MANUAL DE PARASITOLOGIA CLÍNICA – APOSTILAS EROTEIROS DE AULAS PRÁTICAS Profa. Msc. Cláudia Calheiros MACEIÓ 2001 APRESENTAÇÃO Este manual foi elaborado com intuito de facilitar o aprendizado, durante a execução de tarefas realizadas nas aulas práticas da disciplina de Parasitologia Clínica. Foram utilizadas diversas referências bibliográficas, além de experiências vivenciadas ao longo dos cursos ministrados. Não é uma obra completa, e, será lapidada, sempre que necessário. Esperamos que o aluno aproveite o máximo da matéria, lembrando sempre que este é um momento único, e que, não voltará, no instante em que as cobranças da vida profissional se efetivarem. Portanto aproveite! e, não esqueça de retribuir, com entusiasmo e competência, a grande parcela de brasileiros – os parasitados – que apostam na sua capacidade de mudar o mundo com honestidade, trabalho e justiça. Professora Cláudia Calheiros ( Bióloga – Especialista em Entomologia Médica; Mestre em Parasitologia humana e veterinária ) “ O tolo vangloria-se do seu saber. A vastidão do conhecimento molda no sábio o caráter do humilde” ÍNDICE Introdução _________________________________________________________ 04 Microscopia _________________________________________________________ 05 1º Roteiro de Aula Prática: Esfregaço Sanguíneo, de medula e Aposição de tecido ________________ 08 Diagnóstico Parasitológico de Sangue, Tecido e Medula _______________________________ 09 Diagnóstico Parasitológico da Leishmaniose Visceral _________________________________ 12 2º Roteiro de Aula Prática: Formas Evolutivas do Trypanosoma e da Leishmania ______________ 13 Diagnóstico da Doença de Chagas ____________________________________________ 15 3º Roteiro de Aula Prática: Formas Evolutivas do T. gondii e do Trichomonas _________________ 17 4º Roteiro de Aula Prática: Esfregaço e Gota espêssa de sangue – Diagnóstico diferencial do Plasmodium _ 18 5º Roteiro de Aula Prática: Gota espêssa de sangue – Diagnóstico diferencial dos Filarídeos _________ 22 Diagnóstico Parasitológico da Filariose Linfática ___________________________________ 23 6º Roteiro de Aula Prática: Diagnóstico das Ectoparasitoses / Ident. Protozoários Intestinais ________ 25 7º Roteiro de Aula Prática: Identificação de helmintos / Exame Parasitológico das Fezes ___________ 26 Parasios do Ambiente; Parasitos Oportunistas e Parasitos Raros _________________________ 32 8º Roteiro de Aula Prática: Método de Sedimentação Espontânea _________________________ 36 9º Roteiro de Aula Prática: Métodos de Baermann e Rugai _____________________________ 38 10º Roteiro de Aula Prática: Método de Kato Katz _________________________________ 41 11º Roteiro de Aula Prática: Métodos: Grahan, Tamização e Willis ________________________ 43 12º Roteiro de Aula Prática: Método de Blagg ou sedimentação por centrigugação _______________48 13º Roteiro de Aula Prática: Métodos: Faust e Ritcuie ________________________________ 50 Indicações dos Métodos Laboratoriais Cropológicos __________________________________ 52 Características Morfológicas de Ovos de Helmintos e Cistos de Protozoários __________________ 53 PRANCHAS ________________________________________________________ 54 Prancha 1: Estruturas não parasitárias encontradas nas fezes __________________________ 55 Prancha 2: Ovos de Helmintos _____________________________________________ 56 Prancha 3: Diferenças entre larvas de Ancilostomídeos e Strongyloides _____________________ 57 Prancha 4: Protozoários Enteroparasitos – trofozoítos e cistos __________________________ 58 Prancha 5: Larvas e Ovos de Helmintos ________________________________________ 59 Prancha 6: Dimensões dos Enteroparasitos ______________________________________ 60 Prancha 7: Protozoários das Vias Digestivas e Genito-Urinárias Humanas _________________ 61 Prancha 8: Helmintos Enteroparasitos: ovos, larvas e adultos __________________________ 62 Referências Bibliográficas _________________________________________________ 63 I – INTRODUÇÃO: O EXAME PARASITOLÓGICO A solicitação do exame laboratorial é feita tendo em vista uma finalidade, podendo ser: exame parasitológico, estudo das funções digestivas, moleculares etc aspectos gerais, exames macro e microscópico, dosagens e análises químicas, cultura, exame imunológico (pesquisa de anticorpos), inoculação em animais de laboratório e mais recentemente, a PCR (reações em cadeia da polimerase – Polymerase Chain Reaction). O exame parasitológico é de grande importância clínica, já que detecta a presença de alguma forma evolutiva do parasito, elucidando definitivamente a suspeita clínica. Os materiais biológicos utilizados são: fezes, sangue, medula óssea, líquido cefaloraquidiano, urina, secreção, líquido ganglionar e tecido. No exame parasitológico das fezes, ou exame coproparasitológico ou ainda coproparasitoscópico, a solicitação deverá indicar a técnica a ser utilizada, bem como a suspeita clínica, através da menção a alguma sintomatologia, ou ser justificado como controle de cura de alguma parasitose. No exame parasitológico de outros materiais biológicos, a solicitação deverá indicar o tipo de material a ser examinado o nome do parasito ou o nome da parasitose de diagnóstico provável. As considerações gerais sobre o exame parasitológico em fezes estão mencionadas no ítem III deste manual. No exame parasitológico em sangue a colheita é feita por picada percutânea ou punção venosa, o exame em lâmina é realizado à fresco sob lamínula ou ainda esfregaço ou gota espêsssa corada (Giemsa, Leishman, Eosina – Giemsa) . No exame de Urina a colheita é direta e espera-se diagnosticar a tricomoníase, também podendo ser encontrada no exame da secreção vaginal, onde o fluxo vaginal é colhido com espátula, swab ou pipeta, nas paredes da vagina, após de esfregaços ou exames colocação de espéculo. A punção para confecção imunológicos é realizada no exame do líquido cefalorraquidiano (Doença de Chagas, Toxoplasmose e esquistossomose), medula óssea (Leishmaniose visceral) ou líquido ganglionar (Doença de Chagas, Toxoplasmose, Leishmaniose visceral). A colheita de tecido é realizada por biópsia da pele, gânglio, músculo ou víscera, onde realiza-se cortes histológicos ou aposição do material em lâmina (Leishmanioses, Amebíase e Esquistossomose, Doença de Chagas, Toxoplasmose, Cisticercose, Oncocercose. Outros procedimentos são utilizados para a pesquisa do parasito (xenodiagnóstico, cultura, inoculação, radiologia, ultrassonografia), ou indícios de sua presença( hemograma, eletroforese das proteínas e testes sorológicos). PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 01: Demonstração e execução das técnicas de esfregaço sanguíneo, esfregaço de medula e esfregaço por aposição de tecido: Exames à fresco e corados OBJETIVOS: 1º - REALIZAR AS TÉCNICAS DE ESFREGAÇOS UTILIZADAS NOS DIAGNÓSTICOS PARASITOLÓGICOS DA LEISHMANIOSE VISCERAL, DOENÇA DE CHAGAS, MALÁRIA, E LEISHMANIOSE TEGUMENTAR. 2º - DESCREVER A TÉCNICA DE COLORAÇÃO PELO GIEMSA • MATERIAL: LÂMINA DE MICROSCOPIA, LANCETA, ALGODÃO IODADO, H 2O, FIXADOR (METANOL), CORANTE (GIEMSA) LÓBULO DA ORELHA. Escorrer e secar o material Cobrir o material com corante por 20 minutos Escorrer o corante e lavar a lâmina Deixar secar e levar ao microscópio com a objetiva de 100X ou imersão.ETAPAS DO ESFREGAÇO SANGUÍNEO: PUNÇÃO (DIGITAL. filariose e Doença de Chagas. 1 . especialmente em sua fase aguda. MEDULA) OU BIÓPSIA MATERIAL NA LÂMINA SECAR DESEMOGLOBINIZAR (H2O)# FIXAR (METANOL)# CORAR (GIEMSA) EXAMINAR # SE NECESSÁRIO • DESCRIÇÃO DA TÉCNICA PELO GIEMSA: 1º2º3º4º5ºFixar o material com Metanol durante 2 a 3 minutos.ESFREGAÇO . podem ser diagnosticadas pelo encontro do parasito no sangue circulante.DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DE SANGUE. tais com malária. com uma lanceta descartável.TIPOS DE EXAMES PARASITOLÓGICOS ONDE UTILIZA-SE MATERIAL BIOLÓGICO PARA CONFECÇÃO DE UM ESFREGAÇO: ( À FRESCO (SANGUE) ( ESFREGAÇO SANGUÍNEO MATERIAL NA LÂMINA: TÉCNICA INDICAÇÕES: DOENÇA DE CHAGAS. O sangue pode ser examinado a fresco (para Doença de Chagas e Filariose) ou após coloração ( para D.A) . Boa prática! II . Malária e Filariose) Em ambos os casos o sangue é colhido através da punção da polpa digital ou lóbulo da orelha. de Chagas. MEDULA E TECIDO PROCESSO DE COLORAÇÃO DE PROTOZOÁRIOS PELO MÉTODO DE GIEMSA Várias doenças parasitárias. MALÁRIA ( ESFREGAÇO POR APOSIÇÃO DE LESÃO (TECIDO) INDICAÇÃO: LEISHMANIOSE TEGUMENTAR AMERICANA ( ESFREGAÇO DE MATERIAL COLETADO DA MEDULA ÓSSEA INDICAÇÃO: LEISHMANIOSE VISCERAL B) . com todas as estruturas destacadas. Coloração pelo Giemsa Preparar a solução de Giemsa a partir da solução estoque. espalha-se o sangue com movimento circular. e Cobrir toda a preparação com a solução do corante diluído. mantendo suas características típicas.Faz-se a coloração deixando o corante agir durante 20 minutos( a lâmina não deve apresentar manchas de corante precipitado).Após este período. lava-se com água corrente. deixando-a corar durante vinte minutos. dando-se uma inclinação de aproximadamente 45o à lâmina que executa a preparação. Filariose não requer imersão. recobrindo-se a lâmina com placa de Petri. Os glóbulos vermelhos apresentam coloração róseo-pálida O citoplasma dos leucócitos cora-se em azul pálido Os núcleos dos leucócitos cora-se em rocho azulado As granulações dos leucócitos ficam nítidas As plaquetas coram-se de vermelho. Os elementos parasitários intracelulares ou extracelulares coram-se bem. tendo-se a precaução de colocar uma gota de óleo de imersão sobre a preparação pronta. b) . .Decorrido este tempo. até se obter uma área de cerca de 1 cm de diâmetro (Malária).Deixa-se secar. f) . b) . enxuga-se e a lâmina está pronta para ser examinada. pingar duas gotas de corante estoque. durante 3 minutos. d) .Fixa-se pelo álcool metílico. ou movimento de estiramento até se obter um retângulo de bordas bem delimitadas (Filariose). vira-se o restante do álcool e põe-se a lâmina em posição vertical para enxugar.Coloca-se pequena gota de sangue em uma extremidade de uma lâmina e com outra lâmina puxa-se a gota com movimento regular homogênio. Para cada 1 ml de água destilada. e) .Coloca-se uma ou duas gotas de sangue no centro da lâmina e com o canto de outra lâmina ou da lanceta que foi usada na punção.a) . basta examinar com objetiva 40X.Seca-se a preparação por agitação da lâmina. c) . 2 .GOTA ESPESSA a) . Malária e Doença de Chagas requerem exame com a objetiva de imersão (100 X). O esfregaço e a gota espessa devem ser protegidos para evitar que moscas e baratas os destruam.Uma vez seca. e d) . e) . Preconiza-se examinar mais uma gota quando o primeiro exame for negativo. ter cuidado para a colocar com o lado corado voltado para a objetiva. após. cobre-se a preparação com água destilada ou mergulha-se a lâmina em um recipiente contendo-se água destilada. inclina-se com cuidado a lâmina para remover a água. Observações: Este exame deverá ser executado imediatamente após a colheita do sangue porque quando a gota secar não permitirá a sua execução.Cora-se com o corante de GIEMSA ( ver acima) durante 20 minutos. no entanto. d) . c) . g) .leva-se ao microscópio e examina-se com as objetivas 40X.com alfinete ou agulha estéril ou Lanceta.Depois da secagem. os caracteres distintivos dos parasitos ficam menos perceptíveis. limpa-se a superfície digital ou lobular da orelha b) . pois a preparação poderá ser destacada ao mudarmos o campo do microscópio.recobre-se com lamínula 24 x 24. ao colocar a lâmina no microscópio. A água destilada tem por finalidade desemoglobinizar a preparação. h) . 3 . . caso não sejam fixados ou corados logo.Com algodão hidrófilo molhado em álcool iodado.c) .Decorridos 10 minutos. verificar sempre se o lado que contém a preparação é o lado que está sendo corado. uma vez que a área a ser pesquisada é bem menor que em um esfregaço.Seca-se e examina-se com as objetivas 10X e 40X ( para Filariose) ou imersão ( para Malária). quando a lâmina não é fixada previamente. a lâmina volta a secar f) . faz-se um pequeno furo e colhe-se uma gota de sangue que é colocada no centro da lâmina. e a gota espessa é muito empregada em parasitologia pois reduz o tempo de exame.EXAME A FRESCO a) . álcool éter ou éter puro.Lava-se a lâmina com água. sem retirar o preparado. fixa-se com Metanol durante 3 minutos e. Observações: Muito cuidado se deve ter ao usarmos a imersão. Coloca-se pequena gota do material aspirado da medula em uma extremidade de uma lâmina e com outra puxa-se a gota com movimento regular homogênio.Após a secagem. lava-se com água corrente. g .Decorrido este tempo.Faz-se a coloração deixando o corante agir durante 20 minutos( a lâmina não deve apresentar manchas de corante precipitado).Após a colheita é realizado um “imprinting” ou aposição em lâmina de microscopia c . enxuga-se e a lâmina está pronta para ser examinada.4 – APOSIÇÃO DE TECIDO (Biópsia das bordas de Lesões Leishmanióticas) a .Espera secar e fixa-se com Metanol d . MATERIAL NECESSÁRIO PARA PREPARAÇÃO SANGÜÍNEAS OU APOSIÇÃO DE TECIDO OU MEDULARES Lâminas / Lamínulas / Pinça / Lanceta Proveta de 15 ml / Pipetas conta-gotas / Placa de Petri Suporte ou cubas para corar lâminas / Estante para secagem de lâminas Algodão hidrófilo / Álcool iodado / Papel de filtro / Luvas de borracha Corante (Giemsa ) / Metanol (Fixador) Microscópio / Óleo de imersão Bísturí. b . Seringa. Xilocaína ( Aposição de tecido e Esfregaço de Medula óseea) Esfregaço Sanguineo: OU Gota Espessa: . dando-se uma inclinação de aproximadamente 45o à lâmina que executa a preparação.Fixa-se pelo álcool metílico.Seca-se a preparação por agitação de lâmina. durante 3 minutos. c . em seguida faz-se uma biópsia das bordas da lesão b . d .Decorrido este período.Realiza-se assepsia na lesão leishmaniótica e. cora-se com Giemsa e o exame é feito na objetiva de imersão (100X) 5 – ESFREGAÇO DE MATERIAL COLETADO DA MEDULA ÓSSEA a . vira-se o restante do álcool e põe-se a lâmina em posição vertical para enxugar. f . 2) Fundamento: A L. adaptar uma seringa e aspirar. após seco. 1cm abaixo e para trás da espinha. caindo na parte esponjosa do osso. Pela simplicidade da técnica. fazer o esfregaço e. Medula óssea. b) Com agulha apropriada. um pouco desviada da linha mediana. dar ½ a 1 volta na peça que limita a parte a ser introduzida da agulha e penetrar mais um pouco. tibial. 3) Técnica: a) A punção poderá ser: esternal. 2cm abaixo da fúrcula esternal ou à altura do primeiro ou segundo espaço estercostal. com torção e firmeza. Assepsia local e anestesia – xilocaína – até o periósteo. Retirado o conjunto seringa-agulha. através da pesquisa direta da Leishmania donovani em esfregaço de medula óssea. Retirar o mandril. c) Colocar medula numa lâmina. no terço superior da efífise. ilíaca. 4) Observações: a) Verificar a posição correta do mandril. perpendicularmente. para não diluir a medula. baço e fígado. 30 minutos antes. O material deve ser esterilizado a seco. Sistema Retículo Entotelial ou Sistema Fagocitário Mononuclear. estado da rôsca e graduar o limitador. retirar a seringa. adaptando-a firmemente na agulha. Evitar aspirar sangue. recolocar o mandril. donovani é um parasito reticulatrópico – tropismo pelas células do SRE ou SFM. b) Usar seringa em bôas condições.A fresco: DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DA LEISHMANIOSE VISCERAL EXAME DE MEDULA ÓSSEA 1) Indicação: Diagnóstico da Leishmaniose Visceral ou Calazar. no local da trapanação. compressivo. elevado percentual de infecção. romper o periósteo. Pegar a agulha com firmeza. a 1:1. são ricos destas células apresentando. extremidade superior apoiada na palma da mão. Examinar com objetiva de imersão. no caso da parasitose. no manúbrio. 100x. isenção mínima de riscos e facilidade de colheita. O local de puncionamento depende do examinador. d) O índice de postividade é de 80 a 90%.000. c) Em caso negativo ou duvidoso. SC. pode-se mobilizar as Leishmanias aplicando 1 ampola de adrenalina. Só aspirar se a agulha estiver fixada. Caso não surja medula. . fazer um curativo seco. o exame da medula óssea é o mais utilizado. na crista ântero-superior. corar – Giemsa ou Leishman. Trypanosoma cruzi e Trypanosoma lewise encontradas nos exames parasitológicos corados OBJETIVOS: 1º . Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 02: Identificação das formas evolutivas da Leishmania. IDENTIFICAR AS PROVÁVEIS ESPÉCIES DE LEISHMANIA ( Leishmania chagasi e Leishmania braziliensis). CORRELACIONANDO-AS COM O TIPO DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO 2º . BEM COMO SUAS FORMAS EVOLUTIVAS NOS DIAGNÓSTICOS PARASITOLÓGICOS APRESENTADOS.RECONHECER E DIFERENCIAR FORMAS TRIPOMASTIGOTAS DO Trypanosoma cruzi e DO Trypanosoma lewise.Amastigota Promastigota PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. A) Trypanosoma cruzi e Trypanosoma lewise: Diferenciar as formas tripomastigotas sanguíneas: tamanho → Flagelo Núcleo ← → Cinetoplasto .ATRAVÉS DA ANÁLISE DO MATERIAL BIOLÓGICO EXAMINADO. Imunofluorescência indireta. 5. 2. é o Diagnóstico Imunológico.INTRODUÇÃO Os métodos de laboratório usados na prática parasitológica para diagnóstico da Doença de Chagas são divididos em dois grupos: 1º métodos que têm por objetivo a evidenciação direta ao microscópio.Cultura de parasitos.Pesquisa da forma tripomastigota no sangue. MÉTODOS QUE EVIDENCIAM O PARASITO: 1. da presença do Trypanosoma cruzi.Pesquisa da forma amastigota em esfregaços ou cortes histológicos dos gânglios da lesão primária. e 7. METODOS IMUNOLÓGICOS: 1. 6.Reação de fixação de complemento. 2.Pesquisa da forma tripomastigota no líquor. 2º provas imunológicas que possibilitem a descoberta de anticorpos específicos. e 4.Xenodiagnóstico. Observar formas amastigotas do Trypanosoma cruzi em cortes histológicos de tecido muscular e em cultura de células B) Leishmania : Leishmania chagasi → Meterial: medula / Amastigotas isoladas. 3.ELISA .Hemaglutinação. 4. em pequenos grupos ou dentro de macrófagos Leishmania braziliensis → Material: aposição de lesão (pele) / Amastigotas numerosas Núcleo ← → Cinetoplasto Boa prática ! MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO DA DOENÇA DE CHAGAS I. é o chamado Diagnóstico Parasitológico.Pesquisa da forma amastigota em cortes de músculos esqueléticos.Inoculação em animais. 3. cruzi. Os gânglios escolhidos são os satélites do ponto de inoculação das formas metacíclicas do parasito que compõem o complexo primário da doença de Chagas.cruzi. podese observar em cada campo microscópico. Os gânglios são fixados e tratados segundo a técnica histológica usual para serem submetidos à microscopia. 4. se bem que possa se manifestar só após dois meses. alimentado no paciente. necessárias à preparação de antígenos usados nas reações sorológicas.MÉTODOS QUE EVIDENCIAM O PARASITO ( DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO ) 1.XENODIAGNÓSTICO: INDICAÇÃO: Diagnóstico da Doença de Chagas pela pesquisa do T. Os meios mais utilizados são os difásicos com base em ágar-sangue. . 5 ml do sangue do doente são semeados em 100 ml do meio. imprescindível para isolamento de amostras do T. A hemocultura tem indicação para o diagnóstico da forma aguda. Para fixar o material na lâmina.BIÓPSIA GANGLIONAR: a pesquisa das formas amastigotas do T. 2. um ou mais exemplares dos parasitos no sangue dos animais inoculados. 6.cruzi. A via de inoculação preferida é a intraperitonial e a parasitemia pode ser precoce. manifestando-se em 48 horas. cruzi são abundantes nos primeiros dias de infecção e o exame poderá ser feito a fresco. Os T. em gota espessa ou em esfregaço corados pelo Giemsa.INOCULAÇÕES EM ANIMAIS O camundongo jovem é mais susceptível à infecção. à temperatura ambiente ou na estufa. Na prática. as inoculações em animais de laboratório servem para conservação de amostras do T. porém com resultados inconstantes. sendo mais sensível na primeira devido à alta parasitemia. Além de permitir o diagnóstico dos casos clínicos da infecção chagásica. 7 . entre 25 a 28o C. mistura-se a ele uma gota de soro humano. O material é centrifugado em rotação baixa durante 10 minutos e o depósito é examinado a fresco e depois por coloração. Indicado nas fazes aguda e crônica.PESQUISA DE PARASITOS NO LÍQUOR: indicado nas formas graves meningoencefalíticas. esqueléticos é recomendada em casos agudos em que há sinais de miosite. conservado em local sem luz.PESQUISA DE PARASITOS NO SANGUE: é indicada para diagnóstico da forma aguda da Doença. entre lâmina e lamínula.cruzi é semelhante à usada em bacteriologia. Contrastando com o pequeno número de formas sanguíneas no homem.HEMOCULTURA: A hemocultura para isolamento e identificação do T. quando aparecem em grande número as formas epimastigotas juntamente com algumas formas tripomastigotas. sendo entretanto.cruzi nos gânglios exige a coleta do material por biópsia. O desenvolvimento do protozoário tem lugar em aproximadamente uma semana.BIÓPSIA MUSCULAR: a pesquisa das formas amastigotas em cortes dos músculos 5. em fezes de triatomíneo.II. 3. volume de sangue sugado e quantidade de triatimíneos utilizados. numa lâmina com solução fisiológica. ou de outro material. b) Após 20 dias proceder o exame: segurar o triatomíneo com uma pinça à altura do tórax. XENODIAGNÓSTICO ARTIFICIAL (“IN VITRO”) – Usado quando não é possivel o natural ou se deseja pesquisar o T. O inseto suga o sangue em quantidade muito maior que a necessária para um esfregaço. estes últimos encontrados nas fezes. FORMAS EVOLUTIVAS DO Trypanosoma cruzi : Amastigota Epimastigota Tripomastigota PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. colhidas. Cryptosporidium e do Trichomonas vaginalis encontradas em preparações coradas e à fresco. Deixar 20 a 30 minutos. durante 1 hora. Colocar 10 ml de sangue com anticoagulante num Borrel e cobrir a boca com pedaço de intestino de boi ou papo de galinha. e depois em estufa a 370C. Examinar a partir do 200 dia. cobrir com lamínula e examinar. d) O resultado do exame depende da parasitemia. na pele do paciente. TÉCNICA: a) Colocar numa caixinha de papelão. b) Os insetos devem ser examinados 2 por dia e. diretamente. Sempre usar luvas e sulução desinfetante para limpar o material utilizado. 100 X. sacrificados.FUNDAMENTO: Alimentando-se no paciente o triatomíneo ingere as formas tripomastigotas do T. após. OBSERVAÇÕES: a) Só utilizar triatomíneos “limpos”. e com outra pinça comprimir o abdômem na direção crâneocaudal para saída das fezes. 10 minutos e apos inverter sobre a face do filó da caixinha com os triatomíneos. com tampa substituída por filó ou tela fina. c) Colocar na caixinha um rótulo para identificação do paciente e anotação dos resultados. extremidade posterior para baixo. tempo necessário para realizarem o hematofagismo. 2 a 3 semanas. de preferência ninfas. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 03: Identificação das formas evolutivas do Toxoplasma gondii. Colocar o Borrel em Banho-Maria a 37 0C.cruzi que nele se transformam e multiplicam em epimastigotas e tripomastigotas metacíclicos. que umedecido. face anterior do antebraço. e alimentados em pombo ou galinha. Fixá-la com a face do filó para baixo. No exame devem estar em jejum. . criados em laboratório a partir do ovo. Misturar. adere ao frasco. 6 a 4 triatomíneos.cruzi em líquido cefalorraquidiano. Trichomonas vaginalis: • TROFOZOÍTOS: Forma de “pêra” com 1 núcleo . 1º) . oocistos de Cryptosporidium e trofozo[itos de Trichomonas vaginalis encontrados em diagnóstico parasitológico. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 04: Demonstração e execução das técnicas de esfregaço sanguíneo e Gota espêssa de sangue.Toxoplasma gondii • RECONHECER TAQUIZOÍTOS EM LÍQUIDOS ORGÂNICOS *PREPARAÇÃO DA LÂMINA: Esfregaço do material da medula corado pelo Giemsa • RECONHECER CISTOS COM BRADIZOÍTOS *PREPARAÇÃO DA LÂMINA: Corte de tecido nervoso corado pelo Giemsa 2º) – Cryptosporidium • RECONHECER OOCISTOS EM FEZES DIARRÉICAS DE PACIENTES AIDÉTICOS PREPARAÇÃO DA LÂMINA: Esfregaço do material fecal com coloração Safranina – Azul de Metileno 3º) .OBJETIVOS: Reconhecer taquizoítos e cistos de Toxoplasma gondii. 1 membrana ondulante axóstilo e 2 pares de flagelos PREPARAÇÃO DA LÂMINA : esfregaço à fresco Esfregaço de secreção vaginal corado Citologia 1 Boa Prática ! PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. Identificação e diagnóstico diferencial dos plasmódiuns humanos: Plasmodium falciparum e Plasmodium vivax . com respectivas colorações e identificação do Plasmod\ium berghei . 2. Observar ainda.OBJETIVOS: Reconhecer as diversas formas evolutivas dos protozoários do gênero Plasmodium Compreender como é realizado o diagnóstico parasitológico diferencial da malária 1º) .Plasmodium vivax Trofozoítos amebóides. Esquizonte (Cultivo) . que o número de hemácias imaturas ( reticulócitos) é elevado e que elas são geralmente parasitadas (o parasito tem preferência por células imaturas).TROFOZOÍTO AMEBÓIDE (“anel grosseiro”) .MERÓCITO . pálidas com finas granulações Schuffner . onde serão observados as diversas formas do parasito dentro de hemácias A observação ao microscópio é feita em imersão (100X).MORFOLOGIA: NÚCLEO EM DIVISÃO • . delicados Trofozoítos de localização periférica ( acolé ) Gametócitos em crescente ou banana Hemácias normais Ausência de esquisontes no sangue periférico (exceto em infecções graves). 2 ou até 3 grãos de cromatina.MORFOLOGIA: NÚCLEO E CITOPLASMA • .ESQUIZONTE . grandes e grosseiros Hemácias aumentadas. São pequenos.TROFOZOÍTO JOVEM (“anel delicado”) .MORFOLOGIA: NÚCLEO E CITOPLASMA • .OBSERVAR AS SEGUINTES FORMAS EVOLUTIVAS DE Plasmodium: • . No exame de esfragaço ou gota espessa de sangue periférico com Plasmodium humano é necessário observar algumas características diferenciais entre as espécies que ocorrem no Brasil: Plasmodium falciparum 1- Poliparasitismo frequente Trofozoítos jovens delgados com núcleo apresentando 1.HEMÁCIA REPLETA DE MEROZOÍTAS / DESENHAR *PREPARAÇÃO DAS LÂMINAS: ESFREGAÇO SANGUÍNEO CORADO PELO GIEMSA DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DA MALÁRIA HUMANA : DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL ENTRE AS ESPÉCIES DE PLASMODIUM É realizado através da confecção de esfegaços sanguíneos e ou/ gota espessa corados pelo Giemsa.não ocupando toda hemácia. Os reticulócitos são produzidos intensamente em consequência da anemia ocasionada pela doença. Mesmo para um especialista. Observação 1: No diagnóstico de um Plasmodium humano é importante saber que.Espécie: Plasmodium berghei: a. geralmente mais central. c. d. o diagnóstico é específico e requer um observador experiente. geralmente em P. Poliparasitismo raro Esquizontes são encontrados ocupando quase toda a hemácia. b. O trofozoíto ás vezes é amebóide e outras semelhante aos gametócitos com os quais podem ser confundidos. Grãos de pigmento férrico podem estar presentes. aberto (os parasitos são intracelulares e de difícil visualização). glóbulos brancos ( monócitos numerosos). grandes. número variado de grãos. e e . c. com restos de hemácias e com precipitados de corante. e cromatina periférica compacta e bem corada ( vermelha). Rosáceas com número pequeno de merozoícos ( 6 a 12) .Trofozoíto maduro – maiores. Hemácia geralmente não aumentada de volume. . corados em azul. fazê-lo cuidadosamente para não arrancar o esfregaço.Plasmodium malariae Esta espécie existe na Amazônia e se parece com o P vivax do qual se diferencia por: Presença de trofoítos e esquizontes. Observação 3: Ao realizar o diagnóstico da malária é importante que se observe as seguintes recomendações: a. citoplasma mais denso. vivax e P. ocupam toda a hemácia.Trofozoíto jovem – com pequena massa de citoplasma em anel. malariae encontramos todas as formas evolutivas e em P. 4 . Entretanto. b. falciparum só encontramos trofozoítos jovens e os gametócitos (raramente esquizontes). grão de cromatina único.Usar imersão: o condensador deve estar suspenso e o diafragma. Compare uma gota espessa de sangue negativo com as de P. Infecção mista pode ocorrer.Examinar muitos campos e não fazer o diagnóstico baseando-se em uma única forma. citoplasma regular. Observação 2: Gotas espessas são importantes no diagnóstico de rotina. pigmento férrico castanho claro Gametócitos arredondados. falciparum. 3. porque frequentemente o número de parasitas é tão baixo que sua pesquisa no esfregaço se torna difícil.Ao retirar o óleo da preparação. granulaçães de Schuffner e pigmento abundantes. vivax e de P.Não confundir o parasito com plaquetas. Às vezes representam fases de transição e outras foram deformadas durante a preparação das lâminas. 10% das formas são difíceis de identificação.Esquisontes – cromatina dividida por sucessivas mitoses. Ocupam completamente a hemácia de tamanho normal. circundados por porções do citoplasma. f.Vários grãos de pigmentos maláricos dispersos. arredondado. São visíveis vários núcleos fortemente corados. Cromatina granulosa e irregular Oval ou arredondado com pigmento grosseiro pardo claro disposto perifericamente no corpo do parasito. com anel delicado. 8 – 36 merozoítas dispostos ao Formas em faixas largas atravessando a hemácia. com alguma policromatofilia e pontilhado Muito comum Trofozoítos e gametócitos (esquizontes nas formas severas) 1 ou 2 grânulos cromáticos. núcleo grande com cromatina pouco densa.d. às vezes situando-se na borda da hemácia Ovais ou redondos. esquizontes. Raros no sangue periférico Raros no sangue periférico. citoplasma com vacúolos com uma única cromatina Irregular com pigmentos pardo – escuros em finos grânulos espalhados no parasito e divisões precoces da cromatina Esquizontes Merócitos (Rosáceas) Ocupam completamente a hemácia dilatada. raramente no sangue periférico.Poliparasitismo – muito comum nesta espécie de plasmodium na mesma hemácia pode ser parasita por duas ou mais formas iguais ou diferentes(trofozoitos. esquizontes e gametócitos Cromatina única Plasmodium falciparum 36 a 48 horas Alterações na forma. tamanho e coloração Muito rara Trofozoítos. e. DIFERENÇAS MORFOLÓGICAS ENTRE AS ESPÉCIES DE Plasmodium HUMANOS: Plasmodium vivax Ciclo 48 horas Esquizogônic o Característic > e mais pálida do que as da célula a normal. Ovóides ou arredondados com cromatina em grossos grânulos. homogênio. etc).Gametócitos – citoplsam abundante. formando pequenas massas Plasmodium malariae 72 horas Aparentemente normal ns forma. 6 – 12 . geralmente infectada com granulações Infecção múltipla na hemácia Formas evolutivas encontradas no sangue periférico Trofozoítos jovens Pouco comum Trofozoítos. Cromatina compacta. 12 – 24 merozoítas.Rosáceas ou esquizontes maduros – ocupam quase toda a hemácia. Ocorre nas vísceras. Podem ocorrer divisões precoces da cromatina. esquizontes e gametócitos Anéis redondos e espessos Trofozoítos maduros Amebóides. 1988) irregularmente dispostos entre uma massa de pigmentos. Cromatina hemácia de tamanho grosseiros e cromatina central. menores e não claro cheio de com as extremidades dilatam a hemácia. delgados.merozoítas. vivax. ocupando a intenso. redor de uma massa de pigmentos PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. de banana. às vezes retos. de banana. Citoplasma em azul Citoplasma em azul vivax. dispostos como pétalas de uma flor. menos P. ao redor de uma massa de pigmentos Macrogamet Redondos. Citoplasma em azul núcleo com cromatina Citoplasma azul claro e claro com pigmentos pálida. sendo Citoplasma em azul delgados. usualmente cromatina difusa. pimentos grosseiros e arredondadas. 2000. Em geral central. obscurecida pelos grãos em azul intenso. grosseiros. 1995. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 05: Execução da técnica de gota espêssa de sangue e identificação de filarídeos: Wuchereria bancrofti e Dirofilaria immitis Objetivos: Observar microfilárias de Wuchereria bancrofti Compreender o diagnóstico parasitológico da filariose Diferenciar microfilárias de Wuchereria bancrofti e Dirofilaria immitis 1º) Wuchereria bancrofti: Observar microfilárias: bainha e células germinativas Preparação da lâmina: Gota espêssa corada pela Eosina-Giemsa . pigmentos intenso. ocupam Em forma crescente ou Redondos. às vezes obscurecida pouco numerosos pelo pigmento grosseiro. ocupando a Em forma crescente ou Semelhantes aos do citos hemácia dilatada. Castro. do que os de P. Em geral pouco numerosos Microgametó Redondos. central. de pigmentos. ( adaptado de: Neves. cromatina periférica e pigmentos grosseiros. às vezes normal. Pessoa. menores ócitos uma hemácia dilatada. Citoplasma periférica. II – TÉCNICA: 1. Lancetas descartáveis . IDENTIFICAÇÃO DA LÂMINA: esta etapa é de fundamental importância para se evitar troca de material. exigindo-se para realização da mesma. algodão com álcool iodado. Utiliza-se lápis dermográfico em uma das extremidades da lâmina. . RETANGULAR: FILARIOSE CIRCULAR / QUADRANGULAR: MALÁRIA BOA PRÁTICA ! “As tartarugas conhecem as estradas melhor do que os coelhos” DIAGNÓSTICO PRASITOLÓGICO DA FILARIOSE LINFÁTICA A técnica da gota espessa consiste em um dos métodos laboratoriais utilizado para o diagnóstico da parasitemia na filariose. Metanol. Suporte para secagem de lâminas. Capilares mensurados. A coleta das amostras sanguíneas deverá ser feita obedecendo o aparecimento das microfilárias no sangue (periodicidade) adequado a cada região.2º) Dirofilaria immitis Observar microfilárias: células germinativas Preparação da lâmina: Gota espêssa corada pelo Giemsa Observar movimentos da microfilárias nos exames à fresco 3º) TÉCNICA DE GOTA ESPÊSSA (GE) – RESUMO IDENTIFICAÇÃO DA LÂMINA – PUNÇÃO (DIGITAL OU LÓBULO AURICULAR) – SECAR – DESEMOGLOBINIZAR – FIXAR (METANOL) – CORAR (EOSINA – GIEMSA). Corantes (Giemsa e Eosina) . água destilada. I – MATERIAL: Lâminas. Lapis grafite. Cubas para desemoglobinização e coloração das lâminas. Gaze. certos requisitos que são indispensáveis para a obtenção de bons resultados. Trata-se de um recurso prático e econômico. de grande valia para inquéritos epidemiológicos. 2. (no caso de três gotas) de maneira que haja uma certa uniformidade nas extremidades. deixando por 15 minutos. 3. O filme de sangue deverá ter uma espessura ideal que permita uma boa visualização após o processamento. recomenda-se o segundo quirodáctilo. haverá uma menor sensibilidade a punção. evitando-se o contato entre as lâminas. a punção é realizada no lóbulo. lancetas descartáveis. COLORAÇÃO: em superfície plana. formando quadrados de tamanho semelhantes. LIMPEZA DA LÂMINA: esta deverá estar limpa. coloca-se algumas gotas de álcool metílico sobre a lâmina em superfície plana. ou seja. DESEMOGLOBINIZAÇÃO: A partir de 4 horas da coleta da lâmina. como também ter-se-á uma área mais vascularizada. . na borda lateral da extremidade digital e nunca diretamente na polpa digital. as lâminas devem ser colocadas no álcool etílico. Coloca-se o nome do indivíduo e/ou o número de registro.Caso esta seja esmerilhada pode-se usar lápis grafite. A punção deve ser feita no leito arterial. de forma a cobrir todo o material. FIXAÇÃO: após a secagem da lâmina procede-se a fixação da mesma com álcool metílico. ou outro material que se adeqüe à função. o que dependerá normalmente da espessura da gota. nessa ordem e após as devidas secagens. Os corantes utilizados são a Eosina e o Giemsa. Espera-se no mínimo 1 minuto. 9. a data e o horário da coleta. ASSEPSIA: Para a realização deste exame poderá ser puncionada a extremidade digital ou o lóbulo auricular. Imediatamente espalha-se as gotas de sangue com a extremidade da própria lanceta. SECAGEM DAS LÂMINAS: deverá permanecer em local seco durante no máximo 24 horas protegidas dos insetos. no sentido proximal distal do eixo corporal. o primeiro servindo para corar a “bainha” da microfilária e o segundo os núcleos desse embrião. caso o corante não tenha fixador. Antes da coleta faz-se uma limpeza com gaze para retirar os resíduos que ainda possam existir na superfície da lâmina. Sempre manusear as lâminas pelas bordas. 4. Estas devem permanecer mergulhadas até se tornarem límpidas. 8. Em seguida lava-se a lâmina em água corrente e deixa secar. partindo-se da extremidade da identificação. em uma única gota. Após a lavagem. retirando o excesso por inversão. Se a escolha do local a ser puncionado recair sobra a extremidade digital. e formando um retângulo no primeiro caso. pode-se proceder a esta etapa . Na orelha. na dependência da umidade local. coloca-se o corante sobre a lâmina. Colocam-se as lâminas em recipiente apropriado para desmoglobinização com água destilada. preferencialmente da mão esquerda para os indivíduos dextros ou vice-versa. Deixa secar. 6. deixa secar a temperatura ambiente. Procede-se a limpeza do local a ser lancetado com algodão hidrófilo embebido em solução antisséptica de álcool iodado. COLETA DA AMOSTRA: Pode-se colocar até 60 µl de sangue em uma única lâmina. Obedecendo a esses requisitos. Em seguida. medienate a utilização de 5. 7. Após secagem acondicioná-las em local próprio. PUNÇÃO CAPILAR: é a abtenção da amostra sangüínea. ou até três de 20 µl cada. o que é obtido com lavagem prévia em detergente. com capilares mensurados. pois a quantidade de sangue usada é muito maior ( 2 a 5 ml). porém de maior custo. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 06: .10. No primeiro caso deve-se adequar o material para obtenção do volume de sangue a ser obtido. só sendo utilizada no controle de cura de pacientes submetidos ao tratamento. LEITURA DA LÂMINA AO MICROSCÓPIO ÓPTICO: inicialmente a lâmina é observada com objetiva de 10X.Dipetalonema streptocerca E – Mansonella ozzardi F – Dirofilaria immitis (comum em cães) PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. Outra técnica de diagnóstico parasitológico utilizada é a filtração em membrana de policarbonato. * DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL ENTRE MICROFILÁRIAS QUE PODEM SER ENCONTRADAS NO ORGANISMO HUMANO (nas américas): A – Wuchereria bancrofti B – Onchocerca volvulus C – Dipetalonema perstans D . de modo a correr todo o campo uniformimente no sentido vertical ou horizontal. Mais sensível que a anterior. Observações: A gota espessa pode ser mensurada e não mensurada. A objetiva de 40X poderá ser utilizada para melhor caracterizar a microfilária e certificar a espécie de microfilária envolvida. Giardia lamblia /2 .Entamoeba histolytica / 3 .Entamoeba coli / 4 . b).Entamoeba hartmani / 5 Iodamoeba butschlii / 6 .ARTHROPODA . Cochliomyia hominivorax: LARVAS DIAGNÓSTICO: RECONHECIMENTO DAS LARVAS NOS TECIDOS HUMANOS: LOCALIZAÇÃO E COMPORTAMENTO DAS LARVAS.SIPHONAPTERA (Pulgas) Tunga penetrans (Bicho do pé) DIAGNÓSTICO: VISUALIZAÇÃO DE LESÃO CARACTERÍSTICA COM A PULGA.ARTHROPODA .ARTHROPODA . d). Cláudia Calheiros . DIAGNÓSTICO: APLICAÇÃO DE FITA GOMADA TRANSPARENTE SOBRE A PELE DA REGIÃO AFETADA: COLAR A FITA SOBRE UMA LÂMINA E EXAMINAR AO MICROSCÓPIO.Sarna).Endolimax nana BOA PRÁTICA ! PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa.DIPTERA: ( CYCLORRHAPHA (Moscas) Dermatobia hominis.ARACHNIDA .ANOPLURA (Chatos e Piolhos) Pthirus pubis ( %& ) Pediculus capitis ( %& e observar ovos) DIAGNÓSTICO: RECONHECIMENTO DO INSETO ADULTO OU SEUS OVOS NOS PÊLOS PUBIANOS OU CABELOS. c). * VISUALIZAR CISTOS DE PROTOZOÁRIOS INTESTINAIS HUMANOS a).ARTHROPODA .ACARI Sarcoptes scabiei (Ácaro . e) – MONTAR LÂMINAS À FRESCO E PROCURAR CISTOS DE PROTOZOÁRIOS INTESTINAIS: 1 . CORRELACIONANDO-AS COM A TÉCNICA DIAGNÓSTICA PARASITOLÓGICA.Identificação dos principais ectoparasitos humanos / Identificação de protozoários intestinais OBJETIVOS: *OBSERVAR AS FORMAS EVOLUTIVAS DOS ARTRÓPODES QUE PROVOCAM ECTOPARASITOSES HUMANAS. pesquisa de parasitos em material coletado em endoscopias (esofagogastroduodenoscopia e proctoscopia) e até mesmo apreciações radiológicas. além de serem de execução fácil e barata. gorduras. A principal função do trato alimentar é fornecer ao organismo nutrientes. custo e especificidade decorrentes de tal moda de proceder. sais minerais e água. morfologia e densidade. tais como provas imunológicas (sorológicas e reação intradémica). Os alimentos percorrem o tubo digestivo a uma velocidade apropriada levando 24 horas em todo trajeto. alguns são mais usados rotineiramente. a) – Noções de Fisiologia da Digestão: Os alimentos são constituídos por proteínas. diferentes no que diz respeito ao tamanho. além da água. cloro e sódio. No entanto. OBS. modificações de ordem física e química. O intestino delgado – duodeno e jejuno – é a zona. hidratos de carbono. Para sua absorção sofrem.ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 07: Identificação de ovos e larvas de helmintos OBJETIVO: VISUALIZAR TODOS OS POSSÍVEIS OVOS E LARVAS DE HELMINTOS ENCONTRADOS NOS DIVERSOS EXAMES PARASITOLÓGICOS DAS FEZES. Tais elementos. levando em consideração as vantagens relacionadas sobretudo com simplicidade. na matéria fecal de formas trofozoíticas ou císticas de portozoários e de ovos. vitaminas. sais minerais e biliares e vitaminas. No cécum e metade proximal do cólon – cólon de absorção . o exame parasitológico de fezes. em especial. as gorduras como ácidos graxos e glicerol. As técnicas descritas e destinadas a esta finalidade pretendem demonstrar a presença. pois são capazes de evidenciar maior número de formas. no entanto. eletrólitos e água.DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DAS FEZES CONSIDERAÇÕES GERAIS Para o diagnóstico das parasitoses intestinais. os carboidratos como monossacarídeos. cistos e trofozoítos intestinais.: CONSULTAR AS PRANCHAS DE OVOS E LARVAS DE PARASITOS III . a metade distal é o cólon de . se faz em primeiro lugar. e 3 a 6 no intestino. permanecendo cerca de 3 horas no estômago. Não existe um método de exame de fezes capaz de evidenciar todos os ovos.há absorção de água. sob influência dos sistemas nervoso e endócrino. rotineiramente. larvas. diversos métodos podem ser utilizados. larvas ou adultos de helmintos porventura existentes no aparelho digestivo. ao longo do tubo digestivo. de digestão e absorção dos produtos finais da digestão: as proteínas como aminoácidos. são evidenciados por processos diversos. método impróprio. esbranquiçada (massa de vidraceiro) – insuficiência biliar. indol. leucócitos. insuficiência pancreática. parda – escura (dispepsia putrefativa). pressa. preta (sarapatel. além de ácido fólico e gases: escatol. acinzentada (insuficiência gástrica e pancreática). em especial colibacilos. pêlos. colite). amostra inadequada. ácida (dispepsia fermentativa. arejada. inodora (dieta láctea). vermelha (sangue não – digerido) – hemorragia digestiva baixa: intestinos. Viscosidade: Depende do teor de muco e da consistência. Normalmente viscosidade média. Dura (constipação). O conteúdo total do intestino delgado é de 10 litros. sulfeto de hidrogênio. e pouco viscosa. Falhas humanas → desconhecimento. cansaço. entre outros. estômago e duodeno.armazenamento. trânsito intestinal acelerado). – Causas de Erros: Falhas técnicas → quantidade insuficiente. vermelha (beterraba. Odor: normal (fecal).5). entre outros. disenteria). metano. d) – As Fezes: 1.5 / 7. semi-moldada (diarréia. após absorção restam 50 a 100 ml de líquido que é exonerado nas fezes. flora intestinal e formação de gases. Cor: normalmente parda ou castanha-parda. que sintetizam enzimas – capazes de digerir pequena quantidade de celulose – vitaminas B1. Reação: normal (pH 6. B12. água e soluções utilizadas.. Também depende da alimentação. icterícia obstrutiva. tempo de centrifugação e de sedimentação. alcalina (dispepsia putrefativa. pútrido (dispepsia putrefativa). células teciduais. fibras musculares. parda – clara (dispepsia fermentativa). Pode ser muito viscosa (aderindo ao fundo do recipiente e desfazendo-se com dificuldade em água – colite. b) – c) Discrepância de resultado (Falso negativo): períodos negativos de eliminação. .0 Exame Macroscópico: * Aspectos Gerais: Consistência e Forma: normalmente formada ou moldada (cilíndrica). infecção unissexual. sendo espojosa. medicamentos com ferro. pomoato de pirvíneo). preta (sangue digerido) – hemorragia digestiva alta – esôfago. insuficiência gástrica. do qual 500 ml passa para o intestino grosso e. A cor das fezes é dada pela estercobilina originária do estercobilinogêneo e este da bilirrubina. imaturidade dos parasitos. fungo. por ação da flora bacteriana. feijão preto. trânsito intestinal acelerado . Líquida (diarréia. O regime alimentar e o uso de medicamentos pode influenciar: amarela (dieta láctea). Há influência da alimentação. medicamentos. esporo. reto e ânus. verde (verduras). bismuto e carvão). grãos de pólen. má dissolução. K e riboflavina. entre outros). No cólon de absorção há numerosas bactérias. insuficiência biliar). confusão devido à presença de estruturas de origem animal e vegetal (levedura. colite. flutuando e facilmente emulsionável em água – dispepsia fermentativa. restos não digeridos (celulose e pigmentos) 30%. Sangue: (Fezes diluida) Enterrogias: não digerido. Fragmentos de Carne. matérias inorgânicas 10/20%. usar bastão. aumentado (dispepsia fermentativa. folhas e fibras. sindrome de má-absorção. sobre fundo branco e parte escuro. assim distribuída: bactérias 30%. insuficiência gástrica. Faz-se a pesquisa colocando o material fecal em placa de Petri. trânsito gastro-intestinal acelerado. quando o intestino grosso. Tecido Adiposo: Aspecto lustroso e esbranquiçado – ingestão excessiva de gordura. formando uma “gota” quando suspenso por uma agulha – insuficiência gástrica (hipo ou acloridria). fosfato de cálcio e magnésio. folhas. Na. fibras vegetais-mastigação defeituosa. pólipo. nervosa) processo alérgico. trombose mesentérico. esteatorréia – síndrome da má absorção). química. a Membrana como placas ou filamentos grossos e longos. Falsa areia – pequenos detritos oriundos da ingestão de frutas e outros vegetias. Tt. Normal (100 – 150g / 24hs). elásticos. diverticulite. proteínas 2/3%. 2. abscesso. ulceração do sigmoide. O Muco se apresenta como pequenos grumos. das vias baixas. * Prova de Digestibilidade Resíduos alimentares vegetais e animais. está diminuído – diarréia. colite ulcerativa grave. ácaros de frutas. inflamatória. das vias altas. disenterias bacilar e amebiana. Muco e Membrana – Resultantes de processos irritativo ou inflamatório da mucosa intestinal. pólipo. Peso Seco: normalmente as fezes são formadas por 75% de água e 25% de matéria sólida. produtos de origem intestinal e outros. Para revolver. como macarrão – Colite mucomembranosa. flexíveis. disenterias bacilar e amebiana. insuficiência pancreática. normalmente não são encontrados. neoplasia. insuficiência pancreática e trânsito intestinal acelerado. púrpura. Tecido Conjuntivo animal: pequenos flocos brancos. Em geral. distúrbio neuro-vegetativo. se do delgado. Outros – Areia intestinal real: fragmentos de cálcio. colon irritável (ação física. estrias ou filamentos acinzentados envolvendo o bolo fecal. Peso Total: variável com a alimentação. Melena – varizes gastro-esofageanas. enterite. Tephritidae). digerido. gelatinosos. Hn.0 EXAME MICROSCÓPICO * PROVA DA DIGESTIBILIDADE Exame Direto a Fresco: . corpo estranho (velho e criança). ou em grumos misturados às fezes. Parasitas: Inteiros ou partes – Al. o peso seco representa 20/25%. vivo – Hemorroida. diluído em água a 10%. Gordura. neoplasia. aumentado – obstipação. Tecido Conjuntivo: Mastigação defeituosa – insuficiência pancreática. batata (com lugol tomam cor violácea ou escura). Resíduo Alimentar Feculento e Detritos Vegetais: Cenoura. Te (proglotes). linfogranulomatose. gorduras 10/20%. coloração acinzentada – colite ulcerativa grave. Pus: Geralmente associado a sangue e muco. pseudoparasitas – larvas de moscas (Musca domestica. insuficiência gástrica. giardíase. fragmentos de neoplasia. esteatorréia. diminuído (constipação intestinal). estrias longitudinais ou transversais. Há diminuição ou ausência de pigmentos nos obstáculos ao livre trânsito da bile para o intestino e com o uso de antibióticos de largo espectro – acolia. alongadas. septadas. contornos nítidos. sinuosas – insuficiência gástrica. IG. Carbonato de cálcio – como agulhas. 3. distúrbios de absorção. lesão da parede intestinal. Subóxido de bismuto. Sangue Oculto: Úlcera. DF. coradas em amarelo pela bile – trânsito intestinal acelerado (lienteria). em mistura com bactérias iodófilas – TIA. cor negra. estado normal. Fosfato-amoníaco-magnesiano. originárias de pão.Normalmente são encontradas. Leptotrix e Cocos – DF e evacuação prematura do colon e cecum. proteina não degradada e degradada. forma de losango bem alongado – ulcerações intestinais. Digestível – arcabouço das céluas de vegetais e de feculentos. ovaladas ou em faixas. sendo normal o encontro de pequena quantidade. com envelope ou alteres. gastrite erosiva. feijão. Celulose: A digestão ocorre no cecum e colon. frutas e outros alimentos – ingestão em excesso – Dispepsia fermentativa (DF). vegetais. pela flora bacteriana. Ácidos graxos. TIA (desde o delgado). Insuficiência pancreática (IP) enterite. * EXAME DIRETO CORADO PELO LUGOL Amido: Intracelular (incluido) nas céluas dos feculentos. IG. Tecido conjuntivo: Feixes de filamentos alongados ou fibras isoladas. Substâncias Proteicas (Mucina. Oxalato de cálcio. estrelas. ID. Cristais: Substâncias químicas com formas definidas: Caroteno. em forma de tampa de esquife ou plumas – IP. varizes rotas. com formas variadas. corticoide. fibras vegetais. Bem digeridas. DP. vasos. fibras e células vegetais. contendo ou não amido – DP. como massa envolta em membrana celulósica – Trânsito intestinal acelerado (TIA). Bilirrubina – TIA desde o delgado. Está presente no fim do íleo e em abundância no cecum e colon ascendente – Clostrídeos. alergia digestiva. Colesterina. Pigmentos Biliares: Estercobilina. bem digeridas. e um pouco de muco. ângulos nítidos. insuficiência pancreática (esteatorréia). em lâminulas – processos extra-digestivos e uso de antibióticos de largo espectro. e células vegetais. Chacot-Lyden. Flora Iodófila: ausente nas fezes normais. O uso de aspirina. Estercobilinogênio – Trânsito intestinal acelerado (TIA) do hemi-colon direito e íleo terminal. cubos amarelados de cenoura – aumentado na DF. sem ângulos. 1 a 2 fibras musculares. verminoses. redução ou eliminação da flora bacteriana por uso de antibióticos de largo espectro. finas agulhas entrecruzadas – IB. enterites. na ingestão de tomate. peptona) – Colite. faixas isoladas ou manchas. grãos de pólen esporos. forma de grãos massa amorfa. salicilatos. enterite. Dispepsia putrefativa (DP). diverticulite. neoplasia. . Amorfo. insuficiência gástrica. sem estrias. constipação. pode provocar perda de sangue. por campo. TIA. pêlos. IP. com ou sem amido. alterações da flora por antibióticos. Indigestível – sem valor semiológico – cutícula de cereias. em fezes ácidas – ERE. Fibras Musculares: Má digeridas ou sem digerir – Retangulares ou cilíndricas. Cru. IP.0 DOSAGENS E ANÁLISES QUÍMICAS – Quantitativa e qualitativa. esteatorréia. passa para os tecidos ou espaços adjacentes. Enzimas Proteolíticas: Esteatorréia. no máximo.0 RECOMENDAÇÕES Não deixar o recipiente descoberto. na inflamação. presença de resíduos e outras estruturass. exerce funções especializadas. matérias indigestíveis. através das paredes vasculares. grau de infecção. Lienteria: Diarréia em que as substâncias ingeridas são eliminadas sem que lhes tenha feito a digestão. Trânsito intestinal acelerado Gordura Fecal: Insuficiência pancreática. Nitrogênio: Aumentado em quase todas as doenças intestinais com especialidade na insuficiência pancreática (má absorção). nem colocá-lo sobre requisição. No caso de não ser possível identificar formas parasitárias. provocados por agentes externos. em lugar de exame negativo. Cinese: Fenômeno de excitabilidade dos organismos. doença do fígado e trato biliar. completando o exame no mesmo dia. Ácidos Orgânicos – Dispepsias fermentativa e putrefativa. até 30 minutos após evacuação. usar conservador ou colocar a amostra em geladeira.. método utilizado no exame. (cistos. trofozoitos. Diarréia: Excreção intestinal constituída por fezes com consistência diminuída: aquosa ou pastosa. e que podem acelerar ou retardar os movimentos. parasitas com gênero e espécie. secreção intestinal e água. Fezes líquidas: examinar. colocar “encontro de. além da identificação. Secreção: substância elaborada por células. Na impossibilidade de fazê-lo. Disenteria: Excreção intestinal constituída de fezes–muco-sanguinolenta. ovos.0 DEFINIÇÕES Fezes: Excreção intestinal formada por alimentos não absorvidos. No laudo. com materiais fornecidos pelo sangue que. COLETA DE MATERIAL (fezes) . Tenesmo: Sensação dolorosa de tensão e constrição do ânus com vontade imperiosa de defecar. Exsudato: material constituído com elevado teor de proteínas e células que. doenças fibrocística do pâncreas. mucoviscidose. 5. 4. dispepsia fermentativa .Diminuída – constipação. devem constar: aspectos gerais da amostra. larvas) não identifacos” e nada encontrando “nenhuma forma parasitária encontrada”. Fezes formadas: examinar ou preparar o material até 01 hora.. eliminada do corpo ou por ele utilizada. particularmente glandulares. com cólica abdominal e tenesmo. . tipo Sal de Gauber. rotula-se devidamente com nome. se possível.Geralmente as fezes emitidas são semi-sólidas ou pastosas. b. devendo estar limpo e seco. INDIRETO: Nem suficiente para examinar um enriquecimento indiretos são de sempre a quantidade de fezes usada para o método direto é o número de formas contidas nas fezes. MÉTODOS PARA CONSERVAÇÃO DO MATERIAL Às vezes não há possibilidade de remeter o material imediatamente ao laboratório ou ainda que isto seja feito. Nestes casos deve-se conservar as fezes através dos seguintes métodos: a. PONS e JANNER – (HPJ) ou MÉTODO DE LUTZ ou SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA. fazendo-se a concentração ou o das mesmas para evidenciação das formas. Assim é necessário maior volume fecal.Uso de substâncias conservantes: as fezes devem ser homogenizadas nessa solução e poderão ser examinadas até 30 dias após a emissão do material. Os métodos dois tipos: QUALITATIVOS: a. Deve-se ter cuidado com o recipiente onde será coletado o material fecal. Evidencia principalmente ovos de helmintos. fazer uma lâmina contendo solução fisiológica apenas e outra contendo lugol ( para visualizar os cistos). Remeter imediatamente ao laboratório. b. idade. mas também pode-se ver larvas de helmintos e cistos de portozoários.SEDIMENTAÇÃO POR CENTRIFUGAÇÃO OU MIF OU BLAGG – Evidencia principalmente cistos e ovos. MIF ( merthiolate ou mercúrio. Retira-se uma pequena quantidade das fezes emitidas e coloca-se num recipiente de boca larga. e isto ocorre quando queremos pesquisar trofozoítos de protozoários ou larvas de helmintos intestinais. Fechar bem em seguida. MÉTODOS DE EXAMES DIRETO: colocar uma pequena quantidade de fezes na lâmina e examiná-la ao microscópio. data e hora da coleta. sendo este último muito útil para conservação de fezes diarréicas. ácido acético e formol). As soluções mais utilizadas são FORMOL A 10%. iodo e formol) e SAF (acetato de sódio. A proporção será de 2-3 partes de conservador para 1 de fezes.HOFFMANN. diarréicas. mandamos ingerir um purgativo na noite anterior. Mas quando é necessário se fazer o exame com fezes líquidas. por vezes não há possibilidade de se examinar prontamente.Colocar no refrigerador: temperatura entre 5oC e 10oC (em geladeira ou em caixas com gelo e serragem) permite que o material seja examinado até 2 a 3 dias após a coleta. ao lado do nome da espécie encontrada.Encontro de cistos de protozoários. AMEBAS / GIARDIA (FAUST) NATUREZA DA AMOSTRA: ( x ) AMOSTRA ÚNICA ( ) FEZES COLETADAS (3 AMOSTRAS / DIAS ALTERNADOS) ( ) 3 AMOSTRAS SEPARADAS: ( ) 1ª AMOSTRA ( ) 2ª AMOSTRA ( ) 3ª AMOSTRA CONSISTÊNCIA: ( x ) PASTOSA ( ) SEMI-PASTOSA ( ) LÍQUIDA ( ) DURA HELMINTOSCOPIA – PESQ. tendo como base a ficha para resultados utilizada pelo Ministério da Saúde: : PARASITOLÓGICO DE FEZES Nº DO EXAME 001 LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA – CCBS – CESMAC . e. d.WILLIS – Evidencia principalmente ovos de Ancilostomídeos e secundariamente ovos de Ascaris. bem como uma estimativa do parasitismo para cada espécie. T. 76. PROGLOTES TAENIA (TAMIZAÇÃO) ( ) PESQ. STOLL: Principalmente Ancilostomídeos. DE OVOS . lumbricoides e T.BAERMANN. secundariamente A. S. trichiura APRESENTAÇÃO DOS RESULTADOS: Os parasitos encontrados. deve ser mencionado. São Cristovão. QUANTITATIVOS ab- KATO-KATZ : Para ovos de S. patogênicos ou não. AMEBAS / GIARDIA ( MIF) ( ) PESQ.FEJAL NOME: ENDEREÇO: Maria dos Santos R. E. VERMICULARIS (GRAHAN) ( ) PESQ. Prado . STERCORALIS (BAERMANN) ( ) PESQ. de Raros (1-3 formas de parasitos encontrados na lâmina). DE S. DE SAÚDE: David Fernandes NATUREZA DO EXAME: ( X ) PARASITOLÓGICO COMUM (HPJ) ( ) PESQ.Maceió SEXO: IDADE: F 35 a MÉDICO REQUISITANTE: U. lumbricoides.RITCHIE . MANSONI (KATO-KATZ) ( ) PESQ.c. Secundariamente ovos e larvas de helmintos. Secundariamente ovos e larvas de helmintos (excessão do Ascaris e do Schistosoma) f.mansoni (PRINCIPALMENTE) A.FAUST – Encontro de cistos de protozoários. É comum o uso. trichiura e Ancilostomatideos. CRYPTOSPORIDIUM E ISOSPORA ( ) PESQ. Trichuiris. Hymenolepis e Taenia.MOARES: Específico para o diagnósticos de larvas de helmintos / RUGAI: Também específico para larvas. Abaixo exemplos de resultados parasitológicos de fezes. Vários (> 4 formas parasitárias na lâmina) ou Numerosos( + de 2 formas por campo). DE CISTOS HISTOLYTICA: ENTAMOEBA COLI: VÁRIOS ENTAMOEBA HARTMANI: XX GIARDIA LAMBLIA: RAROS ENDOLIMAX NANA: XX IODAMOEBA BUTSCHLII: XX OBS. refringência / quantidade dos núcleos e intensidade de coloração pelo lugol variados.O DIAGNÓSTICO DAS AMEBAS DE VIDA LIVRE Este diagnóstico é muito difícil. fazendo-se exame direto à fresco ou corado pela hematoxilina férrica ou Giemsa. Estas formas evolutivas apresentam tamanhos.: Resultado positivo para ovos de helmintos e cistos de protozoários e negativo para larvas de helmintos no material examinado 12 o1 2001 ASSINATU DATA: _________/_________/____________ ___________________________________________ RA DO RESPONSÁVEL Ficha do Ministério da Saúde (SUS) adaptado pela profa. Com este material ou com o material . A grande importância deste diagnóstico reside no fato de que estes cistos poderão ser confundidos com cistos de amebas patogênicas. NO AMBIENTE E EM OUTROS MATERIAIS BIOLÓGICOS. 2 . sendo realizado. Cláudia Calheiros IV .CONSIDERAÇÕES SOBRE ALGUNS PARASITOS ENCONTRADOS NAS FEZES. DE LARVAS STRONGYLOIDES STERCORALIS: ANCILOSTOMÍDEOS: ENTAMOEBA XX XX XX PROTOZOOSCOPIA – PESQ. OU CHAMADOS OPORTUNISTAS 1 . os cistos das amebas apatogênicas. na maioria das vezes. principalmente. mucosa nasal ou faringeana.ASCARIS LUMBRICOIDES: TRICHURIS TRICHIURA: SCHISTOSOMA MANSONI: ANCILOSTOMÍDEOS: HIMENOLEPIS NANA: TAENIA SP: ENTEROBIUS VERMICULARIS: VÁRIOS RAROS XX XX XX XX XX HELMINTOSCOPIA – PESQ. pós-mortem. Colhe-se material do órgão afetado (liquor cefalorraquidiano. entre outros). sendo necessário as características peculiares de cada ameba para o correto diagnóstico.O DIAGNÓSTICO DAS AMEBAS APATOGÊNICAS O parasitologista clínico deve diferenciar com segurança. O verme mede de 3-9 mm. O quadro clínico depende do tecido e do número de cistos. infectar o homem quando este ingere líquidos. também pode se infectar ao ingerir.4 a 13 mm. O homem infecta-se ao ingerir líquidos ou vegetais contaminados. ao ingerir os ovos em alimentos contaminados com fezes de cães. O homem se infecta ao ingerir líquidos ou alimentos contaminados com fezes humanas ou de roedores. etc). eosinofilia e perda de peso. incluindo cianose. O crescimento excessivo e a ruptura de cistos em órgãos como pulmões. dos quais os mais penosos são: ataques epilépticos em formas várias. O diagnóstico humano restringem-se a métodos de detecção de imagens (radiografias. insetos com as larvas do parasito. artrópoda ou molusco infectados com larvas do parasito. principalmente à noite. associados a métodos imunológicos (RIFI. constipação. Em geral. arterites. febre. anorexia. tomografias. Os vermes adultos medem de 6. podendo levar o paciente a óbito. Os ratos eliminam as larvas nas fezes que são ingeridas por lesmas. O exame microscópico só pode ser usado. apresentando a forma larvária. vivendo sempre em casal. Seus ovos são arredondados. irritabilidade. determinando quadros de meningoencefalites. desenvolvendo. insônia. pequenas ulcerações. etc). a larva em seus tecidos e apresentando uma parasitose conhecida como hidatidose. alimentos. Estas formas podem ser encontradas nas secreções das lesões. A angiostrongiloidíase é caracterizada no homem por edemas. redução da luz íleo-cecal. dor abdominal. larvas e adultos podem ser encontrados em abcessos subcutâneos na cabeça. diarréia. no acesso de tosse ou remoção através do laringoscópio. Angiostrongylus costaricensis: É um helminto normal da artéria mesentérica íleocecal de roedores silvestres. O diagnóstico laboratorial de escolha é o parasitológico. caso ocorra ruptura do cisto e eliminação de seus elementos através da urina e expectoração brônquica. congestão da mucosa. pescoço e tórax (ouvido. podendo.O DIAGNÓSTICO DOS PARASITOS COMUNS EM OUTROS ANIMAIS. O surgimento de manisfestações clínicas está relacionado com a idade do hospedeiro e o número de parasitos. infiltração linfocitária. vômitos e peritonite. Lagochilascaris minor: É um helminto cujo seu ciclo evolutivo ainda se encontra desconhecido. que posteriormente eliminam em seu muco larvas infectantes. muitos deles fatais. perda de consciência e convulsões. Também tem como hospedeiros definitivos roedores de várias espécies. são: Naegleria fowleri e Acanthamoeba rhysodes. 3 . sem tratamento. ELISA. A singamose pode causar tosse crônica com duração de meses e eliminação de catarro sanguinolento. 4 . assim em crianças com alta parasitismo podem surgir: agitação. contendo ovos do parasito. pulmão SNC e abcessos dentários) de populações humanas principalmente da região norte do Brasil. O diagnóstico é feito quando se dá eliminação dos vermes. através do . tromboses. assim. Seus ovos. No homem o diagnóstico é imunológico (RIFI / ELISA) ou através do encontro dos vermes em vasos íleo-cecais durante as intervenções cirúrgicas. acidentalmente. contaminando os vegetais. Hymenolepis nana: É o menor cestódeo que pode parasitar o homem e relativamente comum. funcionando como hospedeiro intermediário. O homem pode se infectar. PODENDO INFECTAR O HOMEM Echinococcus granulosus: É um cestódeo que tem como hospedeiro definitivo canídeos e um grande número de herbívoros como hospedeiros intermediários. fígado e cérebro pode levar o indivíduo à óbito.O DIAGNÓSTICO DOS PARASITOS MENOS FREQUENTES EM NOSSO MEIO Syngamus laryngeus: É um helminto da laringe e faringe da caprinos e bovinos. As amebas de vida livre que são patogênicas ao homem. com casca espêssa. dor abdominal. Raramente ocorrem sintomas nervosos. O diagnóstico nos roedores é feito pelo exame de fezes (Baermann). também chamada hidátide ou cisto hidático. principalmente o agrião. os pacientes com himenolepíase costumam apresentar remissão dos sintomas espontaneamente. com aspecto de “Y” e avermelhado. provida de escavações ( reentrâncias para dentro do ovo). acidentalmente.coletado de águas ou lodo de piscina e lagos pode-se fazer uma cultura. A identificação específica das amebas encontradas é dada por um especialista. náuseas e vômitos. É comensal. febre baixa. O diagnóstico é feito pelo encontro de proglótes grávidas nas fezes. onde encontramos os parasitos nos esfregaços sanguíneos corados pelo giemsa. anemia hemolítica com icterícia e hemoglobinúria. O parasito tem a capacidade de aumentar a lesão inicial pela produção de hialuridase. pode ser feito o diagnóstico sorológico com a utilização da RIFI e do ELISA. Babesia: É um protozoário que parasita as hemácias de várias espécies animais e. provocando úlceras e necroses localizadas. A doença balantidíase no homem. raramente. caracterizada por dores abdominais. sendo mais facilmente realizado na fase de pico da parasitemia. pelo método de sedimentação espontânea. Isospora belli: É um protozoário que se desenvolv na mucosa do intestino delgado da vários animais. anorexia. perda de peso.O DIAGNÓSTICO DOS PARASITOS OPORTUNISTAS Cryptosporidium: É um protozoário que se desenvolve preferentemente nas células epiteliais do trato intestinal. se alimentando de bactérias e amido. e o homem se infecta quando ingere líquidos ou alimentos contaminados por fezes de seres parasitados ou inalam oocistos do parasito. mas a morfologia dos parasitos são distintas. O diagnóstico é o mesmo usado para o Cryptosporidium. e consequente invasão do parasito na mesma. acompanhada de dores abdominais. dependendo do estado de imunodepressão. má absorção de gorduras e vitaminas com perda de líquidos. náuseas. que se assemelham a sementes de abóbora ou encontro de cápsula ovígera (cerca de 20 ovos em cada cápsula). fadiga e mialgia. ocasionalmente podendo ser encontrado no homem.. causando diarréia aguda autolimitada em indivíduos imunocompetentes e diarréia aquosa crônica em pessoas imunodeprimidas. dor abdominal. As lesões e a sintomatologia parecem com a amebíase. Balantidium coli: É um protozoário ciliado comum no intestino grosso de suínos e. Na babesiose humana podem surgir: febre aguda. mal absorção. vômitos. pois ficam no interior de vacúolos formados pela membrana destas células. as do homem. anorexia. 5 . que se infecta através da ingestão de líquidos e alimentos contaminados com fezes de suínos. Quando a doença encontra-se já em uma fase sub-aguda ou crônica. É frequenta o achado de cristais nas fezes. ação patogênica semelhante ao que ocorre em cães e gatos. O diagnóstico laboratorial é feito pelo encontro de cistos em fezes formadas e trofozoítos em fezes diarréicas. . O diagnóstico é feito pela pesquisa de oocistos nas fezes por métodos de concentraçlão e coloração. O diagnóstico laboratorial da babesiose é semelhante ao utilizado para diagnosticar malária humana. Este diagnóstico deverá ser feito por um parasitologista. O parasito alberga um grande número de espécies animais. sendo raro no homem. chegando a vários litros por dia. fraqueza e febre. Provoca diarréia aguda em indivíduos imunocompetentes. e diarréia crônica em indivíduos imunodeprimidos. meteorismo. anorexia. Em infecções maçiças pode haver irritação da mucosa e ataques epileptiformes nas crianças. quando é picado por carrapatos infectados ou por transfusões sanguíneas. não sendo capaz de penetrar na mucosa íntegra. principalmente crianças. sendo o mais utilizado o de Safranina / azul de metileno. inclusive do homem. podendo surgir diarréia. tendo uma localização “intracelular extracitoplasmática”. Pode ser confundido com malária. Pode ser feito cultura das fezes para evidenciar o parasito (os meios mais usados são: soro de cavalo ou meio de Pavlova).encontro de ovo característico nas fezes (“Chapéu de mexicano visto por cima”). que corresponde ao quadro agudo da doença. se dá quando há alguma lesão prévia em sua mucosa do cólon ou do ceco. Dipylidium caninum : É um cestoda comum em intestino delgado de cães e gatos. encontrados nas fezes seres humanos com diarréia aquosa. exigindo a presença de bactérias para o seu crescimento. anorexia. de maneira que fique uma camada fina em duas lâminas devidamente identificadas . Cyclospora cayatanensis: São protozoários esféricos que parasitam o epitélio intestinal. O parasito da cilosporíase cora-se pela fucsina ou safranina. com oocistos medindo cerca de 8 – 10 micra. sendo a última a mais frequentemente encontrada. com perda de peso. O parasito fluoresce em azul quando sob efeito de luz ultravioleta (característica própria). A microsporidiose em pacientes com imunodepessão é associada a diarréia aquosa crônica. perda de peso. intracelulares obrigatórios que podem parasitar o homem. Blastocystis hominis: É um protozoário anaeróbio. corado por Giemsa ou exame de fezes diarréicas. deixando o sedimento 6º) Com bastão de vidro ou alça de platina fazer esfregaço circular do sedimento. O diagnóstico deve ser diferencial devido a criptosporidiose. O diagnóstico é feito pelo exame das fezes. devendo ser examinado por especialista. COLORAÇÃO ESPECIAL PARA ALGUMAS FORMAS EVOLUTIVAS DE PROTOZOÁRIOS OPORTUNISTAS ENCONTRADOS NAS FEZES: CRYPTOSPORIDIUM E ISOSPORA: Coloração “Safranina / azul de metileno” 1º) Fezes diarréicas com formol a 10% (1:3) em tubo p/ centrifugação 2º) Deixar decantar e depois despreza o sobrenadante 3º) Acrescenta 1 a 2 ml de éter 4º) Centrifuga por 3 minutos à 4 rpm 5º) Desprezar as camadas. Em pacientes com imunodepessão produz diarréia crônica. e vômitos. náuseas. onde deve ser medida cuidadosamente o diâmetro dos oocistos. MICROSPORÍDEOS: São várias espécies de protozoários do trato digestivo. anorexia e náuseas. O diagnóstico depende de biópsias de intestino delgado. dores abdominais. granular e vacuolar. onde o parasito apresenta-se sob as formas amebóide. respondendo satisfatoriamnte ao tratamento específico. para fixar (por 3 minutos) 9º) Lavar a lâmina para tirar o excesso de álcool 10º) Colocar Safranina pronta para uso. estoque – 10 ml H2O dest. Uso: Sol. PONS E JANNER (HPJ) . Estoque: 2. ancilostomíase (necatorose). OU LUTZ OU SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA Indicação: diagnóstico das helmintoses: esquistossomose. Pons e Janner (Sedimentação espontânea ou HPJ) / Identificação de parasitos intestinais EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES OBJETIVO: Compreender e executar todas as etapas do MÉTODO DE HOFFMANN.7º) Colocar as lâminas em um suporte para coloração (“dois bastões de vidro na quina da pia”). Safranina – 1%) PARASITOLOGIA CLÍNICA– Profa. e aquecer até a ebulição (utilizar chama de candeeiro embaixo das lâminas) 11º) Lavar para retirar o excesso 12º) Colocar azul do metileno por 5 minutos (para dar o contraste) 13º) Lavas as lâminas para retirar o excesso. Mod. Técnica: . bem como cistos de protozoários. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 08: Demonstração e execução do método de Hofmann. quando se faz suspensão das fezes em água. deixar secar e examinar Safranina (Corante Seg. Deixar secar um pouco 8º) Colocar álcool clorídrico com pipeta.5 g de safranina 100 ml de Etanol a 95% Sol. Solução D – Safranina) Comprar solução pronta para uso (solução estoque) ou o pó * Preparação da solução a partir do pó: Sol. ascaridíase e tricuríase. Pode ser encontrados ovos e larvas de outros helmintos. Fundamento: sedimentação espontânea dos ovos. pela pesquisa dos respectivos ovos. gram. – 90 ml (S. ou similar. retirar o indicador e. Assim evita-se entrada de água e queda do sedimento. / Identificação de helmintos EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES . Os bordos maiores da lâmina e lamínula devem ficar paralelos com discreta pressão sobre a lamínula. decantar o sobrenadante cuidadosamente para não levantar o sedimento. formando um ângulo de 45 o . Virando-se o cálice cujo sobrenadante já foi desprezado ou utilizando a pipeta. gaze cirúrgica. e 10.Misturar com bastão de vidro fezes com água em borrel 2°.Exame 1 mês ( HPJ. e dois a cinco gramas de fezes. colocar em lâmina com lamínula e examinar (aumento de 10X). Acrescentar mais 20 ml de água. Pegar a lamínula com os dedos polegar e indicador na parte média dos bordos maiores. microscópio. colher uma gota de sedimento com uma pipeta. Findo esse tempo. RESUMO: COLETA DO MATERIAL: Recipiente esterilizado / Rotular CONSERVAÇÃO: Frio: Geladeira (5 – 10°) – Exame 2 – 3 dias após Formol 10% . e deixar cair lentamente. se o líquido sobrenadante estiver turvo. Borrel. 7. repousar por mais 60 minutos. Colocar aproximadamente 5 a 10 ml de água em um Borrel. encostar um dos menores na lâmina. pipeta. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 09: Demonstração e execução do método de Baermann e Rugai et al. 8. oblitera-se firmemente a extremidade superior ao introduzir a pipeta no cálice. a fim de evitar a formação de bolhas de ar. sem tocar nas paredes internas. Não levar a extremidade até o fundo do cálice. observando que os dedos fiquem fora do mesmo. cálice de sedimentação. HOFFMAN OU SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA: 1º . água. antes de levantá-la. devendo o líquido da lavagem ser recolhido no mesmo cálice. Com o polegar e médio. colher o sedimento com ajuda de uma pipeta. segura-se a pipeta e com o indicador. agitando-se constantemente com o bastão de vidro. Material necessário: fezes. colocar uma gota do sedimento sobre uma lâmina. Triturar as fezes com bastão de vidro. Filtrar a suspensão em gaze cirúrgica dobrada 4 vezes. 3. o material se espalha uniformimente. 4. Os detritos contidos na gaze são lavados com mais 20 ml de água. decantar e colocar água (é a lavagem do sedimento).Completar com água e deixar em repouso por 2 a 24 hs 4º. 2. Só quando a extremidade inferior das pipeta atingir o fundo do cálice. Essa suspensão de fezes é deixada em repouso durante 2 a 24 horas. misturando-a na água. Pode-se.1. em um cálice de sedimentação de fundo afunilado. voltar a obliterar. sem decantar o sobrenadante.Examinar em microscópio com aumento de 10X e 40X. de 100 ml de capacidade. 5. lâmina. com sedimento muito espesso. solução de lugol.Filtrar a suspensão para cálice cônico com gaze dobrada em quatro 3º. 9. lamínula. bastão de vidro. caso o líquido ainda continue turvo.Decantar o sobrenadante. Para identificar cistos é imprescindível o uso de lugol que cora as estruturas dos mesmos. 6. Preparar no mínimo 3 lâminas: uma sem e outra com Lugol (aumento de 10X) e a última com Lugol no aumento de 40X) PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. Repetir a operação uma ou mais vezes. pipeta. costuma-se construir um pequeno suporte de tábua. Observações : 1.Exame 1 mês ( BAERMANN: 1º. 4Abrir a presilha. guardadas em temperatura ambiente ou de obstipados. peneira. termômetro. com um bastão de vidro. cerca de 10g. bastão de vidro. devendo-se misturá-las com pó de serra . RESUMO: COLETA DO MATERIAL: Recipiente esterilizado / Rotular CONSERVAÇÃO: Frio: Geladeira (5 – 10°) – Exame 2 – 3 dias após Formol 10% . presilha. devidamente acoplado a um suporte para Baermann 2º. ligado a um tubo de borracha com uma pipeta na outra extremidade. se depositam no fundo do funil. e colocar numa peneira . lugol e microscópio. onde estarão as larvas. com vários furos circulares para receberem os funis. 10-12cm de diâmetro. podem surgir larvas de ancilostomídeos. 4. coletar 5-10ml da água em vidro relógio. abrindo-se a pinça que obliterava o tubo de borracha colocado na haste do funil 4º.A gaze deve tocar o fundo da peneira.Colocar 10g de fezes em gaze dobrada em 4 no funil de vidro. facilitando o trabalho). por gravidade. 2. caso se examine fezes de indivíduos que sofra de constipação intestinal. suporte. vidro relógio. . tubo de borracha. dobrada 4 vezes. O ideal são fezes frescas. Também pode ser detectado larvas de Ancilostomídeos. pela pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis. 2. bico de busen. pescá-las com pipeta.Colocar a peneira num funil de vidro. e para isto coloca-se gotas de lugol (estando imóveis.Acrescentar água a 400C e deixar 1 hora de repouso 3º. migrando para a água quente e. permitem a visualização dos detalhes no diagnóstico específico). 3Deixar uma hora em repouso. Material: fezes. colocar numa lâmina com 1 gota de lugol e cobrir com lamínula . 1Técnica : Espalhar.examinar em lupa (vidro de relógio) ou preparar no mínimo três lâminas do material colhido do tubo de ensaio.OBJETIVO: Compreender e executar todas as etapas dos métodos de BAERMANN E RUGAI Indicação: diagnóstico da estrongiloidose. e examinar. funil. Fundamento: esse método é baseado no hidrotropismo e termotropismo positivo das larvas que saem do material.colher água em vidro de relógio ou tubo de ensaio . lamínula.Para examinar larvas de helmintos há necessidade de matá-las. e 5Para identificação das larvas. fechar o tubo com presilha ou pinça. água. Colocar o funil num suporte e encher com água aquecida a 45 o C deixando as fezes parcialmente submersa (para maior comodidade.Nas fezes envelhecidas. lâmina. facilitando o contato com a água e o tubo de borracha que deve estar bem adaptado ao funil e à pipeta .Fezes diarréicas não são adequadas para este método. 3. de fezes em gaze. gaze. b) Introduzir a tira de papel num tubo de ensaio com água. gaze cirúrgica. de forma que as fezes fiquem submersas. colocar em lâmina. Técnica: 1. Trichostrongylus e Strongyloides stercoralis. c) Examinar a água no fundo do tubo com lupa.MORI OBJETIVO: Compreender e executar todas as etapas do método de Harada .Após 20 a 30 minutos. Fundamento – Hidrotropismo das larvas. por 1 a 2 gotas de lugol e examinar.Mori Indicação – Identificação das larvas de Necator americanus.5cm (variáveis na dependência do tubo).PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. lamínula. de maneira que a água não toque nas fezes. 2. . água.Colocar o recipiente dentro do cálice com abertura para baixo. e centrifugar a 1. para observar a evolução das larvas. numa tira de papel de filtro com 15 x 1. 15 minutos. Fechar o tubo (algodão.5g.Colocar as fezes numa caixa sem tampa. vidro relógio. Observações: O uso de lugol é indispensável para identificar as larvas. Pode-se matá-las em banho-maria a 50ºC. bico de bunsen. 4. 0. Identificar o tubo. deixando as extremidades livres cerca de 4cm. EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES MÉTODO DE HARADA .500rpm. papel) e conservar em posição vertical à temperatura ambiente. Ancylostoma duodenale. Material: fezes. Técnica: a) Espalhar um pouco de fezes. envolvê-la com gaze. à semelhança do método de Hoffmann. Cláudia Calheiros EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES MÉTODO DE RUGAI OBJETIVO: Compreender e executar todas as etapas do método de Rugai Indicação e Fundamento: semelhante ao método de Baermann. termômetro.Adicionar água aquecida no cálice de sedimentação. lâmina. diariamente. Capturar as larvas com pipeta. por 2 semanas. ou aproveitar o recipiente condutor. pipeta. afastar o recipiente e colher material do fundo do cálice e colocar em lâmina. cálice de sedimentação e microscópio. 3. altura de 3cm. prendendo com cordão ou pinça. 1-2min. lugol. limpar os bordos laterais.Retirar o excesso de fezes. molhável e absorvente. tela metálica ou de nylon.Material Necessário – Tubo de ensaio. esta se o exame for procedido até 2 horas após a preparação. segurar pelos bordos maiores sem deslizar. lâmina de papel celofone semi-transparente. 6. b) Fixar a placa na lâmina com o polegar. 8. A lâmina pode ser guardada durante meses. Recolher fezes em cima da tela com espátula e encher o orifício. tricuríase e ancilostomose ( necatorose) . não detecta protozoários nem larvas. sol. de forma que o orifício fique centralizado e não permita deslizamento. a temperatura ambiente. As lamínulas devem ser nelas imersas 24 horas antes do uso. 4. tem-se o total por grama de fezes.Examinar ao microscópio com a objetiva de 10 X (aumento de 100 vezes). d) O método não se presta para fezes diarréicas. utilizando-se de um dos bordos maiores da espátula e arrastando em sentido contrário ao dedo que a mantém fixa. placa perfurada. c) A solução de verde malaquita conserva os ovos e clarifica o esfregaço. espátula. solução verde malaquita e microscópio.Aguardar alguns segundos. tira de papel de filtro. espátula ou palito. Multiplicando-se o total de ovos encontrados por 24. Técnica: 1. não deixar dobras. . levantar a lâmina. fazendo compressão. PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. microscópio. com os bordos paralelos. lamínula.Levantar a placa. sobre as fezes.Inverter a preparação sobre o papel absorvente. bastão de vidro. 7. e fazer pressão com o polegar a fim de espalhar uniformemente o material. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 10: Demonstração e execução do método de Kato – Katz / Identificação de helmintos EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES OBJETIVO: Compreender e executar todas as etapas do método de KATO-KATZ Indicação: diagnóstico das helmintoses: esquistossomose. 3. ascaridíase. deixar secar (30 minutos).pôr a lâmina de celofone embebida em solução de verde malaquita.Depositar a tela sobre as fezes no recipiente ou em amostra colocada à parte. lâmina. 5.Colocar a placa sobre a lâmina. distender a lamínula. tornando-se assim. Observações: a) Só apanhar fezes que tenham ultrapassado as malhas da tela. Material: fezes. 2. de lugol. liso. A quantidade de fezes examinada é aproximadamente 47 mg. método quantitativo. pipeta. Existe um Kit. fazer pressão com espátula sobre a tela provocando passagem de fezes sem detritos pela malha. PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. membros inferiores em abdução e afastar os glúteos deixando bem exposta a região anal. 4. devido as diversas causas( perda da capacidade de fixação à mucosa intestinal. exercendo suficiente pressão para assegurar contato amplo e perfeito com a região e. face adesiva para fora.) + 100 ml de glicerol + 100 ml de H2O dest. aderência dos ovos à fita.aplicar a parte adesiva da fita em torno do orifício anal. com 5cm x 2cm para anotação dos dados de identificação e resultado. ultrapassam o esfíncter anal e. TAMIZAÇÃO e WILLIS MÉTODO DA FITA GOMADA ( “ANAL SWAB”) – Específico p/ Enterobius vermicularis INDICAÇÃO: diagnóstico de enterobiose pela pesquisa de ovos de Enterobius vermicularis .examinar com pequeno aumento.colar a fita numa lâmina fixando.para clarificar e contrastar.Reagentes e Soluções: Solução de verde malaquita glicerol: 1ml de verde malaquita – 3% ( 3g do pó p/ 100 ml de H2O dest. presa pelas extremidades com polegar e indicador. 6. uma das extremidades e extendendo-a a fim de não deixar dobras e bolhas de ar. com 10 cm x 2 cm. Pode-se encontrar ovos de ortros helmintos ( exemplo: Taenia ) FUNDAMENTO: as fêmeas do Enterobius especialmente à noite. apoiar o tubo no primeiro espaço interdigital. . 2. por uma gota de lugol ou xilol.tomar um pedaço de fita adesiva transparente (tipo Durex). e 7. movimento peristáltico e posição de decúbito do paciente) deixam seu habitat normal – o cécum. 100 X. à semelhança de uma caneta. antes de fixar a fita. Tamização e Willis/ Identificação de helmintos OBJETIVO: Compreender e executar todas as etapas dos métodos de GRAHAN. liberam os ovos que ficam aderidos às regiões anal e perineal. TÉCNICA: 1. no centro de lâmina. colar numa das extremidades uma tira de papel.deitar o examinando em decúbito ventral.apoiar a fita. primeiramente. no fundo de um tubo de ensaio ou similar. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 11: Demonstração e execução dos métodos: Graham.e vem à parte terminal do intestino grosso. três a cinco vezes. 5. consequentemente. 3. provocada pela pressão dos ovos sobre o esôfago e retração dos lábios. rotas ou por postura. MATERIAL: fita adesiva transparente. lugol. tomar banho ou fazer qualquer asseio anal ao despertar.proceder a coleta de material antes do examinando defecar. TÉCNICA: 1º) Utilizar um bastão de vidro e despejar o material fecal em uma peneira (Tamiz).a preparação permite ser observada após vários meses. e sob ação da água corrente “lavar” as fezes. usar objeto de extremidade arredondada ou o indicador. . 3. lâmina e microscópio. PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa.não usar . nenhum produto nas regiões anal e perianal. b) As proglotes deverão ser achatadas uma a uma. no dia anterior. tubo de ensaio. por pressão. Cláudia Calheiros EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES “MÉTODO DE TAMIZAÇÃO” FUNDAMENTO: LAVAGEM E TAMIZAÇÃO DAS FEZES DE TODA UMA EVACUAÇÃO E PESQUISA DAS PROGLÓTES DE TAENIA PARA O DIAGNÓSTICO ESPECÍFICO. 3º)Fixar e corar as proglótes encontradas. 5º) Corar as proglotes por 10 a 24 horas com Carmim Clorídrico. xilol ou tolueno. 2. entre duas lâminas mergulhadas em placa de petri com o fixador – AFA. 4º) FIXAÇÃO DE PROGLOTES DE TAENIA: a) Antes de fixar. 2º) Colocar a peneira em baixo de uma torneira. prendendo a fita pelo polegar e médio.na falta de tubo de ensaio. tira de papel.OBSERVAÇÕES: 1. procurando por proglótes com o auxílio do bastão. REAGENTES E SOLUÇÕES: FIXADOR – AFA: 50ml de álcool a 90% + 10ml de formol absoluto + 2ml de ácido acético glacial + 40ml de água destilada. 4. c) Fixar os vermes durante 30 min a 3 horas. são retirados do fixador e lavados em água destilada antes de serem corados. Após. colocar os vermes com soro fisiológico na geladeira por 24 horas. Secundárias. por sua baixa densidade. Deixar em repouso. TRICURÍASE. tempo necessário para os ovos ascenderem e aderir à lâmina. HOMENOLEPÍASE e TENÍASE. b) Colocar uma lâmina sobre a boca do recipiente de modo a atingir a película superficial da suspensão. 3) TÉCNICA – a) Fazer uma suspensão de fezes em solução aquosa saturada de cloreto de sódio. metal ou plástico) com 3-4cm de diâmetro e altura mínima de 2cm – (a “latinha” das fezes) até atingir a borda superior. Juntar o álcool 1 hora depois. pelas suas extremidades. . pela pesquisa dos ovos. PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. filtrar e colocar num recipiente (de vidro. colocar mais solução. d) Pode-se utilizar um frasco (tipo penicilina) e trocar a lâmina por lamínula. com cuidado para não cair sobre a lâmina nem transbordar. e inverter rapidamente suas faces.CARMIM CLORÍDRICO: 5g de carmim + 5ml de ácido clorídrico + 5ml de H 2o de água destilada + 200 ml de álcool a 90%. com cuidado para não cair o meterial. Triturar o carmim junto com a água e o ácido. tendem a flutuar quando as fezes são suspensas em solução aquosa saturada de cloreto de sódio ou açúcar. 2) FUNDAMENTO – Os ovos desses helmintos. presa entre o polegar e médio. que não será invertida. completando o volume depois de resfriado p/ 200ml com mais álcool a 90%. 4) OBSERVAÇÕES – a) Utilizar recipiente com borda superior regular. b) Caso a lâmina não fique em contato com a suspensão. ASCARIDIOSE. Ferver em banho maria durante uma hora. c) Levantar a lâmina. Cláudia Calheiros EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES “MÉTODO DE WILLIS” 1) INDICAÇÃO – Diagnóstico de helmintoses: Principal. 1-5 minutos. plana. Colocar lamínula e examinar. mas colocada sobre a lâmina. ANCILOSTOMOSE (NECATOROSE). MIF.c) Não ultrapassar o tempo de retirar a lâmina. lâmina. d) Ao suspender a lâmina. cálice. conservadas em MIF. tampar com rolha de borracha e agitar fortemente durante 30 segundos. rápido mas não bruscamente. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 12: Demonstração e execução do método de MIF ou Blagg / Identificação de parasitos intestinais EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES OBJETIVO: Compreender e executar todas as etapas do método de MIF Indicação: diagnóstico das protozooses pela pesquisa de trofozoítos e cistos. Fundamento: sedimentação das formas parasitárias existentes nas fezes. Técnica: 1. água. 5) MATERIAL – Fezes. microscópio. após adição de éter e centrifugação. bastão de vidro.Adicionar 4 ml de éter sulfúrico. bem com de helmintoses pela pesquisa de ovos e larvas.Retirar a rolha com cuidado e centrifugar a 1500 rpm durante 1 minuto.detritos .Filtrar em gaze dobrada em quatro a solução de fezes em MIF e colocar em tubo de centrifugação até 2/3 do tubo. . lamínula. solução aquosa saturada de cloreto de sódio. formar-seão quatro camadas: éter . a fim de evitar que os ovos. percam a aderência à lâmina. O éter retira as gorduras.Soltar a camada de detritos com um bastão em movimento rotatório entre a camada e a parede do tubo. recipiente. deixá-la em posição horizontal. O movimento deve ser executado exclusivamente com o punho: pronação-suspiração. PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. 2. aumentando de peso. 4. 3.sedimento. mansoni e Ascaris lumbricoides infértil. éter sulfúrico. mas ovos de S. escoar o sobrenadante. que são pesados. Cláudia Calheiros ROTEIRO DE AULA PRÁTICA Nº 13: Demonstração e execução dos métodos: Faust e Ritchie / Identificação de parasitos intestinais EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES OBJETIVOS: Compreender e executar todas as etapas dos métodos de Faust e Ritchie MÉTODO DE FAUST INDICAÇÃO: Diagnóstico das protozooses pela pesquisa de cistos. cálice. centrífuga. é excepcional. lâmina. Observar os mesmos cuidados ao desligar. FUNDAMENTO: Flutuação das formas parasitárias existentes nas fezes em solução aquosa de sulfato de zinco a 33%. deve ir até o fundo do tubo sem bater. . + 200 ml de solução de mercurocromo a 2% + 25 ml de formol a 20% + 5 ml de glicerina. d) Ao desfazer o sedimento. encostar o segundo (parelha) pela parte externa. encostá-la de um vaso e. MIF. lentamente. bastão de vidro. prendê-lo entre o polegar e o indicador. 6. Podem ser encontrados ovos e larvas de helmintos. depositar 2 gotas na lâmina e mais 1 a 2 gotal de lugol. apoiando-os em superfície plana. Ligar a centrífuga em velocidade intermediária e depois aumentar até a velocidade desejada. O Lugol é imprescindível pois cora as estruturas. o bastão. PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. Preparado o primeiro. tubo de centrifugação. b) Na centrífuga os tubos devem ficar em pontos opostos. se desprenda e caia. Material: fezes.Decantar as três camadas superiores e remover da parede os restos de detritos com bastão envolvido em algodão. Lugol. sempre à vista. algodão. misturar bem com ajuda da lamínula e examinar com aumento de 100 a 400 vezes. lápis cera. rolha de borracha. gaze. em movimento de rotação subindo e descendo. completando o segundo até o nível do primeiro (base). Só então marcar o tempo. Reagentes e Soluções: Conservador – MIF: 250 ml de água dest. permitindo a identificação. O rompimento da película superficial provocará a queda dos cistos. quando de vários exames. c) Na decantação. Observações: a) Marcar os tubos. pegar o tubo bem próximo de sua borda.Suspender o sedimento com 2 gotas de água. lamínula. microscópio. Uma vez entornado o tubo. Não balançar para evitar que o sedimento. não retroceder.5. repetida até o líquido ficar claro. Não balançar para evitar que o sedimento. substituindo a água pela solução de sulfato de zinco a 33%. 4º) Com alça de platina. quando de vários exames e nivelá-los para centrifugação. Nova centrifugação. colher material na película superficial.0g de sulfato de zinco + 100 ml de água dest.. gaze. OBSERVAÇÕES: Marcar os tubos.500 rpm. sempre à vista. solução de sulfato de zinco a 33%. escoar o sobrenadante. O rompimento da película superficial provocará queda dos cistos. Uma vez entornado o tubo não retroceder. lápis marcador. É a lavagem do sedimento. → Após a diluição. Ao desfazer o sedimento. utilizando o funil em tubo centrifugar ( 60 seg.500. colocando-o em uma gota de lugol sob lâmina e lamínula Examinar ao microscópio PARASITOLOGIA CLÍNICA – Profa. Voltar a centrifugar. centrífuga. observando os mesmos cuidados ao desligar. lentamente. o bastão. 2º) Decantar o sobrenadante. Completar com água até 0. lugol. durante 1 minuto. deve ir até o fundo do tubo. misturar. Adicionar 1 – 2 gotas de lugol. lamínula.5cm da borda livre. sem bater. em movimento de rotação. se desprenda e caia.TÉCNICA: 1º) Colocar 10 ml de água em um borrel e 2-5gr de fezes. colocar água. dobrada 4X. pegar o tubo bem próximo de sua borda. filtrar em gaze. bastão de vidro. lâmina. juntar mais 50-90ml de água. e encher um tubo de centrifugação até a altura de o. REAGENTES E SOLUÇÕES: Solução de sulfato de zinco a 33%: 33. Cláudia Calheiros EXAME PARASITOLÓGICO DAS FEZES MÉTODO DE RITCHIE . encostá-la à borda de um vaso e. Na decantação. microscópio. MATERIAL: Borrel.5cm da borda livre. decantações e lavagens Sobrenadante claro Decantar o sobrenadante e adicionar sulfato de zinco Centrifugar Colher o material em alça de platina. filtrar a solução p/ que se torne límpida. subindo e descendo. cálice(ou funil de vidro). água. em posição vertical. 2-5 vezes. e colocar no centro de uma lâmina. cobrir com lamínula e examinar: 1 Lâmina 10 X e 40 X e outra lâmina 40 X. e ressuspender o sedimento utilizando-se de bastão de vidro fino. tubo p/ centrifugação. Centrigugar a 2. 1/3 do tubo. alça de platina. 3º) Decantar o sobrenadante e repetir a 2ª operação. estante. RESUMO: ETAPAS: Misturar uma parte de fezes p/ 10 de H 2O Coar c/ gaze. só então marcando o tempo. em pontos diferentes. 2500 rpm) Decantar o sobrenadante Misturar H2O ao sedimento Novas centrifugações. Ligar a centrífuga em velocidade intermediária e depois a 2. Amolecidas as fezes. durante 1 min. lápis marcador. A terceira camada será a solução de formol. estante. tubo p/ centrifugação. juntar ao sedimento 10 ml de solução de formol a 5%. após adição de formal e éter. FUNDAMENTO: Sedimentação por centrifugação das formas parasitárias existentes nas fezes. éter sulfúrico. gaze. TÉCNICA: 1º) Fazer uma suspensão de fezes.INDICAÇÃO: Diagnóstico das protozooses pela pesquisa de cistos e trofozoítos. tampar com rolha de borracha e agitar fortemente. centrifugar e lavar o sedimento como em Faust. algodão. e deixar em repouso 5 a 30 min. microscópio. misturar bem. bem como de helmintoses pela pesquisa de ovos ou larvas. lugol. ítens 4. 3º) Seguir como em Blagg. bastão de vidro. 5 e 6. lâmina. centrífuga. 2º) Decantar o líquido sobrenadante. lamínula. alça de platina. Juntar 3 ml de éter. MATERIAL: Borrel. água. ítens: 1º e 2º. solução de formol a 5%. funil de vidro (ou cálice). coar. OBSERVAÇÕES: Ídem ao método de Faust. INDICAÇÕES DOS MÉTODOS LABORATORIAIS COPROLÓGICOS PARASITOSES ANCILOSTOMOSE MÉTODOS HOFMANN BAERMANN FORMAS OBSERVÁVEIS OVOS / LARVAS LARVAS . PARASITOLOGIA HUMANA CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DIFERENCIAIS: OVOS DE HELMINTOS E CISTOS DE PROTOZOÁRIOS . NEVES.BALANTIDIOSE DIRETO – HEMATOXILINA (fezes diarréicas) BLAGG (fezes formadas) / FAUST / RITCHIE FITA GOMADA HOFMANN KATO-KATZ HOFFMANN BAERMANN RUGAI KATO-KATZ HOFFMANN HOFFMANN HOFFMANN / WILLIS HOFFMANN / TAMIZAÇÃO DIRETO – HEMATOXILINA (fezes diarréicas) BLAGG (fezes formadas) / FAUST / RITCHIE DIRETO – HEMATOXILINA (fezes diarréicas) BLAGG (fezes formadas) / FAUST / RITCHIE TROFOZOÍTOS CISTOS ENTEROBIOSE OVOS ESQUISTOSSOMOSE OVOS ESTRONGILOIDÍASE LARVAS TRICURÍASE OVOS FASCIOLOSE HIMENOLEPÍASE TENÍASE GIARDÍASE OVOS OVOS OVOS / LARVAS TROFOZOÍTOS CISTOS AMEBÍASE TROFOZOÍTOS CISTOS ADAPTADO DE DAVID P. 2 membranas com pólos Com 2 membranas e sempre larvado Com fibrilas e núcleos Com até pequeno 4 núcleos / Cisto CISTO CISTO Oval Arredondado CISTO Arredondado Com até 8 núcleos / Cisto grande . / Apresenta 2 membranas delicadas e bem visíveis. / pode ser ou não larvado Única membrana e espaço bem delimitado entre o conteúdo do ovo (blastômeros) e a casca.PARASITO Taenia sp Hymenolepis Schistosoma mansoni Ascaris lumbricoides Mamilonado fértil Ascaris lumbricoides Infértil Ascaris lumbricoides Decorticado FORMA EVOLUTIVA OVO OVO OVO FORMATO Arredondado Arredondado Oval CARACTERÍSTICAS Embrióforo fino e escuro espinhos no centro do ovo Embrióforo largo e claro espinhos no centro do ovo Com espículo lateral / / OVO Arredondado Com as 3 membranas. sendo a última mamilonada / pode ser ou não larvado grosseiramente com membrana OVO Oval / Retangular Escuro e granuloso / mamilonada Arredondado OVO Ancylostomatidae Blastomerizado Ancylostomatidae Larvado Trichuris trichiura Enterobius vermicularis Giardia lamblia Entamoeba histolytica Entamoeba coli OVO OVO OVO OVO Oval Oval “Barril” ou bola de futebol americano Letra “D” Não apresenta membrana mamilonada. Única membrana e espaço bem delimitado entre o conteúdo do ovo (larva) e a casca. Buenos Aires: Editorial Medica Panamericana. Coprologia e Parasitologia. 10ª edição. – Doença de Chagas e outras doenças por “Tripanossomos”. DiagnósticoLaboratorial das principais doenças infecciosas e auto-imunes. Brasília: Editora UNB. 2a Edição. 11ª edição.. A O laboratório clínico no diagnóstico dos parasitas oportunistas e na coprologia dos resíduos Alimentares: aspectos gerais. S. Manual de Exames de Fezes. NEVES D.1994. V. Parasitologia Médica. 872p. 1987. ZAMAN. C. 201p. Bases da Parasitologia Médica – Rio de Janeiro. A. L. – Parasitologia Humana . et al. Rio de Janeiro. S. VALLADA.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ARCOVERDE. Editora Guanabara Koogan. 114p. 1998. São Paulo: Livraria Santos Editora. São Paulo: Atheneu. V. 1982. 161p. S. Rio Janeiro: Guanabara Koogan. 2000 FERREIRA. Recife. M. M. . TEIXEIRA. A W. Procedimentos Laboratoriais em Parasitologia Médica. 1993. de REY L. 335p.. 1994 O. Editora Atheneu. 1996. Atlas Color de Parasitología Clínica. 2000 PESSÔA. & MARTINS. P. Editora Guanabara Koogan. & ÁVILA. A. E. P. B.. larvas e adultos . Prancha 1 Prancha 2 Prancha 3 Prancha 4 Prancha 5 Prancha 6 Prancha 7 Prancha 8 Helmintos Enteroparasitos: ovos.