Manual Bacteriologia

CONTENIDOPág. SUBCOMPETENCIA 1 ................................................................................................................ 1 PRÁCTICA 1. COPROCULTIVO E INFECCIONES GASTROINTESTINALES ........................ 1 PRACTICA 2. UROCULTIVO E INFECCIONES DE LAS VÍAS URINARIAS ........................ 13 PRÁCTICA 3. EXUDADO FARÍNGEO Y NASOFARÍNGEO ................................................. 23 SUBCOMPETENCIA 2 ............................................................................................................. 29 PRÁCTICA 4. SENSIBILIDAD A LOS ANTIMICROBIANOS (ANTIBIOGRAMA) .............. 29 PRÁCTICA 5. INFECCIONES DE VÍAS RESPIRATORIAS BAJAS (CULTIVO DE ESPUTO) ................................................................................................................................................... 33 PRÁCTICA 6. BÚSQUEDA E IDENTIFICACIÓN DE Mycobacterium tuberculosis ................................................................................................................................................... 39 PRÁCTICA 7. DIAGNÓSTICO DE ENFERMEDADES MENÍNGEAS (CULTIVO DE LCR).................................................................................................................. 46 PRÁCTICA 8. HEMOCULTIVO Y CULTIVO DE MÉDULA ÓSEA ........................................ 51 PRÁCTICA 9. INFECCIONES DEL APARATO GENITAL: EXUDADO CERVICO VAGINAL Y EXUDADO URETRAL .............................................................................................................. 57 PRÁCTICA 10. CULTIVO DE EXUDADO OCULAR, INFECCIONES OCULARES.............. 66 PRÁCTICA 11. EXUDADO ÓTICO (OÍDO MEDIO) INFECCIONES ÓTICAS .................... 71 PRÁCTICA 12. CULTIVO DE HERIDAS ................................................................................ 75 BIBLIOGRAFIA GENERAL.......................................................................................................80 ANEXOS ANEXO I. INSTRUMENTOS DE EVALUACIÓN ................................................................ 82 ANEXO II. LINEAMIENTOS GENERALES EN MATERIA DE SEGURIDAD E HIGIENE A SEGUIR EN LOS LABORATORIOS .................................................................................... 86 0 SUBCOMPETENCIA 1 PRÁCTICA 1. COPROCULTIVO E INFECCIONES GASTROINTESTINALES 1.1 GENERALIDADES El estudio de las bacterias responsables de cuadros clínicos gastrointestinales se realiza fundamentalmente mediante el cultivo de la materia fecal (coprocultivo). Las enfermedades diarreicas agudas representan una de las principales causa de defunción en nuestro País. Las vías gastrointestinales son el hábitat natural de una extensa variedad de microorganismos, la mayoría de las bacterias de la flora entérica residente corresponden a miembros de la familia Enterobacteriaceae, (Escherichia coli, Proteus etc.) aunque también son abundantes Enterococcus faecalis, diversas especies de Staphylococcus, Mvcobacterium y especies anaerobias. Siendo de mayor relevancia diagnóstica las enterobacterias patógenas como: Shigella, Salmonella, Yersinia, Escherichia coli, esta última aunque se considera parte de la flora algunos serotipos denominados enteropatógenos son capaces de producir gastroenteritis, principalmente en lactantes en forma de brotes epidémicos. Además de otros géneros de importancia médica como Vibrio, Campylobacter y Helicobacter que pertenecen a otras familias. 1.2 OBJETIVO Realizar el coprocultivo correctamente para que éste sirva como apoyo al diagnóstico clínico en caso de gastroenteritis. 1 1.3 MATERIALES, EQUIPOS Y REACTIVOS  Gradillas   Baño maría 13x100 con medio de: TSI LIA,  Porta y cubre-objetos MIO, urea de Christensen, Citrato  Marcador de vidrio de Simmons.  Placas de Petri con Agar: Mac  Colorante de Azul de Metileno Conkey, S.S, XLD, Sulfito de  Antisueros para la Serotipificación de Salmonella, E. coli y Shigella Bismuto, Entérico de Hektoen, EMB, Campy-BAP, TCBS. Gelosa   Solución salina isotónica en tubos de 13x100 con 2mL sangre de Carnero  Pruebas bioquímicas en tubos de Caldo selenito o tetrationato  Aceite de Inmersión. en tubos de 13x100 con 2 mL.  Frasco con Benzal Tubos soya  Buffer de PBS Peptonada  Solución de Iodo  Juego de colorantes de Gram  Taxos de Oxidasa con: tripticasa, Caldo Agua alcalina (APA) a pH 9.0 1.4 PROCEDIMIENTO Toma y transporte de muestra para coprocultivo 1. Obtener las muestras al inicio del cuadro clínico antes de iniciar el tratamiento antimicrobiano. 2. Tomar la muestra de heces directamente en un frasco limpio de boca ancha y con tapa hermética, de preferencia debe usarse estéril y desechable. 3. Cuando se trate de lactantes tomar la muestra directamente del recto usando sonda K31 conectada a una jeringa estéril e introduciéndole solución salina isotónica. 2 o diferente color. comprobar la presencia de células indicativas de inflamación. 7. 6. El método usado es 3 . coli. 5. La materia fecal se siembra directamente con un asa y la cantidad de muestra depende el tipo de medio de cultivo usado. La tinción de Gram en frotes de materia fecal es importante para corroborar la presencia de Campylobacter en sus formas vibriónicas y helicoidales. En el diagrama No 1 y 2 se muestran los pasos a seguir para el aislamiento de enterobacterias. Colocar el hisopo en un medio de transporte como el de Cary-Blair o el de Stuart-Amies. pastosas. además de Vibrio y Campylobacter. tomar la muestra con un hisopo que debe quedar bien impregnado de materia fecal. En estudios de campo o cuando el laboratorio no está cercano.4. eritrocitos y el tipo de flora la única excepción es el diagnóstico presuntivo de Campylobacter el cual puede lograrse si la preparación se observan dentro de las dos primeras horas de haber obtenido las muestras. Sembrar de inmediato. La observación directa de las heces es de suma importancia dado que se debe observar sí presenta moco. (Con énfasis en Salmonella. si la muestra se toma en el mismo laboratorio donde se va a procesar el aislamiento. Shigella. sangre. E. si existen parásitos. Manejo de las heces fecales 1. como formas vibriónicas y helicoidales. 3.) 5. 4. 2. eritrocitos etc. y si son liquidas. Yersinia enterocolitica. La observación directa de la muestra con una gota de azul de metileno nos orienta para saber si existen leucocitos polimorfonucleares. no es necesario usar medio de transporte. Refrigerar la muestra sólo en ocasiones extremas. la cual se hace con el crecimiento del tubo de LIA.Nuevamente la interpretación de resultados se hace de acuerdo al diagrama. 14. se siembran los tubos de bioquímicas y se incuban de 18-24 h a 37° C.por la técnica de estría cruzada esterilizando el asa en cada sección de la placa y separando la estría.Del tubo de enriquecimiento después de incubado se siembran las placas de los medios ya mencionado y se incuba de 18-24 h. A partir de la siembra directa de los medios diferenciales y selectivos seleccionar por lo menos dos o tres colonias no fermentadores de lactosa Lac (-) o productoras de H2S morfológicamente acorde a las enteropatógenas 9. 8.Pasado este tiempo se escogen colonias sospechosas Lactosas (-) y se siembra el set de pruebas bioquímicas. Las placas se incuban a 37° C durante 18-24 Hrs. Sí se sospecha de Vibrio sembrar la muestra en un tubo con agua peptonada alcalina (APA) Después se incuba a 37°C durante 12-18 hrs. 7. la proporción ideal es de 10% peso/volumen. este puede ser caldo tetrationato o caldo telurito. 10.La interpretación de estos resultados se hace de acuerdo al diagrama 2 11. 12. A partir de una sola colonia aislada en los medios que se indicaron.Realizar la prueba de Oxidasa de la colonia sospechosa. 6. Al mismo tiempo que las placas sembrar el tubo de enriquecimiento con muestra fecal usando una cantidad pesada de inoculo. 4 . 13. Figura 1. Identificación de bacterias patógenas gastrointestinales. 5 . se serotipifica primero los grupos somáticos B. 3. Identificación de Salmonella. Shigella y E. se centrifuga a 3.Figura 2.500 rpm por 10 min y se desecha el sobrante. Una vez que se ha determinado la presencia de Salmonella en la muestra clínica. la suspensión bacteriana se hierve por 10 min en baño maría. Si hay reacción cruzada. Serotipificación de Salmonella 1. Una vez determinado el grupo somático se busca el grupo flagelar al que pertenece la cepa. C1. coli. 2. El sedimento se resuspende en solución salina y se repite el punto 1. C2 D O E. A partir de la de una suspensión en solución salina o del 6 . (que son los más frecuentes en México) Se utilizan los antisueros correspondientes. La mayoría de los cultivos de Salmonella presentan dos niveles y para identificar al serotipo que pertenecen es necesario identificar ambos. se hace una suspensión bacteriana en PBS a partir del tubo con TSI y se realiza una prueba de aglutinación 7 ..tubo de TSI. Se agita vigorosamente. dysenteriae 8. Serotipificación de cepas de Escherichia coli enteropatógena Con las cepas de Escherichia coli aisladas de niños con diarrea con moco y sangre.1 mL de antisuero flagelar que corresponde al grupo somático y se agrega 0. Se agrega un volumen igual de solución salina formalizada al 0. sonnei I-II Monovalente S.Se utiliza el método descrito de aglutinación bacteriana. flexneri tipo 6 Monovalente S. POSITIVA = Aglutinación con formación de un inoculo que se deshace al agitar. 5.6% y se deja reposar cuando menos 2 o 24 horas . Serotipificación de Shigella 1. dysenteriae Polivalente B 1-5: S. En un tubo se colocan 0. flexneri Polivalente C 1-7: S. NEGATIVA = Sin aglutinación. especialmente los menores de un año.. se siembra un tubo con caldo Soya tripticasa se incuba 37° C del 8-24 h. 6.9 mi del antígeno formalinizado. 9 y 10 2.Este es el antígeno formalinizado.El serotipo de las cepas de Shigella se determina utilizando los antisueros siguientes: Polivalente A 1-7: S. boydii Monovalente B-6: S. 4. se incuba una hora a 50°C en baño maría y con cuidado se sacan los tubos procurando no agitarlos y leer. Identificación de Campylobacter jejuni La identificación de Campylobacter es posible realizarla presuntivamente de la materia fecal con observar al microscopio su morfología. coli (cepas de E. Aislamiento de Vibrio cholerae 8 . en el diagrama No 1 se puede observar. B o C de E. coli enteropatógenas o EPEC).bacteriana con un antisuero polivalente contra los tipos A. Identificación de Vibrio cholerae Proceder como la siguiente figura: Figura 3. 3. 8. 2. o las bacterias patógenas a nivel intestinal. realizando una preparación en fresco de las heces fecales. 5. Tipo de cultivo 4. Si la muestra contenía microorganismos de la flora normal. Las características principales de la muestra 6.Reporte del coprocultivo Realizar un informe del estudio para el médico incluyendo los siguientes datos: 1. 7. Edad y sexo del mismo. Si existe algún comentario se le realiza al médico con sus respectivas sugerencias. como se muestra en el diagrama 4. 9 . Sus observaciones con las diferentes tinciones. Firmar el resultado de responsable de los datos 9. Nombre completo del Paciente. Preparación de un frotis y de un fresco fecal También en un coprocultivo no se debe descartar la observación de protozoos y otros microorganismos. Se aisló Flora Intestinal Normal. Para la búsqueda de polimorfonucleares se realiza un frotis de moco fecal. Qué es infección intestinal y cómo se puede diagnosticar? 4..Qué otras cepas de E.5 CUESTIONARIO 1.¿Qué cuidados debe tener un paciente a la hora de recolectar su muestra fecal para coprocultivo? 3. Procedimiento para Amiba en fresco y frotis de moco fecal..Figura 4... 1. coli son consideradas patógenas? 10 .¿Cuáles son las características en la morfología colonial de Salmonella y Shigella en los diferentes medios de cultivo que les diferencia de la mayoría de las bacterias de la familia Enterobacteriaceae? 2. 11 .6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 5. Lavar y secar para su reuso. D1. Colectar los residuos en recipientes.1. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP. Diagrama ecológico: aislamiento e identificación de bacterias. 15 min y deschar como residuo orgánico. D5. D6. Esterilizar en autoclave 121°C. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. D2. D4. Esterilizar en autoclave 121°C. lavar y secar los tubos para su reuso. 15 min y desechar como residuo orgánico. D3. 15 min y deschar como residuo orgánico. 1. Esterilizar en autoclave 121°C. Diagnóstico Microbiológico. SA de CV. 12 . Win W. Manjarrez M.8 BIBLIOGRAFÍA 1. Jamda WM. 2. Allen SD. (2010) Microbiología. 5ª Edición.Koneman EW.. Buenos Aires Argentina. Tay J. Bacteriología y Virología.Molina J.1. Méndez editores. (1999). México DF. Ed. Texto y Atlas color. Scneckenherger PC. Médica Panamericana.. Mycobacterium. o como enfermedad aguda o crónica. Salmonella. 13 . ocasionalmente Neisseria gonorrhoeae. presentándose en algunos casos de manera asintomática. Staphylococcus. Enterococcus faecalis. 2.1 GENERALIDADES Las vías urinarias normalmente son estériles por encima del nivel de la uretra distal. Las infecciones agudas son causadas generalmente por un solo microorganismo. considerándose riesgosas porque pueden evolucionar a enfermedades renales graves. Pseudomonas. Las bacterias que con mayor frecuencia se aíslan de la orina de pacientes son: E. Las infecciones de las vías urinarias son muy frecuentes. Proteus. Candida albicans. UROCULTIVO E INFECCIONES DE LAS VÍAS URINARIAS 2. las infecciones crónicas por varios microorganismos. se entiende la aparición de bacterias definiéndose la infección de éstas como la presencia de un gran número de bacterias en la orina.SUBCOMPETENCIA 1 PRÁCTICA 2. y presentan una marcada resistencia al tratamiento y muchas de ellas con tendencia a recidivar especialmente en las personas del sexo femenino. como pielonefritis. coli.2 OBJETIVO Realizar correctamente un urocultivo para que éste sirva como apoyo al diagnóstico clínico en caso de infecciones de vías urinarias. Dnasa. En recién nacidos y ancianos está técnica se dificulta por su edad. Urea y C. es importante hacer una desinfección local antes de tomar la muestra para eliminar todo tipo de contaminación. Técnica del chorro medio Debido que la uretra está contaminada por bacterias. LIA.  Porta-objetos y cubreobjetos. así como en condiciones óptimas para un buen resultado confiable. Como se verá más adelante. PN. ESD. este método es importante en pacientes que tiene control de su vaciamiento vesical. Biggy. Simmons. 14 .  Juego de colorantes de Gram  Taxos de catalasa. estéril. Sal y Manitol. EQUIPOS. Thayer. MIO. pruebas bioquímicas: TSI. Bacitracina 0. oxidasa.4 PROCEDIMIENTO Requisitos de la toma de muestra Para lograr que el cultivo de orina sea veraz es de suma importancia que las muestras sean obtenidas en forma correcta. Martín.3 MATERIALES. Indicar al paciente que se realice un aseo escrupuloso de genitales con agua y jabón o con cloruro de benzalconio diluido 1:1000. Matraz de Agar Nutritivo  Pipetas estériles  Solución Salina Isotónica. Y REACTIVO  Placas de Petri con Agar:  Tubos de 13 x 100 con medio de MacConkey.04 U  . Gelosa sangre de carnero. Se prefiere obtener la primera orina de la mañana (la parte media de la micción desechando el primer chorro así como la última parte de la micción). 2.  Cuenta colonias  Asa calibrada. especialmente cerca del orificio externo.2. sexo. Cateterismo Es poco recomendable por el peligro de acarrear agentes infecciosos. ya que la orina es un excelente medio de cultivo. Utilizar un catéter estéril. por lo cual debe hacerse en forma muy cuidadosa. Es importante seguir los pasos de los esquemas más adelante para la toma de muestra tanto para el sexo femenino como masculino. Aspirar la orina y se coloca en un frasco estéril. El paciente no debe estar ingiriendo medicamentos antimicrobianos. Este tipo de métodos se considera muy agresivo. Hacer una punción directa en la vejiga a través de la pared abdominal con aguja y jeringa. así como la búsqueda de bacterias anaerobias. en los bebes se usan bolsas recolectoras estériles.La muestra de orina se recoge en un frasco de boca ancha estéril y desechable. No deben pasar más de dos horas. 15 . La muestra al llegar al laboratorio se debe identificar en forma correcta con los datos del paciente como nombre. edad. Aspiración suprapúbica Este tipo de procedimiento solo puede ser realizado por personal Médico. Se usa para obtener el diagnóstico exacto en los recién nacidos y en los niños pequeños. entre la toma de muestra y su proceso. es una forma de demostrar el origen de la infección de la vejiga y la bacteriuria con microorganismos que se originan más allá de la vejiga. que se introduce por el meato urinario. el cual debe ser desinfectado escrupulosamente. y tomar una asada de orina con el asa calibrada procurando que solo entre la rueda y se descarga en línea rectas en el centro de la placa y se estría. Contar el número de colonias que se desarrollan en las placas y se calcula las unidades formadoras de colonias por mL. Inocular la muestra en los medios de cultivo seleccionados 2. Asilamiento e identificación 1. UFC/mL. Agitar la orina. 4. 4. Pueden utilizar sistemas de transporte de orina que hay en el mercado.Transporte de la muestra Dado que la orina es un excelente medio de cultivo y las bacterias se multiplican rápidamente sí la muestra se deja a temperatura ambiente durante un tiempo corto.. Método del asa calibrada 1. 3. 5.incubar a 37°C durante 24 hrs 3.. 5.Tomar una colonia susceptible de ser la causante de infección y realizar una tinción de Gram.Interpretar los resultados de la Pruebas bioquímicas... 16 .Inocular la Pruebas bioquímicas con la o las colonias sospechosas. Identificar el microorganismo según sus características. 2. Inocular un volumen conocido de orina en la placa basándose en el uso del asa calibrada. Incubar las placas a 37°C por 24 hrs. En caso que el laboratorio no esté cerca las muestras se deben transportar inmediatamente en menos de una hora o en su defecto en refrigerantes que obtengan una temperatura de 4°C para que la cuenta bacteriana se mantenga con el número de bacterias en forma constante.. Con una pipeta estéril se toman 0. Se cuentan el número de colonias. Seque perfectamente el área púbica. De acuerdo al factor de dilución se calcula las UFC/ ML En el siguiente esquema se muestra la forma correcta de recolectar las muestras de orinas para un urocultivo. 2. Se coloca 0. 5. La suspensión bacteriana se extiende rotando las placas suavemente. de cada una de las diluciones arriba mencionadas dentro de cajas de Petri estériles.-En pacientes no circuncidados se retrae la piel que cubre la cabeza del glande con un movimiento hacia atrás para exponer el meato uretral (figura 6).1 mi de orina en 9. Método de vaciado en placa Se coloca 1 mL. 4. Se incuba las placas a 37°C de 18-24 h. Cualquier residuo de jabón puede causar errores en el análisis. 17 . Se cuenta el número de colonias de acuerdo al factor de dilución correspondiente.1 mL de cada uno de los tubos y se depositan en placas de medios de cultivo seleccionados.Método de dilución con pipeta 1. se incuba a37°C de 18-24hrs. 2.9 mL de solución salina isotónica (dilución 10) se homogeneiza el tubo perfectamente. 4. Se toman 0.9 mL de solución salina isotónica (dilución 10 a) 3. 3..Realice un aseo del área púbica con jabón y abundante agua. Se agrega el medio de cultivo fundido y enfriado a 45°C se rota suavemente la placa para que se homogeneice perfectamente y se deja solidificar el medio. Recolección de muestras de orina en Varones: 1.1 mL de esta dilución y se transfiere a un segundo tubo conteniendo 9. 5. Seque perfectamente el área púbica. 3.Debe realizar una limpieza con una gasa (de preferencia estéril) empezando por la punta y recorriendo hacia la base. 6..-En el recipiente que se le proporciono en el laboratorio. la cual se desecha en el excusado. 5.Realice un aseo del área púbica con jabón y abundante agua. La limpieza se repite empleando una segunda gasa (figura 7).Retire el vaso recolector del chorro y termine de orinar desechando la fracción final en el excusado. Exposición del meato urinario en pacientes no circuncidados. Recolección de muestras de orina en mujeres 1. Cualquier residuo de jabón puede causar errores en el análisis. Figura 7. Recolecte la fracción del chorro medio. Limpieza del meato uretral. 18 . 4...Figura 6.Se inicia la micción sin recolectar la primera fracción.. En el recipiente que se le proporciono en el laboratorio. la cual se desecha en el excusado. Figura 8. recolecte la fracción del chorro medio..Con una gasa (de preferencia estéril) se realiza una limpieza en la parte interna de los labios genitales (meato urinario) y el área que lo rodea con un movimiento de adelante hacia atrás.Exposicion del meato urinario. 4. 3.(figura 9) Figura 9. Al separar los labios mayores con los dedos pulgar e índice quedara al descubierto el orificio urinario (figura 8).2. 5.-Manteniendo los labios del área genital separados se debe iniciar la micción.Debe sentarse en el excusado con las piernas separadas y con los dedos separar los labios mayores que cubren la vagina. Se inicia la micción sin recolectar la primera fracción.. Este procedimiento debe repetirse con una segunda gasa. Limpieza del meato urinario. 19 . 000 de colonias por mL. Reporte Una parte importante del urocultivo es la interpretación de los resultados. La bacteriuria verdadera se caracteriza usualmente por cuentas que exceden sobradamente el 1.000 o más gérmenes por mL de orina para el diagnóstico de la bacteriuria significativa es primariamente de índole operacional. 000.Figura 10. La forma del reporte es de la siguiente forma: Nombre del Paciente. edad fecha Nombre del médico Tipo de Estudio: Por ejemplo. 20 . 000 UFC/mL. cuando se emplea el método del vaciado aséptico para recoger las muestras. Firma del Responsable. menos de 10. coli 650. 6.Retire el vaso recolector del chorro y termine de orinar desechando la fracción final en el excusado. de incubación. se aisló E. Negativo a las 48 hrs.000 UFC/ mL se considera negativo. Recolección de la muestra. Actualmente se utiliza el criterio de Kass para detectar una bacteriuria verdadera. Sin embargo es muy importante el criterio del médico de acuerdo al estado clínico de su paciente. El criterio de 100. para la realización de un urocultivo? 2... D3. D1.5 CUESTIONARIO 1. 15 min y desechar como residuo orgánico.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 11.Explique la importancia clínica del aislamiento e identificación de este grupo de bacilos Gram-negativos no fermentadores (Pseudonomas) en un laboratorio de bacteriología clínica... Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete.. Diagrama ecológico: Aislamiento e identificación de bacterias. 21 . Lavar y secar para su reuso.¿Cómo se debe recolectar una muestra de orina en niños menores de 5 años. 2.2.¿Qué es una bacteriuria y qué la causa? 5. Esterilizar en autoclave 121°C.¿Qué microorganismos son los más frecuentes de aislar en un urocultivo? 4. D2.¿Por qué es común encontrarla en un urocultivo Escherichia coli? 3. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min. 087. Allen SD. Win W. 15 min y deschar como residuo orgánico. lavar y secar los tubos para su reuso. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP. 5ª Edición.. 2. Colectar los residuos en recipientes. Edición. 5ta. Texto y Atlas color. Klein DA (2004). Ed. Norma oficial Mexicana para el manejo de RPBI. (1999). Mc Graw-Hill Interamericana.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación.D4. Ed. 3. Microbiología. Buenos Aires Argentina. Harley JP. SA de CV.Diagnóstico Microbiológico.Prescott LM. D5. 22 . 2.Nom. Esterilizar en autoclave 121°C.8 BIBLIOGRAFÍA 1..Koneman EW. 2. Jamda WM. Médica Panamericana.. Scneckenherger PC. Madrid España. además de otras enfermedades no bacterianas como la difteria.2 OBJETIVO Realizar los exudados faríngeo y nasofaríngeo correctamente para que éste sirva como apoyo al diagnóstico clínico en caso de enfermedades de vías respiratorias.3 MATERIALES. ya que la orofaringe es un sitio expuesto y se debe distinguir a los patógenos de los comensales con ayuda del cultivo. Es muy importante conocer la flora normal en las vías respiratorias altas y bajas para un buen reporte. Dentro de las principales bacterias patógenas causantes de infección están los estreptococos. El exudado faríngeo y nasofaríngeo son las muestras clínicas más empleadas para el estudio bacteriológico de una infección de vías respiratorias superiores y es requisito importante que sean tomadas en forma adecuada para garantizar resultados confiables y correctos. EQUIPOS Y REACTIVOS  Placas de Petri con Agar:  Tubos de 13 x 100 con caldo Soya 23 .1 GENERALIDADES El estudio del exudado faríngeo y nasofaríngeo es importante para el diagnóstico de ciertas infecciones consideradas dentro de las principales causas de morbilidad y mortalidad en todo el mundo. 3. la tosferina y la candidiasis.SUBCOMPETENCIA 1 PRÁCTICA 3. EXUDADO FARÍNGEO Y NASOFARÍNGEO 3. 3. 2.Inclinar la cabeza del paciente hacia atrás y se revisa con una lámpara la zona afectada 5. 6. 3. 24 ..04 U 3.pruebas bioquímicas. medio de Biggy  Matraz con 15 mi de agar de Soya tripticasa 6. Hemina bacitracina  Tubos de Caldo soya tripticasa con extracto de levadura(GHBL). 4.4 PROCEDIMIENTO Toma y transporte de la muestra: Exudado faríngeo: Es muy importante la toma de la muestra al inicio del cuadro clínico antes de empezar cualquier tratamiento.5 % NaCl  Sensidiscos de Optoquina  Hisopos estériles  Sensidiscos de Novobiocina  Abatelenguas estériles  Colorantes de Gram. MacConkey. CS y Urea Martin. TSI. Indicar al paciente que debe venir al laboratorio sin aseo bucal. MIO. sin tocar la lengua para nada. Introducir un hisopo hacia las amígdalas. Manitol. Thayer- LIA. los dientes o la mucosa. Sal y Tripticasa . No haber ingerido ningún tipo de alimento.Sangre de camero al 5%. frotar suavemente la zona afectada.  Frasco con cloro  Sensidiscos de Bacitracina de 0. 1. No haber ingerido ningún antimicrobiano. Evitar tocar la lengua. 7. Empujar la lenguas hacia abajo con un abatelenguas estéril que permita mejor visión. Giemsa para investigar asociación con fusoespirilar.. 3. Una vez tocado el fondo de la nasofaringe se frota suavemente y con movimiento rápido. Se toma la muestra como ya se indico anteriormente se siembra en los medios como son: Gelosa sangre de carnero. 25 . Aunque el uso de gelosa sangre de camero es obligado para la búsqueda de Streptococcus beta hemolítico. de alginato de calcio o en su defecto de dacrón que su mango sea flexible que no lastime al paciente. Seguir el diagrama de trabajo que se indica en esta práctica. 2. Se incuban 24 h a 37°C 3. Ziehl Neelsen.S. Utilizar un hisopo que sea de algodón tratado. Transporte de la muestra: 1. el germen que sospecha.A. para aplicar los requerimientos de cada una de las bacterias en la siembra y procesamiento de las muestras inmediatamente. Thayer Martin. 4. 2.Exudado nasofaríngeo: 1. Se debe leer todas las placas y se identifica a los microorganismos patógenos. Introducir el hisopo por una de las narinas aproximadamente 10 cm cuidando de tocar solo el extremo posterior del mango y evitar tocar solo los cornetes. Sal y Manitol etc. 2. En caso que la muestra no se vaya a procesar de inmediato se deberá depositar en medio de transporte. Sí en las tinciones se sospecha de Corynebacterium diphteriae se debe seguir un diagrama de trabajo específico para su identificación así como el aviso inmediato a las autoridades de la S. 1. Hacer frotes y teñir por técnica de Gram. Es importante en niños menores de cinco dos años 1 investigación de Haemophilus influenzae. 6. 5. El médico debe indicar en base al cuadro clínico. 5 CUESTIONARIO 1.¿Por qué es necesario realizar un antibiograma? 3.. Se aisló Flora Normal 2. Reporte: El reporte al médico es de acuerdo a nuestros resultados. 1.A.Explique la importancia clínica del aislamiento e identificación de este grupo de microorganismos causantes de enfermedades de vías respiratorias. es importante tomar en cuenta la edad y sexo del paciente..S. 2. De preferencia a estas muestras se les realiza antibiograma si tiene más de una bacteria patógena a cada una se les realiza su antibiograma 3.. 8. Otro problema importante son los casos de Bordetella pertussis es importante sembrar las muestras en medio de Bordet-Gengou y seguir un diagrama específico para su identificación así como el aviso de los casos a la S. Es de gran trascendencia epidemiológica determinar la presencia de portadores de Neisseria meningitidis.¿Qué otras enfermedades son causadas por microorganismos en vías respiratorias.7. Es posible encontrar más de un microorganismo patógeno en un cultivo 4. tanto altas como bajas? 26 . Se identificó el siguiente microorganismo.¿Qué microorganismos son los más frecuentes de aislar en un exudado nasofaríngeo? 4. en un laboratorio de bacteriología clínica. se pone género y especie 3.. Esterilizar en autoclave 121°C. Esterilizar en autoclave 121°C. D2. D1. 15 min y deschar como residuo orgánico. Diagrama ecológico: Aislamiento e identificación de bacterias. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete. lavar y secar los tubos para su reuso. 15 min y desechar como residuo orgánico. 27 . D4. D5. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 12.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. D6. Colectar los residuos en recipientes. Lavar y secar para su reuso. 3. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP.3. D3. 15 min y deschar como residuo orgánico. Esterilizar en autoclave 121°C. Buenos Aires Argentina. Jamda WM.. Médica Panamericana. Norma oficial Mexicana para el manejo de RPBI. Tay J. Scneckenherger PC. Manjarrez M. Méndez editores.8 BIBLIOGRAFÍA 1. 28 .Koneman EW.3. Texto y Atlas color. SA de CV.Molina J. 2. Ed. 3. 5ª Edición.Diagnóstico Microbiológico. Allen SD. Win W. México DF. Bacteriología y Virología. (1999). (2010) Microbiología. 087.Nom... tipo de patogenicidad etc. 3. Sistemas automatizados. Historia natural del proceso patológico. El estado inmune del huésped Al determinar la susceptibilidad a los microorganismos "in vitro". Las propiedades farmacológicas de los antimicrobianos. incluyendo su toxicidad. Difusión en discos de papel filtro. La relación de susceptibilidad entre el microorganismo y las bacterias de la misma especie. 3. Experiencia clínica en el tratamiento 5. Equipo automatizado que se cuente. absorción y excreción. del sitio que se aisle. 2.1 GENERALIDADES Plantear la necesidad de saber cuál es el antimicrobiano que se debe utilizar para eliminar el microorganismo que está provocando la infección. Principalmente en pacientes hospitalizados. es de suma importancia en pacientes cuyas terapias antimicrobianas han tenido poco éxito. Tipo de microorganismo que se trata. 3. Número de pruebas que se procesen diariamente. 4. Para este tipo de estudios existen varios métodos como son: 1. 4. La susceptibilidad del microorganismo "in vitro" 2. 6. 29 . SENSIBILIDAD A LOS ANTIMICROBIANOS (ANTIBIOGRAMA) 4.SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 4. 2. distribución. Dilución seriada en tubo. La selección del método dependerá de: 1. sin dejar de considerar las diferencias en su actividad “in vitro”. el laboratorio dará una pauta a seguir sobre el tratamiento. Dilución seriada en placa. Para esto es necesario conocer: 1. Incubar a 35°C que aparezca una leve turbidez (2 a 5 h) 3. 5. Sembrar uniformemente el microorganismo en la placa de Mueller Hinton en tres direcciones y al final pasar el hisopo en el borde de la placa.2 OBJETIVO Adquirir la destreza para la realización de antibiogramas. Distribuidos los sensidiscos uniformemente o en su defecto usar un dispensador automático. Ajustar la turbiedad tomando como referencia el tubo 0.4 PROCEDIMIENTO 1. quitar el exceso de caldo en las paredes del tubo.3 MATERIALES. 4. 30 . 6. 4. Incubar la placa de Petri en forma invertida durante 18 h a 35°C.4.5 del Nefelómetro. Introducir el hisopo en el caldo con la suspensión bacteriana. para apoyar en el diagnóstico clínico. así como una buena lectura del antibiograma. EQUIPOS Y REACTIVOS  Placas con medio de Mueller-  Placas con medio de Mueller-Hinton Hinton de 15 cm de diámetro  Tubos con 4 mL de caldo Mueller Hinton  Pinzas con sangre de camero  Hisopos estériles  Solución salina isotónica estéril  Sensidiscos para grampositivos y  Tubo del Nefelómetro de Mac Farland al 0. Tocar con un asa en punta 4 ó 5 colonias morfológicamente iguales e inocular en un tubo con caldo Mueller-Hinton 2.5%  Cepas control gramnegativos  Regla transparente  4. 7. ¿Qué es un antibiótico? 3.. Diagrama ecológico : Aislamiento e identificación de bacterias 31 . Reporte Informar la actividad de los antibióticos contra los microorganismos empleados Revisar los resultados de las cepas control.5 CUESTIONARIO 1.. Interpretar los diámetros de las zonas de inhibición de las cepas con base a las tablas del fabricante.Medir los halos de inhibición con la regla.8.. Reportar género y especie de la bacteria y los resultados del antibiograma..Explique la importancia clínica de realizar un antibiograma.¿Cuáles son los métodos de cuantificación de microorganismos de acuerdo a la sensibilidad o resistencia los antimicrobianos? 4. 2.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICIÓN DE RESIDUOS Figura 13. 9. Probar el comportamiento hacia otros antibióticos si la cepa es de microorganismos resistentes a la penicilina Usar eritromicina y tetraciclinas como alternativa sí el paciente es sensible a la penicilina. 4. D1. Esterilizar en autoclave 121°C, 15 min y deschar como residuo orgánico. D2. Esterilizar en autoclave 121°C, 15 min y deschar como residuo orgánico el medio de cultivo. Lavar y secar los tubos para su reuso. D3. Esterilizar en autoclave 121°C, 15 min y desechar como residuo orgánico. 4.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. 4.8 BIBLIOGRAFÍA 1.- Koneman EW, Allen SD, Jamda WM, Scneckenherger PC, Win W. (1999).Diagnóstico Microbiológico. Texto y Atlas color. 5ª Edición. Ed. Médica Panamericana, SA de CV. Buenos Aires Argentina. 2.- Holt, J., Krieg. N. et al.(1994). Manual Determinativo de bacteriología de Bergey. 10 Edición. Editorial Lippincott Williams an Wilkins. Philadelphia USA. 3.- Mandigan MT, Martinko JM, Parker J (1999).Brock. Biología de los Microorganismos. Ed. Prentice Hall. 8va Edición. Madrid. 32 SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 5. INFECCIONES DE VÍAS RESPIRATORIAS BAJAS (CULTIVO DE ESPUTO) 5.1 GENERALIDADES Las infecciones de las vías respiratorias inferiores son causa importante de enfermedad y muerte a nivel nacional. Siendo la tuberculosis en sus diferentes cuadros agudos, una de las más frecuentes. De los principales agentes bacterianos asociados a neumonías sobre salen en primer término Streptococcus pneumoniae. Klebsiella pneumoniae, Haemophilus influenzae: bacterias del tipo anaerobio tienen un papel importante en algunas muestras, por lo que se recomienda la búsqueda de Chlamvdia pneumoniae Mvcoplasma pneumoniae que se asocia con neumonías atípicas, Francisella tularensis, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, levaduras del tipo de Candida albicans. En este tipo de estudios el reporte preliminar de las tinciones para el inicio del manejo antimicrobiano es de suma importancia. El esputo puede no ser el espécimen de elección para determinar el agente etiológico en una neumonía, sangre, lavado o aspirado transtraqueal pueden ser más adecuados. Secreciones del tracto respiratorio bajo de pacientes con datos de infección, deben presentar alta cantidad de leucocitos y ausencia de células epiteliales. La presencia de estas indica contaminación de secreción de orofaringe. 33 5.2 OBJETIVO Realizar de manera correcta un esputo, estudio que sirva para cultivar e identificar las bacterias que se encuentran en las vías bajas respiratorias, para contribuir al diagnóstico clínico. 5.3 MATERIALES, EQUIPOS Y REACTIVOS  Placas de camero, Agar Mac Sangre Conkey, de  Placas de gelosa sangre en base agar Columbia con ácido nalidíxico y cetrimida, agar de Sal y Manitol, agar Thayer Martín, agar colisima.  Porta y cubre-objetos Levinthal, medio de Lowensteín  Pipetas Pasteur estériles Jensen.  Centrifuga  Tubos con medio de Biggy y tubos de 13 x 100 mm con  Juego de colorantes de.Gram, ZiehINeelsen. pruebas bioquímicas: TSI, UREA,  . Aceite de inmersión CS, LIA yMIO  Taxos de optoquina y bacitracina de  Tubos estériles de plástico desechable 0.04 U y 10 U  Microscopio 5.4 PROCEDIMIENTO Toma de muestra y transporte Esputo.- Tomar las muestras al inicio del cuadro clínico sin que se haya administrado algún antimicrobiano. 1. La muestra debe ser la primera de la mañana (al despertase el paciente en caso que el paciente no espectore se le puede ayudar con nebulizaciones). 2. La muestra se recoge en un frasco estéril de boca ancha biodegradable con capacidad de 30-50 ml. de material transparente y de tapa de rosca. 34 3. La muestra no debe contener saliva, seleccionar aquel producto que microscópicamente en el examen en fresco resulte representativa por su elevado número de leucocitos y bajo número de células epiteliales. 4. Procesarse lo antes posible la muestra al llegar al laboratorio. Lavado o cepillado bronquial Este tipo de muestras solo son tomadas por un médico en condiciones asépticas, evitando la contaminación con la flora de la cavidad oral. Se recomienda solo en pacientes hospitalizados con SIDA, Cáncer o enfermedad obstructiva crónica (EPOC). La muestra se debe procesar de inmediato una vez llegada al laboratorio con las medidas de seguridad pertinentes: Uso de campana de seguridad, guantes desechables, cubrebocas y lentes protectores, o en su defecto mascarillas. Selección de la muestra 1. Examinar la muestra microscópicamente para identificar la presencia de sangre y material purulento así como el color de la misma. 2. Tomar de la porción más purulenta o con restos de sangre y a partir de esta porción hacer una tinción de ZiehI-Neelsen, tinción de Gram y el examen en fresco el cual una vez puesto el cubre-objetos se presiona de tal forma que la muestra se distribuya. 3. Observar todo el porta-objetos para determinar la distribución de las células tipo. 4. Examinar por la óptica de Normarsky. Hay que seleccionar 10 campos representativos y en ellos se cuentan el número y proporción de leucocitos, de células epiteliales de descamación. Según los resultados se clasifican de acuerdo a Welch y Kelly. 5. Cultivar las muestras que sean de clase III. Rechazar las muestras que sean de clase I y II, no se deben cultivar. 35 Nota. Indicar el motivo del rechazo de la muestra al médico y solicitar una nueva muestra; anexarla leyenda: "La muestra no fue aceptada para el cultivo debido a la presencia de más de 25 células epiteliales por campo microscópico (lOOx). 6. Inocular la porción sobrante del material purulento en los medios de cultivo adecuados por estría cruzada, no olvidar hacer picadura en las placas de gelosa sangre de camero para certificar la hemolisis. 7. Incubar las placas con sangre a 35-37 °C en atmósfera parcial de C02 . 8. Se identifican las bacterias de acuerdo a su género y especie. 9. Inocular con pipeta estéril el medio de Lowenstein-Jensen Reporte 1. Proporcionar un informe preliminar después de la observación de los cultivos. 2. La flora normal presente en el cultivo no debe ser identificada ni reportada. 3. Si no se observan microorganismos al término de la incubación y la identificación de los microorganismos patógenos que ya se realizó .se debe enviar el informe final con fecha y firma del responsable. Se debe informar el cultivo p/e Negativo a búsqueda de S. pvogenes. 4. Si no hay crecimiento después de dos días el informe final es el siguiente: No hubo crecimiento bacteriano a las 48 hrs. de incubación. 5.5 CUESTIONARIO 1.- ¿Por qué es importante realizar un esputo? 2.- ¿Qué otras muestras pueden servir para el diagnóstico de alguna enfermedad de vías respiratorias bajas? 3.- ¿Qué errores se pueden cometer a la hora de realizar el reporte? 4.- ¿Por qué se debe tener cuidado al trabajar con esputos? 36 D5. Esterilizar en autoclave 121°C. Esterilizar en autoclave 121°C. D3. 15 min y deschar como residuo orgánico. D6. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min. lavar y secar los tubos para su reuso. Colectar los residuos en recipientes. 37 . 15 min y desechar como residuo orgánico. D2. 15 min y deschar como residuo orgánico. Esterilizar en autoclave 121°C. 5.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 14. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. D4. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP.5. Lavar y secar para su reuso.Diagrama ecológico: Aislamiento e identificación de bacterias D1. Médica Panamericana. Médica Panamericana. (2003).. 3..Molina J. Norma oficial Mexicana para el manejo de RPBI. ED. Tay J. (1999). (2010) Microbiología.Mac Faddin JF.8 BIBLIOGRAFÍA 1.Nom. Texto y Atlas color. Ed. 3ª Edición. 4. Scneckenherger PC. 38 . Méndez editores.. Manjarrez M. SA de CV. Pruebas Bioquímicas para la Identificación de bacterias de importancia clínica. Buenos Aires Argentina. México DF. Allen SD. 087. Win W. 2. Jamda WM.. 5ª Edición.Diagnóstico Microbiológico.5. Bacteriología y Virología.Koneman EW. 2 OBJETIVO Realizar correctamente la búsqueda e identificación de Mycobacterium tuberculosis en diferentes productos biológicos para un acertado diagnóstico clínico. lavado o cepillado bronquial. 6.1 GENERALIDADES La tuberculosis en nuestro país. raspado laríngeo. El diagnóstico de las micobacterias se puede realizar en diferentes productos biológicos como son: esputo.SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 6. heridas. lavado gástrico. es actualmente uno de los problemas más importantes de salud en los últimos 5 años y su resurgimiento se da a partir de la epidemia de VIH que ataca a todo el mundo. materia fecal. 6. orina. BÚSQUEDA E Mycobacterium tuberculosis IDENTIFICACIÓN DE 6. EQUIPOS Y REACTIVOS  Tubos estériles de tapón de rosca de plástico biodegradable de 40 mL  Cubrebocas o en su defecto mascarilla  Tubos con medio de Lowestein- Jensen  Frascos estériles  Agitador vortex  Equipo de ZiehI-Neelsen  Equipo de Auramina Rodamina  NaOH al 4%  Pipetas Pasteur estériles 39 . sangre menstrual.3 MATERIALES. Usar orina de 24hrs o la primera de la mañana. Preparar una suspensión gruesa de materia fecal y solución salina.. Poner el contenido del lavado gástrico en un frasco estéril Procesar las muestras el mismo día que se toman.. se trabaja el sedimento. Lavado gástrico. Heces fecales. y disminuir el mal olor. Lavado ó cepillado bronquial y pleural. enviarlas al laboratorio. Usar de preferencia la primera de la mañana. 40 . Calidad de la muestra. Procesar el mismo día que se reciben. 6. Usar hisopo laríngeo o nasofaríngeo en caso de niños.Usar frasco estéril biodegradable de boca ancha.. 2.El muestreo solo lo efectúa el médico utilizando una sonda gástrica estéril y desechable. 3.Usar frasco estéril de boca ancha y lavado estricto de genitales. Envase estéril y desechable. Frasco con fenol al 10%  Pinzas  Guantes desechables  Microscopio  Aceite de inmersión  Porta-objetos. agregar carbonato de sodio con la finalidad de disminuir el crecimiento de la flora asociada..El médico deberá realizar el muestreo en frasco estéril en sala de operaciones bajo condiciones de asepsia. Orina.4 PROCEDIMIENTO Requisitos indispensables a cubrir en la toma de muestra. trabajar con el sedimento de la misma. Esputo.-: 1..La muestra se colecta en frasco estéril desechable. Cantidad. Esquema de lectura dl portaobjetos teñido: Informe de la baciloscopia en la búsqueda de BAAR para diagnóstico de tuberculosis: Ausencia de BAAR: NSEABAAR (No se observaron BAAR en todo el frote) 41 . Desechar el aplicador dentro del frasco de la muestra. 5. y eliminar el sobrenadante.La muestra es obtenida por el médico en forma aséptica en tubos estériles.. Añadir al resto de las heces NaOH al 4% y seguir los pasos igual que el esputo. Extender en forma uniforme. Realizar la tinción de BAAR. Centrifugar la muestra Realizar las tinciones y siembra del sedimento se Teñir y sembrar las muestra el mismo día que se recibe. Fijar al calor. 2. Tejidos. usando un aplicador de madera. Teñir por la técnica que se tenga para la búsqueda de BAAR. Utilizar la capa gelatinosa. Dejar secar el frote al aire. Sembrar la muestra en forma directa. Líquido cefalorraquídeo. Agitar y centrifugar a 3000 rpm durante 5 min.. Baciloscopía directa del esputo 1. 6. Hacer un frotis de la porción purulenta. 4. 3. Hacer frotis delgados.Agregar un volumen igual de éter.Colectar en frasco estéril de boca ancha. Tomar fragmentos de tejidos y triturar en un mortero estéril. Neutralizar cuidadosamente el sedimento con HCl 1N o con H2S04 al 8%. Si hay crecimiento. identificar a M. Decantar cuidadosamente el sobrenadante. Posteriormente apretar la tapa para evitar que la muestra se evapore. Se anota la cifra exacta en 100 campos de inmersión BAAR+ en 100 campos de inmersión Tomado de Intemational and Unión Againts Tuberculosis 1977 Concentración y cultivo del esputo Dado las características de las muestras es importante las indicaciones para prepararlas y poder sembrar en el medio selectivo. . (Por ningún motivo se debe abrir la centrifuga si no se ha detenido completamente). de superficie mate y consistencia cérea. Hacer dos frotis con el sedimento y teñir con Ziehl-Neelsen para la búsqueda de BAAR (puede ser también con auramina rodamina). Agitar el tubo en vortex durante 20 seg. tuberculosis. 4. Revisar cada semana hasta la semana ocho. 9. Incubar los tubos a 37°C en posición horizontal con la tapa floja durante 24 a 48 hasta que se evapore el inóculo. Método de Petroff modificado.o wncontrado. 11. Transferir 2 mL del esputo a un tubo de tapón de rosca de plástico desechable y mezclar con un volumen igual de NaOH al 4% o con rojo de fenol. Informar género y especie del m. Sembrar de 7 a 8 gotas del sedimento con pipeta Pasteur estéril en dos tubos con medio de Lowenstein-Jensen . durante 15 min.2. las características del crecimiento son masas pequeñas. 2. 7. sí no hay desarrollo informar como presuntiva negativa. ni superior a 7.Incubar a 37° C por 15 min. 5. incubar durante 60 días. 8. 3.p.000 r. 10. 42 .m. Centrifugar a 3. 6.BAAR -.5. Reportar como negativo después de 60 días de incubación. Hasta que el pH final no sea inferior a 6. 1. Tratamiento de la orina 1. 7.. Decantar el sobrenadante y depositarlo en el frasco original.¿Por qué se debe tener cuidado al manejar pacientes tuberculosos? 43 .¿Qué otras muestras pueden servir para el diagnóstico? 3..5 CUESTIONARIO 1. 3. Realizar la baciloscopia del sedimento. 4.. 5. Tratar el resto del sedimento con NaOH al 4%. 2.m. por 30 min. Reporte En caso de tener BAAR positivo reportar previa correlacionarlo con el cultivo. Agregando un volumen 1 a 1 al volumen del sedimento. Centrifugar a 3000 r. Recibir la muestra de preferencia la primera orina de la mañana en un frasco estéril de boca ancha.¿A qué se debe que la tuberculosis sea considerada actualmente como una enfermedad emergente? 2.p. Hacer el frotis con el sedimento. cuidar de limpiar la boca del tubo con fenol al 10%. Dejar reposar 15min a 37°C 6.¿Qué errores se pueden cometer a la hora de realizar el reporte? 4. 6. Seguir los mismos pasos que para la técnica del esputo para sembrar el sedimento con pipeta Pasteur estéril.. Colectar los residuos en recipientes. 3ª Edición. lavar y secar los tubos para su reuso. Diagrama ecológico. (1999). Allen SD. Win W. 2. Médica Panamericana. Aislamiento e identificación de bacterias D1. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete.6.8 BIBLIOGRAFÍA 1. Scneckenherger PC.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min.. 6. D2.Koneman EW. Lavar y secar para su reuso.Diagnóstico Microbiológico.. Médica Panamericana. Ed. Esterilizar en autoclave 121°C. Buenos Aires Argentina. ED. SA de CV.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICIÓN DE RESIDUOS Figura 15. Jamda WM. D4. 5ª Edición. 44 . D3.. 15 min y deschar como residuo orgánico.Mac Faddin JF. (2003). Pruebas Bioquímicas para la Identificación de bacterias de importancia clínica. Texto y Atlas color. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP. 6. 3.. N. Editorial Lippincott Williams an Wilkins. 4. Tay J.. Méndez editores. Manual Determinativo de bacteriología de Bergey. Edición.(1994). (2010) Microbiología. México DF.Holt. Manjarrez M. et al. J. Philadelphia USA. Krieg. 10a.. Bacteriología y Virología.Molina J. 45 . tanto el médico como el químico son responsables de la utilidad del examen. en 1926 Cushing propuso la idea de que el LCR representaba la "Tercera Circulación". 7. El médico desde la toma de la muestra. debido a que los microorganismos responsables de esta forma clínica pueden alcanzar el SNC a través de la vía hematógena (bacteriemia o septicemia) o invadir directamente el cerebro (otitis.SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 7.1 GENERALIDADES En la historia se daba por hecho que la función primordial del LCR era la de protección del SNC y la regulación de su volumen.2 OBJETIVO Realizar en forma correcta el cultivo de líquido cefalorraquídeo para el diagnóstico de enfermedades meníngeas. DIAGNÓSTICO DE ENFERMEDADES MENÍNGEAS (CULTIVO DE LCR) 7. la medición de la presión intracerebral etc. 46 .) El diagnóstico de las enfermedades del SNC se apoya en el examen integral del LCR en esta tarea. fracturas de cráneo etc. La meningitis es la patología que más comúnmente se presenta a este nivel. Recientemente se sabe que el LCR contribuye en el transporte de moléculas como hormonas y aminas de acción neutral activas a través del encéfalo. y el químico como realizador directo de los análisis citoquímicos y microbiológicos del LCR. buscando un volumen aproximado de 5 a 10 mL de LCR. Mac Conkey. CS. Sal y Jensen. Distribuir la muestra de LCR en 3 tubos estériles. El LCR es obtenido por un Médico a través de punción lumbar. MIO Medio de Thayer- Martin (sin inhibidor). con caldo tioglicolato. uno de los cuales será usado para el estudio citoquímico mientras que el otro se utilizará para el estudio microbiológico y el tercero para el diagnóstico rápido. sacarosa. fructuosa al 1%. 3. Urea  Tubos de 13x 100 mm con base CTA  Porta y cubre-objetos conteniendo:  Equipo de Coaglutinación maltosa.  Centrífuga. Es muy importante que las muestras sean acompañadas de un resumen clínico que incluye antecedentes de importancia epidemiológica. gelosa de Levinthal. glucosa. Manejar el LCR en condiciones de esterilidad. 47 .  Reactivo de Kovacs  . Pruebas bioquímicas: TSI. con Manitol. LIA. Pipetas Pasteur estéril  Aceite de Inmersión. rodamina.  Tinta china (Marca Pelikan)  Equipo de tinción de Gram  Equipo de tinción Auramina  Taxos de bacitracina y optoquina. 7.7. EQUIPOS Y REACTIVOS  Placas con agar sangre de  Tubos con medio de Lowensteín- carnero. 4.3 MATERIALES.4 PROCEDIMIENTO Toma y transporte de la muestra 1. 2. El examen citoquímico y bacteriológico del LCR es el requisito indispensable para identificar al microorganismos causal de las meningitis de cualquier etiología en particular de las bacterianas. Técnica: 1. presencia de sangre. 2. de coágulos o películas. 48 . Reporte: 1. Reportar en forma inmediata el resultado de las tinciones y la prueba de coaglutinación para el inmediato manejo del paciente. Reportar el resultado de esta prueba junto con las tinciones. se siembra el sedimento en el medio de Lowenstein-Jensen con pipeta Pasteur esta se debe incubar por 6 semanas con revisión diaria del mismo. Observar las tinciones primeramente con el objetivo de 40x y posteriormente con el objetivo 100x. 6. Si a primera vista la muestra es purulenta puede examinarse inmediatamente en forma directa. Reportar resultados de cada tinción y el estudio de coaglutinación. 9. de lo contrario es de suma importancia centrifugar el LCR a 3000 r. Reportar cultivos sin crecimiento como Negativos a los tres días de incubación. Reportar cualquier presencia de microorganismo se el LCR. 5. 5. Reportar las características principales del LCR como son: color aspecto.m. Resultados ideales e interpretación: Consultar en internet los resultados normales y compararlos con la interpretación de cada prueba. 3.p. En caso de sospechar de meningitis por Micobacterias. 8. Realizar con el sobrenadante la prueba de coaglutinación. 3. Reportar la bacteria encontrado así como su antibiograma. Separar el sobrenadante y usar el sedimento para el cultivo y las diferentes tinciones. 4. 7. 4. Incubar las placas de gelosa sangre Levinthal y Thayer-Martín a 37°C en atmósfera parcial de C02 por tres días con una revisión diaria. por 5 a 10 min.2. 10. Reportar en forma inmediata. Reportar los resultados del estudio citoquímico junto con el bacteriológico. ¿Por qué se debe tener cuidado al trabajar con LCR? 7. Lavar y secar para su reuso. 49 . Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete. D4. D2. Esterilizar en autoclave 121°C.¿Qué errores se pueden cometer a la hora de realizar el reporte? 4..¿Qué enfermedades meníngeas existen..Aislamiento e identificación de bacterias D1. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min. solo los nombres? 3.¿Por qué es importante realizar el estudio de LCR? 2. Diagrama ecológico. D3.. 15 min y desechar como residuo orgánico.5 CUESTIONARIO 1. 15 min y deschar como residuo orgánico.7.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 16. Esterilizar en autoclave 121°C.. ED. Krieg.. Esterilizar en autoclave 121°C. 50 . (2003). Ed.Diagnóstico Microbiológico. Colectar los residuos en recipientes. D6. 5ª Edición.Koneman EW. Tay J..8 BIBLIOGRAFÍA 1. Win W. (1999). lavar y secar los tubos para su reuso. Manual Determinativo de bacteriología de Bergey. SA de CV. Texto y Atlas color. lavar y secar los tubos para su reuso.Mac Faddin JF. N. (2010) Microbiología.Holt. D8.D5. 4. Manjarrez M.. J. 10a.. 3ª Edición. 2. et al. Allen SD. Pruebas Bioquímicas para la Identificación de bacterias de importancia clínica. Philadelphia USA. 15 min y deschar como residuo orgánico. Jamda WM. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP. Méndez editores. Editorial Lippincott Williams an Wilkins. 7.(1994). Médica Panamericana. Scneckenherger PC. . Bacteriología y Virología. 3.. 15 min y deschar como residuo orgánico. 15 min y desechar como residuo orgánico. México DF. Esterilizar en autoclave 121°C. 7. Edición. Buenos Aires Argentina.Molina J. Esterilizar en autoclave 121°C. Médica Panamericana. D7.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. 2 OBJETIVO Realizar correctamente un hemocultivo y cultivo de médula ósea.SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 8. esta situación puede originarse por: BACTERIEMIA: Puede ser transitorio como resultado de un fenómeno común como el cepillarse los dientes. La presencia de microorganismos en la sangre refleja una infección activa y diseminada en los tejidos. SEPTICEMIA: Presencia de bacterias en sangre y tejidos. y poner en peligro su vida. 51 . HEMOCULTIVO Y CULTIVO DE MÉDULA ÓSEA 8. acompañado por ataque al estado general. así como inmunosuprimidos se pueden presentar focos sépticos. originando manifestaciones clínicas de magnitud diversa (local y sistémica). 8. personas de la tercera edad. en infección de heridas.1 GENERALIDADES El cultivo de sangre apoya el diagnóstico de las infecciones sistémicas que presentan en su evolución una etapa de bacteriemia ó septicemia. para la contribución de un diagnóstico adecuado. a través de las técnicas especializadas. PIEMIA: Formación de diversos abscesos de tipo purulento de origen bacteriano en pacientes comprometidos como son recién nacidos. La bacteriemia persistente o recurrente implica la evolución de algunas enfermedades como infección de vías urinarias. las bacterias se multiplican en forma activa liberando toxinas. antes de llegar al pico. LIA. Sal Levínthal. Puede usarse médula ósea lo que aumentaría las posibilidades de obtener un buen diagnóstico. 4. hipotermia. Es importante saber el tipo de botella de Hemocultivo que se puede actualmente usar ya que muchas de ellas contienen sustancia que anulan la acción de los antimicrobianos así como el complemento y la fagocitosis. postración. calosfríos. 1. 52 . CS y Urea  Microscopio  Torniquete y torundas con alcohol  Agujas estériles calibre 21 Ruiz  Jeringas estériles y desechables de Castañeda.3 MATERIALES. sensación de enfriamiento. MIO. y Thayer- Martín y Placas de agar Brucella  Frasco con tintura de Iodo  Medio difásico de  Pruebas bioquímicas: TSI. 3. EQUIPOS Y REACTIVOS  Placas de Agar camero. El número e intervalos de los cultivos depende del cuadro clínico del paciente así como de su gravedad.4 PROCEDIMIENTO Toma de muestra y transporte: Este tipo de muestra está indicado en casos de fiebre.Taxos de oxidasa 8. Mac Manitol. fiebre prolongada e intermitente con soplo cardiaco perceptible. 5 o 10 MI  Sensidiscos de Bacitracina y  Equipo de tinción de Gram Optoquina. 2.8. Tomar la muestra cuando el paciente se encuentra al inicio del periodo febril. sangre de Conkey. hipotensión. Hemocultívo Líquido 1. Una vez tomada la sangre se inyecta a la botella con una aguja nueva. 10. Extraer la sangre. adultos de 5 mL en adelante. 3. 4. 8. 53 . inspeccionar las botellas al menos una vez al día durante 3 días y luego 2 a 3 veces por semana hasta completar 21 días. El volumen recomendado es: niñosos de 1 a 3 mL. 7. 6. Incubar en atmósfera de C02 al 5-10%. Seleccionar el sitio de toma de muestra. en volumen acorde a la edad del paciente y marca de la botella usada. Tomar la muestra cómo se indicó anteriormente. Tomar la muestra de sangre como se índicó anteriormente. Mezclar bien en forma homogénea para evitar que se coagule.5. 9. Mantener la botella inoculada horizontalmente con la parte sólida hacia abajo durante 20 minutos. 13. 2. Inocular la sangre en la botella e incubar a 37°C durante 7 días o dejar hasta 45 días en caso que se sospeche de Brucella. Por ningún motivo se debe tocar el sitio después de que me desinfectado. Botella de Cultivo Bifásico 1. evitar tomar muestras de catéter intraarteriales o intravenosos permanentes a menos que la sangre no pueda obtenerse por venopuntura. 11. 2. Esperar que seque sin soplar. Incubar la botella a 37°C durante 6 semanas en forma vertical. Emplear botellas de Ruíz Castañeda modificada o medios bifásicos comerciales. Incubar a 37°C en aerobiosis. 12. Limpiar el sitio de venopuntura vigorosamente con torundas impregnadas de etanol al 70% o con tintura de yodo en alcohol. Limpiar el tapón de las botellas o tubos de cultivo con alcohol-Iodo. 54 . Realizar resiembras en los medios indicados. Realizar tinción de Gram en cultivos positivos. Realizar las resiembras en los medios ya descritos. Inocular el sedimento en las diferentes placas de cultivo. 6. este tipo de botellas tiene medios de cultivo para bacterias aerobias. 3. En cuanto se presenta desarrollo bacteriano el equipo cuenta con un sensor de fluorescencia la que se va aumentando por el incremento de C0 2 implícito por el propio metabolismo bacteriano esto lo realiza cada 10 min. Concentrar los m. Sí no hay crecimiento a los 45 días hay que dar como negativo el cultivo y se desecha la botella. Tomar los tubos que contienen sustancias hemolizantes. en la mayoría de los casos se trata de alguna contaminación y esto sucede principalmente por una mala toma de muestra. Reporte: Es poco frecuente encontrarse dos o más especies bacterianas diferentes en un cultivo de sangre. anaerobias y hongos. 3. La alarma avisa al químico la posición de la botella con crecimiento. por centrifugación a 3000 rpm durante 30 min. En ausencia de crecimiento visible se efectúan resiembras a las 48 h. 2.o. 7. Método de Lisis 1. Inocular la muestra en las botellas de acuerdo al tipo de paciente. 4. Método de Fluorescencia 1. Incuban en un aparato especial (Bactec 9050) que se mantiene a 37°C y rotando suavemente. y luego cada semana hasta completar los 21 días. 2. y solo después de este tiempo se puede descartar y considerar negativo. Inspeccionar los frascos a diario buscando colonias en la superficie del medio como señal de un cultivo positivo.5. aunque puede continuar por 45 días. ¿Por qué se debe tener cuidado al trabajar con sangre? 8.5 CUESTIONARIO 1.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 17.¿Qué errores se pueden cometer a la hora de realizar los análisis? 4.. Diagrama ecológico.¿Qué es un hemocultivo? 2.. 8..En el caso de haber crecimiento se identifica a el agente etiológico con las pruebas requeridas por el mismo.¿Qué microorganismos pueden aislarse de un hemocultivo? 3. Es importante mantener informado al módico como va el hemocultívo de sus pacientes principalmente si se encuentran en salas de terapia intensiva.Aislamiento e identificación de bacterias 55 . Resultados ideales e interpretación: Consultar en internet los resultados normales y compararlos con la interpretación de cada prueba.. Jamda WM.8 BIBLIOGRAFÍA 1. 2. Edición. Mc Graw-Hill Interamericana. D2. Microbiología. D3. Médica Panamericana. Parker J (1999). Madrid España. Martinko JM.. 8.. 15 min y deschar como residuo orgánico. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP.Prescott LM. D4. 8va Edición. Biología de los Microorganismos. Harley JP.Mandigan MT. 087. 4.. 15 min y deschar como residuo orgánico.Koneman EW. 5ª Edición. 15 min y desechar como residuo orgánico. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min.Diagnóstico Microbiológico. Ed. Klein DA (2004). Lavar y secar para su reuso.Brock. Madrid. Esterilizar en autoclave 121°C. Colectar los residuos en recipientes. Allen SD. 56 .D1. Win W. Scneckenherger PC.. 3. D5. 8.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. SA de CV. lavar y secar los tubos para su reuso. (1999). Buenos Aires Argentina. D6. Ed. Prentice Hall.Nom. Texto y Atlas color. Esterilizar en autoclave 121°C. Esterilizar en autoclave 121°C. 5ta. Norma oficial Mexicana para el manejo de RPBI. Ed. 9. Como el caso de Treponema pallidum ya que no existe ningún medio sintético para su aislamiento ó Chlamvdia trachomatis que por ser una bacteria intracelular obligada requiere de células vivas para su multiplicación. En general la identificación de las bacterias productoras de ETS no siempre es a través de cultivos. INFECCIONES DEL APARATO GENITAL: EXUDADO CERVICO VAGINAL Y EXUDADO URETRAL 9.SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 9.2 OBJETIVO Realizar en forma correcta exudados cervico vaginal y uretral para el diagnóstico de infecciones del aparato genital. Las infecciones agudas pueden extenderse por continuidad en el aparato genital y originar secuelas graves en tanto que la infección puede tener características metastásicas y transmitirse por vía sanguínea a otros órganos y tejidos. protozoarios y ectoparásitos los cuales están involucrados en varios síndromes. bacterias. de tinciones especiales o bien de técnicas de hibridación para su identificación. hongos. por lo que la participación del laboratorio en el diagnóstico es relevante. 57 . en algunos casos se requiere de técnicas inmunológicas.1 GENERALIDADES Los principales agentes asociados a las enfermedades de transmisión sexual ETS incluyen virus. 58 .  Hisopos especiales de alginato de calcio o de dacron. El paciente no debe estar en tratamiento antimicrobiano.  Tubos de 13 x 100 mm de bioquímicas con: TSI. 2. CS y Urea  Cubrebocas  Guantes desechables estéril  Lentes protectores  Sabanas desechables  Taxos de oxidasa y de optoquina  Tubos con caldo soya triplicas con  Frasco con solución de KOH al NaCl al 6%  Tubos con 0. Sacarosa y Raffinosa.  Juegos de colorantes de Gram 10%. MIO. LIA. Maltosa Fructuosa. de dacrón o tratados con solucione Buffer. 3. Mac Conkey. EQUIPOS Y REACTIVOS  Espejos vaginales estériles y desechables. Tomar la muestra cuando la sintomatología existe y obligatoriamente en los contactos de la pareja sexual.9. Es importante que se cuente con el material adecuado como son hisopos de algínato de calcio.  Solución de ninhidrina al 3. Thayer- Martin.  Tubos con solución salina estéril  Porta y cubre objetos nuevos  Placas de gelosa sangre de camero  Placas de agar sangre humano en  Equipo para detectar Clamidia Sal y Manitol. (Método de Elisa) CTA base GIucosa.4 PROCEDIMIENTO Toma y transporte de la muestra: 1.5% en acetona butanol 1:1 v/v  Tinción de Giemsa y Tinción de Papanicolau. Tubos en base de conteniendo: agar Columbia.5 mL de solución acuosa al 1% de hipurato de sodio. Dnasa con indicador  Papel pH  Tubos de Biggy.3 MATERIALES. 9. 3. Sembrar la muestra tomada directamente de la lesión si es necesario. Colocar sobre una gota de solución salina previamente colocada sobre un portaobjeto. Tocar suavemente el líquido de la lesión con un cubreobjetos limpio. Rotar con cuidado el hisopo sobre las criptas del anillo anal y se espera unos 30 segundos para que se absorba la muestra. Insertar un hisopo aproximadamente 3 cm dentro del canal anal. 6. Este tipo de muestras se deben sembrar en los medios de cultivo adecuados y en forma inmediata. Técnica: Medición del pH: Es importante la medición del pH vaginal directamente de endocervix al igual que el de uretra. Tomar con un hisopo de algodón de la parte posterior de la faringe. 59 . 2. 3. 7. Muestras de lesiones 1. 5. Obtener las muestras directamente de las lesiones (chancro). Observar en el microscopio de campo obscuro. 4. Colocar al paciente en posición boca abajo 2. Presionar el chancro con el pulgar y el índice para producir la salida del líquido. Muestras de faringe 1. Limpiar la superficie de la lesión suavemente con gasa humedecida en solución salina estéril.4. Muestras de canal anal 1. bacilos de Döderlein Observación de tinciones 1. si hay levaduras. Tomar una gota de esta muestra y se coloca en un portaobjetos y se cubrir. 5. 60 . Colocar las muestras recolectadas en un tubo con solución salina isotónica. leucocitos. vaginosis bacteriana y candidiasis. Observar al microscopio en objetivo de 40 x y con poca iluminación. Realizar esta prueba con la secreción que queda en el espejo. reportar positivas si desprende un olor característico a "pescado" el cual se debe a aminas volátiles. gonorrhoeae en el caso de muestras obtenidas de uretra. 2. 3. levaduras. 1. la cantidad de bacilos de Döderlein. células clave. si hay leucocitos y eritrocitos. así como en la trichomomasis en pacientes masculinos. Fijar y proceder de acuerdo a la técnica los frotis que a usarse para pruebas de inmunofluorescencia directa o indirecta. Reportar si se observan Trichomonas vaginalis.Prueba de KOH 1. Observar en campo obscuro. Realizar un extendido de la muestra tomada directamente a lo largo del portaobjetos de tal manera que si hay leucocitos y células e extiendan adecuadamente y conserven así su integridad. 4. Reportar los diplococos Gram negativos intracelulares presuntivos de N. Observación en fresco Son de gran utilidad sobre todo en mujeres en las cuales existe secreción vaginal y en el caso de tricomoniasis. 4. 2. 3. Realizar la tinción de Gram y reportar la flora bacteriana existente. si hay células clave. agregar unas gotas de KOH al 10%. Exudado uretral 1. 2.Aislamiento 1. Al sospechar de infección por clamidia. emplear hisopo de alginato de calcio adecuado para toma de muestras en varones. Este examen se realiza cuando se presenta uretritis la cual es una infección caracterizado por la aparición de exudado uretral. de Thayer Martín. 8. Se recomienda al paciente no orinar por lo menos una hora antes de tomar la muestra. Sembrar las muestras directamente en el medio de cultivo en forma adecuada. En el caso de Thayer-Martín se debe sembrar en forma de Z con el hisopo y posteriormente estríar con el asa. recoger con un hisopo de alginato estéril y depositar en el medio de transporte de Stuart. 61 . 2. cuando se produce un exudado abundante. 4. Enviar el tubo y las preparaciones lo antes posible de modo que no lleguen al laboratorio después de 24 horas. Toma de muestra: 5. Revisar las placas después de la incubación y realizar la tinción de Gram. 6. Las uretritis pueden no ser infecciosas. introducir de 2 a 4 cm en la uretra y frotar las paredes haciendo girar el hisopo durante 5 a 10 segundos. 7. 3. sin embargo la mayoría están producidas por infecciones de transmisión sexual. de gelosa chocolate y del medio de Casman. con esta muestra se deben hacer de inmediato frotes en portaobjetos limpios que se fijan con acetona. Es un examen de laboratorio que se lleva a cabo en los hombres adultos y jóvenes para identificar organismos en la uretra y en el aparato genital que causan infección. En casos de gonorrea. Incubar en atmósfera parcial de C02 a 37 ° C las placas de Gelosa sangre. presionar ligeramente la uretra con el fin de expulsarlo. 3. etc. 62 .Reporte para el exudado vaginal En este tipo de reporte es importante informarle a l médico lo siguiente: 1. cantidad de flujo. indicara uretritis por Neisseria gonorrhoeae. 3. Si hay úlceras. 2. Si alguna de las técnicas especiales es positiva se informará: para Chlamydia trachomatis (ELISA positiva. Año en el que se realizó 5. Sexo del mismo. 4. Firma del responsable Reporte para el exudado uretral La presencia de más de 4 PMN/c y diplococcos Gram negativos intracelulares. Resultado del cultivo 10. pH Vaginal 7.Búsqueda de Chiamydia trachomatis. Tinción de Gram directa. Resultados ideales e interpretación: Consultar en internet los resultados normales y compararlos con la interpretación de cada prueba. olor. 8. Con estos informes se valorará clínicamente al paciente. Examen en fresco 9. Antibiograma 11 . 13. Búsqueda de Treponema pallidum. 6. PCR positiva). Tipo de muestra. Que se observo en la toma de muestra p/e Como se encuentra el endocervix. 12. Edad del paciente. Figura 18.¿Cuáles pueden ser infecciones causadas por Clamydia trachomatis? 3.¿Por qué se debe tener cuidado al trabajar con exudados? 63 ....¿Qué importancia tiene el Haemophilus ducreyi (bacilo de Ducrey) en un exudado vaginal o uretral? 2.¿Qué errores se pueden cometer a la hora de realizar los análisis? 4.Diagrama de flujo del exudado uretral 9..5 CUESTIONARIO 1. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete. Esterilizar en autoclave 121°C. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP. 9. 64 .9. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min. Lavar y secar para su reuso. Diagrama ecológico: del aislamiento e identificación de bacterias D1.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 19. 15 min y desechar como residuo orgánico. D4. D2. 15 min y deschar como residuo orgánico. D6. Esterilizar en autoclave 121°C. D3. lavar y secar los tubos para su reuso. Esterilizar en autoclave 121°C. Colectar los residuos en recipientes. D5.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. 15 min y deschar como residuo orgánico. Harley JP. Méndez editores. Madrid España. Bacteriología y Virología. SA de CV. México DF.. Tay J.Koneman EW.. Jamda WM.8 BIBLIOGRAFÍA 1. Buenos Aires Argentina. Norma oficial Mexicana para el manejo de RPBI. Médica Panamericana. 4. 3.Prescott LM. Win W. Mc Graw-Hill Interamericana. (1999). Microbiología. Allen SD. Klein DA (2004). (2010) Microbiología. Ed. 5ta. Texto y Atlas color. 087.Diagnóstico Microbiológico. Scneckenherger PC.. 65 . Ed..9.Molina J.Nom. Manjarrez M. 2. Edición. 5ª Edición. Bacterias oportunistas como estafilococos. con el agente infeccioso durante el paso a través del conducto del parto Las causas de oftalmía del recién nacido son: Neisseria gonorrhoeae.1 GENERALIDADES Las infecciones oculares se manifiestan comúnmente por el constante lagrimeo. Los ojos del bebé se contaminan. Streptococcus pneumoniae. INFECCIONES OCULARES 10. Considerándose dentro de los pacientes de mayor riesgo a los recién nacidos por las posibles secuelas irreversibles que pueden originarse en ellos Una de las principales molestias que presentan los pacientes sobre problemas oculares es la conjuntivitis.. Los microorganismos aislados con mayor frecuencia dependen de la edad del paciente y su localidad. estreptococo A y B y algunos gramnegativos como Pseudomonas aeruginosa. 66 . Neisseria meningitidis. Cualquier infección en la conjuntiva del recién nacido se denomina oftalmía del recién nacido. por lo general. CULTIVO DE EXUDADO OCULAR. Chlamydia trachomatis y Herpesvirus humano tipo 2 (herpes genital).2 OBJETIVO Realizar correctamente el exudado ocular para contribuir a un diagnóstico clínico acertado de infecciones oculares. 10.SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 10. muy extendida entre la población de ambos sexos y de todas las edades. bioquímicas : TSI. En caso de que el paciente tenga lesiones ulcerosas en cornea solo deberá tomarlas un médico Oftalmólogo. 7.10. Realizar un ligero raspado.LIA. Levinthal. EQUIPOS Y REACTIVOS  Hisopos estériles de alginato de calcio o de dacrón. 4. Sal y manitol. 3. No debe ir con pintura.  Placas de Gelosa sangre de camero. MIO. 2. Mac Conkey.3 MATERIALES. Tomar en la porción anterior del saco conjuntival inferior y superior de ambos ojos. CS y Urea  Guantes estériles y desechables  Taxos de optoquina y bacitracína  Placas de Agar. Indicar al paciente que se debe abstener de aplicar soluciones antisépticas o en su defecto antimicrobiano. rotular como ojo derecho o izquierdo. 67 .4 PROCEDIMIENTO Toma de muestra: 1.  Tubos de 13 x 100 con medio Bíggy. Identificar el ojo de donde procede la muestra. 6. Thayer –Martín. Dnasa  Equipo para búsqueda de Chlamydia  Reactivo de oxidasa. No llevar puestos lentes de contactos si usa. 5. 10. Realizar con un hisopo delgado de algínato de calcio o de dacrón la toma de muestra. En ambos ojos. . 3. 2.5 CUESTIONARIO 1. La muestra se toma del sito de daño y se siembra en los medios de cultivo indicados. Para búsqueda de Chlamydia se realiza por medio de tinciones o en su defecto por métodos de inmunofluorescencia. Reportar el resultado teniendo cuidado de indicar de que ojo procede la identificación.. 4.¿Qué es la Blefaritis ulcerosa o estafilocócica? 2.¿Qué errores se pueden cometer a la hora de realizar los análisis? 4. 5. cuáles son? 3. Reporte: Debido al tipo de muestra es importante reportar cualquier bacteria identificada para su tratamiento inmediato..Técnica: 1. Reportar el antibiograma en este tipo de muestra. Es importante incubar las placas en las condiciones que requieran.¿Dependiendo del tipo de glándulas afectadas hay dos tipos de orzuelo. 10.. Cualquier crecimiento se le debe efectuar la tinción de Gram.¿Por qué se debe tener cuidado al trabajar con exudados? 68 . Se identifica el crecimiento según el diagrama. Esterilizar en autoclave 121°C. 10. Esterilizar en autoclave 121°C. D3. 15 min y deschar como residuo orgánico. D4. 15 min y desechar como residuo orgánico.10. D6. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP. lavar y secar los tubos para su reuso. 15 min y deschar como residuo orgánico.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. 69 . Diagrama ecológico: del aislamiento e identificación de bacterias D1. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min. D2. Colectar los residuos en recipientes. Lavar y secar para su reuso. Esterilizar en autoclave 121°C. D5.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 20. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete. 70 .. Win W.8 BIBLIOGRAFÍA 1. Allen SD. (1999).Diagnóstico Microbiológico. Ed.10.Mac Faddin JF. 2. Bacteriología y Virología. México DF.. ED. SA de CV. Jamda WM. Médica Panamericana. Manjarrez M. Pruebas Bioquímicas para la Identificación de bacterias de importancia clínica.Molina J. Méndez editores.Koneman EW. (2010) Microbiología. Tay J. Buenos Aires Argentina. 3ª Edición.. 3. (2003). Scneckenherger PC. Texto y Atlas color. 5ª Edición. Médica Panamericana.  Reactivo para catalasa  Gasas estériles. H.. 11.  Colorantes de Gram Sal  Tubos Levinthal. 11. Pseudomonas aeruginosa. Mac Conjkey. El cuadro inicial puede asociarse a infecciones respiratorias mal cuidadas.  Taxos de optoquina 71 .1 GENERALIDADES Dentro de las infecciones que pueden generar complicaciones más frecuentes están la de los oídos ya sean por su forma crónica o aguda. Dnasa  Tubos de 13 x 100 con medio y Manitol. EXUDADO ÓTICO (OÍDO MEDIO) INFECCIONES ÓTICAS 11.  Placas de agar: Sangre de camero. con menos frecuencia Staphylococcus aureus.2 OBJETIVO Realizar correctamente el exudado ótico (oído medio) para contribuir a un diagnóstico clínico acertado de infecciones óticas. Las infecciones de oído son frecuentemente asociados a S.SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 11.3 MATERIALES. EQUIPOS Y REACTIVOS  Guantes estériles desechables. influenzae y Branhamella catharralis. en niños por la introducción de objetos extraños p/e botones. frijoles etc. Escherichia coli y Klebsiella pneumoniae. pneumoniae.  Hisopos delgados de alginato de calcio o de dacron. MIO CS y Urea. Indicar al paciente que se abstenga de aplicarse gotas de antimicrobianos. Introducir el hisopo teniendo cuidado de no lastimar. 2. El resultado por separado de cada oído 2. Cuando se trata de perforaciones del tímpano la muestra debe ser tomada por el otorrinolaringólogo Técnica: Sembrar la en forma inmediata después de la toma de muestra en los medios de cultivos indicados. 3. 4. Efectuar tinción de Gram a Cualquier crecimiento y realizar la identificación. Reporte: En el reporte al médico se debe indicar: 1.  Reactivo para oxidasa  Tubos con 0/F con glucosa al 1%  Taxos con bacitracina.Biggy pruebas bioquímicas: TSI. Limpiar el oído con solución de cloruro de benzalconio 1:1000 para eliminar la flora contaminante en las infecciones crónicas. 3. 4. 11.4 PROCEDIMIENTO Toma de muestra: 1. Si se encontró algún objeto extraño. Diferenciar los tubos del oído derecho e izquierdo. 72 . Como se encontraba este cuando se le tomo la muestra. indicando el paciente hasta donde soporta el hisopo. LIA. Es importante realizarle el antibiograma en caso de que el cultivo se encuentre positivo. ¿Qué es la mastoiditis? 2.. Esterilizar en autoclave 121°C. D2...6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 21 .¿Qué errores se pueden cometer a la hora de realizar los análisis? 4. Sí no se aísla ningún microorganismo se reporta como negativo a las 72 horas de incubación. 11. 15 min y deschar como residuo orgánico.. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete.5 CUESTIONARIO 1.5. Resultados ideales e interpretación: Consultar en internet los resultados normales y compararlos con la interpretación de cada prueba. 73 .¿Por qué se debe tener cuidado al trabajar con exudados? 11.¿Qué es la otitis media aguda? 3. Diagrama ecológico: del aislamiento e identificación de bacterias D1. SA de CV. D6.Molina J.. Ed.8 BIBLIOGRAFÍA 1. Martinko JM. Bacteriología y Virología. D4. México DF. Allen SD. Parker J (1999). Manjarrez M. Prentice Hall. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP. Ed. 74 . Colectar los residuos en recipientes. Scneckenherger PC. Win W.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación.Koneman EW. lavar y secar los tubos para su reuso.Mandigan MT. Tay J. 15 min y deschar como residuo orgánico. 2. 5ª Edición. 11. Texto y Atlas color.D3. 15 min y desechar como residuo orgánico. 11. Lavar y secar para su reuso.Diagnóstico Microbiológico. Buenos Aires Argentina. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min.Brock. 8va Edición. Médica Panamericana. Esterilizar en autoclave 121°C. (2010) Microbiología. Madrid. Biología de los Microorganismos. Jamda WM. 3.. D5.. (1999). Méndez editores. Esterilizar en autoclave 121°C. 12. EQUIPOS Y REACTIVOS  Hisopos estériles de algínato de calcio o de dacron. Estas lesiones con frecuencia son colonizadas por bacterias ambientales y los hisopados a menudo no reflejan la verdadera causa del proceso infeccioso. 12. ZiehI-Neelsen 75 . CULTIVO DE HERIDAS 12. También existen infecciones de heridas por falta de limpieza de pacientes ambulatorios.1 GENERALIDADES Las infecciones de las cuales se obtienen muestras de heridas y abscesos pueden ser exógenos o endógenas. quemaduras o cuerpos extraños en la piel o mucosa. El principal problema de éstas es la resistencia que presentan a los diferentes antibióticos. heridas o úlceras por decúbito.3 MATERIALES. mordeduras de animales o humanos. quemados u operados que se encuentran en unidades hospitalarias son las infecciones que pueden adquirir en esos nosocomios.2 OBJETIVO Realizar correctamente el cultivo de heridas para facilitar el diagnóstico clínico. Uno de los principales problemas de pacientes fracturados.  Guantes estériles  Colorantes de Gram.SUBCOMPETENCIA 2 PRÁCTICA 12. Las infecciones exógenos incluyen las asociadas con heridas traumáticas. bioquímicas Mac Conkey. Se utilizan 3 hisopos estériles. Evitando tomar las muestras de las porciones superficiales. agar cetrimida. 4. Se debe realizar la tinción de Gram de la muestra directa. Sal y manitol. Gasas estériles  Solución de  Solución de cloruro de benzalconio lodo-Ioduro de  Solución salina isotónica estéril potasio al 3%  . DNASA Urea. con 0/F con glucosa al 1%. Realizar la tinción de Gram de la muestra. con caldo  Portaobjetos soya tripticasa con NaCl al 6%  Prueba de oxidasa 12. 76 . 3. Sembrar de inmediato y procesar para bacterias Anaerobias. Toman las muestras de la porción profunda con una jeringa estéril. agar conteniendo: TSI.4 PROCEDIMIENTO Toma de muestra y transporte: Emplear en esta práctica material purulento o seroso de diversas infecciones. MIO CS y chocolate. desinfectar previamente la piel con solución de lodo-Ioduro de potasio al 3%. 3. Tubos de 13 x 100 con: Bigg y pruebas  Jeringas estériles y desechables. 2. Herida abierta y quemaduras: 1. 2. Tomando del centro y de la parte profunda de la infección.  Reactivo de catalasa Caldo tioglicolato. Se deben limpiar con algodón y solución salina estéril. LIA.  Placas de agar: Sangre de camero. Se debe trabajar la muestra para Anaerobios. se deberán tomar sus debidas precauciones Heridas cerradas: 1. ¿Por qué se debe tener cuidado al trabajar con éstos exudados? 77 .Técnica: Utilizar hisopos estériles para la toma de muestra del material purulento. 2. Reportar como negativo cuando no existe crecimiento. Incubar todo el material a 37°C durante 24 a 48 h.¿Cuáles son los principales microorganismos que se pueden aislar de las heridas? 2.. Resultados ideales e interpretación: Consultar en internet los resultados normales y compararlos con la interpretación de cada prueba.. hirviéndolo durante 10 min.. Eliminar el oxígeno del medio de tioglicolato.¿Por qué es importante la forma de tomar la muestra? 3.¿Qué errores se pueden cometer a la hora de realizar los análisis? 4. 5. Realizar las tinciones de Gram y Ziehl-Neelsen. 12.. Reporte: Reportar la tinción de Gram directa lo más pronto posible para iniciar tratamiento. Realizar antibiogramas. 4. Reporta el crecimiento como positivo en caso de cualquier crecimiento. Revisar las placas y realizar del crecimiento la tinción de Grama eidentificar de acuerdo al género y especie 6.5 CUESTIONARIO 1. Sembrar los diferentes medios de cultivo de acuerdo al diagrama 3. 1. 12. 78 . 15 min y desechar como residuo orgánico.7 EVALUACIÓN Ver Anexo I: Instrumentos de evaluación. Esterilizar en autoclave 121°C. Esterilizar en autoclave 121°C. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min y desechar en el retrete. D2.6 TRATAMIENTO Y DISPOSICION DE RESIDUOS Figura 22. Diagrama ecológico. D3. Aislamiento e identificación de bacterias D1. Inactivar con Hipoclorito de sodio al 5% durante 10-15 min. Lavar y secar para su reuso. D5. 12. 15 min y deschar como residuo orgánico. D4. 15 min y deschar como residuo orgánico. Colectar los residuos en recipientes. Esterilizar en autoclave 121°C. D6. lavar y secar los tubos para su reuso. etiquetar y confinar en almacen temporal hasta su desecho final como RP. Prescott LM. Ed. (2003).8 BIBLIOGRAFÍA 1. Ed. Texto y Atlas color. 3. Médica Panamericana. 79 .12. Manjarrez M. Klein DA (2004). Microbiología. Bacteriología y Virología. SA de CV.. Buenos Aires Argentina. Win W.. 2. Pruebas Bioquímicas para la Identificación de bacterias de importancia clínica. Madrid España. Méndez editores.. Médica Panamericana.Diagnóstico Microbiológico. Mc Graw-Hill Interamericana. Harley JP.. México DF. Edición. (2010) Microbiología. Tay J. 087. 5.. Scneckenherger PC. (1999). 5ta. 3ª Edición.Koneman EW. Jamda WM. ED.Mac Faddin JF. Norma oficial Mexicana para el manejo de RPBI. Allen SD. 5ª Edición.Molina J. 4.Nom. Jamda WM... 7. (1999). Madrid España.Prescott LM. 2. Editorial Lippincott Williams and Wilkins.Nom. Klein DA (2004). Win W. (2010) Microbiología. ED..Mandigan MT. 087. Ed.Brock. 5ª Edición. Pruebas Bioquímicas para la Identificación de bacterias de importancia clínica. Martinko JM.Molina J. 10a. et al. Tay J. Buenos Aires Argentina.. Manual Determinativo de bacteriología de Bergey. 6. México DF. J. Madrid. Manjarrez M. Texto y Atlas color. Mc Graw-Hill Interamericana. Scneckenherger PC. 5. Ed. Allen SD. Harley JP...(1994). Médica Panamericana.BIBLIOGRAFÍA GENERAL 1..Koneman EW. Norma oficial Mexicana para el manejo de RPBI. Krieg.Diagnóstico Microbiológico. 4. Biología de los Microorganismos. 3. Bacteriología y Virología. Philadelphia USA. Edición. 5ta. Médica Panamericana.. 80 . Edición. (2003).Holt. Ed. 3ª Edición. Prentice Hall. 8va Edición.Mac Faddin JF. SA de CV. Méndez editores. Parker J (1999). Microbiología. N. ANEXOS 81 . ESCALA ESTIMATIVA PARA EVALUAR LA BITÁCORA DE LABORATORIO Fuente: M.E. 82 . Fuente: Martha Rosales Raya / Adecuado por comité de academia. Rafael Manuel de Jesús Mex Álvarez/ Adecuado por comité de academia. Luis Bolaños Celis / Adecuado por comité de academia. ESCALA ESTIMATIVA PARA EVALUAR EL REPORTE DE LABORATORIO Fuente: M en C. INSTRUMENTOS DE EVALUACIÓN ESCALA ESTIMATIVA PARA EVALUAR EL DESEMPEÑO EN EL LABORATORIO (INDIVIDUAL).ANEXO I.S. ESCALA ESTIMATIVA PARA EVALUAR EL DESEMPEÑO EN EL LABORATORIO (INDIVIDUAL) ALUMNO: Puntos: Aspectos a evaluar Acondiciona y prepara su área de trabajo Prepara en forma adecuada equipos y materiales Forma de trabajo del alumno Grado/grupo: Matricula: 1 2 Escala 3 A veces Con regularidad Siempre A veces Con regularidad Siempre Individual Con su equipo Colaborativamente Escasamente Medianamente Totalmente Inadecuada Medianamente adecuada Adecuadamente Insuficiente Suficiente Excelente Poco cuidadoso Cuidadoso Muy cuidadoso y meticuloso Poco cuidadoso Cuidadoso Muy cuidadoso y meticuloso Inadecuadamente Medianamente adecuada Adecuadamente Sólo con compañeros Con compañeros e instructor Con compañeros. instructor y sujeto/objeto de estudio En el equipo realiza de adecuada las tareas que se le encomiendan Escasamente Medianamente Totalmente En el desarrollo de la práctica emplea el tiempo eficientemente Escasamente Por intervalos breves En todo el desarrollo de la práctica Al concluir la práctica colabora con el equipo con la limpieza y entrega de materiales Escasamente Medianamente Totalmente Es organizado en su forma de trabajo Toma notas elaboradas y aporta de su experiencia Demuestra conocimiento al realizar las actividades de la práctica Emplea de forma adecuada equipo(s). reactivos y materiales Realiza los experimentos atendiendo a las medidas de seguridad Atiende a las indicaciones de trabajo del docente y/o instructores Su actitud de trabajo es respetuoso con compañeros. 83 . instructor y sujeto/objeto de estudio Ponderación Observaciones y sugerencias Total de puntos Fuente: Martha Rosales Raya / Adecuado por comité de academia. 8= Se registra los acontecimientos y sucesos que ocurren como resultado del experimento(s).E. dibujos. X 0. en buen estado. fotos o videos según se requiera para cada caso. 84 .8= Se registran las observaciones en secuencia correcta de acuerdo al orden de los eventos. Puntos 4 3 2 Puntos Ponderados Criterio Indicadores Presentación Es una libreta costurada.8= Emplea un lenguaje técnico y propio de la disciplina para expresar principios. tablas.2= Describe en forma breve.8= Describe el procedimiento del experimento(s) con enunciados claros y completos.ESCALA ESTIMATIVA PARA EVALUAR LA BITÁCORA DE LABORATORIO Forma 20% EQUIPO No. X 0. x 0.8= Explica en forma breve y clara lo que se pretende probar experimentalmente X 0.2= Se indica quienes participaron en el experimento mediante un listado con firmas. X 0. clara y precisa el experimento(s) a realizar X 0.S. aspecto presentable x 0. X 0.8= Organización Introducción Contenido 80% Procedimiento* Registro de observaciones* Conceptos científicos *Estos aspectos son críticos no pueden faltar en la bitácora 1 Total de puntos Fuente: M. x 0.2= Usa títulos y subtítulos para organizar y guardar un orden en el registro de las actividades realizadas en el laboratorio. X 0. Luis Bolaños Celis / Adecuado por comité de academia. mediante datos.8= Se registró los eventos o sucesos significativos del experimento(s) observado. enumerada.8= Presenta una secuencia correcta de los pasos y están enumerados X 0. esquemas. hechos o ideas registradas. con una portada de datos generales. X 0.ESCALA ESTIMATIVA PARA EVALUAR EL REPORTE DE LABORATORIO Forma 20% EQUIPO No. Puntos Ponderados Indicadores Presentación Es un texto en un folder de aspecto presentable.8= Se formula hipótesis el experimento en forma clara basada en el razonamiento del fundamento teórico.8= Se concluye contrastando objetivo(s) con resultados y referencias bibliográficas. tablas y gráficos que muestran de manera objetiva los resultados obtenidos X 0. X 0.8= Se construye de manera correcta: esquemas.2= Organización Usa índice.8= Redacta en forma breve y clara el objetivo de lo que pretende lograr experimentalmente. X 0. X 0. hojas blancas tamaño carta.8= Emplea un lenguaje técnico y propio de la disciplina para expresar principios. X 0.8= Se reporta en orden y en forma correcta los datos de los acontecimientos y sucesos que ocurrieron como resultado del experimento(s). X 0.8= Se justifica la aceptación o rechazo de la hipótesis. dibujos. X 0.8= Introducción Hipótesis (En caso de requerirse) Procedimiento* Contenido 80% Puntos 4 3 Criterio Registro de observaciones* Discusión y Conclusión* Conceptos científicos *Estos aspectos son críticos no pueden faltar en el reporte 2 1 Total de puntos Fuente: Rafael Manuel de Jesús Mex Álvarez / Adecuado por comité de academia.2= Fecha de entrega Entrega el informe de laboratorio completo en la fecha establecida X 0. clara y precisa el experimento(s) a realizar X 0. 85 .2= Describe en forma breve. X 0.8= Presenta una secuencia correcta de los pasos y están enumerados X 0.8= Se discuten los resultados (datos experimentales obtenidos) con citas bibliográficas que lo soporten. elaborado a computadora.2= Ortografía Presenta un máximo de dos errores ortográficos o de puntuación X 0. X 0. títulos y subtítulos para organizar el informe de laboratorio que presenta.2= Referencias bibliográficas El documento contiene la bibliografía citada en el informe para sustentar el trabajo. X 0. X 0.8= Se reporta los eventos o sucesos significativos del experimento(s) observado.8= Describe el procedimiento del experimento(s) con enunciados claros y completos. X 0. hechos o ideas registradas. contrastando los datos experimentales obtenidos con las referencias bibliográficas (en caso de manejar hipótesis). Se deberá llevar siempre la bata de manga larga y los equipos de protección individual exigidos según el tipo de trabajo que se realice (goggles. publicado en el Diario Oficial de la Federación. mascarilla protectora. en determinados casos. que no sea de tela ni de material plástico. 86 . en el caso de las mujeres. Realizar únicamente tareas enmarcadas en el ámbito de trabajo del laboratorio para las que ha sido autorizado. el 21 de enero de 1997. calzado cerrado que cubra el empeine. incluida la suela) según lo solicite el profesor. un riesgo dependiendo del tipo de trabajo que se desarrolle. de tacón ancho o corrido con altura máxima de 4 cm.ANEXO II. guantes de latex. No se permite ingresar con bermudas o short y. el largo de la falda debe ser debajo de la rodilla. Sistema de Gestión Ambiental Yum Kaax ISO 14001:2004 de la Universidad Autónoma de Campeche y Reglamento Interno de los Laboratorios en los que se realizan prácticas de docencia de la FCQB de la UAC. Hombres y mujeres con cabello largo deberán portar el pelo recogido hacia atrás. Este documento recoge los lineamientos necesarios para llevar a cabo un trabajo seguro y eficiente atendiendo a las indicaciones del Reglamento Federal de Seguridad e Higiene y Medio ambiente de Trabajo. Normatividad en materia de Seguridad e Higiene de la Secretaria del Trabajo y Previsión Social. LINEAMIENTOS GENERALES EN MATERIA DE SEGURIDAD E HIGIENE A SEGUIR EN LOS LABORATORIOS Las actividades de carácter docente e investigador que se llevan a cabo en las prácticas de laboratorios del Programa Educativo de Químico Farmacéutico Biólogo de la Facultad de Ciencias Químico Biológicas (FCQB) de la Universidad Autónoma de Campeche (UAC) conllevan. de piel. Solo se permitirá trabajar a los alumnos bajo la responsabilidad de un profesor o de la persona asignada de manera previa por el Coordinador del Programa Educativo o de Posgrado e Investigación. Etiquetar adecuadamente los frascos y recipientes a los que se haya transvasado algún producto o donde se hayan preparado mezclas. compañeros y profesores. mangas anchas ni prendas sueltas que puedan trabarse en montajes. Verificar que el material y los equipos de laboratorio a emplear se encuentren en óptimas condiciones de funcionamiento. Para efectuar pipeteos utilice siempre propipeta o perilla No tocar ni probar. a quién pertenece y la información sobre su peligrosidad (reproducir el etiquetado original). Mantener el orden en las sesiones de laboratorio y tratar con respeto al laboratorista. Calentar tubos de ensayo de lado y utilizando pinzas. Mantener las mesas de trabajo limpias y sin objetos personales en las superficies (libros. identificando su contenido. comer ni beber. Lavar y enjuagar todo el material de vidrio con agua destilada y secarlo. equipos o máquinas. Por su seguridad utilizar gradillas y soportes. cajas o accesorios innecesarios) para el trabajo que se está realizando. Antes de hacer uso de cualquier material y/o equipo consulte su operatividad con el laboratorista. sin el uso de guantes a los productos químicos. colgantes. No fumar. En caso de ser necesario utilizar las campanas de extracción. equipo o instalación concreta. 87 . No guardar alimentos ni bebidas en los frigoríficos del laboratorio. Leer la etiqueta o consultar las fichas de seguridad de productos químicos antes de utilizarlos por primera vez.No llevar pulseras. No realizar reuniones o celebraciones. Tener la autorización para el uso de un producto. Comprobar la temperatura de los materiales antes de sujetarlos directamente con las manos. equipos.O.O. Condiciones de seguridad e higiene en los centros de trabajo donde se manejen. Revisar la Normativa correspondiente de acuerdo a la NOM-062-ZOO-1999. El material y equipo que se rompa o sufra desperfectos en el transcurso de la práctica. Publicado en el Diario Oficial de la Federación (D. y depositar los residuos en los contenedores correspondientes. de manera inmediata al laboratorista. Protección ambiental-Salud ambiental-Residuos peligrosos biológico- infecciosos-Clasificación y especificaciones de manejo para el caso de emplear animales de laboratorio y muestras biológico-infecciosas respectivamente. señalamientos.). Condiciones de seguridad . el 21 de enero de 1997. Salvaguardar todos los implementos y dispositivos de seguridad e higiene (extintor. Recoger materiales. Relativa a las condiciones de seguridad e higiene en los centros de trabajo para el manejo. D. 2-II-1999 NOM-010-STPS-1999. MARCO JURÍDICO Reglamento Federal de Seguridad e Higiene y Medio ambiente de Trabajo.F. transporten. transporte y almacenamiento de sustancias químicas peligrosas.Reportar cualquier accidente o anomalía ocurrida durante la práctica.O. D. Lavarse las manos antes de dejar el laboratorio. procesen o almacenen sustancias 88 .) habilitados en el interior del laboratorio. NOM-005-STPS-1998. Asegurar la desconexión de equipos.F. se deberá reportar al laboratorista de inmediato. regadera y lavaojos de emergencia. Cuidado y uso de animales de laboratorios y la NOM-087-SEMARNAT-SSA1-2002. 9-XII-2010. etc. NOM-002-STPS-2010. agua y gas al terminar el trabajo. reactivos.Prevención y protección contra incendios en los centros de trabajo.F. D. 17-II-2003. que establece las características. NOM-062-ZOO-1999. Sistema para la identificación y comunicación de peligros y riesgos por sustancias químicas peligrosas en los centros de trabajo.F.O. el procedimiento de identificación. Octubre 2010.F. NOM-052-SEMARNAT-2005. 23VI-2006. D. NOM-087-SEMARNAT-SSA1-2002.F. D.F. D. 13-III-2000.F. 25-XI-2008.O. Organización del Trabajo-Seguridad en los Procesos de sustancias químicas. D. Sistema de Gestión Ambiental Yum Kaax de la Universidad Autónoma de Campeche. D. Cuidado y uso de animales de laboratorio. 18-VI2001. NOM-017-STPS-2008.O.F. 89 .O. NOM-026-STPS-2008. Reglamento Interno de los Laboratorios en los que se realizan prácticas de docencia de la Facultad de Ciencias Químico Biológicas de la Universidad Autónoma de Campeche.químicas capaces de generar contaminación en el medio ambiente laboral. clasificación y los listados de los residuos peligrosos. Equipo de protección personal . Colores y señales de seguridad e higiene.O. D. e identificación de riesgos por fluidos conducidos en tuberías. Agosto de 2012.Selección. NOM-018-STPS-2000.F. NOM-028-STPS-2004. 9-XII-2008.F.O. uso y manejo en los centros de trabajo.O. D. 14-I-2005. 27-X2000. Protección ambiental-Salud ambiental- Residuos peligrosos biológico-infecciosos-Clasificación y especificaciones de manejo.O.