIAZOACIÓN contenga 0.2 g (0.005 moles) de NaOH y 0.5 g (0.003 moles) de β -naftol en 40 mL de agua caliente, seguir este orden; enfriar con hielo por 5 minutos con agitación constante (solución A). 1. Previamente preparar en un vaso de precipitados de 100 mL., una solución que 2. En un vaso de precipitados de 100 mL, colocar 1.4 g (0.010 moles) de p-nitroanilina. 3. Agregar lentamente una solución que contenga 4 mL de HCl concentrado (0.119 moles) en 3 mL de agua y calentar hasta disolución. 4. Agregar lentamente y con cuidado 1.0 mL (0.02 moles) de HCl concentrado y hielo. 5. Agitar la mezcla vigorosamente hasta obtener una suspensión fina de cristales de la sal, enfriar entre 0 y 5ºC y agregar rápidamente una solución fría de 0.8 g (0.011 moles) de nitrito de sodio en 3 mL de agua. 6. Agitar la mezcla anterior por 3 minutos hasta que la sal de la amina se disuelva y dejar 2 minutos más, para que la diazoación sea completada (solución B) - COPULACIÓN 7. Agregar rápidamente y con agitación vigorosa la solución A a la sal de diazonio (solución B); enseguida agregar 1 mL (0.02 moles) de ácido clorhídrico concentrado a temperatura de 30 ºC en baño de agua y agitar por 30 minutos. 92 EDICIÓN 2012 - SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN. 8. Filtrar el colorante al vacío y lavar con 40 mL de agua y recristalizar con agua caliente. IDENTIFICACIÓN DE LOS PRODUCTOS 1. Poder Indicador a) En dos tubos de ensayo (A y B), colocar 0.01 g de Orange II en 1 mL de etanol. b) Agregar al tubo A, 5 gotas de hidróxido de sodio al 10% y al tubo B, 5 gotas de ácido clorhídrico concentrado. c) Agitar, observar y concluir. 2. Efecto Batocrómico. ♦ Disolver cada colorante en etanol; leer al espectrofotómetro en la región visible, hacer la gráfica y concluir. 3. Desaparición del cromóforo principal. a) En un matraz Erlenmeyer de 125 mL. colocar 0.5 g de Sudán I, en 10 mL de ácido acético. b) Agregar 0.5 g de estaño granulado y 4.5 mL de ácido clorhídrico concentrado. c) Calentar a reflujo unos minutos. d) Observar y concluir. 4. Cromatografía en capa fina. a) En una cromatoplaca, aplicar muestras de cada colorante. b) Desarrollar el cromatograma en etanol. c) Calcular Rf y concluir. 93 EDICIÓN 2012 DIAGRAMA DE FLUJO SÍNTESIS DE COLORANTES AZOICOS ORANGE II I) FORMACIÓN DE NAFTÓXIDO O Na OH + Na0H 10 % ∆ hasta disolución Enfriar y mantener en bañode hielo a 5 ºC PRODUCTO A + II) DIAZOACIÓN DE ÁCIDO SULFANÍLICO SO 3H H 2N NaCO 3 H 2O ∆ hasta disolución Enfriar en baño de hielo a 5 ºC NaNO 2 H 2O SO 3H - Cl N2 PRODUCTO B + Colocar en un baño de hielo y agitar 15-20 min. HCl, hielo y mantener la temperatura 0-5 ºC III) REACCIÓN DE COPULACION Agregar B lentamente a A con agitación Mantener sumergido en baño de hielo 30' Filtrar a vacío Recristalizar de agua caliente Cristales de Orange II SUDÁN I I. FORMACIÓN DE NAFTÓXIDO O Na OH + Na0H 10 % ∆ hasta disolución Enfriar y mantener en baño de hielo a 5 ºC PRODUCTO A + 94 EDICIÓN 2012 II. DIAZOACIÓN DE ANILINA NH2 Adicionar agua Enfriar en baño de hielo a 5 ºC NaNO 2 H2O N2 Cl + - HCl, hielo y mantener la temperatura 0-5 ºC Colocar en un baño de hielo y agitar 15-20 min. PRODUCTO C III. REACCIÓN DE COPULACIÓN Agregar C lentamente a A con agitación Mantener sumergido en baño de hielo 30' Filtrar a vacío Lavar con agua Recristalizar de AcOH glacial Cristales de Sudan I ROJO PARA I. FORMACIÓN DE NAFTÓXIDO + O Na OH + Na0H 10 % ∆ hasta disolución Enfriar y mantener en bañode hielo a 5 ºC PRODUCTO A II. DIAZOACION DE p-NITROANILINA NH 2 O 2N N2 Cl O 2N PRODUCTO D + - Adicionar agua ∆ hasta disolución HCl, hielo y mantener la temperatura 0-5 ºC NaNO 2 H 2O Colocar en un baño de hielo y reposar 2 min. Agitar por 3 ' 95 EDICIÓN 2012 III. REACCIÓN DE COPULACIÓN Agitar sumergido en baño a 30 ºC durante 30 min.' Agregar D lentamente a A con agitación Filtrar a vacío Lavar con agua Recristalizar de agua caliente Cristales de Rojo para ACTIVIDADES Anota tus observaciones, tus resultados, realiza un análisis de todos los resultados obtenidos, discute y concluye. 96 EDICIÓN 2012 PRÁCTICA 10 I SÍNTESIS DE FENOLFTALEÍNA II TINCIÓN DE DIFERENTES FIBRAS OBJETIVOS 1. Sintetizar un colorante del tipo de las ftaleínas. 2. Evidenciar su uso como indicador ácido-base. 3. Efectuar tinciones directas y tinciones en las que se emplean diferentes mordentes. 4. Relacionar la estructura de algunos colorantes, con la de diferentes fibras en el proceso de tinción. ANTECEDENTES Formula de Fenolftaleína: La fenolftaleína es un colorante que pertenece al grupo de las ftaleínas, siendo un derivado del trifenilmetano. La fenolftaleína se obtiene por una reacción de acilación especial de Friedel-Crafts, utilizando dos moles de fenol y uno de anhidrido ftálico; la reacción es catalizada con ácido sulfúrico. Los principales usos de la fenolftaleína son: 97 EDICIÓN 2012 1. Como indicador ácido-base, lo cual se debe a que a un pH inferior a 8.5, la fenolftaleína es un compuesto incoloro; a un pH mayor de 9 presenta un color rosa o violeta intenso y a un pH fuertemente básico, vuelve a ser incolora. 2. Como ingrediente activo de algunos laxantes. La fenolftaleína fue el primer indicador sintetizado, Baeyer la obtuvo condensando el anhídrido del ácido ftálico (ortobencenodicarboxílico), con fenol, en 1871. A partir de ahí se han sintetizado muchos indicadores La fenolftaleína no es soluble en agua por lo que se disuelve en alcohol para su uso como indicador. Es un ácido débil que pierde protones en solución. La molécula de fenolftaleína es incolora, en cambio, el anión derivado de la fenolftaleína es de color rosa o violeta, este anión se forma cuando ésta se encuentra en presencia de una base. Tinción: La tinción es un proceso por el cual un colorante se fija fuertemente a una determinada fibra. Para que un colorante se pueda emplear en el proceso de tinción, debe tener la propiedad de permanecer fijo a la fibra después de lavado y no decolorarse al exponerlo a la luz. El mecanismo por el cual un colorante se une a la fibra, depende de la estructura del colorante y de la estructura de la fibra. Existen diferentes tipos de tinciones, éstas pueden ser: a) Tinción directa b) Tinciones con formación del colorante (colorante al hielo sobre la fibra). c) Tinción a la tina. d) Tinción con mordente. Las tinciones directas y a la tina son muy parecidas en el método directo. Se introduce la fibra directamente al tinte y a la tina se ponen el colorante en un medio dispersante en el que se sumerge la tela. Algunas materias colorantes azoicas (llamadas colorantes al hielo) suelen presentarse en forma de mezclas de una sal de diazonio estabilizada y de un copulante y crean la materia colorante azoica insoluble sobre la propia fibra. 98 EDICIÓN 2012 La mayoría de los tintes naturales requieren de ciertos fijadores o asistentes para poder teñir, estas substancias se denominan mordentes. El término mordente es aplicado a cualquier substancia de origen natural o sintético que sirve para fijar el colorante en la fibra. Antiguamente se empleaban productos naturales como cenizas, hojas de aguacate, corteza de nogal, guamuchil, etcétera. Hoy en día el empleo de mordientes son de origen químico, la mayoría son sales metálicas como aluminio, cobre y estaño. Las cuales se disuelven en agua caliente separando el metal de la sal para posteriormente unirse a la fibra para fijar el tinte. El mordentado puede realizarse antes o después del teñido e implica generalmente agregar el mordiente en agua caliente junto con la fibra que puede estar o no teñida. REACCIÓN. HO OH O O O OH H2SO4 + 2 O O MECANISMO. El mecanismo para la obtención de fenolftaleína, comprende una acilación tipo FriedelCrafts. La primera etapa es una reacción ácido base entre el carbonilo del anhidrido ftálico y el ácido sulfúrico, originándose el carbocatión (A), que actúa como electrófilo en una reacción de sustitución electrofilica aromática (SEA) con el fenol, originándose (B). La siguiente etapa es otra reacción ácido-base entre el intermediario (B) y el ácido, produciendo el ión oxonio con estructura(C), de la cual se libera una molécula de agua con la formación de la estructura (D), cuyo carbocatión reacciona nuevamente con otra molécula de fenol por un mecanismo SEA, originando el producto (E) que es la fenolftaleína en forma leuco. 99 EDICIÓN 2012 OH O O O H + O -H O O + OH O O + OH HO O O A B H OH OH + HO OH HO O O + O O H2O -H2O O O E D C PROPIEDADES: PROPIEDADES FISICAS Peso molecular (g/mol) Punto de fusión (° C) Densidad (g/mL) Solubilidad Toxicidad ANHIDRIDO FTÁLICO 148.1 130.8 1.53 etanol Irritante del sistema respiratorio, piel y ojos. Usa guantes FENOL 94.1 40.8 1.07 Etanol, cloroformo Quemaduras en piel Irritante del sistema respiratorio y ojos FENOLFTALEINA 318 229 etanol En caso de ingestión es laxante 100 EDICIÓN 2012 Material por equipo: Deberás traer telas para teñir: Tela de algodón sin teñir, de preferencia manta, ya que tampoco está blanqueada Tela de lana sin teñir, puede ser lana de color claro. Tela de poliéster de color blanco 1 1 1 1 1 2 1 1 1 Refrigerante 14/23 Agitador Embudo de vidrio Matraz balón de 250 mL14/23 Probeta de 100 Ml Tubos de ensayo Soporte universal Anillo metálico Mechero 1 1 1 1 2 1 1 1 1 Vaso de precipitados de 500 mL Vaso de precipitados de 250 mL Vaso de precipitados de 150 mL Baño María Papel filtro Porta termómetro Termómetro Pinzas de nuez Pinzas de tres dedos Material por sección 3 Vaso de precipitados 500 mL 2 Vaso de precipitados 250 mL Reactivos por equipo: Fenol 1g Ácido Clorhídrico 10% Anhídrido Ftálico 1.2 g Ácido Sulfúrico concentrado Etanol 10 mL Hidróxido de sodio al 10% Etanol al 50% 4 mL Bicarbonato de sodio al 10% Ácido Pícrico 0.5 g Sulfato de cobre 0.1M Orange II 0.3 g Cloruro férrico 0.1M Rojo para 0.3 g Carbón activado Sudán I 0.3 g Aceite* * Utiliza el aceite de tus prácticas anteriores 1 mL 1 mL 1 mL 30 mL 10 mL 10 mL 1g 101 EDICIÓN 2012 PARTE EXPERIMENTAL. FENOLFTALEÍNA SÍNTESIS 1. En un matraz balón de 250 mL, colocar 1 g de anhídrido ftálico y 1.2 g de fenol 2. Adicionar lentamente y con agitación 0.5 mL de ácido sulfúrico concentrado. 3. Adaptar un refrigerante en posición de reflujo y calentar en baño de aceite a una temperatura de 140ºC por 50 minutos. SEPARACIÓN Y PURIFICACIÓN 4. Transferir la mezcla de reacción a un vaso de precipitados de 500 mL, adicionar 100 mL de agua y evaporar a un volumen de 40 mL. 5. Enfriar y filtrar el precipitado; transferir éste a un vaso de precipitados, adicionando 15 mL de solución de bicarbonato de sodio al 10% y agitar por 5 minutos. 6. Filtrar y lavar con 20 mL de agua fría. 7. Recristalizar de etanol-agua. 8. En caso de que el producto quede obscuro, recristalizar con carbón activado y lavar con 10 mL de solución de bicarbonato de sodio al 10%. IDENTIFICACIÓN. Disuelva algunos cristales de fenolftaleína en 2 mL de la solución de etanol al 50%, ésta será la solución “A” a) A la solución “A” adicionar unas gotas de hidróxido de sodio al 10%, observar. b) A la solución anterior adicionar unas gotas de ácido clorhídrico al 10%, observar. 102 EDICIÓN 2012 TINCIONES. (Preparar una solución para toda la sección). TINCIÓN DIRECTA. CON ÁCIDO PÍCRICO. 1. En un vaso de precipitados de 150 mL, disolver 0.5 g de ácido pícrico en 50 mL de agua. 2. Agregar 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado y calentar a ebullición en Baño María. 3. Sumergir una pequeña pieza de lana, algodón y poliéster y presionar con un agitador de vidrio. 4. Después de 10 minutos sacar las telas con un agitador y presionar sobre un papel blanco. 5. Pasar cada tela a un vaso de precipitados que contenga 50 mL de agua; lavar las veces que sea necesario hasta que el agua esté clara. 6. Observar y concluir. CON COLORANTES AZOICOS (ORANGE II, SUDAN I Y ROJO PARA). 1. En cada uno de 3 vasos de precipitados, colocar 0.1 g de un colorante azoico. 2. Agregar 100 mL de agua y calentar a Baño María. 3. Sumergir una pequeña pieza de lana, algodón y poliéster y presionar con un agitador de vidrio. 4. Después de 20 minutos, sacar las muestras y pasar cada una a un vaso con agua caliente. 5. Lavar hasta que el agua esté clara. 6. Observar y concluir. 103 EDICIÓN 2012 TINCIONES CON MORDENTE. a) Con cobre: En tres vasos de precipitados, colocar por separado 0.1 g de los colorantes azoicos en 50 mL de agua, agregar 25 mL de solución de sulfato cúprico 0.1 M (mordente), calentar en baño María por 15 minutos, remover las muestras y lavar con agua caliente. Observar y concluir. b) Con fierro: Efectuar el procedimiento anterior empleando 25 mL de solución de cloruro férrico 0.1 M (mordente). Observar y concluir. c) Efectuar las tinciones con cobre y fierro como mordentes, como en a) y b), empleando 0.1 g de ácido pícrico como colorante. Observar y concluir. PEGAR LAS TELAS TEÑIDAS EN LA TABLA QUE SE ENCUENTRA AL FINAL DE LA PRÁCTICA. DIAGRAMA DE FLUJO SÍNTESIS DE FENOLFTALEÍNA Anhídrido ftálico + fenol + ácido sulfúrico Reflujar a 140° C por 45 minutos Adicionar 100mL de agua Agitar 5 min. Adicionar NaHCO3 Filtrar Enfriar Evaporar hasta un volumen de 40 mL Lavar con agua fría FENOLFTALEÍNA 104 EDICIÓN 2012 DIAGRAMA DE FLUJO T I N C I O N E S DIRECTA a) Ácido pícrico: OH O 2N NO 2 + NO 2 H2 O Calentar en Baño María Sumergir la lana, algodón y poliéster Pasados 10' colocar las telas sobre papel blanco H 2SO 4 concentrado Observa y pega las telas en la tabla Lavar cada tela hasta que el agua esté clara b) Colorantes azoicos: Orange II + H2O Sudan I + H2O Rojo para + H2O Observa y pega las telas en la tabla Lavar cada tela hasta que el agua esté clara Calentar en Baño María Sumergir la lana, algodón y poliéster Pasados 20' colocar las telas sobre papel blanco c) Tinción con mordente: Orange II + H2O Sudan I + H2O Rojo para + H2O Ácido pícrico + H 2O Observa y pega las telas en la tabla Lavar cada tela hasta que el agua esté clara Sol. CuSO 4 0.1M Sumergir la lana, algodón y poliéster Sol. FeCl 3 0.1M Calentar en Baño María Lavar con agua caliente 105 EDICIÓN 2012 RESULTADOS TINCIÓN DIRECTA ÁCIDO PÍCRICO ORANGE II SUDAN I ROJO PARA LANA ALGODÓN POLIESTER TINCIÓN CON MORDENTE ÁCIDO PÍCRICO Cu SO4 0.1 M ORANGE II SUDAN I ROJO PARA LANA ALGODÓN POLIESTER 106 EDICIÓN 2012 TINCIÓN CON MORDENTE ÁCIDO PÍCRICO FeCl3 0.1 M ORANGE II SUDAN I ROJO PARA LANA ALGODÓN POLIESTER 107 EDICIÓN 2012 CUESTIONARIO: 1. Investiga ¿qué función tiene el ácido sulfúrico en la síntesis de fenolftaleína?. 2. Por medio de reacciones, indica los resultados esperados en la identificación de fenolftaleína. 3. Investiga las fórmulas ó estructuras de las siguientes fibras: seda, algodón, lana, acetato de celulosa, nylon, dacrón, y orlón. 4. Investiga la toxicidad de los colorantes que empleaste y haz una reflexión sobre qué tan contaminantes son, principalmente para los cuerpos de agua. 5. Cómo crees qué te puede servir en tu carrera lo que realizaste en esta práctica. 108 EDICIÓN 2012 BIBLIOGRAFIA 1. Adams, Johnson. J.R. y Wilcox, CH. F., Jr. Laboratory experiments in organic chemistry. New York. McMillan, 1970. 2. Brewster, R.Q. Vanderwerf, C.A. y Mc Ewen, W.E. curso Práctico de Química. México, Alhambra. 1995. 3. Cremlyn, R.J.W. y Shill, R.H. Named and miscellaneus reactions in practical Organic Chemistry. London, Heinemann Educational Books. 1967. 4. Domínguez, X.A. Química Orgánica Experimental. México, Limusa, 1986. 5. Durst y Gokerl. Experimental Organic Chemistry. New York. McGraw-Hill, 1980 6. Fessenden, R.J. y Fessenden, J.S. Techniques and experiments for Organic Chemistry. Boston, Mass. P.W.S. Publishers, 1983. 7. Handbook of Chemistry and Physics. Edit Robert C. Weast 55a ed. C. Clevelan, Ohio, CRC Press, 1974. 8. House, H.O. Moderns Synthetic Reactions. 2a. ed. Menlo Park, California, W. A. Benjamín. 1972. 9. The Merck Index, of Chemical and Drugs. 9a. ed. Rahway, Merck and Co., 1976. 10. Pavia, D.L., Lampman, G.M. y Keiz, G:S., Jr. Introduction to Organic Laboratory Techniques a Contemporary Approach Philadelphia. W.B. Saunders, 1976. 11. Shriner, R. L. C. Fuson y D. Y. Curtin. Identificación Sistemática de Compuestos Orgánicos, Limusa Wiley y Sons, New York, 1966. 12. Vogel, A.I. A tex book to practical. Organic Chemistry, 3a. ed. New York, Wiley. Interscience. 1980. 13. H.T. Clarke, Org. Syn. Coll. Y, 87, 2nd Edition, J. Wiley & Sons Inc., Edited by. H. Gillman. 14. D.A.Ballard, W.M. Dhen, Org. Syn Vol. Coll. 1, 89 2nd. Edition J. Wiley & Sons: N. Y., Edited by H. Gillman. 109 EDICIÓN 2012 PRACTICA 11 ESTUDIO ESPECTROFOTOMÉTRICO DE LA CINÉTICA DE UNA REACCIÓN OBJETIVO. • Aplicar la espectrofotometría para obtener rápidamente los datos cinéticos de una reacción química biomolecular. INTRODUCCION. La reacción por estudiar es la que ocurre entre el verde brillante y el ion hidróxido. Uno de los reactantes, el verde brillante, es altamente coloreado y los productos de la reacción son incoloros. De tal forma que por medición de la perdida de la intensidad de color después de diferentes intervalos de tiempo, la constante de velocidad puede ser evaluada directamente de las lecturas de absorbancia tomadas con un espectrofotómetro a 625 nm. PARTE EXPERIMENTAL. Se diluyen 10 mL de la solución del colorante a 50 mL con agua, en una probeta. Por separado, se diluyen 4 mL de la solución de NaOH a 50 mL, en otra probeta de 50 mL con agua. Al mezclarse simultáneamente las dos soluciones dentro de un matraz, se acciona un cronometro, se llena la celda del espectrofotómetro con la mezcla de reacción y se toman lecturas de la absorbancia a 625 nm en intervalos de 3 ó 4 minutos, hasta reunir 8 lecturas. Se determina por otra parte, la absorbancia de 10 mL de la solución del colorante diluido a 100 mL con agua, este valor será designada como [A]0. Se repite el estudio cinético como se ha descrito, pero usando ahora 10 mL de colorante y 8 mL de solución de NaOH. Esta variación es necesaria para calcular el orden de reacción. 110 EDICIÓN 2012 CALCULOS. La técnica empleada en este estudio cinético se conoce como técnica de inundación. La concentración del colorante es aproximadamente 1 X 10-5 M, mientras que la del ion hidróxido es 4 -8 X 10-3 M. por lo tanto, cuando el colorante ha reaccionado, la concentración del NaOH permanece virtualmente constante. La forma general para la velocidad de reacción está dada por: -d [colorante] = dT k [-OH]m [colorante]N (1) Pero en las condiciones de inundación: [-OH]0 >> [colorante]0 (2) Lo que ocasiona una pseudo velocidad de reacción. -d [colorante] = dT Donde: K I = k [-OH]m (4) K i [colorante]N (3) El problema se concentra en determinar N, m y k. la suma de m + N da el orden de reacción total. Integrando la ecuación (3) suponiendo N = 1, se obtiene: [colorante]0 log [colorante]t Donde: [Colorante]0 = concentración del colorante inicial [Colorante]t = concentración del colorante después de t minutos = 2.3 1 Kit (5) 111 EDICIÓN 2012 Como la curva de calibración A vs concentración de colorante lineal (se puede hacer la comprobación construyendo una curva de calibración con 2, 4, 6, 8 y 10 mL de la solución del colorante en 100 mL de agua), se tiene que: [A]0 = [A]t E1 [colorante]t E1 [colorante]0 (6) Sustituyendo (6) en (5), se obtiene: 1 Log [A]t = Log [A]0 2.3 (Kit) (t) Lo que muestra que la grafica log de [A]t vs t debe ser una línea recta con pendiente – 1/ 2.3 Ki Se construye esa grafica con los datos experimentales obtenidos en la primera experimentación. Si no resulta una grafica lineal, indica que N es diferente de 1, por lo que deberá suponerse que N = 2 y la ecuación (3) deberá integrarse. Continuar hasta obtener el valor de N. Después que se determine N, se debe determinar el valor de m. la ecuación (4) es requerida, comparando las dos experimentaciones (a [-OH] = 4 X 10-3 M y a [-OH] = 8 X 10-3 M) se obtiene: Ki ’ = Ki ’ ’ k [ OH] ‘ ‘ m k [-OH] ‘ m = [-OH] ‘ [-OH] ‘ ‘ m Donde m puede ser calculada y después k. REPORTAR. Las tabulares experimentales, las graficas, los valores de N, m, k y el orden total de la reacción. BIBLIOGRAFIA. Corsaro, Gerald, A colorimetric Chemical Kinetics Experiment, J. Chemical Education 41/1/64 112 EDICIÓN 2012 FICHA DE EVALUACIÓN FINAL DE LABORATORIO DE QUÍMICA BIOORGÁNICA DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÁNICA ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL NOMBRE DEL ALUMNO_____________________________________________ GRUPO____________ TURNO____________ SEMESTRE ENERO-JULIO ( CALIFICACIÓN ) AGOSTO-DICIEMBRE ( ) AÑO_________ ORDINARIA DE LABORATORIO* _________________________________ LETRA NÚMERO FIRMA DE ENTERADO DEL ALUMNO____________________________ NOMBRE Y FIRMA DEL PROFESOR______________________________ CALIFICACIÓN EXTRAORDINARIO DE LABORATORIO* FECHA__________ _________________________________ LETRA NÚMERO FIRMA DE ENTERADO DEL ALUMNO____________________________ NOMBRE Y FIRMA DEL PROFESOR______________________________ CALIFICACIÓN ETS DE LABORATORIO* FECHA_____________ _________________________________ LETRA NÚMERO FIRMA DE ENTERADO DEL ALUMNO____________________________ NOMBRE Y FIRMA DEL PROFESOR______________________________ * Si la calificación es reprobatoria, anotar si es por inasistencias ó por examen. 113 EDICIÓN 2012