Cultivo Microalgas

ULEAMCIENCIAS DEL MAR CULTIVO DE MICROALGAS 8vo CATEDRATICO : Blgo J.NAPA ESTUDIANTE: EDISON RAUL MOREIRA ZAVALA Contenido INTRODUCCION...................................................................................................... 2 Crecimiento de una Población Algal....................................................................3 Fase de retardo o declinación.-...........................................................................3 Fase estacionaria.-.............................................................................................. 4 Formas de Cultivo............................................................................................... 4 Cultivo intensivo:............................................................................................. 4 Cultivos contínuos:.......................................................................................... 4 Cultivos semicontinuos:................................................................................... 5 Cultivos axénicos:............................................................................................ 5 Cultivos monoespecíficos (clonales):...............................................................5 Cultivo inicial:.................................................................................................. 5 Cultivo intermedio:.......................................................................................... 5 Cultivo masivo:................................................................................................ 6 Contenido Nutricional de las Microalgas.............................................................7 Aislamiento y Purificación...................................................................................8 Rayado en agar................................................................................................ 10 Métodos de Purificación....................................................................................11 Desinfectantes no volátiles...............................................................................13 Medida del crecimiento.................................................................................... 15 Consideraciones:........................................................................................... 16 Microalgas en contaminación..............................................................................17 Página 1 tilapias y de ornato). azul y café).INTRODUCCION Para el crecimiento y desarrollo de la mayoría de las etapas larvales de diversos organismos acuáticos. además. que consiste en la producción de diferentes especies de microalgas y otros ejemplares diminutos. Estos éxitos en los cultivos están relacionados con una adecuada técnica de alimentación para obtención de las larvas a base de alimento vivo. 1). ubicadas en la zonas costeras del Pacífico. ranas (toro). ranas y peces. incluso. Página 1 . principalmente. al igual que para otras especies diminutas (copépodos. que las microalgas verdes son ricas en carbohidratos y que las diatomeas contienen más lípidos. se han obtenido juveniles en laboratorios de producción masiva para su distribución en las diferentes granjas camaronícolas. Otro ejemplo es el cultivo de tilapias (Oreochromis spp. Hoy en día se ha considerado un éxito en nuestro país el cultivo de camarón blanco (Litopenaeus vannamei). no como un sustituto de los alimentos vivos utilizados en la producción de larvas. y reconocen que el uso adecuado de las microalgas incrementa la supervivencia. desarrollo y crecimiento de las larvas de moluscos. larvas de moluscos gasterópodos (caracoles) y bivalvos (almejas. Se ha comprobado. botetes) y dulceacuícolas (carpas. ostiones y callos de hacha). peces marinos (pargos. la demanda de esta producción toma en cuenta las primeras fases de desarrollo de los organismos en cultivo (Fig. en el estado de Sinaloa diversas instituciones de investigación científica y productores locales están cultivando tilapias de agua dulce en condiciones marinas.. Caribe y golfos de México y California. crustáceos. los cuales son aprovechados por los organismos en cultivo Los productores han considerado los alimentos artificiales como un complemento. cuya producción y comercialización se han incrementado sobre todo en áreas aledañas a ríos o arroyos y en algunos casos en zonas costeras. rotíferos y Artemia). camarones (blanco. Debido al interés comercial que despierta –principalmente por la domesticación en cautiverio (granjas)–. las microalgas se han considerado importantes. mejillones.). . K es constante. En esta fase.En un cultivo de algas del tipo batch (ciclo). N es la medida de la biomasa o número de células y T es el tiempo. Fase exponencial.Aquí las células se duplican sucesivamente en intervalos iguales de tiempo.Crecimiento de una Población Algal Fases del crecimiento. log es el logaritmo en base 2.. donde K es la constante de reacción o tasa específica de crecimiento (1/días).. Página 1 .1 Fase de ajuste.Es la etapa de adaptación que sufren las algas a las nuevas condiciones del cultivo. Esta fase es corta y no hay incremento neto de la población. el crecimiento se presenta con cinco fases o etapas de desarrollo como se ve en la figura 3. Fase de muerte. El crecimiento sostenido de una población depende de la interacción mutua de factores físicos. La tasa de crecimiento se compensa con la de mortalidad celular. Fase estacionaria. hay un aumento en la concentración de los metabolitos y una reducción de la actividad fotosintética por el incremento de la densidad de la población. Como esta función depende de los factores físicos y químicos del medio externo. El cambio diferencial se representa como : donde F (N) expresa la tasa de cambio de la población en el tiempo. es decir que d > µ . reduciendose la tasa de crecimiento. químicos y biológicos.Esta fase es corta y no hay un incremento neto de la población. el resultado cuando el espacio disponible y los nutrientes son limitados es una curva sigmoidea. En condiciones constantes de crecimiento cuando la luz y los nutrientes no cambian en el tiempo F (N) es proporcional al número de organismos: Formas de Cultivo • Por su naturaleza los cultivos se pueden clasificar en: Página 1 .En esta etapa el tiempo requerido para duplicar la población aumenta. dicho crecimiento se expresa gráficamente como el incremento en función del tiempo de la biomasa o número de células dentro de un cultivo.Fase de retardo o declinación. donde µ es la tasa de crecimiento y d es la tasa de mortalidad.Aquí la tasa de mortalidad supera a la tasa de multiplicación celular. de tal modo que µ = d. que reduce la disponibilidad de luz por unidad de célula . Esto se debe a que los nutrientes están disminuídos en el medio. Procedimiento General en el Cultivo de las Microalgas Mantenimiento de cepas: En esta etapa la cepas (stocks) de algas se mantienen en fiolas o matraces de 250 cc con 100 ml de medio de cultivo y/o en placas con agar. las características químicas del medio. medido en número de células por ml. Son empleados en cultivos del tipo batch y extensivos. procurando un flujo sostenido de requerimientos y de salida del producto. En el momento de la cosecha el cultivo debe estar en la fase exponencial. El medio de cultivo se prepara según el procedimiento descrito para cada caso y según la especie. Cultivos batch: Estos cultivos son intermitentes. La intensidad de luz debe estar entre 500 y 1000 lux y la temperatura de 15 grados centígrados constante. Las cepas también se mantienen en tubos de ensayo con tapa rosca o de algodón de 20 cc. Requieren todo el tiempo de material estéril y asepcia. éste se puede clasificar en: Cultivos axénicos: Son cultivos libres de bacterias y estériles. Esta etapa tiene carácter de cultivo axénico por lo que un máximo de cuidado se debe tener para no contaminar las cepas. Estos cultivos son delicados y de cuidado. • Por la pureza del cultivo.Cultivo intensivo: Aquí los factores de crecimiento se mantienen bajo un sistema controlado. Cultivo extensivo: En esta clase de cultivo sólo se controla las variables más accesibles en su manejo. Cultivos semicontinuos: Aquí se cosecha una parte del medio según la producción y se renueva el volumen cosechado por medio de un cultivo fresco. • Por la forma de cosechar los cultivos se pueden clasificar en: Cultivos contínuos: La población algal. Cultivos monoespecíficos (clonales): Aquí la población de microalgas está parcialmente contaminada por otros microorganismos como bacterias y protozoarios. para mantener la productividad por un período prolongado de tiempo. de tal manera que se pueda obtener una máxima respuesta en la producción. sea ésta de mar o de agua dulce. tales como las características del medio y la densidad del cultivo. La cepa se mantiene en una incubador que brinda todas estas facilidades. Página 1 . la temperatura y finalmente la luz son mantenidas en un valor constante por períodos prolongados. se implementan de una sola vez y son cosechados completamente después de que la producción algal alcance un nivel apropiado. un volúmen de 1 a 5 ml de cepa al medio fresco.2). Filtrar el aire como en el caso anterior. (Carboys): Los cultivos intermedios son empleados como inóculo para los recipientes de 10 a 20 litros. igual que para la etapa anterior. Se transfieren aproximadamente del 80 al 90% del volumen total. transfiriendo asépticamente bajo una campana de luz UV. Los recipientes para estos cultivos son blancos en su parte interior o son transparentes en su totalidad. Cultivo intermedio: Esta etapa se desarrrolla en fiolas o matraces de 1000 a 2000 cc. Dejar en reposo el agua por una hora para reducir los peróxidos generados. La boca de estos recipientes se debe flamear para “quemar” microorganismos que pueden ingresar al interior. fertilizar e inocular. En cultivos batch las poblaciones algales alcanzan densidades mayores a los 4 millones de células por ml. evitando además transferir las algas sedimentadas de los cultivos intermedios. a fin de variar la posición de las células. Flamear la boca de cada recipiente y tomar las precauciones del caso para prevenir la contaminación. Estos cultivos deben agitarse manualmente en forma periódica y suavemente. con medios del 60 al 65% de la capacidad total. (Fig. La temperatura se mantiene entre 18 y 20 grados centígrados.2) Página 1 . 3. Los nuevos recipientes son agitados con aire filtrado a máximo 1µm. La iluminación por lo general se coloca en la parte superior de los recipientes y la intensida puede estar entre 4000 y 5000 lux. Estos peróxidos afectan los pigmentos fotosintéticos de las algas. Cultivo masivo: El grado de contaminación bacteriana es mayor en esta etapa. La temperatura se puede mantener a 18 grados centígrados. Esta inoculación se hace bajo el mismo esquema del caso anterior evitando que las algas sedimentadas pasen al nuevo medio. aprovechando la iluminación del sol. Se transfieren los antiguos cultivos que hacen de stock (cultivo inicial) de 4 a 7 días. Cultivo de 10 a 20 l. El agua de mar antes de ser enriquecida con los nutrientes es bien filtrada a 1µm y esterilizada con UV. Los inóculos son obtenidos de la etapa anterior que presentan un crecimiento rápido y carecen de sedimento. En los cultivos masivos la aireación no es filtrada y generalmente se desarrolla externamente.Cultivo inicial: El cultivo inicial se desarrolla en fiolas o matraces de 500 cc con 250 ml de medio. Luego de la inoculación las fiolas son puestas en la estantería iluminada junto a uno de los matraces viejos para observar luego de uno a dos días el crecimiento rápido del nuevo cultivo. La intensidad luminosa se ajusta entre 2000 y 5000 lux. La intensidad de luz puede ajustarse entre 2000 y 2500 lux. La inoculación de las algas se realiza cuando las fiolas esterilizadas han alcanzado la temperatura ambiente. (ver fig. 3. La intensidad de luz debe estar entre 1500 y 2000 lux . Ellas son reconocidas mundialmente como especies adecuadas por su fase de cultivo y elevado valor nutricional. siendo la más frecuente las diatomeas y los flagelados. La tabla VI muestra algunas especies de uso común en laboratorios de producción de larvas.Algas Comunes que se Cultivan en Laboratorios Muchas son las especies de algas que se cultivan y usan en laboratorios de larvas. Contenido Nutricional de las Microalgas Página 1 . los que representan la base para la formación de los nuevos tejidos. refiriéndose a aquellas que se cultivan.. 3. 2. La nutrición de las larvas y juveniles depende del contenido y naturaleza de los constituyentes bioquímicos de las algas. Entre los métodos de purificación más conocidos tenemos: 1. Aunque tales métodos son sencillos sin embargo. Anormalidades en alguno(s) de estos factores alterarán significativamente la composición bioquímica de las microalgas cultivadas.Rociado en plato. de la fase de crecimiento en que las algas son cultivadas y de la calidad del agua de mar empleada en el cultivo.Los niveles nutricionales de las algas que se cultivan con los diferentes medios enriquecidos y consecuentemente el poder alimenticio de una especie algal depende de las condiciones generales de crecimiento dadas en el laboratorio..Aislamiento en agar.. moluscos y peces. Los componentes químicos de las microalgas no siempren son constantes. Un cultivo algal considerado “viejo” ya no aportará con mayores ventajas nutricionales para una cría larvaria. sean estas de camarón.. la preparación de cultivos axénicos requieren paciencia y perserverancia. Ver tabla IV. 3. Página 1 .Lavado. restauración de aquellos que han sido afectados y para el metabolismo normal de los organismos de cría. de la condición de la cepa de alga cultivada.Antibióticos.. Una combinación de algas como dieta brinda un mayor valor nutritivo debido a que contienen un surtido de la mayoría de los requerimientos nutricionales necesarios para el crecimiento de las larvas. Las condiciones de iluminación y temperatura son las mismas descritas para el cultivo intermedio..Rallado en agar.Potasio telurito. Entre los métodos de aislamiento más usados se nombran: 1.Pipeta capilar (simplificado).. 2. Los medios enriquecidos usados para fines de aislamiento y purificación pueden ser aquellos que se revisan en el siguiente capítulo para agua dulce y salada. de las condiciones de iluminación y temperatura. 4. Estos niveles dependerán del tipo y contenido de nutrientes usados en el medio enriquecido. Aislamiento y Purificación La aplicación de los siguientes métodos para una colecta natural de algas microscópicas produce cultivos monoespecíficos o axénicos. Fiolas para 125 ml. Un cultivo unialgal establecido es necesario para preparar un cultivo axénico.Instrumentos ópticos requeridos: Estereo-microspio con iluminación de abajo hacia arriba. Pipetas Pasteur de 9" tapadas con algodón en la boca ancha. El término “unidad” se refiere a cualquier célula. Goteros de caucho para usarlos con las pipetas Pasteur. Microscopio óptico compuesto. Recipiente para pipetas usadas. Las fuentes de algas para aislamiento sólo incluyen muestras planctónicas y se refieren a colecciones naturales. Vidrios y plasticos: Tubos de ensayo con tapa rosca (18 x 150 mm). De todos los métodos nombrados para aislamiento el de pipeta capilar y el de rayado en agar son los más empleados para este fin. Asa de platino con gancho de 4 mm. Es necesario el aislamiento de una unidad algal y la colocación de la misma en un medio de cultivo adecuado para su multipliación. Envase metálico con tapa para guardar pipetas Pasteur Platos Petri de vidrio o plásticos de 100 x 15 mm. Implementos: Mechero de gas. Pipeta capilar (simplificado) La tapa de un plato Petri invertido se emplea como área para aislamiento: Página 1 . Metodos de aislamiento. pieza o parte del talo y cuerpo reproductivo. a fin de establecer un cultivo unialgal (monoespecífico). Campana estéril. filamento. Filamentos pueden aislarse con pipeta capilar . Equipos: Incubador iluminado con control de temperatura. colonia. Las algas menores a 10 µ difícilmente son aisladas con pipeta capilar. Tacho para desechos de vidrio. no estan dirigidos para especies específicas. Los métodos de aislamiento y purificación a describirse son generales y aplicables a muchas especies algales. Cámara de Neubauer. b) Coloque 8 gotas de un medio de cultivo adecuado en 8 posiciones rodeando la colección natural. 3. para examinarla con el microscopio compuesto. e) Repita este proceso de transferencia con el resto de las gotas del medio de cultivo hasta asegurarse que una sola unidad algal requerida está presente en una gota. a) Prepare platos Petri (vidrio o plástico) de 100 x 15 mm. f) Transfiera esta unidad algal a tubos de ensayos que contienen el medio de cultivo esterilizado. d) Transfiera una sola alga desde la gota número 1 hasta la gota número 2. d) Pasado este tiempo observar directamente en el estereomicroscopio el rayado y seleccione las colonias deseadas que están libres de otros organismos. b) Coloque dos gotas de colección natural cerca de la periferia en el medio solidificado. Marque primero con número la posición de cada gota por la cara interior de la tapa. Como precaución. c) Usando una pipeta Pasteur nueva estirada y estéril. g) Coloque los tubos bajo condiciones favorables para crecimiento.5% de agar.3) Rayado en agar Este método brinda mayor facilidad para aislar algas de tamaño igual o menor a 10 µm de diámetro. esta unidad algal en una gota puede ser transferida primero a un fragmento de un cubreobjeto que descansa en un portaobjeto. De esta manera se asegura que una sola unidad algal es aislada y que efectivamente va al medio de cultivo. El fragmento con la gota y la unidad es entonces transferido al tubo de ensayo con el medio de cultivo para su desarrollo. conteniendo medio de cultivo solidificado con 1 a 1. transfiera las algas deseadas de la colección natural a la gota número 1 del medio de cultivo. (Fig. Con el asa de platino (punta esterilizada sumergida en alcohol y quemada). Página 1 .a) Coloque de 10 a 15 gotas de una colección natural en el centro de la tapa invertida. inviertalo e incubar de 4 a 8 dias bajo adecuada condición de crecimiento. bajo criterio de asepsia. c) Cubra el plato. También produce cultivos axénicos. rayar en paralelo la muestra de la colección en el agar. g) Transfiera las unidades algales de una colonia a un medio líquido (tubo de ensayo) o solidificado. constatar y nuevamente incubar para que se formen las colonias. f) Repita el procedimiento de rayado de una sola zona. Tratamiento con antibióticos Puede usarse un antibiótico o una combinación de éstos para eliminar o inhibir el crecimiento de microorganismos Página 1 . Se asume que todo aparato. Entonces es necesario eliminar o inhibir el crecimiento de dichos microorganismos in situ mediante procedimientos químicos. 3. equipo. En un microscopio compuesto observe las unidades de algas deseadas y que sean de la misma especie.e) Remueva las colonias seleccionadas usando una pipeta Pasteur estirada estéril o el asa de platino y colóquelas en una gota de medio de cultivo estéril sobre un cubreobjeto. La presencia de microorganismos y bacterias contaminantes pueden detectarse con el microscopio compuesto o mediante prueba y análisis microbiológico conocido.4) Métodos de Purificación Unidades algales aisladas con pipeta capilar pueden presentar contaminantes asociados como bacterias. (Fig. Este segundo rayado reduce la contaminación por bacterias y asegura agrupaciones de unidades algales de la misma especie. También el manejo prolongado de cepas de algas pueden contaminarse en un momento con microorganismos que utilizan los mismos nutrientes del medio y cuando se desarrollan pueden afectar las algas. implemento o medio de cultivo están esterilizados antes de ser usados. e) Las fiolas debidamente tapadas son puestos bajo condiciones favorables de crecimiento. b) Filtrar esta solución rápidamente con filtro de membrana (0.48 horas asépticamente transfiera algunas unidades algales de cada fiola a tubos de ensayo conteniendo medio de cultivo estéril y libre de antibióticos. ver fig. de estreptomicina pueden resultar efectivos. El uso de antibióticos requiere cuidado en la concentración de los agentes químicos y en la duración del tiempo en que las algas son expuestas al tratamiento. y los niveles que corresponden a los otros 2 antibióticos. 2. Hacer esto por triplicado en cada intervalo de tiempo.125 ml.0. f) Después de 24 . 1. c) Colocar 1ml de cultivo algal contaminado en cada uno de los seis Erlenmeyer (fiolas) de 125 ml que contienen 50 ml de medio de cultivo estéril. Esto provee concentraciones de penicilina de aproximadamente 20 a 500 mg/l.azules y estas pueden ser eliminadas usando antibióticos.5. 3.45 µ). El presente procedimiento corresponde a uno descrito por J.que se adhieren a las células algales. 0. (Fig. Medios de cultivo conteniendo 25 ppm. disolviendo primero 100 mg de penicilina G y 50 mg de sulfato de estreptomicina juntos en 10 ml de agua destilada. 0. Agregar a este preparado 10 mg de cloranfenicol que ha sido disuelto primero en 1 ml de ethanol al 95% y agitar bien. g) Colocar estos tubos en condiciones favorables de crecimiento. 0. Stein en su texto “Handbook of phycological methods”: a) Preparar la solución de antibióticos. 20 En ocasiones las algas pueden contaminarse con otras especies algales como las verde .5) Página 1 . R.2 . d) Agregar uno de los siguientes volúmenes de la solución de antibiótico en cada fiola: 3. Chequear los tubos y hacer pruebas de contaminación bacteriológica después de 2 y 3 semanas.25. Usando el mayor aumento posible: 20X/10X /40 aumento. 5. 2. A continuación se exponen mecanismos para desinfección y esterilización: Desinfectantes no volátiles Página 1 . buscar la presencia de microorganismos en la muestra. Colóquelas en láminas portaobjetos estériles y si es necesario agregar medios de cultivo estériles a las muestras. Desinfección significa la reducción del número de bacterias hasta un nivel aceptable: bacteriostático.Otros antibióticos pueden ser usados para purificación como las sulfonamidas. Asépticamente tome muestras del cultivo de algas. Desinfección y Esterilización Los términos desinfección y esterilización parecen sinónimos. Esterilización significa el proceso en el cual se asegura la total inactivación de todos los microorganismos: actericida. Observe al microscopio equipado con iluminación de contraste de fase. 3. Para comprobar la presencia de los contaminantes se puede recurrir a la directa observación en el microscopio de contraste de fase: 1. Cúbralos con laminillas cubreobjetos estériles. 4. sin embargo hay diferencias fundamentales entre ellos. pero no las esporas. Pequeñas cantidades de materia orgánica restringen mucho su acción. Usar 5 lb. por lo que es más usado por su efecto antes que por su eficiencia. dejándo que se caliente por 10 minutos. No es efectivo contra las esporas. De presión cuando se filtra con estas membranas. La preparación de esta solución de hipoclorito corroe los instrumentos metálicos. 3. 2 litros requieren 20 y 5 litros requieren 35 minutos aproximadamente. El compuesto más usado en nuestro medio es el HTH. Asegurarse que todo el aire del interior sea removido. Aunque el vacío puede emplearse también. Requiere de 24 horas para ser efectivo. Es un mecanismo empleado sólo en emergencias.5 % (v/v): Actúa rápidamente sobre células vegetativas (en capacidad de reproducirse). el efecto de la presión normal simplifica el filtrado de grandes volúmenes de líquido. b) Baño en agua hirviendo: En un recipiente de acero inoxidable ponga a hervir agua destilada (100 grados centígrados). ver fig. (Fig. d) Alcohol: Como etanol al 70% ( v/v ). b) Cloro (hipoclorito): Usado en solución a una concentración de 400 ppm. 3.6 Volúmenes de medio para cultivos iniciales eintermedios pueden esterilizarse con unidades de filtración al vacío y membrana microporosa de 0. Puede quemar la piel al tener contacto con este desinfectante.El uso de estos compuestos está confinado a la reducción de la carga microbiana de los instrumentos y superficies. Los siguientes desinfectantes son más comúnmente usados. Coloque aquí el medio o los instrumentos aesterilizarse. Como hipoclorito es efectivo contra las esporas entre 15 y 70 minutos de acción. bajo presión normal y sin vacío. El tiempo requerido para lograr una esterilización correcta varía según el volúmen a ser tratado: 100 ml requieren 10 minutos. como cloro activo. No es un buen desinfectante. c) Formaldehído: En solución al 5% es considerado efectivo a temperatura ambiente.5 µ.). ellos pueden ser aplicados directamente sobre las superficies o los implementos pueden ser sumergidos en ellos: a) Lisol al 3.7) (©Escuela Superior Politécnica del Litoral) Página 1 . a) Autoclavado (olla a presión): La esterilización se logra por autoclavado a 121 grados centígrados en vapor puro y saturado a 15 lb / plg2 de presión. Es aplicable a todos los medios y materiales que pueden resistir temperaturas de 100 a 120 grados centígrados. Mecanismos de esterilización El calor húmedo es la forma más usada para producir esterilizacíon. c) Filtración: Grandes volúmenes de medio pueden filtrarse a través de papel filtro de mayor diámetro (125mm. Este método elimina células vegetativas. Es irritante a los ojos y a la mucosa nasal. Medida del crecimiento Página 1 . Los resultados permiten estimar en cierto modo la situación de un cultivo y relacionarlo con la curva de crecimiento de esa población algal. Uso del hemocitómetro: Coloque el cubreobjeto bien limpio sobre los pilares de soporte de la cámara. para las muestras de algas. El método empleado para contar algas es sencillo. Tubos de ensayo. Fijativos para inmovilizar algas mótiles con el lugol o la formalina al 5%. sino también determinar numéricamente el grado de división celular en un determinado tiempo.1 mm deep (Improved Neubauer) con cubre objeto No.Los métodos para estimar biomasa de algas de ambientes naturales generalmente requieren de la sedimentación del plancton. De todos los dispositivos conocidos el más usado en los laboratorios marinos comerciales de nuestro medio es el hemocitómetro. Implica el uso de un dispositivo que permita el contaje. preferentemente con tapa rosca. 2 Pipetas Pasteur con bulbo (gotero) para llenar la cámara. Por lo general estos dispositivos son bien usados para contar algas que se cultivan en recipientes.El objetivo de contar algas no es sólamente establecer la población (densidad) de células por mililitro que hay en un recipiente. pero no necesariamente son muy convenientes para contar poblaciones naturales. Para fines de investigación también se usa la cámara de Sedgwick-Rafter. Equipos y accesorios: Microscopio estandard. Piceta con agua destilada para limpieza de accesorios. Página 1 . Hemocitómetro 0. No considere las células que están asentadas justo en medio de cualquier línea de los cuadros. (Fig.Usando una pipeta Pasteur que contiene la muestra de algas. Es conveniente esperar por tres minutos antes de proceder al contaje en el microscopio. deposite una gota en cada ranura del hemocitómetro para llenar el espacio. sean de las internas o de los laterales.8) Consideraciones: Es necesario homogenizar el cultivo y seleccionar el dispositivo indicado para el conteo. aunque este criterio no se aplica cuando apenas es un 25% del cuerpo de la célula el que esté topando la línea. 3. Mantenga un orden en la secuencia del contaje para evitar errores de suma.para dejar que las unidades algales se asienten debidamente. Use objetivos de 20X o 40X según cuál le sea más claro y cómodo para proceder. la muestra puede ser tomada raspando un area y homogenizandola luego para tomar nuevamente la muestra. en el que las algas se distribuyan adecuadamente. Hay cultivos que no se pueden contar y demandan otros mecanismos que no implican el uso de las cámaras de contaje. Página 1 . en ángulo de 45 grados. Si el alga crece adherida al recipiente (bénticas por ejémplo). Es conveniente dejar que las células se asienten por unos tres minutos en la cámara y luego proceder a contar. provocados principalmente por productos químicos. la unidad se cuenta como dos por que representa el material de dos células. charcas. estanques. para lograr una correcta distribución de las células en la cámara. Es la base de las cadenas alimenticias acuáticas y se caracteriza por responder de manera rápida y previsible ante diversos agentes contaminantes. Su sensibilidad ante las variaciones en los niveles de nutrientes podría ser catalogada como un indicador de eutrofización (enriquecimiento de nutrientes Página 1 . del tamaño y forma de la célula y de la presencia de algún material celular que pueda influir en el llenado de la cámara. La selección del disposotivo a usarse depende de la densidad del cultivo.Cuando una célula se encuentra en franco proceso de división (fisión binaria). (©Escuela Superior Politécnica del Litoral) Microalgas en contaminación El fitoplancton (microalgas) es considerado el mayor indicativo de alerta temprana en las características ecológicas de los cuerpos de agua (esteros. incluyendo los accesorios. su limpieza es importante. Si las divisiones se presentan en un alto número entonces habrá que cambiar la hora del contaje. Después de seleccionado el dispositivo. riachuelos). edu.mx/Biodiversitas/Articulos/biodiv103art1. m. Esto corrobora que existen muchas microalgas que podrían ser empleadas para determinar el impacto que provocan ciertas sustancias químicas en el ambiente acuático y evaluar la toxicidad de sustancias que se incorporan al mercado y que son autorizadas por las instituciones responsables de salud y ecología. 2012) Bibliografía ©Escuela Superior Politécnica del Litoral.f.). de http://mailcenaim.inorgánicos: nitrógeno y fósforo) en los sistemas acuáticos.gob.ec/publicaciones/algas/capitulo_3.biodiversidad. (Julio y Agosto de 2012).piña Valdez: http://www.espol. de Biodiversitas medina jasso A. j.pdf Valdez. Recuperado el 26 de ENERO de 2015. que han evidenciado disminuciones en el contenido de clorofila y en el número de células de las microalgas.4 Las diatomeas han sido utilizadas para diagnosticar los cambios rápidos en el ambiente debido a que responden de inmediato a los cambios químicos. Biodiversitas. FOLLETO DE ALGAS. físicos y biológicos que se producen en su entorno acuático. Otro de los usos de las microalgas como indicadores de contaminación es la determinación y diagnosticar concentraciones significativas de petróleo mediante ensayos en ecosistemas acuáticos. (s.pdf Página 1 . 1. (Valdez.p. Recuperado el 26 de ENERO de 2015.