Manual Para La Cria de Camarones Peneidos

MANUAL PARA LA CRIA DE CAMARONES PENEIDOSINDICE PROGRAMA COOPERATIVO GUBERNAMENTAL FAO - ITALIA por JORGE L. FENUCCI DOCUMENTO PREPARADO POR EL PROYECTO GCP/RLA/075/ITA APOYO A LAS ACTIVIDADES REGIONALES DE ACUICULTURA PARA AMERICA LATINA Y EL CARIBE Las denominaciones empleadas en esta publicación y la forma en que aparecen presentados los datos que contiene no implican, de parte de la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación, juicio alguno sobre la condición jurídica de países, territorios, ciudades o zonas, o de sus autoridades, ni respecto de la delimitación de sus fronteras o límites. Este libro es propiedad de la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación, y no podrá ser reproducido, ni en su totalidad ni en parte, por cualquier método o procedimiento, sin una autorización por escrito del titular de los derechos del autor. Las peticiones para tal autorización especificando la extensión de lo que se desea reproducir y el propósito que con ello se persigue, deberán enviarse al Proyecto GCP/RLA/075/ITA, c/o FAOR, C.P. 07-1058, Brasília 70330, D.F., Brasil. ORGANIZACION DE LAS NACIONES UNIDAS PARA LA AGRICULTURA Y LA ALIMENTACION Brasília, Brasil Agosto 1988 Los hiperenlances que remiten a sitios Internet distintos de los de la FAO no implican, de parte de la Organización, ratificación oficial o responsabilidad respecto a opiniones, ideas, datos o productos presentados en dichos sitios, o una garantía de validez acerca de las informaciones que contienen. El único propósito de los enlaces a sitios distintos de los de la FAO es proporcionar otras informaciones disponibles sobre asuntos conexos. La presente versión electrónica de este documento ha sido preparada utilizando programas de reconocimiento óptico de texto (OCR). La FAO declina cualquier responsabilidad por las eventuales diferencias que puedan existir entre esta versión y la versión original impresa. INDICE INTRODUCCION 1. MORFOLOGIA EXTERNA DE CAMARONES PENEIDOS 2. BIOLOGIA DE CAMARONES PENEIDOS 2.1. CICLO VITAL 2.2. REQUERIMIENTOS AMBIENTALES EN DISTINTAS ETAPAS DEL CICLO VITAL 2.2.1. Temperatura y salinidad 2.2.2. Sustrato 2.2.3. Oxígeno 2.3. MUDA 2.4. MADURACION 2.4.1. Maduración en hembras 2.4.2. Maduración en machos 2.4.3. Factores que regulan la maduración 2.4.3.1. Factores ambientales 2.4.3.2. Control hormonal de la maduración 2.4.4. Alimentación para producir maduración 2.5. MADURACION EN CAUTIVIDAD 3. CULTIVO DE CAMARONES 3.1. METODOS DE CULTIVO 3.1.1. Engorde de postlarvas y/o juveniles obtenidos en la naturaleza 3.1.2. Cría de postlarvas a partir de huevos y su posterior engorde 3.1.3. Ciclo completo en cautividad 3.2. CONDICIONES QUE DEBE REUNIR EL AREA DONDE SE ESTABLEZCA UNA GRANJA 3.3. CALIDAD DEL SUELO: 3.3.1. Permeabilidad 3.3.1.1. Métodos de impermeabilización 3.3.2. pH del suelo 3.3.2.1. Mejoramiento de suelos ácidos 3.4. LOS ESTANQUES 3.4.1. Llenado de los estanques 4. OPERACIONES EN UNA GRANJA CAMARONERA 4.1. PREPARACION Y LLENADO DE ESTANQUES 4.2. OBTENCION DE LA SEMILLA 4.2.1. Obtención de semillas en ambientes naturales 4.3. TRANSPORTE DE LA SEMILLA 4.4. ESTABULAMIENTO DE LOS ESTANQUES RESUMEN En este manual se describen los aspectos más importantes de la biología de camarones peneidos, principalmente de especies americanas, reseñándose las principales técnicas de maduración y las actividades que se llevan a cabo en una granja de engorde. También se presenta detalladamente la metodología del sistema americano de cría de larvas y sus modificaciones, completándose el manual con la descripción de técnicas de cultivo de algas unicelulares y una clave para la identificación de los estadios y subestadios larvales de camarones peneidos. SUMMARY In this paper are described the most important aspects of penaeid shrimp biology specially in relation to american species. The techniques of maturation, breeding and grow out in a farm are discussed. A detailed methodology of the american system of hatchery and its modifications are presented. This manual includes also the description of microalgal culture techniques and a key for the identification of penaeid larval stages and substages. INTRODUCCION Este manual pretende ser una guía práctica para iniciar a técnicos e inversores en la cría de camarones peneidos a nivel industrial y resume la experiencia del autor y otros investigadores en el tema. En este trabajo se presenta una síntesis de las actividades necesarias para establecer una empresa camaronera en América del Sur y central; es por ello que en los casos en que se ha podido, se hace especial referencia a especies americanas dejando de lado por ejemplo a Penaeus japonicus, especie por demás estudiada y sobre la cual existe gran cantidad de información en cuanto a su biología y técnica de cría. Luego de un breve capítulo sobre morfología de camarones marinos donde se puntualizan las diferencias externas entre machos y hembras, se tratan en el capítulo siguiente, las características biológicas de las especies más importantes en cultivo con énfasis sobre los requerimientos para su maduración en cautividad. En el tercer capítulo se consideran, en forma general, las diferentes técnicas de cultivo y en el cuarto se detallan pormenorizadamente las actividades a realizar en una granja de engorde. Finalmente el quinto capítulo está dedicado a la cría de larvas utilizando el método americano y sus modificaciones. Como complemento se presentan apéndices referidos a : Instrumentos necesarios para determinar los parámetros físico-químicos del agua de mar, fertilización de estanques, identificación de estadios larvales de camarones peneidos y cultivo de algas unicelulares. 1. MORFOLOGIA EXTERNA DE CAMARONES PENEIDOS Para la descripción de la morfología generalizada de camarones peneidos se han tomado como referencia los trabajos de los siguientes autores: Angelescu y Boschi (1959), Boschi y Angelescu (1962), Boschi (1963), Pérez Farfante (1969, 1975), Wickins (1976). Como se puede observar en la Figura la, un camarón peneido tiene el cuerpo alargado, comprimido lateralmente; el que puede dividirse en cefalotórax (cefalopereion), pleon (abdomen) y telson. En el cefalopereion se observan un par de pedúnculos oculares, un rostro de longitud variable con espinas que permiten diferenciar distintas especies; además, en las partes laterales del caparazón, se encuentran surcos y carenas. Cefalotórax y abdomen llevan distintos tipos de apéndices articulados, formados por dos ramas: exopodito y endopodito: De acuerdo con su función los apéndices pueden ser divididos en: Función Sensorial Apéndices 1 par de anténulas 1 par de antenas 1 par de mandíbulas Nutricional 2 pares de maxilas 3 pares de maxilípedos Locomotriz 5 pares de pereiópodos Natatoria 5 pares de pleópodos 1 par de urópodos Los machos y las hembras pueden diferenciarse por una serie de estructuras sexuales secundarias externas. a) Caracteres de las hembras Thelycum (Télico): Es una modificación de la parte ventral del cefalotórax a la altura del'3°, 4° y 5° par de pereiópodos, encontrándose las coxas de estos dos últimos pares de apéndices mucho más separadas que el resto; en esta estructura es donde el macho deposita su espermatóforo. Se pueden distinguir hembras con dos tipos de thelycum: abierto y cerrado. En las hembras con el último tipo, se pueden observar en la parte ventral del cefalotórax receptáculos seminales, cubiertos con mayor o menor grado por placas laterales (Figura 1.B). En las especies de télico abierto, el cefalotórax tiene una serie de depresiones, sedas, espinas, etc. que permiten la adhesión del espermatóforo, carecen de receptáculos seminales (Figura 1.c). Entre las especies con hembras de télico abierto se pueden citar: Penaeus occidentalis, P. vannamei, P. stylirostris, P. schmitti, P. setiferus, Metapenaeus ensis, Pleoticus muelleri, mientras que algunas de las especies con télico cerrado en distinto grado son: P. californiensis, P. aztecus, P. duorarum, P. brasiliensis, P. paulensis, P. merguiensis, P. monodon, P. semisulcatus, P. kerathurus, P. indicus, P. orientalis, Artemesia longinaris. b) Caracteres de los machos ambos se unen por un borde interno membranoso que tiene una serie de estructuras quitinosas. delgada y con sedas en el borde interno (Figura 1. En animales pequeños si bien existe esta estructura los endopoditos pueden no estar unidos.E).D).Estos presentan una serie de modificaciones. así. formado por dos ramas: una mayor espatulada y otra pequeña. uno en cada coxa. debido a que en ellas se forman los espermatóforos. . Petasma: Relacionado con la transferencia de espermatóforos. las coxas del quinto par de pereiópodos son de mayor tamaño que el resto. Appendix masculina: Es un anexo del segundo par de pleópodos insertada a la altura del basidopodito. que son una masa de espermatozoides envueltos por una cubierta dura. dando la impresión de un cierre relámpago (Figura 1. Es una modificación de los endopoditos del primer par de pleópodos. (Modificado de Boschi. E: appendix masculina (P. Ur: urópodos. schmitti). A2: antena. 2. Ma: maxilipedio. schmitti). A1: anténula. schmitti). BIOLOGIA DE CAMARONES PENEIDOS . T: telson.Figura 1. B: télico cerrado (Penaeus brasiliensis). Pl: pleópodos. Cf: cefalotórax. Ab: abdomen. C: télico abierto (P. A: Morfología general de un camarón peneido. 1963). Pe: pereiópodos. D: petasma (P. aztecus). El siguiente cuadro muestra los distintos estadios larvales. el área de reproducción de P. indicus.1 CICLO VITAL El ciclo vital de un peneido típico como las especies que se hallan en Ecuador (Penaeus stylirostris. duorarum. P. lagunas. postlarvas y/o juveniles migran hacia la costa. planctónicas Planctónicas. natación por pleópodos Como se puede observar en la Figura 3. De acuerdo con Boschi(1986). vannamei. monodon. esteros. cada uno de los cuales tiene características morfológicas determinadas y diferentes requerimientos nutricionales. occidentalis). migran hacia el norte para su maduración y reproducción. . zonas de manglar. subtilis. ESTADIO Huevo Nauplius Protozoea Mysis Postlarvas ALIMENTACION PRINCIPAL Sus propias reservas Filoplancton Zooplancton COMPORTAMIENTO Flota.000 y 1.000. no penetrando casi nunca en aguas salobres. P. notialis). costa pacífica de México (P. éstos eclosionan en una serie de estadios denominados larvas. ricas en materia orgánica. etc) se muestra en la Figura 3. P. a aguas menos profundas y de baja salininidad: por ejemplo. stylirostris. vamamei. tendencia a depositarse en el fondo Locomoción por antenas. brasiliensis. P. las hembras fecundadas ponen huevos en cantidades variables de acuerdo con la especie (entre 10. costa atlántica de Estados Unidos y México (Penaeus setiferus. schmitti. P. Las migraciones de esta especie se pueden observar en la Figura 4. P. donde crecen hasta alcanzar estadios de adulto o preadulto migrando luego a mar abierto para madurar y reproducirse. natación por apéndices cefálicos Planctónicas. entre 15 y 60m. californiensis). y Asia (P. Brasil (P. que habita las aguas templadas en las costas argentinas que tiene un ciclo algo diferente. natación por apéndices del tórax Zooplancton y posteriormente Los primeros estadios son planctónicos. De esta zona las larvas son llevadas por las corrientes hacia el sur. Al cabo de un tiempo. P. entre la Península Valdés y el norte del Golfo de San Jorge. los juveniles permanecen en esta zona y cuando alcanzan una talla de algo más de 10 cm.000). luego de alimentación omnívora hábitos bentónicos. Existen también algunas otras especies como Pleoticus muelleri. siendo la principal área de cría el sur del golfo (bajo Mazaredo). P. P.2. La maduración y reproducción de estas especies se realiza en aguas profundas. P. forma de alimentación y comportamiento. muelleri se encuentra aguas afuera de la provincia del Chubut. setiferus. P. pero los juveniles y subadultos permanecen en áreas costeras durante casi todo el año.1 Temperatura y salinidad Los camarones peneidos se pueden dividir en dos grandes grupos: a) Camarones de aguas tropicales: Tienen requerimientos de temperaturas superiores a 20°C. duorarum en la costa atlántica de América. 2: nauplii.2. 7: adultos. P. 5: postlarvas. Por lo general cada etapa del desarrollo tiene un rango óptimo de temperatura y salinidad para su normal desarrollo. En cuanto a poblaciones de esta especie que se encuentran en la zona sur de la provincia de Buenos Aires (Bahía Blanca). Existe también otra especie de camarón peneido Artemesia longinaris. P. 4: mysis. entre los representantes de este grupo podemos mencionar: Penaeus monodon en Asia. ni en lagunas. que tampoco entra en aguas salobres. con crecimiento óptimo entre 26 y 32°C.paulensis. hasta que en diciembre migran aguas afuera para su reproducción. 2.brasiliensis. P.aztecus subtilis.notialis. P. (Modificado de Boschi. así.vannamei.2 REQUERIMIENTOS AMBIENTALES EN DISTINTAS ETAPAS DEL CICLO VITAL 2. P. P. cuyas áreas de mayor captura se encuentran en Bahía Blanca y Mar del Plata. las larvas se desarrollan a temperaturas entre 25–30°C y salinidades entre 28 y 35 ‰. P.schmitti. mientras que las postlarvas tienen una .occidentalis en las costas del Pacífico. P. 1982). se sabe que los juveniles entran con las mareas en áreas costeras y la reproducción se realiza aguas afuera (Wyngaard y Bertuche. 1977). 3: protozoeas.Figura 3. 6: juveniles. Ciclo vital de un camarón peneido típico: l: maduración y reproducción. P.stylirostris. asi por ejemplo postlarvas de camarones del golfo de México pueden tolerar amplias fluctuaciones de salinidad y temperatura. .tolerancia más amplia a los cambios de estas variables. Por el contrario los mismos autores indican que P. Según Zein-Eldin y Griffith (1969) P. En cuanto a juveniles y subadultos que viven en estuarios lagunas y manglares son los que mejor soportan mayores variaciones en las condiciones ambientales.aztecus tolera mucho mejor que P. mientras que esta última especie es más tolerante a altas temperaturas (30–35°C).setiferus a altas salinidades (hasta 40‰).setiferus bajas temperaturas.aztecus es más tolerante que P. Casal y Boschi. constituídos por distintas proporciones de arena.brasiliensis y P. llegando a talla comercial en 140 días a partir de juveniles de 2 g (Fenucci et al. alimentándose durante la noche. concentración de oxígeno. schmitti a profundidades de aproximadamente 20 m a una salinidad entre 15–25‰. Una especie que podríamos considerar intermedia es P. 1975).stylirostris.2 Sustrato En general los peneidos viven en fondos blandos de fango. Otros trabajos con Artemesia longinaris han revelado que se obtiene una mayor tasa de crecimiento en juveniles.aztecus.Figura 4.merguiensis y Artemesia longinaris quedan por los general quietas en el fondo. entre 3 y 10 brazas de profundidad. Brasil.duorarum por Fuss y Ogren(1966) quienes han determinado que esta especie permanece enterrada a temperaturas inferiores a 10°C.semisulcatus.Personal). 1987). P. 1977) y entre 19 y 23°C para el langostino (Scelzo y Boschi. observa desoves de P. limo y arcilla. P. P. P.notialis(Scelzo.japonicus.setiferus. mientras que para la misma especie. 1982 observa juveniles a temperaturas entre 26–30°C y salinidades superiores a 40‰. Pérez Farfante (1970) los cita a la misma profundidad pero a salinidades superiores a 35–36 ‰. temperatura. Otra especie que tiene hábitos de enterramiento muy marcados es Pleoticus muelleri lo que prácticamente desaparece durante el día. 1986). hasta Puerto Deseado. frente a las costas de Kuwait (Al Attar e Ikenoue.monodon. siendo la salinidad letal media para esta especie de aproximadamente 16‰ (Fenucci.2. Con respecto a P.5°C. Investigaciones realizadas han demostrado que se pueden obtener desoves viables a temperaturas entre 16 y 22°C para el camarón (Boschi y Scelzo. Argentina (43°LS). por otra parte el langostino argentino tiene un buen crecimiento a temperaturas entre 10 y 19°C. 2. Ewald (1965) en Venezuela. . Com. P. Este hábito aparece durante los primeros estadios postlarvales y permite a los camarones protegerse de predadores. de la cual se han determinado desoves a temperaturas entre 18–19. este comportamiento parece estar regulado por factores como la luz. 1979). P. (Boschi. si bien durante el día permanece en el fondo rara vez se entierra. b) Camarones de aguas templadas: En este grupo las especies sobre las que más se ha trabajado en América son Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri.vannamei y Pleoticus muelleri se entierran y otras como P. por otra parte el cese de actividad se produce entre el amanecer y el anochecer. de aguas templadas. habiéndose determinado que su actividad es mayor entre 24–26°C que entre 15–19°C (López y Fenucci. Especies como Penaeus duorarum. La primera de estas habita desde el sur de Brasil hasta aproximadamente los 43°de latitud sur. mientras que ejemplares mantenidos a 16°C presentan actividad en un 50%. Pleoticus muelleri se distribuye desde Río de Janeiro.. A este respecto son interesantes los trabajos realizados en P. 1987). principalmente durante el período de muda. a temperaturas menores de 20°C que en rangos entre 24 y 26°C (López y Fenucci. Migración del langostinoPleoticus muelleri en las costas argentinas. En cuanto al camarón argentino. etc. 1987). 1 a 16. Consumo de oxígeno por unidad de peso en Artemesia longinaris a distintas temperaturas. para ejemplares de P. para animales entre 0. al igual que en el caso anterior.02 mg/minuto/g. el mayor consumo por unidad de peso se observó en los camarones de menor tamaño (Fenucci y Atena MS). 'siendo mayor el consumo por unidad de peso para los animales de menor tamaño (Egusa.2. es conveniente alimentarla al atardecer o antes del amanecer para lograr un mayor aprovechamiento de la dieta. Oxígeno La concentración de oxígeno disuelto en el agua es de fundamental importancia. Eneel camarón Artemesia longinaris se han registrado valores de consumo entre 0. 2. en el caso de una especie que no esté activa durante el día. Es un hecho generalizado que a medida que aumenta la temperatura. cualquiera sea la intensidad de la luz. se incrementa el consumo de oxígeno (Figura 5).1 g varía entre 135 y 77 cc/kg/hora. . una disminución en la concentración de oxígeno produce cambios en los hábitos de enterramiento. se ha comprobado que concentraciones de este elemento menores de 2 ppm producen una alta mortalidad en cultivos. Mas aún.5 y 5 g de peso. a una temperatura aproximada de 23°C. Esto debe ser tenido en cuenta para evitar una marcada depleción de oxígeno en tanques de cultivo durante días muy calurosos. Figura 5. se debe destacar la importancia que tiene la realización de estudios de comportamiento de las especies en cultivo ya que por ejemplo.3.En base a lo expuesto.1 y 0. a la vez que disminuye la solubilidad del mismo en agua. Enucuanto al consumo de oxígeno. 1961). Egusa (1961) ha determinado que con cantidades de oxígeno de menos de 1 ppm Penaeus japonicus no se entierra. japonicus con tallas medias de 3. longinaris). Por ejemplo para Artemesia longinaris Petriella. luego el volumen ocupado por el agua es reemplazado por tejidos y en esa forma el camarón crece.kerathurus. crecimiento de los tejidos. Petriella.stylirostris. 1986 para A. el camarón se encuentra desprotegido. Este fenómeno ha sido mencionado también para otras especies de camarones peneidos y relacionado no sólo con factores internos. 1973 para P. sino tambień con factores ambientales como la temperatura y el fotoperíodo (Lindner y Anderson.. (1984) ha observado la existencia de una menor tasa de muda para los animales de mayor tamaño. Eldred. es fácil presa de predadores. inmediatamente comienza a absorber agua aumentando su volumen con lo cual la nueva cutícula se expande.nimal no se alimenta.californiensis y P.setiferus.3 MUDA Un esquema del exoesqueleto de un camarón típico puede observarse en la Figura 6. San Feliú et al. 1956 para P.2. el animal se alimenta : Se inicia la reabsorción del antiguo exoesqueleto y comienza a formarse una nueva cutícula. El período de muda es crítico. Drach en 1939. debido a la toma de agua y a los cambios en la permeabilidad de las membranas (Lockwood. dividiendo el ciclo en 4 estadios: Post-muda Intermuda Premuda Exuviación o ecdisis : Período de turgencia debido a la absorción de agua. El hecho importante que relaciona la muda con el crecimiento es que cuando el animal pierde su viejo esqueleto.duo rarum. extendiendo este trabajo a todos los decápodos en 1944. es decir un alargamiento del período de intermuda con la edad. Huner y Colvin (1979) para P. Petriella(1984) en Artemesia longinaris. siendo ésta la etapa en la cual se observa una mayor mortalidad. Existen problemas de regulación iónica. et al. 1961 para P. el a. En general los animales más pequeños tienen un ciclo de muda más breve por cortamiento del período de intermuda. determinó los estadios de muda de Crustáceos Decápodos Braquiuros. 1967).4 MADURACION Es el proceso por medio del cual machos y hembras de una especie desarrollan sus órganos genitales hasta alcanzar óvulos y . Este ciclo ha sido estudiado en detalle para distintas especies de peneidos y pueden citarse los trabajos de: Schafer (1968) en P. : Período de actividad secretora de la epidermis. sobre la base de cambios tegumentarios. los animales no se alimentan. 2. duorarum.. : Pérdida del viejo esqueleto. Aspecto filiforme. Con aspecto filiforme pero con un esbozo de desarrollo del lóbulo anterior. transparentes y con muy poco cromatóforos. Estadio III Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. e: epidermis. ep: epicutícula. reconociéndose un lóbulo anterior con lobulaciones digitiformes que cubren el . B: corte transversal en intermuda. A: corte transversal en premuda mostrando la reabsorción del antigüo exoesqueleto y formación del nuevo. Estadio I Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. muy pequeñas comparadas con los demás órganos y confinadas al abdomen. ex: exocutícula. muy fláccidas y de color blanco translúcido (Figura 7).Figura 6. Hay un alargamiento importante. nep: nueva epicutícula. zr: zona de reabsorción. (Petriella. g: glándula tegumental. nex: nueva exocutícula. en: endocutícula. 1984). cm: capa membranosa. Estadio II Gónadas invisibles a través del exoesqueleto. Estructura del tegumento. Es de hacer notar que on las esnecies de télico cerrado como P. Son los ovarios desovados. las cuales desaparecen rápidamente y al cabo de 24 hs. Color verde oliva con cromatóforos. P. La región anterior compuesta por dos lóbulos doblados en forma de gancho que llegan al extremo de la región cefálica. deshaciéndose al tratar de removerlo. Metapenaeus ensis y Penaeus semisulcatus (AQUACOP. En general. Se diferencian tres regiones: una anterior con dos lóbulos. Estadio IV Ovarios visibles a través del exoesqueleto.merguiensis. 1975) y por Chamberlain y Lawrence (1981-a) en P. Artemesia longinaris es mas difícil percibir la fecundación ya que sólo se observan partes blandas del espermatóforo transferido por el macho solo por un breve período. la región media con 6 lobulaciones laterales digitiformes y una región posterior abdominal que se extiende hasta el telson.hepatopáncreas y la región abdominal más engrosada y bien diferenciada del intestino. Estadio V Ovarios visibles a través del tegumento.merguiensis. Son transparentes y con muchos cromatóforos.japonicus. En el estadío V se observó en los ovocitos la presencia de “Jelly like substance” o cuerpos periféricos (Figura 8). media con varias lobulaciones y posterior que se continúa hasta el telson.japonicus. Color verde rojizo. vannamei. los mismos estadios de king (1948) han sido utilizados para determinar estadios de maduración en P.stylirostris y P. P. Estadio VI Las mismas características externas del estadío V. El color es verde pálido. solo se obseryan masas blancas bajo las placas del télico. . pero la consistencia es muy fláccida y cremosa. c: estadio III. b: estadio II. Distintos estadios de maduración ovárica en Artemesia longinaris (Petriella y Díaz.Figura 7. d: estadio IV. . a: estadio I. 1987). e: estadio V. En el centro de la Polinesia AQUACOP (1983) han obtenido maduración de diversas especies como P. 2. (Petriella y Díaz. mientras que en P. obteniéndose mayor cantidad de hembras maduras con animales sometidos a solo 10% de luz natural incidente que en aquellos sometidos al 40% de luz. P.orientalis se ha obtenido maduración con luz.monodon (Primavera.stylirostris y P..2 Maduración en machos Se visualiza externamente porque las coxas del 5° par de pereiópodos presentan una fuerte coloración verde.vannamei en “green houses” con luz natural y fotoperiodo que varía entre 10 horas luz en julio a 14 horas en diciembre.stylirostris solo incrementando el fotoperiodo y temperatura de 13. P.stylirostris. a este respecto se ha establecido una correlación entre la cantidad de hembras ovígeras de Penaeus duorarum obtenidas en áreas cercanas a la Isla Tortuga y la temperatura del agua de mar cuando esta es superior a los 70°F (Cummings.indicus.Figura 8.stylirostris parece madurar mejor con luz tenue y/o luz del día con un fotoperíodo de 13 horas de luz con intensidades de luz brillante. Los mismos autores determinan que las hembras de P. Para P. mientras que en similares resultados se consiguieron a temperaturas que oscilan entre 25 y 29°C (AQUACOP 1975. 1975) se ha determinado que la intensidad de la luz parece ser un factor importante en este proceso. 1983). Corte histológico de ovario de Artemesia longinaris en maduración total. (1980) obtiene maduración de P. r: cuerpos periféricos.setiferus con luz natural en un 10–40% de incidencia. Chamberlain y Gervais (1984) obtienen maduración en P. 2.4. en cuanto a los camarones como P. o: ovocito maduro. 2.4. moderada o solar.merguiensis (AQUACOP.3. b) Luz y fotoperiodo: poco es lo que se ha trabajado con respecto a la influencia de estos dos factores en la maduración. Con P. vannamei maduran mejor cuando son sometidas a la acción de luz brillante.1 Factores ambientales a) Temperatura: este parece ser el factor ambiental más importante.vannamei se ha obtenido maduración a temperaturas del agua entre 23 y 28°C (Chamberlain et al.4. tenue y un fotoperiodo de 8 horas luz (Arnstein y Beard. debido a la presencia de los espermatóforos maduros.5 hs. sin ablación. comunicación personal).merguiensis. P. 1961). c: células foliculares. Porootra parte Lawrence et al. Para el camarón argentino (Artemesia longinaris) la temperatura de maduración se encontraría entre los 18 y 23°C. 1981 b). moderada o en la oscuridad (Chamberlain y Lawrence. 1987). el petasma deteriorado (Díaz. También pueden observarse en aquellos ejemplares ya desprovistos de sus espermatóforos. P. P. .5 hs.monodon. de luz y 28°C. 1981). 1975). y 18°C a 14.3 Factores que regulan la maduración La maduración se encuentra regulada por dos tipos de factores ambientales y hormonales. 1980) halla resultados similares con una reducción de la luz natural entre 40 y 60%. Como se puede ver en algunos casos estas experiencias resultan contradictorias. Como es de imaginar si a un crustáceo se le extirpa el pedúnculo ocular se produce un aumento en la frecuencia de la muda y un incremento en la vitelogénesis. metabolismo en general. 1978). Más aún.3. Las hormonas son producidas por células nerviosas (neurosecretoras) que se encuentran en los pedúnculos oculares y cerebro.aztecus (al cabo de dos semanas).2 Control hormonal de la maduración En los crustáceos los pedúnculos oculares contienen una variedad de hormonas que actúan sobre diversas funciones tales como crecimiento. equilibrio osmótico.duorarum por ablación unilateral en dos semanas. En el pedúnculo ocular se encuentra el complejo órgano X-glándula del seno que produce una variedad de hormonas. una de las cuales inhibe el desarrollo de las glándulas sexuales (Ovarios y Testículos) y otra (MIH) que es inhibidora de la muda. Se debe destacar que si bien la ablación promueve maduración. por lo que se recomienda en caso de iniciar operaciones de maduración en cautividad realizar experimentación propia con las especies que se planea trabajar. P. Existe además otro par de glándulas que se encuentran en la proximidad de las mandíbulas (glándula Y) que segregan una sustancia responsable de la iniciación del proceso de muda. Metapenaeus ensis y ejemplares ablacionados de P.merguiensis solo comienza a madurar cuando la hembra es impregnada.merguiensis.sytlirostris y P. con P. los mismos autores en 1975 han obtenido maduración natural para.5 con respecto al valor l obtenido en camarones no ablacionados (Petriella y Díaz. es decir maduración. si se sacan estas glándulas el animal es incapaz de mudar.stylirostris. 2. para completarla es necesaria la presencia de machos ya que en la mayoría de las especies el estadio de maduración total se alcanza luego que las hembras han sido fecundadas. Las secreciones son transportadas a lo largo de los axones a la glándula del seno hasta que por un estímulo son descargadas en la hemolinfa. En Artemesia longinaris.monodom luego de 7 días de haber sido ablacionadas. Existe una glándula androgénica cuya secreción determina los caracteres primarios y secundarios de los machos y el ovario. 1967). Pleoticus muelleri también el último estadio de maduración se alcanza cuando el espermatóforo se encuentra adherido a la parte ventral del cefalotórax de la hembra. muda. etc. El Grupo AQUACOP (1977) reporta maduración de hembras de P.japonicus. (Lockood.4. individuos ablacionados unilateralmente tienen una tasa de muda de 2. aunque Chamberlain y Lawrence (1981 a). En cuanto a maduración Caillouet (1973) obtiene maduración de hembras de P. Una especie de télico cerrado como P. se ha obtenido maduración de juveniles (Halder. La ablación se realiza mediante distintas técnicas: .vannamei obtienen una mayor ocurrencia de estadios IV y V al igual que una mayor tasa de desove en ejemplares ablacionados. no encuentran diferencias en tasa de muda entre ejemplares ablacionados y no ablacionados de P.monodon y utilizando la misma técnica. cuyas hormonas determinan los caracteres sexuales de las hembras. 1987). En especies de télico abierto como P.vannamei. P. El desove se produce entre 3–5 días a 3 semanas luego de la ablación. P. 3 Harina de camarón. mejillones.0 3.5 2. Dentro de los compuestos fundamentales en la dieta se encuentran las grasas. Entre las comidas más usadas se encuentran combinaciones de anélidos marinos.0 1.5 MADURACION EN CAUTIVIDAD Como se dijo anteriormente la maduración depende de una serie de factores tales como: alimentación. cortando el pedúnculo ocular con tijeras c.4. colesterol y sus derivados. Con respecto a las dietas pelletizadas. Lawrence et al. Por lo general el alimento se suministra en cantidades que van de 3–17% de la biomasa del tanque. permiten obtener maduración gonadal con cierto éxito.7 Cáscara de arroz 16.5 0.5 2. 33..0 2. Es por ello que se utilizan alimentos naturales ricos en estos compuestos. . camarones. etc.7 Vitaminas Minerales Soluble de pescado Aceite de pescado Colesterol Lectinina Varios 35 25 15 12.4 Alimentación parainducir la maduración La alimentación es de fundamental importancia en el pro ceso de maduración principalmente cuando se trata de efectuar ésta en pequeños estanques. ostras. apretando el pedúnculo ocular con dos dedos b. fotoperíodo) y factores hormonales intrínsecos de cada especie. luz (intensidad..a. 1980). 1980 33. los cuales sumados a la ablación unilateral y a condiciones ambientales favorables. principalmente ácidos grasos de la serie linolénica (w3. de origen marino).5 1. punzando el lóbulo ocular con un alfiler o aguja En muchos casos se utilizan antibióticos y cauterización de la lastimadura producida para evitar infecciones posteriores 2. Alimento Shigeno Harina de calamar Harina Misidaceo Levadura de petróleo Active sludge Gluten Almidón Vitaminas Minerales AQUAPOC-17.3 Harina de calamar Harina de pescado 16. calamares.0 2. repartido en 2 a 4 raciones diarias. se pueden utilizar solas o en combinación con diversos alimentos naturales (AQUACOP.000 47 Carne de troca 15 Harina de carne 20 y hueso 5 Carne de bonito 3 Comida para po2 llos 3 5 Lawrence et al. En ciertos casos se utilizan algunos de estos alimentos naturales suplementados con dietas pelletizadas. temperatura. 1975. Es importante conocer el comportamiento de la especie con la cual se trabaja a fin de acondicionar los tanques con el fondo más adecuado. la maduración en cautividad se debe realizar en instalaciones cerradas con control de temperatura. Sobre los mismos se debe colocar una batería de tubos fluorescentes de 40W o más. japonicus. vannamei.En áreas geográficas donde las fluctuaciones estacionales de temperatura son muy marcadas. P.6 y lm. . o con fondo de conchillas y sistema de filtro para especies que no lo hacen como Peaneus stylirostris. En esa instalación se deben colocar tanques que pueden ser redondos o rectangulares de 3 a 5 m2 de superficie y una altura de columna de agua entre 0. en caso de no ser posible utilizar este compuesto se deberá recubrir las paredes de los tanques con varias capas de pinturas “epoxy”. P.6-lm de distancia de la superficie del agua (Figura 9). Pleoticus muelleri. Los tanques deberán armarse de manera que permitan una circulación continua de agua con una capacidad de recambio diario hasta 4 veces el volumen del mismo. éste podrá ser de conchilla y arena. colocada a 0. monodon. con sistema de filtro interno para especies que se entierran como P. Es conveniente utilizar tanques de fibra de vidrio ya que es de fácil limpieza. Artemesia longinaris. poliquetos y calamar suministrada diariamente en tres veces. La alimentación deberá ser ad libitum y podrá consistir en una dieta natural combinada con partes iguales de mejillón. de 18 a 23°C. otros alimentos que se pueden utilizar son camarón. por ejemplo. Una vez llenos los tanques. Esquema de un tanque de maduración de 3 m de diámetro con fondo de conchilla. teniendo la precaución de utilizar ejemplares de edad superior a los 8 meses. la relación óptima entre machos y hembras es 1:1 – 1:3. arena y circulación continua de agua. La iluminación dependerá de la especie con la cual se trabaje. de arena o tierra de diatomeas. ostras. almejas. se colocan los animales ablacionados. La temperatura del agua para especies tropicales podrá variar entre 25 y 30°C para las de aguas templadas. En todos los casos el agua debe ser filtrada por medio de un sistema de filtros. en todos los casos es conveniente que la salinidad se encuentre entre 25 y 35°C.Figura 9. . de acuerdo con la disponibilidad en la región y dietas pelletizadas. debiendo ser el fotoperiodo superior a 13 horas luz. 6 Almeja 30 8.monodo 4–6 n (c) 1:1. Densidad(ej.000 50 Si Camarón no consigna Calamar Poliquet o P.5 (a) 7.1 24– 6.500 84 3. e.2 1000/116. Primavera y Gabasa.vannam 1:1 ei 50–130 35–60 30–40 30–45 24– 35 29 8.vannam 1:1 ei P.000/100. c.828.8 104 50 277.Chamberlain y Lawrence.5 24– 30– 7. 1981 a.0 50 00 60. CULTIVO DE CAMARONES .sexos Hembra Macho T(°C S(% pH s s ) ) Peso (g) variables ambientales Desove Node Viabilida huevos d% Especie Dieta P. 1978.8Almejas 27 35 8./ m2) Rel. d. 1979.monodo 4 n (d) 1:1 P. 1981.Se deberá efectuar un control diario de los estadios de maduración gonadal con el objeto de retirar de los tanques las hembras maduras e impregnadas.Primavera.8Mejillón 26 34 8. 1983. 5 P. Brown et al. 1979.5 22– 22– Poliquet – 190.000/600. Referencias: a. Marchiori y Boff. b. Tabla 1.stylirostr 3 is P.9 Calamar Ostras Mejillone s No P.stylirostr 6. f.000 37 90 45 7.000/200.monodo n (b) P.0 Variable 00 307. la Tabla 1 muestra las técnicas de maduración gonadal utilizadas en distintas especies.0 95 00 70.setiferus 6.5 24– 28– Pellet(minimo (mínim – 30 34 mejillon ) o) 8.paulensi s (f) 44–70 27–42 24– 33– 7. colocandolas en los recipientes de desove.000 29 30 os 7.AQUACOP.9 is (e) P. Maduración y desove en cautividad en especies de peneidos.2 PelletTroca Pelletcalamar Pelletcalamar 50. Para una mayor información.400 98 34–50 25–42 34–50 25–42 176. Los países donde se realiza este tipo de operación son: India. Esta forma de trabajar tiene la desventaja que junto con los camarones entran otras especies que son predadores o competidores del organismo en cultivo.1 Engorde de postlarvas y/o juveniles obtenidos en la naturaleza. obteniéndose hasta 427 Kg cola/Ha en el caso de P. 3. las cuales desovan entre 18 y 48 hs. 1986. Es posible completar el ciclo en cautividad. vannamei a mano o con redes. Fenucci et al. El problema de la obtención de semillas. en cambio.. Metapenaeus monoceros. para evitar los predadores.1 METODOS DE CULTIVO La cría de camarones y langostinos en ambientes naturales o seminaturales tiene tres fases principales:    Maduración y reproducción Desove y cría desde huevo a postlarva Engorde desde postlarva a tamaño comercial Esta actividad puede encararse de diversas maneras de acuerdo con el nivel de inversión que se quiera realizar y al conocimiento que se tenga de la especie a cultivar en cuanto a su biología. Blanco. aunque se suplemente la alimentación con dietas preparadas.3. 1972). se capturan las larvas de Penaeus stylirostris y P. ecología. Consiste en capturar pequeños ejemplares que arriban a zonas costeras como lagunas o esteros. 1975). Tailandia. 1977). traer hembras ovadas del mar. Bangladesh. .1. Otras desventajas de este tipo de cultivo son. Scelzo y Boschi. cultivando especies como Penaeus monodon. para luego cerrar las compuertas. Los huevos así obtenidos se colocan en tanques de diversas formas. etc. Las larvas se alimentan primero con fitoplancton.vannamei (Cobo Cedeño. consiste en dejar entrar con las mareas las postlarvas o juveniles a estanques previamente fertilizados con abonos orgánicos o inorgánicos. Indonesia. 1977. principalmente diatomeas) y posteriormente en zooplancton (preferentemente estadios naupliares de Artemia salina). Filipinas. Una forma rudimentaria que todavía se utiliza en Asia. de hasta 100 hectáreas de superficie para su engorde. criar las larvas y realizar engorde hasta talla comercial. después de su captura. migraciones. capturar postlarvas y/o juveniles que se acercan a la costa y engordarlas. Es por todo esto. con rendimientos que van de 70 a 1000 Kg/Ha/año (Tang. En Ecuador. baja producción debido a que la cantidad de alimento natural en los estanques es limitada. etc. la baja concentración de oxígeno disuelto en el agua. semisulcatus. etc. P. llevándolos a estanques o brazos de agua. 1984.2 Cría de postlarvas a partir de hueyos y su posterior engorde Para realizarla es necesario obtener hembras maduras e impregnadas de la naturaleza. hábitos. 3.1. P. indicus. que la cantidad de animales por metro cuadrado nunca es mayor de 4. los estadios de postlarva avanzados pueden ser alimentados con algún alimento preparado y molido (Mock y Neal. estar cercano a áreas donde se puedan obtener hembras grávidas y. cerca de la zona donde se puedan obtener postlarvas o juveniles. Tanto en los precriaderos como en los estanques se engorde se realiza fertilización con distintos tipos de abono. y se lleva control de todas las variables ambientales (temperatura. merguiensis. copulación y desoves viables. monodon (camarón tigre) y en Japón con P.000 Kg/Ha/año (Shigeno. kerathurus. vannamei (Liao y Chen. por lo menos a nivel experimental. En Taiwan. P. de mayores dimensiones (entre 3 y 16 Ha. Cuando pesan entre 1 y 3g los camarones son transferidos a tanques de engorde.2. salinidad. P. produce rendimientos en Ecuador para P. 3. utilizando por lo general ablación unilateral y comidas especiales (ver métodos descritos en el capítulo anterior). un dato digno de destacar es el hecho que en Japón existen compañías que obtienen producciones de 17. monodon. P.000 Kg/Ha/año. algunos ejemplos son: P. que es el que presenta menos problemas ya que los métodos de cría de larvas se encuentran generalizados en todo el mundo.000 Kg/Ha/año respectivamente (Tang.500 Kg/Ha. P. además de los pasos del item anterior. se alimenta con comidas preparadas. mientras que en Asia se obtienen cosechas de P. por lo que es conveniente iniciar una granja camaronera comprando las postlarvas y juveniles a laboratorios ya instalados para realizar engorde y luego una vez obtenido un cierto rédito. en el caso de realizarse solo tareas de engorde. oxígeno disuelto. 1983. stylirostris y P.3 Ciclo completo en cautividad Por ese método. se realizan cambios de agua mediante bombas. P.. japonicus.000 y 10. 3. donde quedan hasta alcanzar la talla comercial (entre 18 y 25g).Una vez alcanzados los estadios de postlarva éstos son trasladados a pequeños estanques denominados precriaderos. vannamei entre 680 y 1. stylirostris y/o P. japonicus. californiensis.1. “nurseries” o versarios. no contaminadas. . no presentando grandes problemas al respecto y siempre y cuando se cuente con personal calificado. descripto en el item 3. P. Lumare. 1986).500 a 2. 1975). etc). Metapenaeus monoceros de 1. colocándolos en densidades de hasta 150 animales/m2. indicus. es necesario obtener la maduración de machos y hembras en cautividad.1. El ciclo completo en cautividad se llevó a cabo en distintas especies. Se debe tener en cuenta que el método de cría de larvas puede resultar costoso para inversores pequeños o medianos.2 CONDICIONES QUE DEBE REUNIR EL AREA DONDE SE ESTABLEZCA UNA GRANJA Es necesario disponer de agua dulce y salada. pero se estima que en el estado actual de los conocimientos se debe utilizar el método 2. se obtienen rendimientos de 8. con P. el lugar debe ser de fácil acceso.). iniciar las operaciones de cría de larvas. Este tipo de cultivo que podríamos denominar semi-intensivo o intensivo de acuerdo con el grado de producción y sofisticación en la metodología de trabajo. 1981) Esta metodología presenta la ventaja que permite al camaronicultor independizarse de la naturaleza en cuanto a la obtención de hembras grávidas o postlarvas. monodon. se puede utilizar cuando los yacimientos de esta arcilla se encuentran cercanos ya que el costo de transporte es elevado. llenarlo con agua al anochecer y medir el volumen al amanecer. en casos extremos son importantes. . y ruptura de muros lo que hace que deban suspenderse las operaciones. La bentonita tiene la propiedad de absorber grandes cantidades de agua expandiéndose 8 a 20 veces su volumen. Compactación: Se remueve el suelo de los estanques a una profundidad de 20/30 cm y luego se compacta. Selladores: De acuerdo con Bardach et al.5 m de profundidad y 0. si la pelota queda intacta y no se cuartea el suelo es en principio lo suficientemente impermeable para la construcción de un estanque. produce el desborde de los estanques. Agregado de suelo más impermeable: Se remueve el suelo y se agrega una capa de 30–40 cm de suelo rico en arcillas. El escurrimiento del agua debe ser menor del 5% diario. la temperatura no debe descender de los 20°C. el rango de temparatura del agua podrá variar entre los 7 y 24°C. sino que como ocurrió en Ecuador en 1985/86. siendo el factor más importante la permeabilidad de los mismos. compactándose luego. a. Una excesiva evaporación producirá un aumento de salinidad que en valores superiores a 40‰ es en general perjudicial y obviamente una gran cantidad de lluvia crea no solo problemas de baja salinidad. el tapado nos dará la idea de la permeabilidad.1 Métodos de impermeabilización En caso que la permeabilidad no sea adecuada existen diversas metodologías para solucionar el problema. En el caso de especies tropicales.. c. Otro método consiste en construir dos pozos de iguales características dejando uno abierto y otro tapado por 24 horas. mientras que para especies de aguas templadas.3 CALIDAD DEL SUELO 3.1. ya que las dos variables. La cantidad de lluvia y evaporación son datos a tener en cuenta.3. si los métodos anteriores no dan resultado se pueden usar distintos tipos de selladores: a. 3. no superando valores mayores del 15%. El suelo deberá ser apto para la construcción de estanques y preferiblemente no ácido.3. Una primera idea de la permeabilidad de un suelo se puede tener tomando un puñado de suelo húmedo y hacer una pequeña pelota amasándola. de esta manera se obturan los poros del suelo.La temperatura ambiente y del agua de mar debe ser adecuada para el crecimiento de la especie con la que se trabaje. 3. b. (1972).1 Permeabilidad La composición ideal de un suelo para la construcción de estanques es de 70% de arena y 25% de arcilla.1 Bentonita: Es el sellador más común.25 m2 de boca. Un test rápido para determinar la permeabilidad consiste en realizar un pozo de 1. mientras que la diferencia de volumen con el abierto nos indicará el grado de evaporación en la zona. 2 PH del suelo Este dato debe ser tenido en cuenta antes de la construcción de los estanques. Dejar secar la muestra a temperatura ambiente. Texas. tomar el pH y si éste es inferior a 4 nos encontramos ante un suelo ácido. Estos dos elementos pueden combinarse con el fósforo disminuyendo su concentración (Singh. así por e-ejemplo se pueden utilizar de acuerdo con el tipo de suelos: Cloruro. Los suelos ácidos suelen encontrarse en áreas costeras.17 Kg/m2 Polifosfatos. c. b. esta disminución produce una alta concentración de hierro y aluminio los cuales en general son tóxicos para peces en cantidades de 0. colocarlo en una bolsa de plástico y determinar el pH. .. Tomar un muestra de suelo húmedo.02 Kg/m2 Los selladores se mezclan con el suelo húmedo.5% de su peso seco en sales solubles (Bardach et al. 0.04–0. Son efectivos en suelos formados por partículas (50%) menores de 0.Esta arcilla se aplica en fondo seco en cantidades que varían de acuerdo con la permeabilidad entre 0.74 mm de diámetro y que contienen menos de 0.2 ppm respectivamente. Luego de 2 o 3 semanas mezclar la muestra con agua. En consecuencia una disminución del pH produce una serie de problemas:    Muerte de camarones por stress Poca productividad en el estanque Necesidad de mayor fertilización Existe una prueba simple para determinar el grado de acidez del suelo: a. a.5 a 1. Se ha determinado que una situación inversa se produce con la elevación del pH quedando fosfatos libres que pueden ser utilizados por las algas.5 Kg/m2. 1972).1Kg/m2 (Chamberlain et al.5 y 0. principalmente en zonas de manglares ricas en sulfatos y materia orgánica..2 Selladores químicos: si el suelo está constituído por partículas de grado muy fino se utilizan este tipo de sustancias. el cual luego debe compactarse. formando la mezcla una capa de 20/30 cm. 1981). debiéndose determinar la cantidad exacta por análisis del suelo. se utilizan con buenos resultados 0. En estanques construídos en las cercanías de Laguna Madre.01 – 0.3. Entre los selladores más comunes se encuentran: Cloruro de sodio (Sal común) Pirofosfato tetrasódico (TSPP) Tripolifosfato de sodio (STPP) La ventaja de estos selladores es que se aplican en cantidades menores que la bentonita. 3.0. Este tipo de suelo al secarse y oxidarse baja su pH a menos de 4. 1980). Una manera de reducir la acidez en un estanque consiste en llenarlo y vaciarlo con agua repetidas veces. b) El acceso a los estanques no debe ser impedido por las condiciones climáticas.Estanque de engorde o criadero: En ellos se colocan los camarones desde que salen de los precriaderos hasta alcanzar la talla comercial. ya que las capas inferiores del suelo son las más aćidas. además se deben adicionar altas cantidades de fosfato (Simpson y Pedini.6 a 0. en ellos se colocan los camarones desde los estadios de postlarvas o juveniles hasta alcanzar de acuerdo con la especie un peso entre 0. 1985).3 y 1:3 (Ramos. en la actualidad se los construye con superficies que varían entre 5 y 20 hectáreas lo que permite un mayor control de los mismos.3 a 1% desde la boca de entrada hacia la de salida y de los bordes laterales al centro. agregando antes del llenado final.4 LOS ESTANQUES En la actualidad se utilizan 2 tipos de estanques para engorde y cría de camarones: . Es beneficioso también el uso de fertilizantes inorgánicos con el fin de reducir la presencia de Garbono (C) que favorece el desarrollo de bacterias oxidantes. lo que ocasiona problemas de mantenimiento. c) Los estanques deben ser de forma rectangular con una compuerta de entrada y otra de salida de agua. 1975).3. libre de malezas.2. Si los estanques tienen forma irregular se reducirá la eficiencia de la operación de cosecha y se producirá un estancamiento del agua con la consiguiente deplección en la concentración de oxígeno disuelto. Para obtener información detallada sobre el manejo de suelos ácidos se recomienda consultar el trabajo realizado por Simpson y Pedini (1985). . nursery: En general son tanques de 1 ó 2 hectáreas con una profundidad de 0. para favorecer el vaciado. Si bien en las primeras camaroneras estos estanques llegaban a tener dimensiones superiores a 100 Ha.Precriadero. 3. de acuerdo con el grado de acidez del suelo. d) El fondo de los estanques deberá ser liso. En este manual no se darán detalles sobre la construcción de los estanques.8 m.3. En este sentido se conocen casos de granjas en Ecuador en las cuales no se puede llegar a los mismos debido a las lluvias. para evitar desmoronamientos por erosión de la base de los muros.1 Mejoramiento de suelos ácidos Cuando se trabaja en suelos ácidos se debe tener la precaución de construir los estanques de poca profundidad. con una inclinación de 0. la altura de los mismos será por lo menos 50 cm mayor que la altura máxima de la columna de agua prevista.5 y 4g.1 y 1 Tn/Ha. pero sí algunas pautas que han de ser tenidas en cuenta: a) El sistema de estanques debe estar construído en una zona donde la posibilidad de inundación sea remota. . cal hidratada en cantidades que pueden variar entre 0. versario. Las paredes deben estar construídas con una inclinación entre 1:1. El reservorio es llenado por lo general por bombas helicoidales de 20 a 40 pulgadas de diámetro. Éste es un canal cuyo fondo está construído a un mayor nivel que el fondo de los estanques. es decir las compuertas de llenado se abren en las paredes del canal. Las paredes del reservorio son parte integrante de los muros de los estanques.5 y 2. en estas ranuras pueden colocarse tablones.El fondo de los estanques podrá tener pequeños canales que converjan hacia la exclusa de salida con el fin de facilitar la cosecha de camarones. entre 5 y 20 m. es de fundamental importancia la existencia de un reservorio.1 Llenado de los estanques La provisión de agua a los estanques se puede realizar por diferencia de mareas o por bombeo. En general las cajas llevan hasta media docena de ranuras de unos 5 cm de ancho con una separación aproximada de 10 a 20 cm. 3. las de salida deben ser más profundas que el fondo del estanque. Las compuertas de entrada también tendrán distinto tipo de malla para evitar la entrada de especies predadoras o competidoras. variando el ancho de acuerdo con el flujo de agua que se quiera.0 m. . es conveniente tener una batería de bombas. compuertas decchapa. los muros tienen una altura entre 1. En cualquiera de los métodos que se utilice. etc con una altura que variará de acuerdo con el nivel de agua que se quiera dejar en el estanque ( Figura 10). hierro. e) Las compuertas o cajas podrán ser de madera o cemento.4. acero o marcos con distinto tipo de malla para evitar la salida de los camarones y entrada de organismos indeseables. Cun (1982) sugiere para el vaciado parcial de los estanques un sistema de tres marcos: comenzando por la ranura más cercana a la pileta o estanque se coloca un marco con una malla que impida la salida de los camarones. en la segunda ranura se coloca un marco con red hasta una altura de 50 cm y luego de completa con exclusas y en la tercera ranura se coloca directamente una exclusa de madera. Se sugiere también colocar en el interior del estanque rodeando la compuerta un cerco de malla para detener camarones y desechos. El número de compuertas de entrada y salida de agua será una función del volumen del estanque y de la velocidad de llenado y vaciado que se desee. permite tener una reserya de agua permanente y además es de importancia en el sistema de cosecha por vaciado.Figura 10. Esquema de una compuerta de desagüe con los distintos tipos de marcos utilizados. ya . La existencia de este canal tiene la ventaja que posibilita la eliminación de predadores o competidores que pasan a través de la bomba. de los cuales 3 son precriaderos y 27 Ha de estanques de engorde y considerando el espejo de agua con una profundidad promedio de 1/3 metro. A fin de determinar el volumen del reservorio y la capacidad de las bombas. 4. en la preparación de precriaderos y estanques de engorde se sigue el siguiente esquema: a.54 mm de malla aproximadamente.5 m). para una camaronera de 30Ha de estanques. e.000 m3. Una vez colocados los camarones se aconseja repetir esta operación utilizando la mitad de las cantidades de fertilizante cada 2–3 semanas. pudiendo ser esta cantidad mayor en casos de presentarse problemas en la calidad del agua.8 m3/minuto. Si además se realiza un recambio diario del 15% del volumen total. Teniendo en cuenta que en una zona con un sistemas de mareas diarias se puede bombear durante 8 horas (480 minutos). debiéndose tener en cuenta futuras ampliaciones.que los camarones que quedan enterrados pueden ser sacados agregando agua por la compuerta de entrada y vaciando hacia el canal de drenaje. El agua que se coloca en los estanques debe filtrarse. En algunos casos se recomienda llevar el nivel de agua a 10/15 cm y al cabo de 5 días elevar la columna de a gua a 30 cm (Dirección Nacional de Acuicultura.1 PREPARACION Y LLENADO DE ESTANQUES En general. 1984). En caso de tener que adicionar selladores o bentoniba. f. se calcula que el volumen total necesario será de 300. Los estanques deben ser fertilizados entre 7 y 10 días antes de la colocación de los animales. . OPERACIONES EN UNA GRANJA CAMARONERA 4. se necesitarán 45. Se aconseja utilizar además una malla más grande que actúe como prefiltro con el mismo fin. en ciertos casos. El día anterior a colocar las postlarvas en los precriaderos. Panamá. colocando en la compuerta de entrada marcos con redes filtrantes de un tamaño de red de 0. Para realizar esta operación se esparcen los fertilizantes orgánicos y/o inorgánicos en canfidades adecuadas (Apéndice II) y a continuación se inicia el llenado de los estanques hasta que la columna de agua alcance 20 cm. d. así como también la necesidad de realizar recambios de agua que varían entre 5 y 20% diarios. En casos que el suelo sea ácido efectuar los agregados correspondientes de cal (CaO) disuelta en agua. b.6 – 1. es conveniente la construcción de un cerco de malla antes de la compuerta de entrada. de acuerdo con el grado de acidez. o los camarones juveniles en los estanques de engorde se debe elevar la columna de agua al nivel deseado (0. deberá emplearse un sistema de provisión de agua que suministre 93.000 kg por Ha. El tamaño del reservorio es una función del volumen de agua necesario en la camaronera. c. una vez seco se ara con el fin de airear y distribuir homogéneamente la materia orgánica presente. en cantidades que pueden variar entre 100 y 2.000 m. Se seca el fondo al sol. deben agregarse en ese momento en las cantidades indicadas en el capítulo correspondiente. Durante todo el viaje los recipientes estarán cubiertos por una red de malla fina y aireados en forma permanente. a salinidades relativamente bajas. los camarones de aguas tropicales toleran temperaturas entre 18 y 25°C y de aguas templadas temperaturas inferiores a los 20°C. o bien tubos de oxígeno o aire comprimido de aproximadamente 10 kg. para ello se pueden utilizar aireadores a batería. malla o bajío. a partir de ambientes naturales o por desoves y desarrollo de los huevos en ecloserías. Actualmente en la época de aparición de la semilla se establecen campamentos de personas dedicadas a la captura de camarones. con agua hasta sus 3/4 partes. Hasta estadios postlarvales este método será tratado en un capítulo aparte por lo cual solo se hará referencia aquí a los métodos de captura de postlarvas y juveniles en la naturaleza. . la densidad de la semilla debe estar entre 250 y 122 por litro dependiendo de la temperatura. chayo o copo. Durante el transpporte. 4. éstos son colocados en recipientes de plástico de aproximadamente 20 l con aireación y cambio de agua. trasmallo. Cobo Cedeño (1977) ha determinado que 10 hombres en un día capturan entre 10.stylirostris y P. Los elementos más utilizados para capturar las semillas son: Atarraya. donde llegan las postlarvas y juveniles para alimentarse.4. 1982). riachos y canales de aguas tranquilas. bajfos. los cuales son vendidos a mayoristas quienes los transportan en recipientes de 200 l o más. al aumentar la temperatura la densidad debe ser menor.000 ejemplares. de carga con válvula reguladora conectados a un tubo de PVC que finaliza hundido en el agua del recipiente en una piedra difusora o tubo rígido perforado para una mejor distribución del aire (Figura 13). fibra de vidrio o plástico de 200 o 300 l. oxigenados (Figura 12) en algunos casos una malla fina cubre las paredes internas y fondo de los estanques apra facilitar la colocación de la semilla en los precriaderos (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo.2 OBTENCION DE LA SEMILLA Como se ha expresado anteriormente las postlarvas y/o juveniles se pueden obtener ya sea. los mantienen en tanques por 24 hs para realizar una selección. resallo. 4. Durante el transporte se evitarán las altas temperaturas.3 TRANSPORTE DE LA SEMILLA En los países latinoamericanos la semilla se transporta en tanques de fibrocemento.vannamei en esteros. para conducirlos inmediatamente a las distintas camaroneras que los compran. La concentración de oxígeno disuelto no deberá bajar de 5ppm por lo que se recomienda aireación continua durante el transporte.1 Obtención de semillas en ambientes naturales En latinoamérica se capturan semillas de P.2. etc (Figura 11) siendo más efectivo el último arte nombrado.000 y 40. Hay ocasiones que aparecen con las larvas otros animales como larvas de peces o cangrejos por lo que es indicado agregar Rotenone en concentraciones 5/7 ppm para su eliminación. Transporte de semilla. . Figura 11. Trasmallo para captura de postlarvas y juveniles. Figura 12.Otro método alternativo sería construir una pileta de lona o plástico en la caja de una pick up o camioneta lo que nos daría un volumen aproximado de 2 m3. en este caso la pileta deberá estar dividida en cuatro partes por una red de malla debiéndose tener las mismas precauciones de aireación. antes de colocarlos en los precriaderos. Los animales permanecen en los precriaderos entre 30 y 60 días. Esquema de tanque para transporte de semilla. del suministro o no de alimenta ción. Una vez realizada esta operación los animales están listos para ser colocados en los precriaderos.4 ESTABULAMIENTO DE LOS ESTANQUES a) Precriaderos: La densidad a la cual se colocan los animales varía de acuerdo con el cuidado que se tenga de los estanques y de la capacidad técnica de la granja. stylirostris presenta problemas para su engorde y P. debe poner especial cuidado que las postlarvas que reciba sean en su mayoría P. En algunos criaderos de perú la densidad inicial de postlarvas de P. deben ser adaptados a las condiciones de salinidad y temperatura de los mismos. cambios de agua. hasta alcanzar pesos que varían entre 0. con una densidad de 1500 larvas/litro (dependendo del estadio de desarrollo) y luego las bolsas se colocan en recipientes térmicos para evitar la elevación de la temperatura. aunque en algunas granjas ésta suele ser de 20–25/m2. La experiencia perso. En caso de querer enviar postlarvas en avión se aconseja bajar lentamente la temperatura del agua a 17/18°C para especies tropicales y colocarlas en bolsas de nylon llenas con agua de mar aireada. . etc. agua de los estanques. 4. vannamei se estabulan entre 100 y 200 animales/m2 (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo. vannamei se encuentra en los 100/m2. stylirostris y P.Figura 13.5 y 4g. monodon se colocan 20/30 semillas/m2 (Primavera y Apud. nal indica para las dos especies mencionadas una densidad de 120 camarc nes/m2. occidentalis tiene un pobre crecimiento en los estanques. Por ejemplo en cultivos extensivos de P. En todos los casos una vez que las postlarvas y/o juveniles arriban a destino. 1980). en Ecuador en granjas de P. se debe tener especial cuidado en no variar en mas 2/3°C la temperatura y 2/3 ‰ la salinidad por hora ya que cambios bruscos en estas variables afectarán la supervivencia de los camarones. 1982). vannamei ya que la otra especie P. A tal fin se debe agregar paulatinamente a los tanques de transporte. En Ecuador y Perú el biólogo que recibe los camarones. Especie País Densidad Camarones/m2 Superficie Tratamiento Estanques (Ha) Fuente . 5. con un mayor recambio de agua la densidad de podrá encontrar entre 3 y 10 animales por metro cuadrado. 1982). Tabla 2.. ya que en ellos. La frecuencia del cambio de agua dependerá de los siguientes parámetros: 1. 4. 3. En los precriaderos es conveniente no cambiar el agua durante los primeros 15 días. En términos generales en un estanque al que sólo se fertiliza y se cambia el agua se pueden colocar hasta 2 camarones por m2. Densidad y tratamientos para el engorde de diversas especies del género Penaeus. 5 y 25. esto será una función de la capacidad del sistema de mantener la calidad del agua.0% así como la frecuencia. se puede ejercer un mayor control sobre los camarones en cría. monodon la talla de cosecha puede llegar hasta los 40 g. 1982).5. Estos cambios pueden variar entre 2. para los camarones de aguas tropicales como P. 2. lo que permite sembrar una mayor densidad de animales. 4. Temperatura del agua Salinidad Cantidad de oxígeno disuelto pH Turbidez Coloración 4.vannamei. para P. pudiéndose extender esta temperatura a todas las especies tropicales. En cuanto al langostino argentino (Pleticus muelleri) la experiencia indica que la temperatura puede fluctuar entre 6 y 27°C aunque la temperatura óptima entre 9 y 23°C.b) Criaderos o estanques de engorde: En estos estanques los animales son llevados hasta talla comercial. aunque para P. En la Tabla 2 se pueden observar a las densidades que se estabulan distintas especies de peneidos en estanques o tanques de engorde y las dimensiones de los mismos. fertilización y alimento balanceado con densidades de 20 animales/m2. En el caso de Pleoticus muelleri se han obtenido muy buenos resultados trabajando en estanques con aireación. Pero cuando la densidad aumenta a 30 camarones/m2 se obtiene una supervivencia de solo 50%. la temperatura del agua deberá entre 20 y 32°C. razón por la cual se aconseja el uso de airadores. P. A: alimentación). pudiéndose llegar hasta 40 camarones/m2 utilizando aireación suplementaria (Liao y Chao. 1983).stylirostris. 6. Los criaderos generalmente tienen una superficie entre 5 y 20 hectáreas. si se agrega algún tipo de alimento. (F: fertilización. pero los de menor tamaño (5 – 9 ha) son más prácticos.5 MANTENIMIENTO DE LOS ESTANQUES Una vez colocados los camarones en los estanques y con el fin de mantener el medio en condiciones óptimas se debe realizar recambio de agua. que puede ser diaria o cada 3 o 4 días. stylirostris los mejores crecimientos se han obtenido a temperaturas entre 27 y 30°C (Fenucci et al. para la mayoría de las especies ésta se encuentra entre 18 y 25 g.1 Temperatura Se debe medir diariamente. siendo el óptimo entre 22 y 30°C (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo. En los estanques este elemento proviene del agua de recambio. 1982 Autor P.A F F F. sino valores superiores a 10 ppm. la salinidad no debe bajar de 26%.stylirostris y Ecuador P.stylirostris P. Se consideran raugos normales de concentración entre 4 y 9 ppm. Se debe puntualizar que en los estanques el oxígeno tiende a estratificarse.monodon P.14 4–10 0.A F F A F A A Dirección Nacional Acuicultura.vannamei P. hay generalmente una mayor concentración en las capas superiores del agua. .stylirostris y Ecuador P.monodon P. En el caso de Peneidos. 1979 Gomez y Scelzo.028 F.monodon P. ya que esto indicaría una excesiva concentración de fitoplancton que puede producir una depleción notable de oxígeno durante la noche. 1983 Sundarhrajan et al.P.5. en la mañana y al atardecer. se cuantifica dos veces al día.5–2 16 2 16–20 P. la fotosíntesis y en menor grado del que se disuelve en la superficie del estanque proveniente de la atmósfera.japonicus Paru Filipinas Filipinas India Japón Cun. 1980 Liu y Mancebo.vannamei P. es decir. 1984 P.vannamei P.A F. 1982 5 0.brasiliensis Venezuela 10 4..vannamei P. Se debe evitar no solo una baja concentración.stylirostris ambas spp Panamá Panamá Panamá 4 2 0.5. 1982 Autor Primavera y Apud.vannamei Ecuador 2–3 3 ó más 10–20 10–15 10–15 8–10 F F. Panamá.A Yoong Basurto y Reinoso Naranjo. que habitan las costas argentinas. dado que los camarones viven allí.A F. Las menores concentraciones de oxígeno se observan durante la madrugada y las mayores a última hora del día. es necesario realizar una homogenización de la columna de agua para tener una correcta aireación.2 Salinidad Este parámetro deberá ser tomada diariamente y podrá oscilar entre los 15 y 40% encontrándose para la mayoría de las especies entre 15 y 30%. que en el fondo.5–1 2–2.3 Cantidad de oxígeno disuelto Es uno de los parámetros más importantes. 1979 Kurata y Shigeno.5 3–5 5 5 5 No consigna No consigna 20 No consigna 0.25 1. 4. si el agua es ácida o básica. etc. y elegir cuatro de ellos al azar. materia en suspensión. e. es decir. complementada con recambio de agua c.6 Coloración del agua Depende de varios factores. problablemente haya una falta de nutrientes y exceso de metabolitos. se debe efectuar recambio de agua y fertilización. Si la visibilidad es menor de 30 cm. si es mayor la luz puede penetrar mejor y habrá una mayor productividad y crecimiento de los organismos de los cuales podrán alimentarse los camarones. 4. ya que permitirán el ajuste de las cantidades de alimento suministradas y algunas condiciones experimentales. El método de muestreo consiste en dividir el estanque en doce sectores iguales. La medición de esta parámetro deberá ser diaria. No obstante ésto.5. imaginarios. este material interfiere en el paso de la luz.4 pH Indica la concentración de iones hidrégeno H+.5. se requiere un urgente recambio de agua. hay problemas potenciales.5. Verde musgo: algas que comienzan a morir.Entre los elementos que pueden utilizarse se encuentran los agitadores a paleta “Paddle wheel” que pueden ser movidos por motores a nafta o con energía eólica. En estos sectores se tirará una red tipo sayo que en general tiene 6 m de diámetro. 4. En los estanques se debe evitar que haya partículas de detrito o arcilla en suspensión.5 Turbidez Da idea del material en suspensión que se encuentra en el agua del estanque. d. 4.6 MUESTREOS PERIODICOS PARA DETERMINAR BIOMASA EN LOS ESTANQUES Los muestreos periódicos tienen por finalidad la determinación de la evolución del crecimiento de la población de estanque y son de fundamental importancia. 4. deberán realizarse cada 10/15 días. en zonas donde hay corriente eléctrica se pueden utilizar flotadores. Marrón: indica gran cantidad de algas muertas. pero valores de pH 5 han demostrado no ser nocivos para los camarones. El rango óptimo de pH se encuentra entre 7 y 9. aunque puede usarse una de menor tamaño. La turbidez se mide con el disco de Secchi y es la medida de la profundidad a la cual este disco desaparece al sumergirlo en el agua. Esta medición: se puede efectuar cada 3 días. Verde brillante: indica grandes concentraciones de algas. Los colores que puede presentar el agua son: a. se recomienda mayor fertilización. Gris: denota pocas algas en el estanque. una elevación o disminución pronunciada de los valores de pH puede producir efectos letales para el equilibrio ecológico del estanque. Verde pálido: indica adecuada concentración de algas b. concentración y tipo de algas. . debe efectuarse recambio de agua para disminuir el riesgo que baje la concentración del oxígeno disuelto durante la noche. eufáusidos.7. japonicus. En el caso del camarón argentino Artemesia longinaris se obtiene un buen crecimiento alimentando con trozos de calamar (López y Fenucci. 1987). se puede calcular la biomasa existente en el mismo. principalmente en el fondo del estanque. caballa. 4. Frecuencia b. calculando el peso medio.2 Calidad del alimento Cuando se iniciaron las actiyidades de cría de camarones en las primeras épocas era común suministrar alimentos naturales: así por ejemplo en los precriaderos de Japón se utilizaba carne de almeja molida (Shigeno. . anchoítas. 1975) para alimentar P. Con la estimación de la población del estanque y el peso medio. en la mañana y por la tarde. este aspecto representa entre el 45 y 60% del costo total de producción. etc. 4. de acuerdo con la siguiente fórmula: Biomasa= P × W Como se puede apreciar también se puede estimar la supervivencia al momento de realizar el muestreo. ésta no será consumida de inmediato y por lo tanto comenzará a descomponerse. ya que si se suministra la ración en una oportunidad. N1 N2 N3 N4 N W1 W2 W3 W4 W Peso medio (g) En base a estos datos se podrá calcular la población del estanque (P). Cantidad y calidad de alimento 4.En cada una de las cuatro muestras se cuenta el número de animales y se los pesa. también se utilizan y se han usado algunas variedades de cangrejos. Se obtendrá así una tabla como la que sigue: Muestra 1 2 3 4 PROMEDIO N°indiv. En la alimentación hay que tener en cuenta: a. produciendo no solo contaminación sino también una baja de la concentración de oxíggno disuelto.1 Frecuencia de alimentación Es conveniente alimentar a los animales dos veces al día.7 ALIMENTACION EN LAS DISTINTAS ETAPAS DE CRIA En un sistema de cultivo semiintensivo o intensivo la alimentación es uno de los puntos más críticos ya que en general. mientras que en los estanques de crecimiento el mismo autor obtenía buenos resultados con mejillón azul y la almeja “short-necked clam”.7. en cuanto a P. Fundamentalmente tendrán que producir un rápido crecimiento de los animales en cría con una supervivencia razonable. es por ello que desde hace ya varios años la mayoría de las investigaciones se han desarrollado para tratar de obtener una comida pelletizada. Deben hundirse ya que el camarón se alimenta en el fondo. 1981. 1976. barata que permita un rápido crecimiento de los camarones en cría. Guary et al. setiferus. vannamei. d. Existen infinidad de dietas experimentales y comerciales para cría de camarones.monodon Lee (1971) determino que la absorción de proteinas animales y vegetales se realiza con igual eficiencia. En términos generales una dieta efectiva para una especie o talla no es necesariamente buena en otras. animales de más de 8 g parecen asimilar igualmente proteinas animales y vegetales (Fenucci et al.. 1977a. 1964) se ha determinade que asimilan con mayor eficiencia proteinas de origen animal que otras de origen vegetal. Bottino et al. Para otra importante especie como P. 1978. En lo posible se utilizarán en su fabricación elementos de fácil obtanción en la región. indicus (Read.. . pero no se puede hablar de una dieta que sirva para todas las especies de camarones cultivables y ni siquiera para la misma especie en las distintas etapas de crecimiento.. 1986). Kanazawa et al. proteina de origen animal (harina de calamar) que proteína de soya o levadura de cerveza. mientras que el crecimiento de los tamaños medianos y grandes parece estar más influenciado por la fuente de proteinas. b. 1979b.japonicus (Aquacop. Se ha determinado también que en las especies de camarones marinos la síntesis de estos dos ácidos a partir del ácido linolénico estarían poco desarrolladas o inhibidas (Kanazawa et al.. 1981) y en el camarón argentino Artemesia longinaris (Petriella et al.. Para ser efectivas estas dietas (cuya calidad es muy variable) deben cumplir una serie de características: a. estableciendo una relación entre el crecimiento de estas especies y la cantidad de ácidos altamente insaturados de la serie w3 en la dieta (20:5 w3 y 22:6 w3). 1979. e. 1979a) y en P. 1977b. 1982).Pero los alimentos naturales presentan el problema de la dificultad de su obtención. y así se ancuentran a la venta distintos productos pelletizados o con forma de lenteja... 1984) demuestran la importancia de los ácidos grasos de la serie linolénica (w3) en la dieta. En cuanto a P. stylirostris (Fenucci et al. (1985) postulan que el crecimiento de ejemplares pequeños parece depender del nivel de protenina en la dieta. Así por ejemplo: Penaeus stylirostris en tallas superiores a 10 g asimila mejor. Smith et al. Deben atraer a lo animales. Para P. japonicus (Nose. c. 1980). en P. En general todas las dietas que se encuentran en el mercado tienen proteinas tanto de origen animal como vegetal. Otros componentes importantes en las dietas son los ácidos grasos y colesterol. Diversos experimentos realizados por ejemplo en P. su costo debe ser bajo y tener un factor de conversión no mayor de 2:1. es decir no deben disolverse o desintegrarse para permitir un aprovechamiento más efectivo por parte del camarón. debido a fluctuaciones. problemas de almacenamiento y variaciones en el precio.. 1984). mientras que ejemplares de 1 a 4 g de peso asimilan igualmente proteinas de origen animal o vegetal (Fenucci et al. Ser estables. .. 1984 indican la necesidad mínima de este compuesto en la dieta con valores que se encuentran entre 0. 1979. mientras que en Panamá (Dirección Nacional de Acuicultura. Si bion todas las dietas contienen complejos vitamínicos en proporciones variables. 1986) y parecen no tener la importancia de los otros componentes en la dieta En el mercado se pueden adquirir dietas pelletizadas para camarones marinos. 1982. En cuanto a los hidratos de carbono.0 g por semana. fabricadas con distintos porcentajes de proteínas. así por ejemplo en los precriaderos de Panamá se comienza alimentando a P. En algunas granjas ecuatorianas se suministra a los juveniles de los precriaderos la dieta MR 35 para luego continuar alimentando en los estanques de engorde con MR 25. cantidad ésta que se disminuye paulatinamente hasta un 3% en la etapa de cosecha (Dirección Nacional de Acuicultura Panamá. 1981. pero podemos decir que el porcentual de los principales componentes de una dieta varía de acuerdo con la especie entre: Compuesto Proteinas Carbohidratos Lípidos Celulosa Vitaminas Humedad % 15–65 2–60 2–8 1–5 1–3 3–12 Para un estudio más detallado de los problemas nutricionales de camarones peneidos se aconseja la lectura de los siguentes trabajos: New. stylirostris y P. Kitabayashi et al. MR 20. 4. MR 30.Según las investigaoiones realizadas por Kanazawa et al. (1981) utilizan durante todo el período de cría de P.. Fenucci.7. MR 25... MR 10. Castell. En Estados Unidos. MR 35.3 Cantidad de alimento El porcentaje de alimentación varía en el tiempo.5%. como por ejemplo. poco es lo que se conoce. 1984) se utilizan las dietas MR 20 y MR 25. MR 15. 1982. Chamberlain et al. Kanazawa. vannamei con el 25% de la biomasa existente. 1982. 1976. Deshimaru y Kuroki. es por ello que cada 10/15 . 1971.. vannamei una MR 20. estos son digeridos con menor eficiencia que las proteinas (Fenucci et al. 1979.8 a 1. En Pleoticus muelleri (langostino argentino) se ha utilizado con gran éxito un alimento comercial con 40 % proteinas. 1982. Texas. por otra parte diversos autores (Hunter et al. Lightner et al. aunque se ha demostrado que el complejo B es necesario para la dieta de los crustáceos. 1984). En los casos en que se utilizan precriaderos la alimentación debe comenzar una semana después de colocados los juveniles y se debe agregar alimento tratando de lograr un crecimiento medio de 0. 1971) han determinado la necesidad de vitamina C en la alimentación de diversas especies de camarones. Deshimaru. 1974 y Martinez et al. La composición de las dietas comerciales es de muy difícil obtención ya que constituye un secreto industrial. stylirostris y P.5 y 2. 4%. 1980). el tamaño al cual se cosecha varía entre 15 y 25 g de peso medio con un tiempo de engorde entre 120 y 160 días. Para las especies americanas. a los nauplios no se les suministra alimento. almejas o dietas preparadas.stylirostris y P. En cuanto al langostino Pleoticus muelleri.vannamei se comienza suministrando a animales de 1. a las protozoeas las alimenta con fitoplancton. Otro método consiste en vaciar parcialmente el estanque hasta el mismo nivel anterior. Los huevos desovados se colocan en recipientes en los cuales eclosionan al primer estadio larval (Apéndice III).días se deben realizar muestreos para determinar el crecimiento (biomasa en el estanque). y cuando estas adquieren hábitos bentónicos-demersales se las alimenta con trozos de mejillones. redes playeras).. Se debe tener cuidado de bajar el nivel de agua lentamente para evitar corrientes fuertes que puedan aplastar a los camarones.5 g de peso medio alrededor del 20% de su biomasa. Con respecto a la alimentación se debe tener en cuenta que el factor de conversión de las dietas deberá ser inferior a 1:2 para una mayor rentabilidad en la producción. 4% para camarones de 10 g y 3% para tallas superiores a los 14 g (Chamberlain et al. 1981). En otras áreas por ejemplo Filipinas. para luego utilizar di versos tipos de redes para capturar los camarones (atarrayas. 5. 4. Pleoticus muelleri alcanza en 150 días 20 g de peso medio. y de esa manera ajustar la alimentación (Ver item 4. rotíferos o nematodes. monodon comienzan alimentando con el 10% de la biomasa durante los primeros 15 días siguen con 8% hasta los 30 días. mientras que una buena dieta para las mysis pueden ser estadios naupliares de Artemia salina. se suministró a ejemplares de 3 g 6% de su biomasa. para luego vaciarlo totalmente colocando a la salida de la compuerta redes o cajas. monodon ésta se cosecha a tallas que varían entre 30/60 g de peso con un tiempo de engorde entre 120 y 180 días (Primavera y Apud. éste es el método más utilizado en la actualidad. finalizando la cosecha de langostinos de 20 g con una alimentación diaria de 1. Liu y Mancebo (1983) engordando P. con un rango que oscila entre 15 y 27 g. hasta la cosecha.6) En cuanto a P. 6% entre los 30 y 45 días y luego de los 45 días alimentan connel 4% de la biomasa. Estos alimentos también se utilizan en los primeros estadios de postlarvas. La cosecha se deber realizar entre el atardecer y las primeras horas de la mañana a bajas temperaturas y tener hielo a dispocisión. en el caso de la especie asiática P. CRIA DE LARVAS DE CRUSTACEOS PENEIDOS EN ECLOSERIAS Esta técnica consiste básicamente en hacer desovar hembras maduras y fecundadas en estanques apropiados. Cada estadio es alimentado de una manera especial. en cultivos experimentales. .8 COSECHA Para realizar esta operación existen diversos métodos: uno consiste en bajar paulatinamente el nivel de agua de los estanques hasta tener una columna de agua de 20–30 cm. ejemplares de 10 g el 3% de la misma. grava.5 × 2 × 1. 1977. se fertiliza con nitratos y fosfatos Fitoplancton que crece INTERMEDIO 50 – 60 l 1–3 Rectangular 5. Personal: adecuadamente preparado para la realización de las tareas. 1981. arena Ninguno AMERICANO 12 – 500 l 1–3 Cilíndrico-cónico 500 – 2000 l 100 – 200 l filtro de celulosa tierra de diatoneas. principalmente por falta de conocimiento o responsabilidad. c. En la actualidad se pueden diferenciar dos métodos de cría de larvas. cualquiera sea el sistema que se utilice. a efectos de mantener más o menos constantes las condiciones ambientales. 1 – 5 Ninguno Cultivo puro de algas Cultivos puros de algas . existiendo de este último una variante que podríamos denominar intermedio que parecería ser el más apropiado. b.6 × 1. En la Tabla 3 se resumen las características principales de cada uno de los métodos. principalmente la temperatura. Para establecer la eclosería.La cria de larvas se realize por lo general. en ambientes cerrados o al menos techados. Simon. Obtención de hembras ovígeras: el establecimiento debe estar cerca del lugar donde se obtienen las mismas o de un establecimiento donde se produce maduración en cautividad. Diferencias existentes entre los diversos métodos de cultivo de larvas de camarones peneidos. METODO JAPONES Dimensión de 10 × 10 × 2 m tanques de desove 4. el japonés y el americano. técnicos especialistas en los distintos pasos de la cría y personal de apoyo o maestranza. Tabla 3. es conveniente contar con un supervisor. el agua de mar no debe tener fluctuaciones de salinidad por lluvias o descarga de ríos en la zona. no hay que olvidar que la mayoria de los problemas que se producen en las ecloserías se deben a fallas humanas. Calidad y cantidad de agua: dulce y salada no contaminada en cantidades suficientes. así como la necesidad de aireación continua del agua de los tanques implica la necesidad de este fluido. Fuentes: Mock y Neal 1977.8 m Node hembras por tanque de desove Forma y tamaño de los tanques de cria Densidad larvas Filtrado del agua Alimento nauplios Alimento 30 – 100 Rectangular 10 × 10 × 2 m 20 – 40 l grueso Ninguno. d. Fenucci.2 × 7. Es necesario además un grupo electrógeno pro pio para evitar los inconvenientes provocados por los cortes de energía. Energía eléctrica: contar con aire acondicionado o calefacción para mantener constante la temperatura.3 m 50 – 100 l rodados. se deben tener en cuenta los siguientes factores: a. Acceso: el establecimiento debe estar sobre buenos caminos y tener fácil comunicación con centros poblados. e. 5. 1981a). Mock y Neal 1977.. previniendo así que éstos sean comidos por las hembras (AQUACOP. previo al pasaje entre los dos filtros el agua atraviesa un sistema de luz ultravioleta. Por ejemplo se pueden utilizar damajuanas invertidas de 15 o más litros con la boca cerrada por un tapón a través del cual se pasa un tubo con un piedra difusora para producir aireación y movimiento del agua (Figura 14). Otro tipo de recipientes son tachos de residuos de plástico negro con 75–100 l de capacidad con tapa con aireacion (Chamberlain y Lawrence. se ha extendido a distintas partes del mundo. alimentos preparados Nauplios de Artemia alimentos preparados Skeletonema. Levaduras. Tetraselmis. 1966. rotíferos. el agua bombeada del mar es pasada a tanques donde es sedimentada. Tetraselmis. alimentos preparados Nauplios de Artemia alimentos preparados Alimento mysis Alimento postlarvas Tiempo de permanencia 10 – 25 días postlarvas tanques de cría 10 días 1 – 4 días 5. para posteriormente pasar a través de filtros de celulosa de 5 y 1 μ respectivamente. Nauplios de Artemia salina. mejillones. nematodes. 1980. Texas USA y su utilización. alimentos preparados (Chaetoceros. luego se filtra a través de un sistema de conchilla y arena. en algunas ecloserías (Mc Vey y Fox. Chaetoceros. a veces se agregan cultivos puros de algas Fito y Zooplancton que crece en los estanques Nauplios de Artemia almejas.1 METODO AMERICANO DE CRIA DE LARVAS Este sistema ha sido desarrollado en el National Marine Fisheries Service de Galveston.Misión China.protozoeas naturalemente.2 Calidad del agua utilizada durante el proceso de cría El agua de mar se bombea y deja sedimentar en tanques o reservorios. Mock y Murphy. 1969. En todos los casos el agua es aireada y se le agrega el agente quelante EDTA (1 g/100 l). etc. rotíferos.1 Desove de hembras Las hembras grávidas ya sea traídas del mar o de instalaciones de maduración son colocadas en recipientes de diversas dimensiones y formas. luego atraviesa un filtro de arena o tierra de diatomeas y enviada a tanques donde es tratada con hipoclorito de sodio en cantidades menores . con diversas modificaciones. Mock et al. 1974. etc) Nauplios de Artemia salina. También se utilizan tanques circulares de polietileno de 500 litros cubiertos con plástico para disminuir la incidencia de la luz (INDERENA . 5. 1983). Los trabajos iniciales que se pueden citar son: Cook y Murphy. 1970. 1983).1. Salser y Mock. En algunas ecloserías del Ecuador. 1979) o tanques cónicos de 150 litros en los cuales se coloca una placa perforada a través de la cual pasan los huevos al fondo.1. éste es un agente quelante que favorece la eclosión de los huevos y la muda de las larvas. 5. En general durante todo el proceso se agrega al agua EDTA. para camarones tropicales como Penaeus stylirostris y P. en caso de descender mucho ésta.1. P. Mc Vey y Fox. En nuestro instituto los tanques de cría de larvas son de la misma forma. Chamberlain y Lawrence. así por ejemplo en el laboratorio de Galveston se utilizan tanques de 1. Por lo expuesto es que se recomienda que la eclosería sea un lugar cerrado. Scelzo y Boschi 1975). para posteriormente someterla a aireación por 24 horas y pasarla a través de filtros de celulosa.setiferus. pueden utilizarse calentadores en los tanques. de 500 l construídos también en fibra de vidrio reforzada. 1983). 1983) se usan tanques cilíndrico-cónicos con volúmenes entre 500 y 2.3 Estanques de cría desde huevo a postlarva Este tipo de tanques ha sido perfectamente descrito por Salser y Mock (1974). con aire acondicionado. La temperatura ideal del agua.900 l (Salser y Mock.de 1 ppm. 1977. etc es de 28°C no debiendo nunca ser inferior a 24°C ni superior a 32°C. durante todo el proceso de cultivo (desove y desarrollo de las larvas).18 mg/l de eritromicina y 0. en cantidades de 1 g cada 100 litros de agua.vannamei. Recipientes utilizados para desove de hembras de camarón.000 l. En muchos casos se agregan antibióticos en diversas concentraciones en distintos estadios del ciclo. Para estas especies la salinidad de agua debe oscilar entre 25 y 35% con una media entre 28 y 30‰ (Cook y Murphy. . 1969. 1981a. P. principalmente en zonas donde hay fluctuaciones de temperatura.aztecus. en el Centro Oceanológico del Pacífico (AQUACOP. 1974). Figura 14.09 mg/l de miociclina. En general son tronco cónicos de volúmenes variables. así por ejemplo Chamberlain y Lawrence (1981a) utilizan 0. Con camarones de aguas templadas como Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri se trabaja a temperaturas entre 18 y 23°C y salinidades superiores a 30‰ (Boschi y Scelzo. En las paredes internas del tanque se adosan 4 tubos de PVC distribuidos simétricamente de 3. B: tubo perforado y cubierto por red de fitoplancton que permite la recirculación del agua. mientras que la parte cónica tiene una profundidad de 30 cm. en el caso que se quiera recirculación se usa un caño perforado y cubierto con una red de fitoplancton de 50 μ de malla (Figura 15 A y B). los cuales llegan a 5 cm de fondo del tanque. un diámetro superior de 100 cm y uno inferior de 75 cm. la parte inferior del caño de PVC se. la parte superior de los mismos termina en un codo con una perforación central. cierra parcialmente con un corcho de goma cortado oblicuamente. en el centro de la misma hay un orificio central de 3. Además se colocan 4 tubos de aireación del mismo diámetro que el anterior que también finalizan en una piedra difusora (Figura 15 A).Los tanques están montados sobre un armazón de acero o madera (Figura 15A) tienen una profundidad de 120 cm. a través del cual se pasa un tubo de 5mm de diámetro que termina en una piedra difusora. A: Esquema de tanque cónico de fibra de vidrio utilizado para cría de larvas de camarones peneidos. . Figura 15.75 cm de diámetro.75 cm de diámetro en el cual se enrosca un caño del mismo diámetro. Estos tubos por los que circula aire actúan como bombas de agua y hacen circular la misma desde abajo hacia arriba. 000 algas/ml es suficiente. Mock y Neal (1977) crían larvas con una concentración de 184/l. Otros autores como AQUACOP (1983) utilizan para P. no obstante lo antedicho Alfonso et al. Con P. para la misma especie y otras del golfo de México. 1979). pudiendo llegar a 14 (Boschi. por lo general este estadio tarda en pasar al de protozoea de 30 a 67 horas en condiciones normales. A la luz de estos resultados se estima que la densidad óptima de huevos o nauplii sería de 100 y 150 individuos por litro.000 cls/ml. Estadio de protozoea: Se puede dividir en tres sub-estadios. Estadio de nauplius: Como se ha dicho anteriormente. aunque se puede considerar que un remanente de 20. mientras que en las especies de aguas templadas como Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri la eclosión se produce entre 12 y 36 horas después de la puesta (Boschi y Scelzo. se reemplaza el tubo central por uno perforado. por lo general.vannamei. 1977. P.schmitti se trabaja con más de 150 nauplii por litro. Durante este periodo no se realiza recirculación ni cambio de agua en los tanques. Principalmente en los estadíos de mysis el agua se llega a cambiar hasta un 80% para evitar los problemas causados por la elevada concentración de amonio. llegando a 85 horas en camarones de aguas templadas.merguiensis y P.notialis y P.. el agua pasa a través del mismo y por un filtro de celulosa de 5 ó 1μ. los camarones peneidos tienen de 4 a 6 estadios naupliares. tratando de llevar las concentraciones iniciales de estos organismos a 100. Los huevos de camarones tropicales tardan en eclosionar al primer estadío naupliar de 12 a 18 horas. 1977). a partir de allí el agua es elevada y entra nuevamente al tanque por medio de un sistema de bomba de aire. la mayoría de las ecloserías mantienen en los tanques una concentración mínima de algas de 50.000–30.monodon densidades entre 100–120 larvas/l. 1975). Durante los estadios de huevo y naupliares se realiza recirculación de agua y durante el último estadio naupliar se comienza con el agregado de diversos tipos de algas para que estén disponibles en el primer subestadio de protozoea. 5. cuya duracion varía en 3 y 5 días. consiste en diversas especies de algas y levadura. P. (1985) obtienen muy buenos resultados en la cría de .Cuando se quiere realizar recirculación de agua o cambios principalmente en los estadíos naupliares y de mysis. Este estadio es el más crítico de todo el desarrollo ya que las larvas comienzan a alimentarse.000 células/ml. El alimento.4 Metodología de trabajo Una vez obtenido el desove.brasiliensis no se obtienen diferencias en supervivencia con concentraciones de huevos que varían entre 252 y 432/l (Grupo INDERENA-Misión China. indicus. En la Tabla 4 se muestran distintos tipos de alimentos utilizados en la cría de protozoeas de camarones peneidos: por el sistema americano se agregan por lo general los cultivos puros de algas por la mañana y en la tarde. Scelzo y Boschi. En cuanto a P.1. los huevos o estadíos naupliares son colocados en los tanques de cría con densidades variables: asi Cook y Murphy (1969) para Penaeus aztecus estiman una densidad óptima de 92 nauplii/l. Tipos de alimentos.L.L. 1983 Fuente 27–30 S S T T 80* 27–30 S S S S.5 animales/ml.kerathurus P. P... Su principal alimento es el zooplancton. alimentan durante todos los sub-estadios solo con Artemia salina.T PIII S. Tabla 4.indicus. B:Brachionus). de acuerdo con la especie presenta 3 o 4 sub-estadios. Ultimamente y dado el alto costo de los huevos de Artemia se ha tratado de reemplazar ésta por otro tipo de alimento.Ch S S.stylirostris 28–30 S% 27– 35 28– 30 31– 33 S S PI PII S.T 95 Mysis % Mock. I I.T. Th:Thalassiosira. A:Artemia salina. utilizados para distintos subestadios de protozoea en algunas especies del género Penaeus.kerathurus P. P.000 cls/ml desde el sub-estadio MI al MIII. En general se trata de obtener concentraciones de algas que van desde 50../ml) suplementando en algunos casos con yema de huevo. Tetraseimis. C:Chlorella.P. en casos excepcionales esta cantidad llega a 9/ml. 1980 AQUACOP.A - .L.Ch I. 1976 Yúfera et al.T. I:Isochrysis. 1977 San Feliú et al. 1984 Mock et al. *supervivencia a postlarva Especie Condiciones Alimento Supervivencia Alimento Protozoea ambientales Nauplii a T°C P. 1985) rotíferos (Brachionus plicatilis) en concentraciones de 10 individuos por mililitro combinados con un cultivo bialgal de Tetraselmis (20 cls./ml) y Chlorella (2 cls. así se han utilizado con éxito en la cría de P.japoni. A medida que cambian los sub-estadios se disminuye paulatinamente el agregado de algas y se aumenta la cantidad de Artemia llegando en el sub-estadio de mysis tres (MIII) a agregar hasta 4 Artemia por mililitro..notialis y P. En este período en los tanques de cría se realiza no sólo recirculación y filtrado de agua sino también un recambio de hasta un 80% diario.T 48 P.cus.protozoeas con el agregado de cultivos bialgales de Tetraselmis chuii y Chlorella kessleri utilizando concentraciones de 50 y 5 células por ml respectivamente. 25–29 35 P. En general durante el primer sub-estadio de mysis (MI) se continúa con el agregado de algas del tipo Tetraselmis y de Artemia en concentraciones de hasta 1.B S.aztecus.000 cls.duorarum P. setiferus y P. monodon. siendo el más utilizado los estadios naupliares de Artemia salina.schmitti (Leal et al. T. a 20.aztecus P. con una supervivencia del 89% hasta el estadio de mysis. Estadio de mysis: Tiene una duración de 3 a 5 días con un máximo de 14 días.T S. Algunos autores como Boschi y Scelzo (1977) y Scelzo y Boschi (1975). 1974 Mock y Neal. Artemesia longinaris y Pleoticus muelleri (S:Skeletonema.Th S. P.Ch Ch. Ch:Chaetoceros.B 99 S S 90 23–25 26 28 32 S.aztecus. L:Levadura. en este nivel una postlarva de camarón puede llegar a ingerir hasta 150 nauplii/día.vannamei.C 89 70 94 P.. 1977 Scelzo y Boschi. 1985 Martinez Silva.T..brasiliensis S S S S. (1984) comprobaron que la suplementación de Artemia salina con una dieta preparada y molida (E) producía al cabo de 30 días una mejor supervivencia e incremento en peso.T T.L I.T T.C T. En el siguiente cuadro se muestra la composición de las dietas utilizadas. Para animales de mayor tamaño.T T.A 86 A.longinaris P.L I. Componente E Harina calamar Harina pescado Harina mejillón Harina soja Afrechillo Otros ingredientes* 15 20 30 5 22 8 Dieta L 15 30 30 5 22 8 .C T.L I.vannamei y P.monodon. 1985 Leal et al.P.C T. stylirostris P. 1985 Leal et al. en algunos casos se suele utilizar Artemia congelada. 1983 Alfonso et al. trabajando con ejemplares de 6. una dieta molida (L) fue el mejor alimento promoviendo un incremento en peso de 226. con aireación y circulación de agua permanente.schmitti 28 25– 33 34– 37 35– 36 35– 36 I.6 y 422..T. 1975 22–26 23–28 25–26 T. Diariamente se coloca una cantidad de Artemia que puede variar entre 2 a 8 ejemplares por mililitro. P.schmitti 22– 28–29 27 32– 26–28 34 16–21 33– 34 - S S S - P.stylirostris.C T.C C.notialis P. et al.. Para P.muelleri - S S S S S S - 19–24 33 Estadios de postlarva: Al alcanzar el estadío de postlarvas éstas son colocadas en tanques de 3 o 4 m2 de fondo plano. Misión China.. 1984 INDERENA.1% respectivamente que alimentando sólo con Artemia (45.stylirostris P. 1979 Boschi y Scelzo. 91 y 749.C C.4 mg de peso medio Fenucci et al.3%).C C.L 50* Mc Vey y Fox. En principio se alimentan con estadios naupliares de Artemia. A medida que transcurre el tiempo.5% con una supervivencia del 85%. las larvas adquieren hábitos bentónico-demersales ingiriendo otro tipo de alimento. 300 mg.notialis P. leche en polvo. y en los estadios de protozoea se agregaron concentraciones de algas de 80.2 METODO INTERMEDIO DE CRIA DE LARVAS Consiste en la utilización de tanques rectangulares de 5 a 10 m3 de volumen con esquinas cóncavas para la cría de larvas hasta PL20–25.setiferus de 2. A partir del estadio Pl3 se comienza con una alimentación preparada.. monodon y P. japonicus (Kurata y Shigeno.000 células/ml de Chaetoceros sp. han obtenido mejores incrementos en pesos medios y supervivencia superior al 80% alimentando con larvasde Artemia y rotíferos. vannamei se alimentó para las densidades antedichas en el V estadio naupliar con 50. de poder mantener postlarvas hasta estadios Pl 23–25. Este tubo se encuentra conectado a un filtro vertical de distinto tipo de malla de no mas de 25μ.000 células/ml. levadura. En la Figura 16 se muestra un tanque típico de acuerdo con Simon (1981). 1977). Se utiliza una densidad de larvas de camarones entre 50–100/litro.000–100. no permitiendo que la concentración de las mismas bajara de 40. En general el fondo de estos tanques tiene inclinación hacia el centro y el área de drenaje. Por otra parte se estima que cualquiera de las dietas utilizadas en el método americano sería de utilidad. Desde los estadios de mysis hasta Pl3 se alimenta con nauplii de Artemia salina.0 mg de peso medio.* Concentrado de pescado: 3%. hexametafosfato de sodio: 1%. recu biertos por varias manos de pintura epoxi para evitar rugosidades que contribuyen a la contaminación bacteriana y de hongos. Zein Eldin y Fenucci (MS) utilizando P. y con solo mover el tubo se logra sacar el volumen de agua deseado. Estos tanques funcionan como las denominadas “raceways” (Mock et al. alimentando los diversos estadios de protozoea con algas unicelulares. vitaminas: 2% Por otra parte. que con dietas preparadas. alginato de sodio: 2%. Una vez alcanzado el estadio de postlarva 20 ó 25 los individuos son transferidos a los tanques de precría o nurseries. 5. 1979) es alimentado en los estadios postlarvales con carne de almeja y mejillón y en algunos casos dietas preparadas. en los cuales hay circulación continua de agua y aireación. suministrando éste 3 a 4 veces por día. la concavidad de los vértices impide el depósito de materia orgánica e impurezas. así se produce no solo oxigenación sino movimiento del agua. se trata de un tanque rectangular dividido en su parte media por una plancha de plástico o madera que tiene a a ambos lados las denominadas bombas de aire que hacen que el agua suba del fondo hacia arriba y sea enviada en la dirección que muestran las flechas en la figura. En la figura también se muestra el sistema de vaciado que es simple. como se ha dicho anteriormente. Los estanques están construídos en general en manpostería o ladrillos. almeja o calamar molido. kerathurus primero con Artemia salina adulta y de a poco la van reemplazando por carne de mejillón y cangrejo trozado..000 células/ml. San Feliu et al. (1973) alimentan las postlarvas de P. 5. realizándose durante todo el proceso un intercambio diario de agua de alrededor 20– 30%. en concentraciones de 2–3/ml. P. dependiendo en cada caso de los requerimientos nutricionales de la especie. Este métodos ha sido descrito por Simon en 1981 y tiene la ventaja.3 TAREAS A REALIZAR EN UNA ECLOSERIA . una pasta elaborada con huevo. La metodología de trabajo y tipo de agua utilizada es similar a la americana. Así por ejemplo para P. . Otros parámetros que deben ser tenidos en cuenta y medidos por lo menos diariamente son: Salinidad. pH y. tratando de mantener ésta dentro de los rangos óptimos para el normal desarrollo de la especie en cría.a) Control de las variables ambientales: Diariamente en la mañana y tarde se debe tomar la temperatura del agua. a partir de los estadios de mysis la concentración de amonio. Figura 16 A .B: Estanque para cría de larvas de camarones. (Simon. 1981). . b) Recuento diario de las larvas en los distintos estadios: Un método simple consiste en colocar en el agua un tubo de vidrio o PVC abierto en ambos extremos de 0. por ejemplo. AGRADECIMIENTOS El autor desea agradecer al Dr. El contenido del vaso se vierte a través de un embudo que tiene en su fondo una malla de 80–120 donde quedan atrapadas las larvas. Esta operación debe realizarse tantas veces como sean necesarios para llenar un vaso de precipitados de 1 a 2 litros. un recambio que varía entre un 30 a un máximo de 80% diario. Mónica I. ya que permite determinar el tipo de alimento que se debe agregar (para identificación de estadios ver Apéndice III). se debe realizar diariamente. e) Alimentación de las larvas: En general se debe alimentar dos veces por día en la mañana y por la tarde.000. 6. a continuación la red se coloca sobre una cápsula de petri dividida en cuadrados y bajo lupa se cuenta la cantidad de larvas. al Dr.000 células/ml en los tanques. A la Lic.5-1m de largo y 2–3 cm de diámetro y dejar que éste se llene. Por lo general durante los estadios de protozoea se debe agregar algas en cantidades suficientes para lograr un mínimo de 100. Durante el estadio de mysis se agregan algas por ejemplo Tetraselmis y nauplii de Artemia salina (ver sección 5. tomando además nota del estadio en que se encuentran. Esta última operación se realiza para evitar la contaminación del agua por acumulación de desechos amoniacales. si en un litro de muestra se cuentan 300 larvas y el tanque tiene 500 l.4). se debe poner especial cuidado en evitar las bruscas variaciones en la temperatura y salinidad del agua de los tanques. Lawrence y a la Dra. en caso afirmativo si la calidad y cantidad de alimento que se está suministrando es la correcta. se debe evitar quecla concentración de algas baje de 20. Cuando se realiza la identificatión de estadios larvales se debe verificar si la mayoría de las larvas tienen el tracto digestivo con alimento. Ana M. . nauplius y mysis y a partir de éste último estadio. Enrique E.000 cls/ml y en caso que ésto ocurra se deben adicionar algas. Muller por la lectura crítica del manuscrito y especialmente a esta última por la redacción del apéndice sobre Cultivo de algas unicelulares. Magnaterra por la realización de los dibujos. Julio H. Díaz y a la Lic. Addison L. Conociendo el número de larvas en un volumen determinado se puede calcular la cantidad de larvas que hay en el tanque. ya que ésto puede producir una alta mortalidad. A la Sra.1. c) Identificación de estadios y subestadios larvales: Esta actividad es de suma importancia. la cantidad total de larvas en el mismo será de 150. Al Sr. Boschi. Vera Bacic por el copiado del manuscrito.000–30. Petriella por haber permitido la inclusión de material gráfico propio. d) Recirculación y cambio de agua: En el método americano solo se realiza recirculación de agua en los estadios de huevo. Ana C. Se debe poner especial atención en que las larvas se encuentren distribuídas homogéneamente en el momento de realizar el muestreo.