MANUAL FISIOLOGÍA IBT

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CHIAPAS CENTRO DE BIOCIENCIASLicenciatura de Ingeniero Biotecnólogo MANUAL DE LABORATORIO DE FISIOLOGÍA VEGETAL OPTATIVA ENERO / JUNIO DE 2012 Dr. Isidro Ovando Medina CenBio UNACH Tapachula, Chiapas CONTENIDO Introducción Objetivo del Manual y objetivos del curso Contenidos del Programa del curso cubiertos en este Manual Formato de reportes Práctica 1: Práctica 2: 09 Práctica 3: Práctica 4: Práctica 5: Células, tejidos y órganos vegetales Comparación de plantas monocotiledóneas Vs. dicotiledóneas Punto isoosmótico de tejidos vegetales Tasa de transpiración vegetal Espectro de absorción de luz de la clorofila 11 13 16 18 20 22 25 02 02 04 06 07 Práctica 6: Cuantificación de clorofila en distintas especies vegetales Práctica 7: Anatomía comparativa foliar en plantas C3, C4 y M.A.C. Práctica 8: Cuantificación de auxina (Ácido Indol-3-Acético ) Práctica 9: Efecto de las auxinas en el enraizamiento de esquejes Bibliografía 27 1 así como sus interacciones con el ambiente que las rodea. entenderlas permite tomar decisiones acertadas para mejorar la producción de los bienes mencionados. los cuales la mayor parte de las veces son de alto costo económico. cuando se describen los patrones de estrés de los árboles de un bosque por medio de los niveles de clorofila. además. y que maximicen la aplicación de conocimientos teóricos.Introducción La fisiología vegetal es una disciplina científica que tiene como objeto central de estudio a las plantas y se interesa en su funcionamiento interno. hasta hace pocos años. Existe en la literatura y en internet una gran cantidad de recursos para estos temas. aún son escasas las bibliografías sobre protocolos de laboratorio en español. Objetivo del Manual y objetivos del curso El objetivo de la colección de prácticas de laboratorio aquí presentada es apoyar la construcción de conocimientos de fisiología y bioquímica vegetales mediante la realización de actividades que necesariamente inician en el aula y que se trasladan al 2 . aromas. El nivel de estudio de la fisiología vegetal va desde el molecular. Sin embargo. Hoy gracias a la información electrónica es posible tener acceso gratuito a fuentes como la prestigiosa revista Plant Physiology. cuando se crea la Licenciatura de Ingeniero Biotecnólogo en la Universidad Autónoma de Chiapas. sustancias medicinales. Las plantas son importantes para el ser humano porque son proveedoras de alimento. solo existían unas pocas fuentes disponibles de fisiología vegetal. lo cual es beneficioso para los estudiantes universitarios que cursan materias relacionadas con las plantas. cosméticos. se requiere la implementación de prácticas que utilicen una cantidad mínima de materiales de laboratorio. como el libro del mexicano Lira-Saldívar (1994) y las traducciones al español de los libros de Bidwell (1993) y de Salisbury y Ross (1994). hasta el de comunidades. madera para construcción y para muebles. por ejemplo. etc. fibras para fabricar ropa y para la industria. Por lo mismo. aceites. como cuando se analiza la expresión de genes inducida por la calidad de luz que recibe la planta. los alumnos deberán analizar los datos y elaborar un reporte (ver Formato) que será corregido por el profesor. que deberá seguirse para conseguir los resultados. Los objetivos del curso que son directamente apoyados por este Manual son los siguientes: OBJETIVO GENERAL: El alumno comprenderá los mecanismos molecular. OBJETIVO PARTICULAR: El alumno examinará la estructura y taxonomía de las plantas superiores. movimiento y salida del agua en las plantas OBJETIVO PARTICULAR: El alumno comparará la bioquímica de los diferentes tipos de fotosíntesis. que no el objetivo. Para alcanzar éste último. de modo que tanto el laboratorista como los alumnos saben con anterioridad lo que necesitarán. finalmente se describe la serie de pasos.laboratorio. OBJETIVO PARTICULAR: El alumno identificará los mecanismos de entrada. celular y orgánico del funcionamiento vegetal. mecanismos de acción y función de las hormonas vegetales. al invernadero o al campo. OBJETIVO PARTICULAR: El alumno identificará la importancia del estudio de la fisiología vegetal en la formación del Ingeniero Biotecnólogo. 3 . posteriormente se enlista el material requerido. puntualmente. Cada práctica inicia con una breve introducción al tema enunciando claramente el objetivo de la actividad. OBJETIVO PARTICULAR: El alumno describirá la biosíntesis. Soluciones. Temario 1. Difusión. Anatomía vegetal.Contenidos del Programa del curso cubiertos en este Manual A continuación se presenta el temario de la asignatura Fisiología y Bioquímica Vegetal. Ejemplo de aplicación de los conocimientos de la fotosíntesis. Ejemplo de aplicación de la fisiología vegetal. Criptocromo. Relación Planta-Agua. Ósmosis. Anatomía de la hoja. Genes involucrados en el proceso fotomorfogénico. Manipulación del crecimiento y desarrollo mediante la calidad de la luz. Anatomía de la raíz. Clasificación de las plantas. Ascenso y distribución del agua en las plantas. Duración: 10 horas. Fotosíntesis en plantas C4 y MAC. Identificación de mono y dicotiledóneas. Propiedades físicas y químicas. Fitocromos. 4. La célula vegetal. Genes involucrados en el metabolismo del agua. Fotomorfogénesis. 2. Genes involucrados en la regulación de la enzima RuBisCO. destacando los contenidos que son cubiertos en el presente Manual. Ejemplo de aplicación de los conocimientos de la relación planta-agua. (Cubierto en el Manual) Naturaleza del agua. Naturaleza de la luz. Duración: 15 horas. Anatomía del sistema vascular. Tropismos. Salida del agua en las plantas. Reacciones fotosintéticas. Estructura del cloroplasto. Entrada del agua a las plantas. Influencia de la luz en procesos no fotosintéticos. Duración: 15 horas. Fotomorfogénesis. 3. C4 y MAC. Importancia socioeconómica de las plantas. 4 . Fotosíntesis. (Cubierto en el Manual) Objeto de estudio de la Fisiología Vegetal. Introducción. Anatomía de la hoja de plantas C3. (Cubierto en el Manual) Importancia de la fijación del carbono. Duración: 15 horas. Genes involucrados en la acción de las auxinas. giberelinas. ácido abscísico. Nutrición mineral.Duración: 10 horas. Clasificación de nutrientes. (Cubierto en el Manual) Crecimiento. 5 . Síntomas de deficiencia de nutrientes. Desarrollo. etileno. 6. Ejemplo de aplicación de los conocimientos de las hormonas vegetales. Duración: 15 horas. Nutrición mineral. Hormonas. 5. otras hormonas. Fitohormonas: auxinas. Requerimientos nutricionales de las plantas. citoquininas. Crecimiento y Desarrollo. Ejemplo de aplicación de los conocimientos de nutrición mineral. Benbrook. Bibliografía Enliste las referencias en letra número 9 en el orden numérico que aparece en el texto. En línea: www. la mitosis…” o “la Figura 1 muestra…”. Diga la metodología de manera que cualquier persona con conocimientos del tema pueda repetirla. Día / Mes / 2003 (letra Times taño 11. Sherrington. En un párrafo aparte. New York. En esta sección mencione cuál o cuáles fueron los resultados de Figura 1. Utilice unos 15 a 25 renglones. describa el (los) objetivo (s) del trabajo. Influencia del medio de cultivo en la germinación in vitro de la bromelia Tillandsia tricolor. LEISA Rev. A. En este apartado Ud. El control biológico y los transgénicos desde la perspectiva agroecológica. M. Cuando mencione materiales. sin entrar en detalles que no sean útiles. minúsculas (excepto las iniciales). y para cuadros un título en la parte superior. Si fuera necesario añada un esquema o una tabla. Materiales y Métodos. F. 6 . Tapachula. George. letra Times tamaño 11 Práctica No. La introducción irá a renglón seguido y debe iniciar hablando desde lo más general del tema. como en el siguiente ejemplo: “… se utilizó Phytagel® como agente gelificante…” o “… los datos se procesaron utilizando el paquete estadístico SPSS 12. Crespo. LETRA TIMES TAMAÑO 12 Nombre de estudiante. Antes de empezar cada sección deje un espacio para distinguirla. los experimentos y/u observaciones. Chiapas. CENTRADO.0©…” Resultados y Discusión. de manera que ofrezca usted una visión global e ir poco a poco llevando al lector hasta el tema particular del trabajo. discutir su significado y valorar las hipótesis en función del conocimiento teórico acumulado sobre el tema. Mencione brevemente la conclusión o conclusiones más relevantes del trabajo. dependiendo del tema. En la Metodología explique (no enliste. Plant Propagation by Tissue Culture. Esta es la parte más importante del documento. programas computacionales u otros con marcas comerciales escriba un superíndice que las identifique. Contraste los resultados obtenidos con los reportados en la literatura y explique las discrepancias y/o similitudes.Formato de reportes TÍTULO DE LA PRÁCTICA. D.html (Fecha de consulta: Marzo de 2002). 95. 1991. Puesto que es un reporte científico. 2. una gráfica o un esquema. Profesor: Isidro Ovando Medina. Sólo si es necesario mencione aquellos equipos que fueron determinantes en el resultado del trabajo. 1984. Transgenic Soybean. justificado. entonces no será necesario poner una gráfica y viceversa. cada afirmación que usted haga debe ir apoyada por literatura específica.net/troubledtimes. 1. Se incluirán sólo los antecedentes bibliográficos y de otro tipo más relevantes. p. y E. Para ilustrar los resultados puede incluir un cuadro. MAYÚSCULAS Y ACENTUADO. 2002. En caso de que los datos se muestren en una tabla. centrado y en letra número 9. de Agroecología 17 (4): 18-19. Ponga especial interés en las concentraciones y unidades. Redacte en tiempo pasado y de manera impersonal. En las gráficas o esquemas ponga un título en la parte inferior. tiene la oportunidad de hacer la interpretación de los resultados obtenidos. pero siempre menciónelos en el texto: “como puede verse en el Cuadro 1. de manera que quede muy claro el comportamiento del fenómeno.biotech-info. no utilice infinitivos para iniciar y hable en tiempo pasado) y describa la estrategia seguida para alcanzar el (los) objetivo (s). Conclusión. pero estas tendrán un mayor espacio en la sección “resultados y discusión”. pero dentro de la introducción. Exegetics. Analice lo obtenido y contrástelo con el (los) objetivo (s). centrado. letra Times. De aquí en adelante escriba a dos columnas. Siempre haga una revisión ortográfica y gramática del texto. Las citas bibliográficas en el cuerpo del texto deben señalarse con números consecutivos entre paréntesis. con negritas sólo en los subtítulos. desde luego. C. EN NEGRITA. 3. reactivos. __de Fisiología y Bioquímica Vegetal. usted puede y debe exponer ideas propias. centrado) Introducción. Una cebolla morada.Esmalte transparente para uñas.Lupa. Sumergir los cortes en solución de yodo-yoduro o IKI (Yoduro de potasio al 2%. .Microscopio estereoscópico . Montar en cubreobjetos y observar al microscopio compuesto para identificar las células estomáticas. . raíces. 7 . Esquematizar y contrastar con lo reportado en la literatura.Microscopio compuesto . .Placa Petri.Navajas de rasurar nuevas 5 5 1 1 1 1 1 1 10 g Llevado por los alumnos.Algodón. Células de fruto (de almacenamiento de carbohidratos) . TEJIDOS Y ÓRGANOS VEGETALES” Para entender el funcionamiento de las plantas (fisiología y bioquímica) es necesario conocer antes su estructura. Yodo al 0. . Colocar cinta adhesiva transparente sobre la película de esmalte y desprender tratando de no dejar huellas sobre la cinta. Una pera. De distintas especies vegetales: hojas.Cubreobjetos. ” ” ” ” REACTIVOS (por grupo) . . MATERIAL (por alumno) . lugol)10 mL MATERIAL BIOLÓGICO (Llevado por los alumnos).Colorantes (acetocarmín. .Práctica 1: “CÉLULAS. Utilizando navajas de rasurar realizar cortes delgados de frutos de pera. En la presente práctica se observarán algunos tejidos y órganos que componen a la planta y se hará énfasis en la diversidad morfológica de las células vegetales.Agua destilada.Cinta adhesiva transparente.Portaobjetos.Pipeta Pasteur. . Sobre una hoja colocar una capa fina de esmalte transparente para uñas y permitir que se seque. CÉLULAS VEGETALES. Lavar con agua. .Microtomo . Células guarda del estoma. Colocar el cubreobjetos. PROCEDIMIENTO. Observar al microscopio compuesto para identificar las células de almacenamiento y granos de almidón. flores. 100 mL . azul de algodón.Alcohol. 1L . los cuales deberán verse teñidos en café oscuro. tallos jóvenes. El objetivo es que el alumno se familiarice con dichas estructuras y las relacione posteriormente con las funciones en que participan.2% en agua) por alrededor de 15 segundos. Montar en un portaobjetos con una gota de agua. Influencia de diferentes concentraciones de Biobrás-16 en el enraizamiento ex Vitro de brotes de ruda. J. incluyendo los tejidos en parafina histológica. Rodríguez. Talon. También se puede utilizar un colorante para mejorar el contraste. TEJIDOS VEGETALES. España. Bibliografía consultada. ÓRGANOS VEGETALES. Coll. Fisiología y Bioquímica Vegetal. Utilizando navajas de rasurar realizar cortes transversales de tallos jóvenes de plantas herbáceas. Observar al microscopio compuesto para identificar los distintos tejidos que componen al tallo. Desprender el catáfilo de una cebolla morada y montar en portaobjetos.K. Esquematizar y contrastar con lo reportado en la literatura.. L. Raíces. Madrid. 2007. Con la ayuda de una lupa y de un estereoscopio observar detalladamente raíces de diversas plantas e identificar las diferentes zonas que la componen. Colocar el cubreobjetos y calentar ligeramente. M. • Azcon-Bieto. 8 . Blanco. Daquinta y F. Hojas . También comparar la morfología floral de diferentes especies vegetales. Colocar el cubreobjetos. También hacer cortes con el microtomo. Con la ayuda de una lupa y de un estereoscopio observar detalladamente flores de diversas plantas e identificar las diferentes zonas que la componen.Células de catáfilo de cebolla. Flores. Biotecnología Vegetal 7:123-124. Ed. • Alvarado. Colocar los cortes sobre un portaobjetos con una gota de agua tratando que la cara transversal del tejido vea hacia arriba. Utilizando navajas de rasurar realizar cortes transversales de hojas de diferentes plantas. A. Tallos. Interamericana McGraw-Hill. 1993. colocar los tejidos sobre un portaobjetos con una gota de colorante azul de algodón. Observar al microscopio compuesto para identificar los distintos tejidos que componen a la hoja. y M. R. Observar al microscopio la morfología celular y las células de almacenamiento de pigmentos (color rosa). Esquematizar y contrastar con lo reportado en la literatura. Los cortes deben ser lo más fino posible. En todos los casos esquematizar y contrastar con lo reportado en la literatura. Planta problema (proporcionadas por el profesor). trigo. . HOJAS. maíz. bananos y plátanos son monocotiledóneas.Pipeta Pasteur. plántulas recién germinadas (de maíz var. . Con la ayuda de un estereoscopio y/o lupa observar con detenimiento la forma de las nervaduras de las hojas. polen.Alcohol. .Agua destilada.Navajas de rasurar nuevas REACTIVOS (por grupo) . El objetivo es que el alumno identifique las características distintivas de una y otra Clases. semillas.Microtomo . y que distinga la importancia de este hecho en el estudio de la función vegetal. . Las plantas de importancia agrícola son mono o dicotiledóneas. DICOTILEDÓNEAS” De la gran diversidad vegetal existente. mientras que las dicotiledóneas son consumidas en menor cantidad aunque en mayor variedad.Portaobjetos. FLORES. .Microscopio compuesto . Palomero y de chile o pimiento var. tallos jóvenes. PROCEDIMIENTO.Solución de azul de metileno al 1% 5 5 1 1 1 1 1 10 g 1 (llevada por el alumno) 1L 100 mL 10 mL MATERIAL BIOLÓGICO (Llevado por los alumnos).Placa Petri. En este sentido.Microscopio estereoscópico .Cubreobjetos. . raíces.Práctica 2: “COMPARACIÓN DE PLANTAS MONOCOTILEDÓNEAS VS . Registrar si son paralelas (monocotiledóneas) o en forma de red (dicotiledóneas).Algodón. Por observación macroscópica y con la ayuda del estereoscopio identificar el número de estructuras florales (sólo sépalos y pétalos) por cada verticilio de las flores. Registrar si están en grupos de tres (monocotiledóneas) y en grupos de cuatro o cinco (dicotiledóneas). MATERIAL (por alumno) . los cultivos mayores (por la cantidad en masa que se consumen per capita) como el arroz. 9 . Morrón). las clases botánicas Monocotiledoneae (Liliópsida) y Dicotiledoneae (Magnoliópsida) contienen a la mayoría de las especies. Aún en las que son paralelas observar si a nivel más fino presentan redecillas comunicando las nervaduras principales. Hojas. . POLEN.. 1992. Sabater-García y R. Identificar si las raíces son adventicias o laterales (monocotiledóneas) o si existe una raíz pivotante o principal además de las secundarias. Observar el número de surcos o de poros del grano de polen.1% y a continuación colocar un corte transversal de tallo hecho lo más finamente posible con navaja de rasurar. Por observación macroscópica contar el número de hojas primarias o cotiledonares (las hojas que se forman al germinar la semilla) que presentan las plántulas. Madrid. J. Sobre un portaobjetos poner una gota de agua y a continuación colocar unos cuantos granos de polen. Clasificar a nivel de Clase botánica al maíz. Sobre un portaobjetos poner una gota de agua o de colorante azul de metileno al 0.. Bibliografía consultada. Sánchez-Tamez. PLÁNTULAS. Y. TALLOS.A. Por observación macroscópica y/o con la ayuda del estereoscopio identificar el número de cotiledones que componen a la semilla. Pueden estar distribuidos al azar a través de todo el tallo (monocotiledóneas) o pueden estar en el anillo cambial (dicotiledóneas). G. Ipeck y G. A.T.RAÍCES. Identificar si es una (monocotiledóneas) o dos (dicotiledóneas). Talas. Esquematice lo observado y contraste con lo reportado en la bibliografía. colocar el cubreobjetos sin aplastar y observar al microscopio compuesto. Effects of brassinosteroid on cotton regeneration via somatic embriogénesis. 10 . Biologia Bratislava 61:289293. mientras que si es tricolpado (con tres surcos) o con tres poros la planta es dicotiledónea. Observar la distribución de haces vasculares en el tallo. chile y la planta problema usando los marcadores morfológicos enlistados. • Barcelló-Coll. B. Si es monosurcado o con un poro la planta es monocotiledónea. Por observación macroscópica observar el hábito de crecimiento radical en las plantas. Nermin.Z. SEMILLAS. España. • Aydin. Identificar si es uno solo (monocotiledóneas) o dos (dicotiledóneas). Nicolás-Rodgrigo. O. Ediciones Pirámide S. 2006. Fisiología Vegetal. ej. es decir.Vaso de precipitados de 250 mL . pigmentos y muchas otras moléculas hidrosolubles.Piseta . cultivo de tejidos y otras áreas.Matraz aforado de 50 mL .Balanza analítica REACTIVOS (por grupo) . La presión osmótica de una solución depende de varios factores. Puede conocerse cuál es la concentración máxima a que un nutriente foliar debe aplicarse sin que haya pérdida de agua en las hojas. MATERIAL (por alumno) . La salida o entrada de agua depende de la magnitud de la presión osmótica del medio circundante con respecto a la presión osmótica intracelular. proteínas hidrosolubles.Tubos de ensayos de 16x150 .Portaobjetos .Práctica 3: “DETERMINACIÓN DEL PUNTO ISOOSMÓTICO DE TEJIDOS VEGETALES” Al igual que el resto de los seres vivos. pero tiene aplicaciones interesantes en horticultura.Cubreobjetos . pero sobretodo de la cantidad de solutos que contiene. sin embargo.Microscopio compuesto . El objetivo es que el alumno practique un método sencillo para la determinación del punto isoosmótico de tejidos de papa (como planta modelo) y que aprecie la importancia de su cálculo. Conocer el punto isoosmótico de un tejido vegetal es relativamente sencillo.Gradilla . Previamente debe conocerse el punto isoosmótico (por lo tanto el contenido de solutos intracelular) de un tejido vegetal. presenta ósmosis. De manera general se define como punto isoosmótico a la concentración de solutos de una solución en la que un sistema osmótico (célula vegetal) no pierde ni gana agua. pero no de los solutos.Agua destilada 1 5 1 1 1 1 1 1 1 1 1 50 g 1L MATERIAL BIOLÓGICO (Llevado por los alumnos). azúcares. La membrana celular permite el paso de agua a través de ella. p.Pipeta de 10 mL . y puede calcularse aplicando la ley de los gases ideales (dentro de ciertos límites). las plantas están constituidas por alrededor de un 90% de agua (contenida sobretodo en la vacuola). Una papa de entre 50 y 100 g 11 . no es agua pura sino una solución compleja de muchas sustancias que incluyen: sales.NaCl .Espátula MATERIAL (por grupo) . Pesar cada uno de los cubos en la balanza analítica. cuando no hay cambio de peso. Elementos de Fisiología Vegetal: Relaciones Hídricas. AGT Editores. . . García. 1993.S.Secar los tejidos en papel absorbente. Colocarlos en la gradilla y etiquetarlos. Ediciones Mundi-Prensa.F. G. Sólo para eliminar un poco del agua exterior.Cortar 5 cubos de papa o rábano de aproximadamente 1 g de peso cada uno. . Transferir 10 mL de cada solución a un tubo de ensayos. Permita que floten libremente en la solución.C. 2008. D. R. Utilizando el matraz aforado preparar las siguientes soluciones de NaCl: 0%.5%. PREPARACIÓN DE LAS SOLUCIONES. DESARROLLO DEL EXPERIMENTO.E. Bibliografía consultada. es decir. P. 1995. • Segura. el cual se encuentra cuando Y = 0.PROCEDIMIENTO.C. Transporte. Reportar también la presión osmótica intracelular. . Frías. S. G. Determinar el punto isoosmótico utilizando la ecuación (Y = a + b X). Preciado. 0. Nutrición Mineral. 1.A. sin oprimirlos.L.Colocar cada uno de los cubos de tejidos en cada una de las soluciones de NaCl.S. Metabolismo. F. Con los datos construir una curva de cambio de masa con respecto a las concentraciones de soluto. masa inicial – masa final masa inicial % de cambio = x100 Trazar una línea de tendencia por correlación-regresión y calcular la ecuación de esta recta.G. J.5% y 2%. En total habrá 5 tubos. J. Fisiología Vegetal. . . Madrid. 1%.. • Gil-Martínez. España. Contrastar los resultados con los reportados en la literatura. Orozco y M. González.R.R.A.A.Dejar transcurrir de 30 minutos a 1 hora.Pesarlos en la balanza analítica y registrar su peso exacto.Registrar la ganancia o pérdida de masa con respecto a la masa inicial. Interciencia 33:923-928. 12 . . México. M. Adición de material pomáceo a sustratos de arena para incrementar la capacidad de retención de humedad. Enríquez. • Bidwell. Esto se debe a que varían todos los factores mencionados. la temperatura. o cualquier otra especie disponible) en condiciones de invernadero. El objetivo es que el alumno practique un método simple para el cálculo de la tasa de transpiración vegetal en un sistema modelo (escobilla o Cida sp. 42 MATERIAL (por grupo) . Se ha observado que no todos estos órganos (raíz. una planta presenta una curva ascendente en las primeras horas del día.Probeta graduada de 50 mL . que confirme la importancia de la participación de los estomas (hojas) y de la raíz en este proceso fisiológico.Pinzas . el viento. en forma de vapor.se usan procesos biológicos).Estufa .Portaobjetos . alcanza un pico máximo al mediodía y nuevamente desciende al transcurrir la tarde. 5 5 1 disco 1 1 1 1 1 1 0. 13 . un cultivo) permite planificar el volumen y la frecuencia del riego. tallo y hoja) juegan un papel imprescindible en el proceso.Plastilina a base de cera de abeja . Esta depende de varios factores como la concentración de agua en el suelo. y en una plantación de maíz o de chile en campo. la humedad ambiental y por supuesto de la especie de planta y del estatus hídrico de la misma. y sale por los estomas abiertos de las hojas por evaporación en la cámara estomática.Matraz aforado de 50 mL . 400 mL . De este modo.Papel filtro Whatmann No. ej.Práctica 4: “TASA DE TRANSPIRACIÓN VEGETAL” En un sentido amplio se puede definir a la transpiración vegetal como el mecanismo que permite la transferencia de agua líquida desde la solución del suelo hasta la atmósfera.CoCl2 (cloruro de cobalto) manejar con precaución) 3 100 g (llevado por los alumnos). Para esto la planta utiliza su maquinaria estructural y se basa principalmente en procesos físicos (muy limitadamente –sólo para el cerrado de los estomas. Así mismo. En una planta creciendo en el campo se presentan distintas tasas de transpiración a lo largo del día. pero sobretodo la temperatura y la concentración de agua en el suelo. así como el momento de mayor estrés hídrico. asciende por el tallo y se distribuye lateralmente por adhesocoheso-tensión.Cubreobjetos .5 g (sustancia tóxica. MATERIAL (por alumno) . el agua del suelo entra por las raíces mediante ósmosis. De manera general. La velocidad (en volumen/tiempo) de transferencia de agua desde el suelo hasta la atmósfera en relación a la masa vegetal se conoce como tasa de transpiración vegetal . Conocer la cinética de transpiración de una especie vegetal (p.Vaso ppdos.Balanza analítica .Espátula REACTIVOS (por grupo) . Cada vez que tome lecturas vuelva a aforar la probeta. . . Construya una gráfica de la cinética de transpiración (las tres plantas en la misma gráfica). 42 de tamaño ligeramente menor al de un portaobjetos.Registrar el volumen de agua en la probeta a las 2:00p.y PC.Con la ayuda de una pinza remojar los rectángulos de papel en la solución de CoCl2.m. Esta será la planta PH.A una de las plantas de escobilla cortar la raíz y pesarla en la balanza analítica. En el caso de la PR. sellar la boca de la probeta con plastilina no tóxica a base de cera de abeja. utilizando los datos de volumen transpirado en mililitros. (periodo de transpiración nocturno).Vaciar un poco en un vaso de precipitados. PH. 15 PROCEDIMIENTO. (periodo de transpiración vespertino) y a las 6:00 a.Dejar todo un día y una noche en condiciones de invernadero. la masa en gramos y el tiempo en horas (mL / h / g). 10:00 p. Dejar unos 10 minutos.m. Esta será la planta PC . NOTA: Debido a la barrera impermeable que representa la plastilina.Llenar la probeta hasta su límite máximo. . . Tendrá una coloración rosa.sólo el tallo deberá quedar dentro. toda el agua de la probeta habrá salido a través de la planta (por transpiración).Añadir agua alas probetas hasta aproximadamente la mitad de su capacidad. (periodo de transpiración diurno). Plantas de escobilla (Cida sp. .m.Etiquetar tres probetas como PR-. . Interprete la relevancia de la participación de los diferentes órganos en el proceso transpiratorio. La parte aérea deberá quedar fuera. . cuidando de que el menisco quede ligeramente encima de la marca de aforo.A otra de las plantas cortar todas las hojas y pesarla en la balanza analítica. 14 . . estándar). Compare la tasa de transpiración de las diferentes plantas (gráfica de barras con desv.A la tercera planta dejarla completa y pesarla en la balanza analítica.Preparar una solución de CoCl2 al 10%. DETERMINACIÓN DE LA TASA DE TRANSPIRACIÓN EN EL SISTEMA MODELO. OBSERVACIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN EN MAÍZ O CHILE EN CAMPO. .Sin mover la planta (no se debe mover el menisco). .- Agua destilada 10 L MATERIAL BIOLÓGICO (Llevado por los alumnos). Calcular la tasa de transpiración total y por periodos.Colocar las plantas en su respectiva probeta.Cortar rectángulos de papel filtro Whatmann No. .) u otra planta modelo. Esta será la planta PR. T. Bibliografía consultada.F. Se conoce entonces por diferencia de masas el volumen transpirado / tiempo / por área del papel cobalto. Tome el tiempo que tarda en cambiar al estado hidratado. 1994. S. Calentar todo esto último en estufa a unos 80° C por 1 hora o hasta que adquieran un color azul. • Lira-Saldívar. Repetir la prueba a diferentes horas del día. Compare la tasa de transpiración en el haz y el envés de la hoja de maíz o chile. Colocar dos rectángulos de papel cobalto sobre (en el haz) y debajo (en el envés) de una hoja de maíz. México. NOTA: Esta misma técnica se puede hacer cuantitativamente registrando el peso seco del papel cobalto y el peso hidratado después de cierto tiempo fijo de contacto con la hoja. Compare la tasa de transpiración a diferentes horas del día (indirectamente por la diferencia de tiempos). para trasladarlos al campo. Una desventaja es la posible hidratación no detectable a simple vista del papel en el trayecto laboratorio – campo – laboratorio. Editorial Trillas. R. • Tanaka.. Brassinosteroid homeostasis in Arabidopsis is ensured by feedback expressions of multiple genes involved in its metabolismo. Observar la hidratación del papel cobalto a través del cambio a color rosa. T. Nakamura. Utilizando las pinzas secadas envolver los rectángulos y los portaobjetos en el papel aluminio. Esto se deberá a la salida de agua por los estomas (transpiración). 2005. Asami. 15 . Cuidar que la hoja no esté mojada por el riego u otra fuente externa. Matsuo y S. Haga una prueba previa para adquirir destreza en la toma del tiempo. Fisiolgía Vegetal. mientras que en estado no hidratado es color azul. Plant Physiology 138:1117-1125. NOTA: El CoCl2 en estado hidratado es color rosa. Yoshida. colocar inmediatamente después dos portaobjetos sobre el papel cobalto y fijar con dos grapas o clips.- Colocar sobre papel aluminio los rectángulos de papel –que ahora son color rosa-.H. D. K. junto con los portaobjetos y las pinzas. Y. Una vez secos los rectángulos no deberá tocarlos con las manos para evitar hidratarlos. Okamoto. Triturar con el pistilo hasta obtener una pasta.en la transferencia de electrones desde el agua hasta enlaces carbono-carbono de precursores de azúcares. conocer su espectro de absorción.Mortero con pistilo .Añadir 15 mL más de agua y continuar la trituración. El objetivo es que el alumno identifique la o las longitudes de onda de la luz que más capta la clorofila in vitro y relacione este conocimiento con la bioquímica de la fotosíntesis.Diluir la clorofila 1:10 con agua destilada usando el matraz aforado. . Esta consiste –en resumen. es importante conocer su comportamiento frente a la luz de diferente calidad (longitudes de onda). PROCEDIMIENTO. .Agua destilada 1 2 1 1 1 1 5 1L MATERIAL BIOLÓGICO (Llevado por los alumnos). DETERMINACIÓN DEL ESPECTRO DE ABSORCIÓN VISIBLE.Pipeta de 10 mL MATERIAL (por grupo) .Balanza analítica . Puesto que la clorofila no capta igualmente la luz de todo el espectro electromagnético.) . Hojas de espinaca. . .Transferir 5 mL del extracto diluido de clorofila a una celda de espectrofotómetro. .Matraz aforado de 100 mL . EXTRACCIÓN Y DILUCIÓN DE LA CLOROFILA.Espectrofotómetro .Práctica 5: “ESPECTRO DE ABSORCIÓN DE LUZ DE LA CLOROFILA” Una de las principales rutas bioquímicas de las plantas (y de vital relevancia para la biosfera) es la fotosíntesis. Es decir. .Celdas para espectrofotómetro REACTIVOS (por grupo) . .m. DE LUZ 16 . En el proceso participa el pigmento clorofila que es capaz de captar fotones y desencadenar una serie de reacciones de óxido-reducción (a través de las cuales se van transfiriendo los electrones).Transferir el extracto a un tubo de ensayos.Pesar 1 g de hojas de espinaca en la balanza analítica.p.Dejar sedimentar (si fuera posible centrifugar a 2000 r.Transferir al mortero y añadir 5 mL de agua. MATERIAL (por alumno) .Tubos de ensayos de 13x100 mm . 2007. Elaborar una curva de absorción y comparar con lo reportado en la literatura.K. Fisiología Vegetal: Auxiliares didácticos. México. Manoj. R. A. G. proteín and osmotic components in cotton genotypes subjected to short-term drought stress followed by recovery.P. S. 700.D. 670. Chapingo. 710 y 720 nm).A. Bibliografía consultada.- Medir la absorbancia cada 50 nm desde 400 nm hasta 800 nm (o fijar otros límites dependiendo de la capacidad del aparato de medición). Vipin. Laxman. S. 690. 17 . Excepto al acercarse a 700 nm (medir en 650. Plant Biotechnology Reports 1:37-48. • Nieto-Angel. 680.. Universidad Autónoma Chapingo. • Parida. Umalkar y P. Alterations in photosynthetic pigments.V. Departamento de Fitotecnia. 1998. Tubo 3: 40 ppm.Espectrofotómetro .Mortero con pistilo . añadir 9 mL de etanol. MATERIAL (por alumno) .Clorofila 1 4 1 1 1 1 1 5 1L 100 mL 100 mL 5 mg MATERIAL BIOLÓGICO (Llevado por los alumnos). El objetivo de la práctica es que el alumno practique un método de cuantificación de clorofila y lo relacione con el estado de nutrición de diferentes especies de plantas. de hecho una hoja clorótica (amarillenta) es una señal de deficiencia de nitrógeno. PROCEDIMIENTO. 1 mL de la solución madre + 4 mL de agua destilada. La cantidad de clorofila que tiene la hoja es un indicador del estado de nutrición nitrogenada de la planta. Tubo 1: Blanco (0 ppm). 20 y 0 ppm. homogenizar y aforar a 50 mL con agua destilada. Es una molécula formada por un anillo porfirínico (el cual tiene 4 nitrógenos) con un átomo de magnesio en el centro.Balanza analítica .Pipeta de 10 mL .9 de etanol + 4 mL de agua destilada. Algunos autores también la relacionan con la nutrición por magnesio y por fierro. 2 mL de la solución madre + 3 mL de agua destilada.Celdas para espectrofotómetro .Preparar una solución madre de clorofila a 100 ppm (mg/L).Agua destilada .Centrífuga REACTIVOS (por grupo) .Alcohol etílico . 80.Micropipeta de 1000 µL y puntas azules . Tubo 2: 20 ppm.Matraz aforado de 50 mL .Práctica 6: “CUANTIFICACIÓN DE CLOROFILA EN DISTINTAS ESPECIES DE VEGETALES” La clorofila es el pigmento central en el proceso fotosintético llevado a cabo por las plantas y por algunos microorganismos.Tubos de ensayos de 13x100 mm . 60. ELABORACIÓN DE LA CURVA PATRÓN DE CLOROFILA.1 mL de éter + 0.Éter etílico . 40. 18 .A partir de la solución madre. . 0. Pesar 5 mg de clorofila purificada (sólida) en un vaso de precipitados de 100 mL. Hojas de maíz y chile. disolverla con 1 mL de éter etílico. .Vaso de precipitados de 100 mL MATERIAL (por grupo) . hacer diluciones para tener una serie de 100. realizar una correlación regresión de los datos. 3 mL de la solución madre + 2 mL de agua destilada. . • Pérez-García. Bibliografía consultada. Interamericana McGraw-Hill. . . Martínez-Laborde. TOME EN CUENTA LA DILUCIÓN.REPORTE EN mg de clorofila / g de hoja. Tubo 5: 80 ppm. Calcular la ecuación de la recta y el valor de r2.Utilizar el equipo portátil SPAD 520®.Pesar 1 g de hojas y transferirlo a un mortero. Fisiología Vegetal Aplicada.Leer la absorbancia de cada solución a 380 nm. siga las instrucciones del fabricante y mida la concentración de clorofila en las mismas hojas que utilizó para el método convencional.Cuantificar la clorofila utilizando la ecuación de la curva patrón. 1993. Tubo 6: 100 ppm. EXTRACCIÓN Y CUANTIFICACIÓN DE CLOROFILA DE HOJA. 4ª. México. D.Transferir a una celda de espectrofotómetro y medir la absorbancia a 380 nm. 5 mL de la solución madre .Añadir 20 mL de etanol y triturar hasta obtener una pasta fina. MEDICIÓN INDIRECTA DE CLOROFILA EN UNIDADES SPAD. Madrid. F. 19 . . Graficar los resultados (concentración Vs. Absorbancia). .Transferir el extracto a un tubo de ensayos y centrifugar a 3000 rpm durante 5 minutos.Transferir 1 mL del sobrenadante a otro tubo y añadir 5 mL de agua (dilución 1:6) . • Rojas-Garcidueñas. y J. M. Edición. B. .Tubo 4: 60 ppm. Ediciones Mundi-Prensa. España.F. Fundamentos de Fisiología Vegetal. . 1994. 4 mL de la solución madre + 1 mL de agua destilada. Este paso es sólo para eliminar el polvo y otros contaminantes. 20 . ej. C4 Y MAC” La fotosíntesis es un proceso físico-eléctrico-químico llevado a cabo en los cloroplastos de las células vegetales.Placa Petri . PREPARACIONES EN FRESCO. chile y piña. .Lavar las hojas y permitir que se sequen.Coloque las hojas sobre una placa Petri o sobre otra superficie. C4 y MAC. lo más delgado posible. . se presentan mecanismos complejos que involucran la participación de otros organelos y de varias células. El objetivo de la práctica es que el alumno conozca las diferencias morfológicas de la hoja en plantas con diferente mecanismo fotosintético. por su parte las plantas C4 (p. Con la ayuda de un estereoscopio haga cortes transversales a mano alzada con una navaja de afeitar nueva.Carmín . el cual causa pérdida de energía y carbono a la hoja. Hojas de maíz.Azul de algodón .Piseta . ej. MATERIAL (por alumno) .Microscopio compuesto . o de otras plantas representantes de las C3. sino que tienen modificaciones anatómicas foliares que les permite evitar la fotorrespiración. Sin embargo. las leguminosas) llevan a cabo una ruta catabólica llamada fotorrespiración .Portaobjetos .Cubreobjetos MATERIAL (por grupo) . Esto implica que la bioquímica de la fotosíntesis se ve modificada con respecto a las C3.Verde rápido 1 1 6 6 5 5 1 mL 1 mL 1 mL 1 mL MATERIAL BIOLÓGICO (Llevado por los alumnos).Práctica 7: “ANATOMÍA COMPARATIVA FOLIAR EN PLANTAS C3. pero no sólo eso. cuando se consideran las variantes de este proceso. NO RASPE LAS HOJAS porque quitará la cutícula (capa cerosa de la hoja.Estereoscopio . ej.Cerillos . p. las gramíneas) y las MAC (mecanismo ácido de las crasuláceas. de modo que la lámina de la hoja quede horizontal. muchas plantas del desierto) tienen mecanismos para evitar la fotorrespiración.Aceite de inmersión . más visible en el haz). Las plantas llamadas C3 (p. PROCEDIMIENTO.Algodón REACTIVOS (por grupo) . Para esto ayúdese con la ubicación de las venas o nervaduras. parénquima de empalizada.). y E. ELEMENTOS PARA LA DISCUSIÓN: Papel de las modificaciones anatómicas en el proceso fotosintético. F. Haga los mismos cortes utilizando el microtomo. hasta llegar al de inmersión. 2006. C4 y MAC. España. Trate de ubicar los tejidos de la hoja (cutícula. 2. pelos. Coloque un cubreobjetos y aplaste suavemente con la goma de un lápiz. • Salisbury. Reporte sus resultados comparando con información bibliográfica. Si aplasta demasiado deformará los tejidos y los resultados estarán sesgados. R. y C. Implica-ciones en la transpiración. Ed. venas. acumulación de carbono y velocidad de crecimiento. • Taiz. No sobrecaliente la preparación. Castelló de la Plana. parénquima esponjoso. Editorial Trillas. etc.- - - Coloque una gota de agua destilada en un portaobjetos y deposite el corte de la hoja. Si desea contrastar las estructuras en lugar de agua. cámara estomática. epidermis inferior y células del estoma. Bibliografía consultada. Grupo Editorial Iberoamericana. Esquematice lo observado y compare entre C3. L. etc. verde rápido. caliente la superficie inferior del portaobjetos con un cerillo hasta ebullición. Fisiología Vegetal. México. epidermis superior. B. Universitat Jaume I. Observe al microscopio con el objetivo de menor aumento y ubique el haz y el envés de su preparación. 1336 pp. México. Observe con los objetivos de mayor aumento. estas son más prominentes en el envés. Fisiología Vegetal Vol. 1976. Ross. W. La cara transversal del corte debe estar hacia arriba (no le servirá si el haz o el envés están de frente). carmín. dependiendo de la especie puede encontrar otras estructuras como los tricomas. células que rodean a la vena. utilice algún colorante como el azul de algodón. Limpie con un algodón las partes ahumadas. 21 .J. Reguladores del crecimiento de las plantas en la agricultura. gradualmente. Zeiger. 1994. • Weaver. previa inclusión de los tejidos en parafina histológica. Si hay muchas burbujas de agua. Práctica 8: “CUANTIFICACIÓN DE AUXINAS (ÁCIDO INDOL-3ACÉTICO)” Las hormonas vegetales son compuestos orgánicos que se sintetizan en ciertas partes de la planta. el método de Salkowski permite hacer reaccionar al grupo indol del AIA con el cloruro férrico.Vaso precipitados de 100 ó 250 mL . salicilatos. Se conoce también a estas sustancias como fitohormonas. La única auxina natural es el ácido indol-3-acético ó AIA (derivado del aminoácido triptofano) y además de las plantas. etileno y otras (jasmonatos. tanto en longitud de los entrenudos como en el número de nudos. existen muchas auxinas sintéticas como: ácido indol-3butírico (AIB). es producido por algunos microorganismos. Estos regulan el crecimiento y el desarrollo de la planta por varias vías. para promover el crecimiento de raíces se pueden utilizar preparaciones de hasta 10.Gradilla para tubos de 16x150 mm . en un biofertilizante (preparado de microorganismos) o en la planta (los ápices producen más auxinas). promueven el enraizamiento. Por lo tanto.000 ppm. brassinosteroides. Las auxinas (gr. ya sea de manera individual o combinada.Micropipeta de 1000 µL + puntillas 1 10 2 2 1 3 1 22 .4-D). MATERIAL (por alumno) . son responsables de la dominancia apical del tallo. incluso algunas hormonas tienen efectos que contrarrestan la acción de otras. y en general aumentan el crecimiento vegetativo de la planta. giberelinas. para producir un compuesto rojo que se puede cuantificar en espectrofotómetro. ácido abscísico.). citoquininas. es necesario contar con un método rápido de evaluación de la cantidad de auxina en una muestra comercial. mejoran el amarre de los frutos. se utilizan para enraizar brotes. No obstante.Pipeta de 10 mL . Se conocen seis grupos de fitohormonas: auxinas. Las auxinas se utilizan en la agricultura a concentraciones relativamente bajas (entre 5 y 100 ppm ó mg/L) en aplicaciones a la parte aérea de la planta. En este sentido. ácido 2. entre otras funciones. El objetivo de la práctica es que el alumno practique la determinación de AIA para hacer control de calidad de muestras comerciales basadas en auxinas. Además. fitorreguladores o reguladores del crecimiento vegetal.Espátula . en medio muy ácido. que se translocan a otro sitio donde a concentraciones bajas inducen una respuesta fisiológica.Microtubos para centrífuga MATERIAL (por grupo) . En cultivo in vitro inducen la formación de callos celulares. ácido naftalénacético (ANA). auxo: crecimiento) se caracterizan por inducir el crecimiento del tallo. y pueden ser naturales o sintéticos. indirectamente mantienen el color verde de la planta. sin embargo. etc.Tubos de 16x150 mm .4-dicloro fenoxiacético (2. Pesar 50 mg de AIA grado reactivo. 23 .0 mL de la solución madre + 9. Tubo 1: Blanco (0 ppm). 10 y 0 ppm. . etiquetar como corresponda. disolver con NaOH 1N en un vaso de precipitados. haciendo reaccionar en un tubo nuevo y etiquetado 1 mL de muestra + 4 mL de reactivo de Salkowski. 60. 0. Utilícelas directamente. Guardar la solución en un frasco limpio. ELABORACIÓN DE LA SERIE DE TUBOS A DISTINTA CONCENTRACIÓN DE AIA. 0. Graficar los resultados (concentración Vs. Permita el desarrollo del color y lea la absorbancia a 550 nm.2 mL de la solución madre + 9.Reactivo del Salkowski 100 mL (18 mL de FeCl3. ELABORACIÓN DE LA CURVA PATRÓN DE AIA + SALKOWSKI.1 mL de la solución madre + 9.Solución estándar de auxina AIA (1 mg/mL) 50 mL .4 mL de agua destilada. 1. .- Micropipeta de 200 µL + puntillas Matraz aforado de 50 mL Balanza analítica 1 1 1 REACTIVOS (por grupo) . Tubo 2: 10 ppm. 0. aforar con agua hasta 50 mL.9 mL de agua destilada. Tubo 5: 60 ppm. . ya que la auxina es fotodegradable. 40. .Preparar una solución madre de AIA a 1 mg/mL (1000 ppm). Tubo 7: 100 ppm.Agua destilada 1L MATERIAL PARA ANALIZAR Muestra problema líquida (Clave: 6IBT1). 0. Tubo 4: 40 ppm.Añadir 4 mL del reactivo de Salkowski. Tubo 3: 20 ppm.0 mL de agua destilada.8 mL de agua destilada.Leer la absorbancia de cada solución a 550 nm. Enraizador comercial. calibrando el espectrofotómetro con el blanco.6H2O 1.Permitir el desarrollo del color entre 30 y 60 minutos.5 M + 300 mL de H2O + 360 mL de H2SO4 conc.En el caso de la muestra problema no es necesario hacer una preparación. PROCEDIMIENTO.A partir de la solución madre. realizar una correlación regresión de los datos.. .2 mL de agua destilada. Absorbancia). Calcular la ecuación de la recta y el valor de r2.4 mL de la solución madre + 9. . 20. Tubo 6: 80 ppm. 80. hacer diluciones para tener una serie de 100. esperar a enfriar + 300 mL de H2O) .6 mL de agua destilada. 0 mL de solución madre + 10 mL de agua destilada. 0. proteger de la luz. calibrando el espectrofotómetro con el blanco.A partir de la serie preparada tomar 1 mL de cada concentración y transferir a un tubo nuevo y etiquetado.8 mL de la solución madre + 9. PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS Y CUANTIFICACIÓN DE AIA.Solución de NaOH 1N 50 mL .6 mL de la solución madre + 9. . E. 24 . Utilización de Pectimorf y Biobrás-16 en la embriogénesis somática de la papa. Bibliografía consultada.I. TOME EN CUENTA LAS DILUCIONES HECHAS. Compare con las dosis recomendadas en la literatura. 2002. Una parte de la muestra no se disolverá. Tissue and Organ Culture 86:69-76.H. Plant Cell. disuelva en 3 mL de NaOH 1 N. Traslade 1.J. REPORTE EN mg/L de auxina. haga una dilución 1:50 m/v (pese 1 g del polvo. ya que es el vehículo inerte que el fabricante añade al producto comercial. • Modulation of TDZ-induced morphogenetic responses by anti-auxin TIBA in bud-bearing foliar explants of Kalanchoe pinnata. L. afore a 50 mL con agua destilada).p.C. Biotecnología Vegetal 2:9-14.- Calcule la concentración de auxina –en mg/L.5 mL de la solución a un microtubo y centrifugue a 6. Para la cuantificación proceda como en el primer caso. Jomarron. Ardisana. J. las cuales son formas de fácil disolución en agua.m.a partir de los datos de la ecuación de la recta (Y=a+bX). En el caso del Enraizador comercial.000 r. • Hidrobo. Cabrera y R. Tome 1 mL del sobrenadante y añada 4 mL de reactivo de Salkowski. NOTA: La disolución en NaOH es para formar indolacetato o indolbutirato a partir de las auxinas (AIA ó AIB). Ácido Indol-3-butírico . etc. tanto en longitud de los entrenudos como en el número de nudos. Las concentraciones pueden ser tan bajas como 1 mg/L para el enraizamiento in vitro o tan altas como 10. La única auxina natural es el ácido indol-3-acético ó AIA (derivado del aminoácido triptofano) y también es producida por algunos microorganismos.Balanza analítica .Ceniza de madera tamizada alumno) 1 1 1 1 20 (llevado por los 50 g 50 g 50 g 50 g 100 g (llevada por el 25 .Fosfato dibásico de potasio . Para el enraizamiento funcionan mejor las auxinas indólicas (AIA.Vasos térmicos desechables (para macetas) alumnos) REACTIVOS (por grupo) . laterales o secundarias. Dicamba.Ácido Indol-3-acético . indirectamente mantienen el color verde de la planta.4-dicloro fenoxiacético (2.Práctica 9: “EFECTO DE LAS AUXINAS EN EL ENRAIZAMIENTO DE ESQUEJES” Una de las funciones más conocidas de las auxinas en la agricultura es la promoción del enraizamiento de estacas o varetas. por lo que una planta derivada de una vareta no tendrá raíz pivotante y por lo tanto se deberán tomar las medidas adecuadas para que no sean afectadas por los vientos. son responsables de la dominancia apical del tallo.Frasco oscuro con tapa con capacidad de 100 g MATERIAL (por grupo) . las auxinas se caracterizan por inducir el crecimiento del tallo.Espátula . ácido 2.Nitrato de potasio . sin embargo. Picloram. AIB). existen muchas auxinas sintéticas como: ácido indol-3-butírico (AIB). Las raíces que se forman son adventicias. concentración y presentación (líquida o polvo) óptimos. aunque también se utilizan otras como el ANA. ácido naftalénacético (ANA). mejoran el amarre de los frutos. Para cada especie de planta se debe buscar la auxina.Vaso precipitados de 100 mL .000 mg/L en polvo para enraizar estacas de plantas leñosas. El objetivo de la práctica es que el alumno observe el efecto de las auxinas en el enraizamiento y que formule un producto que permita el adecuado enraizamiento de una especie seleccionada.4-D). Además del enraizamiento. MATERIAL (por alumno) . . rosas o de cualquier otra especie. Regulation of Medicago sativa L. . Para evitar la oxidación. . Zielinska. no muy jóvenes. . . . Siembre otras 2 varetas sin enraizador. . S.Deje solamente algunas hojas para reducir la transpiración. somatic embryos regeneration by gibberelin GA3 and abscisic acid in relation to starch content and a-amylase activity. ni muy lignificadas. .- Suelo agrícola alumno) 1 Kg (llevado por el MATERIAL BIOLÓGICO (llevado por los alumnos) Estacas o varetas de aralias. . . .Es necesario que investigue costos. 26 .Espere 10 días y regrese los vasos al laboratorio. ELABORACIÓN DE UN PRODUCTO COMERCIAL ENRAIZADOR.Proponga la fabricación de un producto enraizador hecho a base de auxinas naturales o sintéticas. Utilice su experiencia y la del instructor para hacer esta selección. Bibliografía consultada. R. haga el corte final dentro de agua y transfiera inmediatamente al tratamiento correspondiente.Corte la base de 4 varetas (de manera que quede un nudo 0. Plant Growth Regulation 49:209-217. Núñez. y S. • Morejón. 2006. Díaz y M. 2007.Fabrique su producto mezclando una o dos auxinas.Cuente el número y longitud de raíces en cada tratamiento.. • Kepczynska.Utilice varetas de edad intermedia.5 cm arriba de la base). PROCEDIMIENTO.Compare su etiqueta con otros productos comerciales similares. E. PREPARACIÓN DE LAS ESTACAS O VARETAS Y SIEMBRA.Adsorba polvo de su producto enraizador en el corte de 2 varetas y siembre en macetas con suelo agrícola. que decida la presentación de su producto y que mencione para que especies está recomendado.H.Lleve las macetas al invernadero (cuide que las varetas reciban luz y riego adecuado). Cultivos Tropicales 8:91-93. Uso del Biobrás-16 en áreas arroceras de pequeños productores en la provincia de Pinar del Río. nutrientes y un vehículo (ceniza de madera).MANEJE DOS TRATAMIENTOS: Con enraizador y Sin enraizador.Reporte el efecto de las auxinas en el enraizamiento y compare con datos bibliográficos. . . Z. Orozco y M. Talon.E.A. Biologia Bratislava 61:289293. Editorial Trillas. • Parida. Elementos de Fisiología Vegetal: Relaciones Hídricas. D. Brassinosteroid homeostasis in Arabidopsis is ensured by feedback expressions of multiple genes involved in its metabolismo. M. Frías.R.. Talas. Sabater-García y R. Ediciones Pirámide S.A. Alterations in photosynthetic pigments. Laxman. R. Metabolismo. A. D. • Gil-Martínez. Manoj. México. Fisiología Vegetal. 27 . Transporte. Asami. P. G.C. Umalkar y P. Madrid. Rodríguez. 1995.S. A. Adición de material pomáceo a sustratos de arena para incrementar la capacidad de retención de humedad. Effects of brassinosteroid on cotton regeneration via somatic embriogénesis.S.A. Enríquez. Ipeck y G. J. T.D. S. Ed. Vipin. México. Biotecnología Vegetal 7:123-124. • Nieto-Angel. Nermin.K.T. Universidad Autónoma Chapingo. Chapingo. R. y M.A. González. O.R. Fisiología Vegetal. • Alvarado. T. 1993. 1992. Preciado. A. Yoshida. R. AGT Editores. S.A. Fisiología y Bioquímica Vegetal. 1998. J..C. Plant Physiology 138:1117-1125. Fisiología Vegetal: Auxiliares didácticos. G. 2007. S. México.Bibliografía. Madrid. • Tanaka. L. 2005.F. Plant Biotechnology Reports 1:37-48. • Lira-Saldívar. Y. Influencia de diferentes concentraciones de Biobrás-16 en el enraizamiento ex Vitro de brotes de ruda. España. Coll. 1994. J. R. K. 1993. M. • Barcelló-Coll. 2006. García. Interciencia 33:923-928. España. • Segura. Matsuo y S.K.V. Blanco.G.. Fisiolgía Vegetal.F. Y. Departamento de Fitotecnia. proteín and osmotic components in cotton genotypes subjected to short-term drought stress followed by recovery. S. España. Ediciones Mundi-Prensa. Interamericana McGraw-Hill. Nutrición Mineral. 2008. Okamoto. Nicolás-Rodgrigo. G. Sánchez-Tamez. Nakamura. • Aydin. 2007. • Bidwell.H. • Azcon-Bieto. J.. F. G.P. Madrid. B. Daquinta y F..L.. • Weaver. Fisiología Vegetal. México. F. Editorial Trillas. Uso del Biobrás-16 en áreas arroceras de pequeños productores en la provincia de Pinar del Río. Castelló de la Plana. • Modulation of TDZ-induced morphogenetic responses by anti-auxin TIBA in bud-bearing foliar explants of Kalanchoe pinnata. Plant Cell.C.H. Edición. Fundamentos de Fisiología Vegetal. Díaz y M. Cultivos Tropicales 8:91-93. y C. Fisiología Vegetal Vol. Zeiger. Martínez-Laborde. España.H. Grupo Editorial Iberoamericana. Ed. Zielinska. R. • Salisbury. S. Utilización de Pectimorf y Biobrás-16 en la embriogénesis somática de la papa. Reguladores del crecimiento de las plantas en la agricultura. • Taiz. W. 1993.J. México. 1976. Fisiología Vegetal Aplicada. Universitat Jaume I. 1336 pp. 1994. Cabrera y R. • • Kepczynska. D. • Hidrobo. 2006. 2002. Ardisana. Núñez. Tissue and Organ Culture 86:69-76. 1994. 2. F. España. somatic embryos regeneration by gibberelin GA3 and abscisic acid in relation to starch content and a-amylase activity. y E. Interamericana McGraw-Hill. L.I. Jomarron. Plant Growth Regulation 49:209-217. E. Biotecnología Vegetal 2:9-14. J. 28 . Madrid. • Rojas-Garcidueñas. México.• Pérez-García. B. 2007. B. 4ª. 2006. y J. Ediciones Mundi-Prensa.F. • Morejón. Regulation of Medicago sativa L. E. R. Ross.. L. y S. M.J.