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Tabla de contenidosTraumatología en aves salvajes RADIOLOGÍA EN AVES ENDOSCOPÍA AVIAR 3 6 13 PRINCIPIOS DE ANESTESIA EN AVES, REPTILES Y PEQUEÑOS MAMIFEROS 20 CIRUGIAS MAS FRECUENTES EN AVES MANTENIDAS COMO ANIMAL DE COMPAÑÍA ANESTESIA Y CIRUGIA EN REPTILES CIRUGÍA EN MAMÍFEROS EXÓTICOS PRINCIPALES CIRUGÍAS EN MAMÍFEROS EXÓTICOS 27 32 56 73 Traumatología en aves salvajes. Dr. Caldera Domínguez, J Director del Centro de Recuperación de fauna y Educación Ambiental. Dirección General de Medio Ambiente. Junta de Extremadura. La práctica de la cirugía en aves ha estado durante muchos años reducida a pequeñas intervenciones orientadas a la producción o como parte integrante de la experimentacióninvestigación animal. En la actualidad, la demanda existente en clínica de aves exóticas y la derivada de la conservación de la naturaleza, que ha puesto en marcha la necesaria intervención de veterinarios y biólogos para salvar la vida de muchos animales de la fauna salvaje autóctona o alóctona, ha abierto la profesión veterinaria al campo de la medicina individualizada de los pacientes salvajes, y a la cirugía de éstas especies sin detenerse en lo puramente económico o rentable. Sin embargo, con excesiva frecuencia el veterinario nobel tiende a aplicar con estos animales de la fauna salvaje los criterios aprendidos durante la formación académica con animales domésticos suponiendo que su fisiologismo y respuesta a la manipulación o intervención quirúrgica son homologables y cosechando por ello un gran número de fracasos. Esto es así cuando no se tienen en cuenta los antecedentes del animal hasta su ingreso, las peculiaridades de la especie, y las obligadas precauciones que debemos respetar cuando trabajamos con animales salvajes. Prescindiendo de los individuos adquiridos en pajarerías, las aves salvajes que precisan atención veterinaria suelen ingresar con una importante serie de patologías asociadas: ayuno prolongado, hemorragias, infecciones en curso, estrés, pérdida de agua y electrolitos, etc. Cuando obviamos todos estos factores y no los corregimos antes de intentar la cirugía, seremos responsables de la muerte directa o indirecta del paciente (en muchas ocasiones ésta se produce tras pasar algunas horas de la intervención). Concretando, no intervendremos quirúrgicamente (considerando traumatologías más o menos complicadas que precisan anestesia general), a animales caquécticos, con signos de hemorragias profusas, shock, o con sospecha de sepsis generalizada. Sin pretender entrar en los detalles de una exploración clínica, es claro que existen algunos buenos parámetros que nos permiten orientarnos sobre la verdadera situación del animal, además de los comprobados tras la exploración externa, como son la temperatura rectal, el nivel de proteínas totales en sangre, el hematocrito, los valores hemáticos del ion K, Na, y CO3H, o el pH sanguíneo. Otros muchos valores bioquímicos como glucemia, transaminasas, recuentos de rojos y blancos, etc. pueden resultar útiles en algunas ocasiones pero en general aportan poco valor diagnóstico. Será necesario por tanto estabilizar el paciente y retrasar la cirugía tanto cuanto sea necesario, incluso corriendo el riesgo de convertir finalmente nuestro caso clínico en un animal “irrecuperable”, incapaz de poder integrarse de nuevo en el medio ambiente. La anestesia en aves ha evolucionado a la par que la de los mamíferos, considerándose en la actualidad que productos vía inhalatoria como el halotano, el isoflurano, metoxiflurano o sevoflorano son los productos de elección, si bien el primero presenta cierta hepatotoxicidad. Los planos de anestesia tan bien definidos en la bibliografía no son siempre tan patentes, debiéndose actuar en general bajo el principio de acción-reacción y sin olvidar que en las aves existe un plano de anestesia ligero que a veces se manifiesta con una absoluta inmovilidad y somnolencia, y que puede hacernos pensar en una profundidad mayor de la real, anticipándonos en el comienzo de la intervención de forma inoportuna. La traumatología más frecuente en las aves es la asociada al miembro torácico y al pélvico. En todos los casos, las características anatómicas de las aves (huesos neumáticos en algunos de sus segmentos, cortical muy fina y con trabéculas, la potencia de los músculos del pectoral que influyen definitivamente sobre la movilidad del húmero, las infecciones consecuentes a las lesiones abiertas, etc.), hacen que deba ser bien valorada la conveniencia de la cirugía y la técnica a emplear. En general, y salvo para el tibiotarso y tarsometatarso, las placas están contraindicadas en las aves por el escaso sostén que ofrecen los tornillos sobre su delgada cortical, los cerclajes requieren una gran habilidad, para los fijadores externos hay que recurrir al ingenio personal a fin de perforar el hueso y estabilizar las agujas de transfixión, y los enclavijamientos centromedulares suelen dejar con frecuencia lesiones en las articulaciones, además de permitir la rotación de algunos segmentos. De forma genérica, en las fracturas cerradas de cúbito radio, metacarpo, dedos, tibiotarso y tarsometatarso, debe ser considerada la oportunidad de inmovilizar adecuadamente y evitar abrir el campo quirúrgico, salvo para aquellas especies de alta precisión en el batido de las alas, fintas, etc. (cernido de cernícalos, movimientos del carpo de lechuzas, etc.), donde no quedará más remedio que intentar practicar la cirugía para restablecer la funcionalidad total del miembro. En fracturas abiertas que ingresan con cierta antigüedad el resultado es con frecuencia negativo mientras se mantiene la infección en el foco de fractura, y en el caso de lesiones cerradas con extremos óseos muy distantes durante períodos largos, el organismo aviar suele reaccionar con un taponamiento y organización rápida de los extremos, siendo en estos casos conveniente abrir de nuevo y reavivar los extremos a efectos de que se reproduzca un hematoma entre los extremos óseos. El húmero y fémur suelen ser los huesos más complicados de estabilizar, el primero por la fuerte inserción del músculo gran pectoral, además de por su capacidad de giro, y el segundo por su posición escondida dentro del cuerpo. En ambos casos han sido utilizados profusamente los enclavijamientos centromedulares, con resultados muy diferentes y contradictorios. Los fijadores externos, aunque más complicados de colocar, ofrecen mejores resultados. Las fracturas de clavícula, y coracoides son también frecuentes, sin embargo el acceso al coracoides no resulta cómodo y presenta riesgos. Las fracturas de los dedos del miembro pélvico suelen resolverse bien con la colocación de “bolas” bajo la garra, de manera que todos los dedos se mantengan en una postura de ligera extensión abrazando esta estructura, que finalmente se fija con escayola u otros. En cuanto a las fractura del miembro pélvico, teniendo en cuenta que existe una fusión de las vértebras con el coxal, suelen producir lesiones en la médula, ilio paralítico y parálisis total de los miembros inferiores. Pasado un tiempo prudencial (20-25 días), durante los cuales será necesario alimentar forzadamente al animal, si la evolución no resulta favorable se recomienda el sacrificio. La inmovilización de los focos de fractura resulta sencilla en cúbito, radio, metacarpo, dedos, tibiotarso y tarsometatarso. El vetflex o la cinta adhesiva “Tesa” son buenos materiales. En el tibiotarso y tarsometarso pueden utilizarse férulas fijadas con vetflex o cinta, o escayolar, si procede, no olvidando hacerlo hasta los dedos, para evitar edemas. Para las fracturas de húmero será necesario rodear el vetflex alrededor del tronco del animal, o bien utilizar malla de retícula de las que pueden encontrarse en ortopedias, introduciendo al animal en ella, liberando cloaca y patas. Para el fémur podemos intentar suspender el animal en los denominados “body sling”, una especie de hamaca donde el animal descansa o apoya las extremidades a voluntad. Los resultados del mismo no son muy alentadores en aves medianas o pequeñas. La utilización de fijadores externos en la cirugía, puede evitarnos la dificultad de inmovilizar este hueso. RADIOLOGÍA EN AVES Alicia Ester Serantes Gómez. Unidad de Cirugía y Diagnóstico por Imágenes Departamento de Patología Animal: Medicina Animal Universidad de León. INTRODUCCIÓN Sin embargo. como de producción animal. debido. como el avestruz. veremos con más frecuencia. hasta hace apenas unas décadas. resultan útiles los mismos . por ejemplo. a. y más concretamente. tanto clínico. el diseño de una sala de radiodiagnóstico para aves no difiere del adecuado en mamíferos. con una creciente preocupación por la obtención de carnes de calidad para el consumo. en nuestro contexto ecológico y socioeconómico. la diversificación de las especies de interés veterinario. en el tema que nos ocupa. por poner un ejemplo. las mismas técnicas de manejo ni los mismos criterios diagnósticos ante un avestruz y un colibrí. el “aparato de rayos”. entre ellos. pues evidentemente no podemos utilizar los mismos equipos y materiales.y el cambio en los hábitos alimenticios. INSTALACIONES Y EQUIPO Salvo en la conveniencia de disponer de instalaciones de gases para equipos anestésicos cuando se va a trabajar con aves de gran tamaño y complicado manejo. únicamente dar unas pinceladas sobre las características específicas que las aves pueden plantear como pacientes de una sala de radiodiagnóstico. si bien para aves de gran tamaño resultan de utilidad los mismos equipos de que habitualmente se dispone en la clínica veterinaria convencional (para avestruces. plumas. Así. Sin embargo. por una parte. a la creciente preocupación por la protección del medio ambiente y la fauna silvestre. resulta cada vez más frecuente la presencia de aves como pacientes en los servicios de diagnóstico veterinario. Surge así la necesidad de adaptar a estos nuevos pacientes los protocolos de actuación clínica que ya se vienen utilizando en mamíferos domésticos. asociado a las modas y hábitos de tenencia de muy diversas especies en calidad de animales de compañía. si bien la elección del generador de rayos X. algo inusual en la práctica veterinaria. sí resulta de crucial importancia en función del tipo de aves que esperamos atender. Intentaremos. el diagnóstico radiológico. el diagnóstico por imágenes.El diagnóstico radiológico en aves era. lo que justifica la expansión de explotaciones aviares de especies exóticas como el avestruz. no podemos soslayar la gran variedad de especies de características completamente diferentes que se incluyen en la Clase Aves. para apuntar a continuación un somero estudio de la anatomía radiológica de las aves que. ligado este al elevado nivel de vida que propicia el incremento del consumo de muy diversos productos de origen animal -cueros. a la hora de unificar las necesidades materiales y conocimientos que se precisan para desarrollar este campo de diagnóstico clínico. pues. y por otra. si se les compara con los mamíferos. y a su menor masa tisular total. Por supuesto.la mancha focal pequeña. Por otra parte. característica que refuerza la necesidad de trabajar a niveles bajos de kilovoltaje. como por ejemplo para descartar procesos que cursan con aerosaculitis.. en las aves menores es mucho más útil disponer de un equipo de alta capacidad que pueda proporcionar exposiciones de 300mA en un tiempo de exposición de 1/60 seg. Hay que recordar que las aves poseen. o dos manchas focales. un esqueleto con una radiodensidad ósea inferior a la de mamíferos de igual peso. dedos. es importante poder contar con películas de alta sensibilidad y pantallas intensificadoras de alta velocidad y alta resolución (como los sistemas de tierras raras o tungstenato cálcico rápido). o incluso menor. de modo que utilizaríamos en aves pequeñas o en el estudio de detalles –cráneo. fundamentalmente en paseriformes y aves menores. siendo la mancha focal menor de entre 0.el tamaño del animal (en ocasiones. TÉCNICA RADIOLÓGICA El primer problema que se nos plantea al intentar la realización de una radiografía en un ave es su inmovilización sobre el chasis radiográfico.3 y 0.. para obtener.. excesivamente grande) . que produce una menor salida de electrones. e incluso en aves de tamaño medio podemos recurrir a los parámetros habituales en gatos). En cuanto a la elección de la película y el uso de filtros intensificadores. En aves muy pequeñas o en el estudio de detalles. debido al escaso grosor corporal de estos animales.equipos y parámetros radiológicos utilizados en grandes animales.. en la mayoría de las aves de tamaño medio y pequeño su uso no resulta necesario. La solución de este problema no resulta tan simple como pudiera parecer. en otras. pues si bien es cierto que.. y es conveniente también disponer de parrilla o rejilla de absorción de la radiación difusa. podemos utilizar películas médicas para mamografía. de modo que podamos trabajar a niveles muy bajos de kilovoltaje. en general. mientras que para avutardas y grandes rapaces lo son los que se emplean en perros. en aves. buenas imágenes. en función del tamaño del animal y el estudio a realizar).5 mm. o en estudios radiológicos de detalles en aves mayores (el rango de Kilovoltaje en el que vamos a trabajar. bien puede resultar de gran utilidad en la interpretación de ciertas alteraciones internas. oscila en general de 40 a 100 Kv. el equipo ha de contar con colimadores de apertura variable. con una mayor definición en los detalles de la imagen. es deseable que el tubo de rayos posea dos filamentos. sumamente pequeño. con tiempos de exposición muy cortos. en general.. debido a: . sino también las alas. En todo caso.... por lo que se refiere a la exposición excesiva del técnico a la radiación.. tres son los sistemas de inmovilización posibles. sino también en algunas de producción. que una zancuda. ya que puede ocasionar lesiones graves por el forcejeo (fracturas. y.los riesgos potenciales del estrés sobre determinadas especies (no sólo en las aves silvestres. en todo caso. evidentemente.la indocilidad del mismo . no es lo mismo inmovilizar un avestruz. lo que resulta de gran importancia fundamentalmente cuando se hace necesario ajustar los factores de exposición para obtener imágenes adecuadas en animales cuya escasa presencia en la clínica justifica la falta de práctica del técnico. que puede autolesionarse o lesionar al operador con sus piernas. su uso se verá limitado por la respuesta etológica del ave. a veces. carecemos de información suficientemente contrastada .los riesgos potenciales de la anestesia sobre determinadas especies. en segundo lugar. como el avestruz) . por ello se limita a animales propensos a forcejear y autolesionarse. luxaciones. Sujeción manual: resulta. independientemente de la especie de que se trate. y fundamentalmente para la realización de radiografías rápidas de las extremidades. no sólo las piernas. en primer lugar. de las cuales. complicado sujetar un ave de escaso tamaño entre las manos enfundadas en guantes de plomo y. y siempre considerando la importancia de esta a la hora de hacer énfasis en la inmovilización de una determinada región corporal sin perder de vista los dos requerimientos básicos de cualquier sujeción clínica: no lesionar al paciente y que el paciente no nos lesione (evidentemente. o una pequeña paseriforme. no proporcionará imagen . considerando como tales.) e incluso la muerte.el peligro inherente a la sujeción manual. con un tamaño suficiente como para poder ser manejados con guantes de plomo. que se habrá valorado en función de su actitud frente al manejo manual inicial: si la sujeción física provoca un estrés excesivo en el paciente.. arriesgado por el aumento de la exposición a la radiación que sufre el individuo que ha de sujetar al animal. deberá desecharse.. en la que hemos de cuidar especialmente cuello y piernas. que apenas nos permite una muy ligera sujeción cuidadosa). Sin embargo.. Sujeción mecánica: los aparatos de sujeción mecánica (comerciales o preparados por el propio radiólogo) permiten la realización de varias exposiciones sin reposicionar al paciente. que sujetan el cuello con un sistema de "guillotina". La colocación del animal en posición ventro-dorsal (V/D) o latero-lateral (L/L) deberá cuidarse meticulosamente. la distorsión aparente de diferentes estructuras y cavidades corporales podría carecer de significado clínico. En aves de gran tamaño. Resulta. debido a los movimientos o a la posición inadecuada durante la exposición. Sujeción química (anestesia): es tal vez la técnica óptima para proceder a un posicionamiento correcto del animal y obtener una buena imagen radiológica. mejor. por ejemplo). o bien a la utilización de artefactos acrílicos radiotransparentes especialmente diseñados. el tamaño del ave y la disponibilidad de artefactos mecánicos radiotransparentes. o sobre una película de RX procesada y no expuesta. gasas o cinta. imprescindible no sólo en determinados individuos (avestruces adultos. . las técnicas posibles varían en función de la especie. cuidando en especial su colocación sobre las plumas perfectamente direccionadas. sino también en ciertos estudios radiológicos específicos. podemos recurrir al método anterior.alguna de valor diagnóstico. En todo caso. ya que. de papel. pueden utilizarse. para determinadas posiciones. además. con cinta adhesiva plástica o. En aves pequeñas. y las piernas. ya que la interpretación de las visualizaciones y relaciones de los órganos dependerá de la posición del ave en el momento de la realización de la radiografía. con cordones. En aves de tamaño medio. alas y piernas del ave. de no ser así. es suficiente fijar al animal sobre el chasis. con una pared móvil que comprime e inmoviliza al animal sobre la pared fija. cajas de contención. fijando cuello. La obtención de una imagen radiológica de valor diagnóstico requiere la correcta posición del animal durante la exposición. las alas con cintas o bandas. además. requiere práctica y depende de la precisión en el ajuste de las cintas que deberán sujetar las extremidades del animal. por la dificultad en la obtención de un posicionamiento óptimo y por lo incómoda que es para el ave. Se colocará al animal en decúbito lateral. Otras posiciones: para el estudio de algunas regiones anatómicas pueden ser necesarias proyecciones rostro-caudales (en la cabeza). Posición ventro-dorsal: se realizará con el animal en decúbito supino sobre la placa radiográfica. ya que resulta más complicada que la ventro-dorsal. las alas desplazadas dorsalmente. el cuello y las piernas en máxima extensión y las alas en extensión de forma simétrica. y las alas y piernas deberán estar ligeramente desplazadas una con respecto a la otra. el esternón deberá superponerse al raquis. la radiografía anteroposterior del ala exige siempre la sujeción manual del ave.Si el tamaño del animal lo permite. procurando que los ángulos de las diferentes articulaciones homólogas sean idénticos. o en el máximo grado de sedación. o con diferentes ángulos y valores de exposición. no es sencilla. . derecho o izquierdo (si la alteración a investigar no exige lo contrario. generalmente se prefiere el derecho). para diferenciarlas claramente en la radiografía. estas proyecciones exigen un posicionamiento bajo sedación. con el cuello y las piernas en extensión. los húmeros ligeramente rotados. con la posibilidad de comparar partes homólogas. pero especialmente en la cabeza) o ántero-posteriores (en las extremidades. si no está anestesiado. estas deberán estar en posición horizontal. los radios algo desplazados longitudinalmente con respecto a los cúbitos y los metacarpianos en ligera pronación. como se ve. con el animal aún tranquilo. con las articulaciones de los hombros. si lo está. la radiografía de todo el cuerpo proporciona gran cantidad de información. Cuando se pretende obtener una correcta radiografía V/D de las alas. tanto torácicas como pelvianas). por ejemplo. Para obtener más información. el chasis o ambos. anestesia general o condiciones especiales de sujeción. Posición latero-lateral: deberá realizarse en primer lugar. codos y carpos en extensión no excesiva. las articulaciones del hombro y cadera de ambos lados deberán superponerse en la imagen radiológica. ambas con sus articulaciones homólogas en el mismo grado de extensión. pueden realizarse después radiografías de regiones específicas. En la imagen radiológica. La obtención de una buena imagen en esta posición. lo más próximas al chasis que sea posible. Generalmente. oblicuas (en cualquier región. etc. sin parrilla. Así. probando con más de una exposición. o no deseamos utilizarla. en el caso de pájaros pequeños.s. como dijimos. algunas zancudas. miliamperaje) que variarán en función del tamaño del animal. en especies excepcionalmente grandes. por ejemplo). En cuanto al valor de los parámetros de exposición. se debe aumentar el kilovoltaje (así. que hace recomendable la realización de la exposición a la radiación siempre al final de la inspiración. momento de máxima dilatación de los sacos aéreos.). no existe una técnica ideal universal. a una distancia aproximada de 90 cm. con lo que deberemos disminuir el tiempo de exposición y. o menos). con un tiempo de exposición lo más breve posible (1/30 seg. No obstante. en especial aquellas que condicionan la imagen radiológica.) resultan de gran utilidad los valores estándar para gatos o perros enanos. con chasis equipados con pantallas intensificadoras de tierras raras. obtendremos a esta distancia una distorsión mínima de la imagen que pueda disminuir la calidad de la misma.. la diferencia considerable en el tamaño de los sacos aéreos entre la inspiración y la espiración. Aunque es obvio que no existe una técnica universalmente válida para todas las especies. en aves de tamaño medio (gallináceas en general. siempre que nos encontremos con una nueva especie a radiografiar. de grandes animales. es imprescindible marcar de forma indeleble y sistemática la radiografía. kilovoltaje. para columbiformes.a. de forma que el aire proporciona un excelente contraste natural en el cuerpo del animal. para adecuarlos al paciente en concreto. como las paseriformes más comunes en nuestro medio natural. Si no disponemos de pantalla amplificadora. reduciremos la distancia focal (50 cm. para obtener mayor nitidez en los detalles. en general se recomienda el uso de chasis con pantallas amplificadoras de tierras raras o tungstenato cálcico rápido. podemos aplicar. En aves pequeñas. 48 Kv. la pantalla amplificadora y la potencia del aparato y su capacidad para proporcionar tiempos de exposición brevísimos. con unos parámetros de exposición (distancia focal. deberemos hacer nuestros propios ajustes a estos valores. y 4 m. podemos utilizar 58 Kv. Conforme aumenta el tamaño. por ejemplo) pueden ser radiografiadas con las técnicas estándar de pequeños animales (perros de razas medianas o pequeñas) o incluso. Las aves de gran tamaño (avutardas.Tras posicionar correctamente al animal. . Hay que tener presente en todo momento las características anatómicas de estos animales. como las aves corredoras. las referencias de que dispondremos para estos animales son aun más escasas.es INTRODUCCIÓN La endoscopia comenzó a utilizarse en medicina veterinaria aviar a partir de los años 70. Inicialmente su uso se restringía al sexaje de aves monomórficas mediante la observación directa de las gónadas (sexaje laparoscópico).En cuanto a otras técnicas de diagnóstico por imágenes. En la actualidad la endoscopia se utiliza como técnica diagnóstica. 916387550 E-mail: mmatesan@teleline. cistoscopios y laparoscopios se adaptan muy bien a la anatomía aviar. Madrid Tel. para la extracción de cuerpos extraños y para biopsia. Los nuevos sistemas de ópticas utilizadas en humana como artroscopios. correos nº 11 28220 Majadahonda. . Las aves son sujetos ideales para el examen endoscópico dadas sus particularidades anatómicas y en concreto a su peculiar sistema respiratorio dotado de sacos aéreos que neumatizan todo el celoma. ENDOSCOPÍA AVIAR Mercedes Corroto Matesanz Veterinaria del Hospital de Fauna Salvaje de GREFA Apdo. por lo que es más necesario adecuarnos a cada caso en función de nuestra capacidad para aplicar conocimientos y técnicas válidas para otras especies.  Endoscopio óptico rígido: existen ópticas de diferentes diámetros. Si quedan restos adheridos deben usarse soluciones de limpieza y desinfección.. ya que es la más versátil y proporciona buena iluminación y buen tamaño de imagen. Además se puede utilizar junto a material de biopsia y para la realización de fotografía.EQUIPAMIENTO El equipo básico para la endoscopia aviar es: Fuente de luz halógena o de xenón (150 w) Cable de fibra óptica: proporciona la luz separando al paciente y al endoscopista de la fuente de calor y permitiendo al mismo tiempo cierto grado de maniobrabilidad. La más utilizada en endoscopia aviar es la de 2.   Existe instrumental accesorio como pinzas de agarre o biopsia (rígidas y flexibles). Además se recomienda para el secado y limpieza el uso de papel. LIMPIEZA Y ESTERILIZACIÓN DEL MATERIAL Al tratarse de un material muy caro debe prestarse especial atención al mantenimiento y los cuidados. .. El cable está formado por un delicado sistema de fibras de vidrio y transmite la luz por reflección interna. grabadora de vídeo. El transporte y almacenamiento debe realizarse en cajas o maletines de plástico correctamente acolchados y diseñados específicamente. Tras su uso. longitudes y ángulos de visión.7 mm de diámetro.. trócares.. las ópticas deben lavarse con agua destilada antes de que se sequen los restos de sangre y tejidos. cánulas o vainas. bombas de aire. y complementos como adaptadores para cámara fotográfica. 170-180 mm de longitud y 30º de ángulo. cable y unidad de control de cámara). videocámara (cabezal. monitor. aunque para obtener video-fotografía de mayor calidad se recomiendan las ópticas de 4 mm de diámetro. granulomas.) Leucocitosis persistentes Enfermedad sistémica aguda o crónica Sistema reproductivo (determinación del sexo.. si el animal está preparado para superar la anestesia y si existen riesgos adicionales que puedan complicar el procedimiento (ascitis.La esterilización puede llevarse a cabo de dos maneras: Esterilización gaseosa con óxido de etileno. polidipsia Revisión o chequeo de una lesión diagnosticada previamente . INDICACIONES COMUNES PARA UN EXAMEN ENDOSCÓPICO            Pérdida o cambio de voz Diseña aguda o crónica Ruidos respiratorios agudos o crónicos Ingluvitis. la hematología. El material estéril debe airearse un mínimo de 8 a 12 horas antes de ser utilizado y debe tenerse cuidado de no ser inhalado por los operarios. Debemos valorar si el examen endoscópico nos va a aportar. o no... sospecha de infertilidad) Poliuria.). elevación de enzimas hepáticas.) Estudios bioquímicos anormales (uricemia. Deben seguirse las instrucciones del fabricante en cuanto a concentración y tiempo de actuación pues se corre riesgo de corrosión.  Esterilización química con glutaraldehido.  CONSIDERACIONES PREVIAS El diagnóstico endoscópico no carece de riesgos y es por ello que debe ser combinado previamente con otras técnicas de diagnóstico menos invasivas como la exploración clínica. necrosis.. obesidad. cuerpos extraños. Por último antes de ser utilizado el material debe sumergirse en agua destilada pues los productos de esterilización pueden provocar irritación... la bioquímica.. la radiología.. información clave para el diagnóstico. quemaduras o traumas en el buche Hallazgos radiológicos anormales (organomegalias... debilidad y emaciación. En estos casos debe posponerse la endoscopia hasta cuando el paciente se encuentre estabilizado y fuera de riesgo. En estos casos debe colocarse la cabeza del ave en un ángulo de 45º para evitar el paso de la sangre al pulmón.CONTRAINDICACIONES Además de las contraindicaciones generales para cualquier cirugía y anestesia se deben sumar: La obesidad que puede dificultar enormemente la visualización de algunos órganos. Si se sospecha de ascitis y se necesita realizar un examen endoscópico del hígado. El endoscopista iniciado debe familiarizarse con el delicado manejo de tejidos y de las ópticas. estando desaconsejados los abordajes laterales. debe conocer en profundidad la anatomía aviar y debe practicar con cadáveres antes de iniciarse con animales vivos. La presencia de ascitis en la cavidad peritoneal puede provocar el paso del líquido a los sacos aéreos y a los pulmones con la consecuente aspiración y muerte.  Inexperiencia del endoscopista. La perforación del tracto gastrointestinal puede ocasionar peritonitis y muerte.  Contusiones en órganos  Enfisema subcutáneo post-operatorio  Transmisión de agentes infecciosos por inadecuadas esterilizaciones.  Laceración de vasos sanguíneos y hemorragia.  Alteraciones de la coagulación  Delgadez. el abordaje más aconsejado es a través de la cavidad peritoneal hepática ventral.   COMPLICACIONES Derivadas de la anestesia Traumatismo o punción de órganos.  Daños en la óptica   PREPARACIÓN DEL PACIENTE . bazo. Algunas aves (rapaces y aves de pequeño tamaño) necesitan ayunos de 24-36 horas para conseguir el vaciamiento del tracto gastrointestinal. riñón. hígado. intestinos. bazo y parte dorsal del proventrículo se hallan suspendidos en la cavidad peritoneal intestinal por lo que para realizar una biopsia o para visualizarlos mejor debe perforarse la pared del saco abdominal. La preparación del campo se realiza como en cualquier cirugía. torácico caudal y abdominal) y dos sacos aéreos simples y médiales (cervical y clavicular). glándula adrenal. Existen autores que para realizar este abordaje colocan la pata izquierda cranealmente pasándola por detrás del cuello del ave y realizando la entrada del endoscopio caudalmente al músculo semitendinoso donde éste cruza la última costilla.El ave debe permanecer en ayunas un mínimo de tres horas para prevenir la regurgitación y la distensión del proventrículo. Deben retirarse las plumas de una zona de aproximadamente 1 cm de diámetro y debe prestarse especial atención a la limpieza de la superficie (con soluciones yodadas) para evitar la introducción de posibles patógenos y restos de la superficie al interior del celoma. gónadas y pulmón. riñón. intestinos. molleja. El abordaje laparoscópico va a depender de los órganos que quieran examinarse. La anestesia de elección es la inhalatoria con isofluorano.  . Se coloca al ave en decúbito lateral derecho con las alas extendidas dorsalmente y la extremidad izquierda en extensión caudal. Las gónadas. A continuación se exponen brevemente los más utilizados: Saco aéreo torácico caudal y saco aéreo abdominal izquierdos: Es el abordaje más utilizado para realizar el sexaje. Con esta técnica se accede directamente al saco aéreo torácico caudal o/y al saco aéreo abdominal izquierdos pudiendo observar proventrículo. En la mayor parte de las aves existen tres pares de sacos aéreos (torácico craneal. TÉCNICA Y ABORDAJES El particular sistema de sacos aéreos de la anatomía aviar hace que la endoscopia sea un excelente sistema de diagnóstico en las aves. El músculo iliotibial se retrae caudalmente y el punto de entrada del endoscopio es en la fosa paralumbar en el último espacio intercostal o caudal a la última costilla a unos 5-10 mm ventralmente al acetábulo. Mediante este abordaje se visualizan las porciones medial y caudal del riñón y las gónadas pudiendo tomar biopsias de la porción caudal del riñón. en la piel. 5 o 7mm según tamaño del paciente. . Desde este abordaje se visualizan hígado. El material necesario para llevar a cabo la toma de muestras son pinzas de biopsia rígidas o flexibles de cucharilla de 3. cavidad oral. La entrada se realiza en la línea media inmediatamente caudal al borde del esternón. con un mosquito. Otros: Saco aéreo interclavicular. oído y cloaca. de la pared muscular. esófago. La entrada se realiza caudalmente al pubis y ventral al isquión estando el ave en decúbito lateral. narinas. tráquea.  BIOPSIAS El gran valor diagnóstico de la endoscopia queda aumentado gracias a la posibilidad de tomar muestras para su análisis histopatológico o microbiológico. También se puede acceder de forma directa mediante una cánula y un trocar aunque hay que tener mucha experiencia y un gran control del material pues se pueden dañar vísceras internas si se ejerce un exceso de presión. Para el cierre. mesentereo ventral y corazón.  Cavidad peritoneal intestinal: Consiste en la entrada de forma directa a la cavidad peritoneal intestinal bien por el lado derecho o bien por el izquierdo. no es necesario suturar ni la pared del saco aéreo ni la muscular siendo suficiente con dar un punto de sutura. Una de las ventajas de este abordaje es que no se perfora ningún saco aéreo. coanas. Este es el abordaje de elección para realizar una biopsia hepática. normalmente.  En todos estos abordajes (y en el de saco aéreo clavicular) la entrada se lleva a cabo mediante una pequeña incisión en la piel de la zona elegida y mediante disección roma. con material reabsorbible.Cavidades peritoneales ventrales hepáticas: Son las dos cavidades que envuelven los lóbulos hepáticos ventralmente y están separadas por el mesentereo ventral. También hay que tener en cuenta que. Antes de introducir las muestras en estos líquidos se pueden realizar impresiones en un porta para hacer una citología. J. testículo. 1997. BIBLIOGRAFÍA Cooper.B. New Orleans.Se pueden biopsiar órganos como hígado. En Altman. W. riñón. saco aéreo. La mayor contraindicación es la existencia de alteraciones en la coagulación como falta de vitamina K o trombocitopenias. Vol. electrónica. 1994. por ejemplo. Pp 207-211  . proventrículo..B.):Avian Medicine and Surgery. M. con parte de tejido sano y parte alterado. Normalmente la hemostasia no suele ser un problema importante. en órganos como el riñón es mejor realizar la biopsia de las porciones medial y caudal.: Lung biopsy as a diagnostic technique in avian medicine. bazo.: Endoscopy. D. En Proceedings of the Annual Meeting of Association of Avian Veterinarians. Si esto no es posible y encontramos una lesión lo ideal es tomar el borde de la lesión. Pp 161-165  Hochleithner M.: Biopsy Techniques. En Seminars in Avian and Exotic Pet Medecine.. pulmón.. Hay que prestar atención a la forma de almacenamiento y conservación de las muestras en función del estudio que se quiera realizar (microbiológico. Clubb. Saunders Company. microscopía óptica. Taylor. 3 (4). Pp 800-805  Hunter.E. esófago. En cuanto a que porción debe ser elegida lo ideal sería poder tomar varias muestras de un mismo órgano.). inmunofluorescencia. pues en la craneal se pueden dañar las venas y arterias renales. Dorrestein and Quesenberry (eds. 1992. para poder ver así las variaciones celulares.. Para histopatología se puede utilizar formol al 10% o soluciones de metil alcohol al 97%.. Carlos López del Castillo MARAGALL EXOTICS CENTRO VETERINARIO C/ Xiprer. 1994. London. M.así como conocer que productos son los más adecuados. En Proceedings of the Annual Meeting of Association of Avian Veterinarians. Wolfe Publishing Ltd. Harrison. Houston. 934365888 Los principios básicos de anestesia en los llamados animales exóticos son los mismos que los utilizados en los animales de compañía habituales como son el perro y el gato.R.S.. J. G.: Endoscopic examination and biopsy techniques.J. 53 local 2 08041 Barcelona t. . Pp 319-324  Taylor. 1990 Taylor. J. Wingers Publishing. Pp 327-354  PRINCIPIOS DE ANESTESIA EN AVES. McLelland. Aunque es necesario tener unos conocimientos anatomofisiológicos de cada grupo de especies para adaptar correctamente los procedimientos anestésicos a cada uno de ellos . Inc.. B. M.: Birds: Their structure and function.: A Colour Atlas of Avian Anatomy.): Avian Medicine: Principles and Application. A. 1990. (eds.W. and Harrison. L. 1984   McLelland. Baillière Tindall. En Ritchie.King.: Endoscopy. REPTILES Y PEQUEÑOS MAMIFEROS D. además.También es necesario familiarizarse rápido con los procesos de tranquilización y anestesia. GPT. PREPARACION DEL PACIENTE Antes de realizar una anestesia debemos valorar: . triglicéridos. LDH. dolor durante la manipulación y . realizar una radiografía . pues en la clínica de estas especies se realizan de manera mucho más frecuente que en perro y gato. En muchas más ocasiones debemos tranquilizar o anestesiar un conejo. Una premisa para la correcta realización de una anestesia es que esta debe durar siempre lo menos posible. proteínas totales. . exploraciones físicas completas. que los animales nos puedan infligir daño a nosotros. De esta manera les evitamos a los animales cualquier sufrimiento innecesario.En caso necesario (deshidratación. procesos en los cuales los animales deben estar quietos y tranquilos.etc. corte de uñas. bastará con una sedación o tranquilización con anestesia mínima. schok. En todos los casos es muy importante realizar una ANALGESIA sobre todo postoperatoria. hipoglucemia. un hurón . etc.En casos de anestesia quirúrgica es aconsejable realizar un análisis completo de sangre que incluya: hemograma completo y según la especie animal. colesterol. pruebas de coagulación.) es preferible posponer la cirugía y realizar tratamientos preoperativos destinados a mejorar y estabilizar el estado del animal y así aumentar la probabilidad de éxito del proceso operatorio. por lo que la realizaremos de forma diferente según la utilidad que queramos darle: . un cocodrilo o un primate simplemente para explorarlo. . . cortar las uñas o tomar una muestra sanguínea. glucosa. ácido úrico. urea. GOT. estrés. lo que realizado de forma correcta favorece la recuperación de los animales.Exploración del animal . creatinina. extracción de muestras de sangre. Para realizar actos quirúrgicos se deberá realizar una anestesia profunda con una adecuada relajación muscular. arreglo pico .Para realizar técnicas diagnósticas como radiografías. .Historia clínica. . aves de 4. cálidos y a oscuras para facilitara una recuperación sin sobresaltos. Se realizará de forma progresiva y rápida . DURANTE LA ANESTESIA: .6 horas (según especies y debe estar el buche vacío). intracardíaca. reptiles (saurios 12-18 horas.Ayuno previo en mamíferos (no en roedores y lagomorfos) de 4-8 horas.). etc. . temperatura. seno occipital. vena yugular. vena palatina. Ofidios: vena coxigea ventral. . tortugas 1 –3 días).Es aconsejable administrar fluidoterapia intravenosa.Finalmente la recuperación es una parte muy importante junto con la analgesia. esterillas bolsas de agua caliente. finalmente se colocaran a los animales en lugares acolchados.Los animales previo a la anestesia se manipularán lo menos posible. para prevenir la hipotermia. . intraósea o por “bolus” durante la intervención ANESTESICOS EN REPTILES Vías de administración Intravenosa: - Tortugas: vena coxigea dorsal..Por último debemos estar preparados para cualquier emergencia y poder reanimar a los animales si encontramos complicaciones anestésicas. ofidios 3-4 días según estado de digestión. Este control puede realizarse visualmente y con termómetros y estetoscopios o en caso posible realizar un control electrocardiográfico o con pulsoximetros.Mantener la temperatura adecuada utilizando los medios necesarios (cables. frecuencia cardiaca. Una vez estabilizado al animal prepararemos el tipo de anestesia en función de cada especie animal tomando como referencia las dosis y vías de administración de los apartados siguientes. .Una vez anestesiado al animal se monitorizará tan correctamente como se posible en estas especies intentando comprobar: frecuencia y profundidad respiratoria. . 1. amplio margen de seguridad. mantenimiento 2-3 %.Acepromacina 0. anestesia muy segura durante 20-30 minutos. bajo la axila en interior del plastrón.Lidocaina 2 % infiltración local. luego intubación (siempre) y ventilación positiva de 1 a 4 veces por minuto. Inhalatoria: Inducción con mascarilla o cámara de inducción (muy lenta). oxigeno 1-3 %. Isoflurano: inducción 4-5 %.- Saurios y cocodrilos: vena coxigea ventral Intramuscular: - Tortugas: músculos pectorales. preferible preanestesia inyectable. rápida inducción y recuperación. arresto respiratorio primero. lo que permite su posible recuperación. Productos: .0. oxigeno 1-3 %. Anestésico inhalatorio ideal. Ofidios: músculos longitudinales dorsales. . puede provocar arresto cardiorespiratorio simultaneo. Tortugas 12-15 mg/kg IV Lagartos 10-15 “ “ Serpientes 10-12 “ “ Cocodrilos 10-15 “ “ . Hepatotóxico. Propofol: rápida inducción y recuperación. Saurios y cocodrilos: músculos humerales.Halotano: inducción 4-5 %. Anestesia en circuito abierto.5 mg/kg IM tranquilizante. mantenimiento 2-3 %. Ideal para procesos cortos y preanestesia para poder intubar. . . 9-18 mg/kg IM . .Tiletamina-Zolazepam: útil para realizar sedación y poder intubar. Peligro en animales débiles o deshidratados o con fallo hepático o renal. Tortugas 0.4-1 mg/kg . Anestesia 15-35 minutos.Ketamina: tranquilizante dosis baja y anestésico a dosis altas. lenta recuperación (horas) . puede ser reversible si utilizamos atipamezol en dosis 5 veces la de medetomidina.Succinilcolina: rápida inducción. Tortugas 20-60 mg/kg IM Lagartos 20-100 “ “ Serpientes 20-130 “ “ Cocodrilos 20 “ “ . recuperación 45 minutos. IM más lento. rápida inducción. Mucho mejor que la ketamina y sus combinaciones. Tortugas y serpientes 6-9 mg/kg IV.5 mg/kg Cocodrilos 0. recuperación 1.25-1. puede intubarse en 3 minutos.Medetomidina: anestésico en estudio dosis 100-300 mcg/kg más ketamina 10 mg/kg IV. Preferible utilizarlo con xylazina (10 mg/kg).5-4 horas. parálisis que permite la intubación. Tortugas 10-20 mg/kg IM Lagartos 20-30 “ “ Serpientes 10-20 “ “ .Alfaxolona-alfadolona: rápida respuesta IV. .75-1 %).1-1 mg/kg. tubos endotraqueales. Puede utilizarse en animales de estado crítico y para realizar manipulaciones y exploraciones.ANALGESIA: Butorfanol 0. Rápida inducción y recuperación. Equipamiento sencillo (vaporizador. Halotano provoca arresto cardiaco y apnea simultanea.Metoxiflurano.5 –2 “ “ 10-40 “ Midazolam 0.Ketamina y combinaciones: intramusculares Ketamina 10-50 mg/kg Xylazina 1-10 mg/kg “ 10-50 “ Diazepam 0. bolsas de diferentes volúmenes según tamaño del animal. rapidez en el cambio del plano de anestesia. mantenimiento 2-3 % oxigeno (según tamaño del animal 0. no se aconseja su utilización.5-1 “ . Amplio margen de seguridad. La colocación del animal dorsalmente puede dificultar la respiración debido al peso de los músculos pectorales.5 “ “ 10-25 “ Acepromacina 0.2-2 mg/kg IM cada 6-12 horas Buprenorfina 0. Inducción 4-5 % oxígeno 1-2 %. caudalímetro. Puede inducirse con mascarilla y posteriormente intubar (sin balón). mascarillas. por lo que en algunos casos está indicado la ventilación asistida. ANESTESICOS EN AVES . . T-ayres. Reducida toxicidad. no se metaboliza en el organismo. provoca arritmias.Isoflurano: el anestésico de elección en aves.5-1. halotano: metabolismo corporal elevado. 5 mg/kg IM ANESTESICOS EN MAMIFEROS La administración de los medicamentos y control de anestesia son los mismos que en el caso de perro y gato por lo que no nos extenderemos en exceso.Tiletamina-zolazepam 7. mejor que la ketamina.Naloxona 2 mg/kg/ 14-21 h. IV tranquilizante Analgésicos: .Flumixine-meglumine 1-10 mg/kg IM .Butorfanol 3-3 mg/kg IM.Medetomidina más ketamina: en experimentación pero con grandes posibilidades.7-26 mg/kg IM . . ya que hay gran variabilidad según especies. Ver dosis en documentación aportada. Roedores y lagomorfos Conejo Ketamina 22-55 Cobaya 25-55 Rata 22-44 Hámster 20-35 Ratón 22-44 . IV .Buprenorfina 0..1-0. 75 mg/kg 0.75 mg/kg 0.2 IM mg/kg Medetomidina combinada con ketamina: en experimentación con grandes posibilidades .mg/kg + Acepromacin + 0.33 IM mg/kg 0.66 IM mg/kg 0.5 mg/kg mg/kg mg/kg mg/kg mg/kg 0.2-0.75 mg/kg 0.5 mg/kg 0.2-0.2-0.5 mg/kg 30 IV 40 IP mg/kg 40 IP mg/kg 25 IV 50 IP mg/kg 20 IV mg/kg 20 IV mg/kg 60 IP mg/kg 35 IV 60 IP mg/kg 25 IV mg/kg 25 IV mg/kg Tiopental 15 IV mg/kg Tiamilal 15 IV mg/kg Droperidol Fentanil 0.5 mg/kg 0.2-0. debido a la gran variabilidad de dosis aconsejamos consultar loa documentación aportada. difícil intubación pero muy seguro el mantenimiento de la anestesia con mascarilla Primates: . Isoflurano: anestésico ideal. inducción con mascarilla o inyectables.75 mg/kg 0.2-0.5 mg/kg 0.75 mg/kg Xylazina IM Pentobarbital 0. Anesthesia. que perros y gatos.Tranquilización para realizar exploraciones y toma de muestras Ketamina 1-10 mg/kg IM Medetomidina más ketamina muy utilizada y recuperación con atipamezol. 7-1 January 1998. por su seguridad utilizamos casi siempre isoflurano. felinos. W. 1996.. Otros animales como hurones. .A. HYLLER AV. In: The Vets. Philadelphia. Of N. Saunders Company. medetomidina + ketamina. etc. RITCHIE. 9-4. 1994. HARRISON LR. Pp 20-27 MADER. Roundtable in: Bulletin of ARAV. W. Philadelphia. 1999. Pp 241-247. GJ. Exotic Pet Medicine. Philadelphia. DR. . consultar documentación.B. 23-6. In: Avian Medicine: Principles and application.Philadelphia. consultar bibliografía. In: Reptile Medicine and Surgery. Anesthesiology. Small Animal Practice. WB Saunders Company. Saunders Company. BW. En la clínica. HARRISON. Noviembre 1993. Anesthesia. Pp 1066-1080. BIBLIOGRAFIA Anesthesia and Analgesia. son dosis similares de ketamina. In: Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine. Clin.B. Saunders Company. QUESENBERRY. KE. gansos. Esto plantea graves problemas a la hora de realizar un acto quirúrgico. Galliformes: perdices. Anseriformes: patos. Piciformes: tucanes. Rapaces de cetrería: halcones. aras. cernícalos. con un metabolismo muy elevado y una temperatura corporal alta (más de 40 ºC). Carlos López del Castillo MARAGALL EXOTICS CENTRO VETERINARIO C/ Xiprer. 53 local 2 08041 Barcelona t. En general las aves de compañía son animales delicados. cotorras. 934365888 En la clínica privada de aves se atienden una gran variedad de especies entre las que destacan: Paseriformes como los canarios.CIRUGIAS MAS FRECUENTES EN AVES MANTENIDAS COMO ANIMAL DE COMPAÑÍA D. periquitos. Columbiformes: palomas y tórtolas. codornices. Por lo tanto ante cualquier procedimiento quirúrgico debemos atender las siguientes premisas: . tejedores. Una característica a tener en cuenta es la gran diferencia de pesos. por lo que cualquier acto quirúrgico tiene unos altos riesgos de hipoglucemia e hipotermia. pues obliga a tener que disponer de una gran variedad de materiales para poder atender animales de tan variados tamaños. Psitácidas: loros. que se incrementan a medida que se alarga la intervención. diamantes. fácilmente estresables. ya que estos pueden oscilar desde los escasos 20 gramos de un diamante hasta los más de 6 kilos que puede pesar un ganso. 60 % grave deshidratación . Para ello valoraremos los siguientes apartados: Realizar una anamnesis correcta. . lo que dificulta el control cardiaco. 3. Proceder a su examen físico.Prevención de hemorragias. Frecuencia cardiaca muy elevada en algunas especies. . .Temperatura elevada que requiere control y mantenimiento adecuados. será necesaria la fluidoterapia con Ringer Lactato antes y durante la intervención. colesterol: si están muy elevados pueden indicar riesgo elevado para la . PVC < 20 % grave.Utilizar el mínimo tiempo de anestesia. .Poseer el equipamiento necesario. debemos evitar cualquier cirugía si no es imprescindible para la vida del animal./dl hipoproteinemia grave. 2. EVALUACION DEL PACIENTE Previo a la realización de cualquier operación debemos controlar el estado del animal aunque sea de modo rápido.Precisión y rapidez en la realización. Además es imprescindible conocer los principales factores anatomofisiológicos importantes de las aves. pues sus vasos sanguíneos poseen una pared muy fina y frágil y se rompen con facilidad. Realizar análisis laboratoriales que incluyan: . Niveles de glucosa: < 200 mg/dl hipoglucemia . realizar hemostasia correcta y control constante. GOT. LDH. . como son: .  .Ausencia de diafragma. ya que en algunas ocasiones será mejor recuperar o estabilizar durante un tiempo antes que realizar una operación con un animal en muy mal estado.debemos administrar dextrosa al 2. Proteínas totales < 2 gr.1.Presencia de sacos aéreos y posibilidad de realizar anestesia inhalatoria a través de los sacos aéreos torácicos caudales.5-5 %. puede ser necesaria una transfusión. bajo anestesia si es necesario. grave. Siempre que sea posible se intentará estabilizar al animal lo mejor posible y se le administrarán alimentos y suplementos antes de realizar las operaciones. Limpieza con agua y jabón y desinfección de la piel con gluconato de clorhexidina Al 4 %. Se aconseja cubrir las partes descubiertas cercanas o susceptibles de afectar la zona Quirúrgica.05 mg/kg IM.Preparar en campo operatorio eliminan plumas y plumones hasta unos 3 cm del área de incisión.01 a 0. PREPARACIÓN DEL PACIENTE . volverán a crecer. En algunos casos antibioterapia preoperatoria si es necesaria. .Las grandes rémiges o rectices se quitarán cuando el animal se encuentre anestesiado pues les resulta doloroso. Todas las plumas cuyos folículos no se hayan dañado. deshidratación o enfermedad renal. Acido úrico > 20 mg/dl. . y durante las intervenciones es aconsejable la administración de fluidoterapia intraósea o a través de “bolus” intravenosos. De todas maneras es aconsejable disponer de : .intervención. ANALGESIA: personalmente utilizo bruprenorfina a dosis de 0. Debemos tener cuidado de no dañar los folículos de las plumas. INSTRUMENTAL El instrumental utilizado es el mismo que se utiliza en al caso de otros animales domésticos pero adaptado al tamaño del ave en cada ocasión. particularmente utilizo nylon. Otras neoplasias muy variables. para poder realizarlas correctamente.Material de sutura : generalmente se utilizan de2-0 a 6-0.Lámparas lupa o microscopios. Piel: - Extracción de escaras de piel en patas por hiperqueratosis por sarna o malnutrición.Instrumentos de oftalmología para microcirugía (pinzas de iris. . separadores etc.Bastoncillos de algodón con mango de madera esterilizables.). Eliminación de quistes foliculares de plumas.Electrobisturí monopolar/bipolar (mejor) y en animales pequeños es útil un electrocauterio a pilas. principalmente en canarios. vicryl y ácido poliglicólico. Extirpación de glándula uropigea por quiste o neoplasia. tijeras. Necrosis seca de dedos de origen idiopático. Es preferible dirigirse a la bibliografía para obtener una descripción más detallada de las mismas. . Enucleación. . PRINCIPALES PROCESOS QUIRÚRGICOS En este capítulo se realiza un resumen principalmente visual de las intervenciones más frecuentes . vascular i por obstrucción por fibras. Cataratas (facoemulsificación). .Endoscopios rígidos de 2 a 4 mm para ayudar en la visión de lugares poco accesibles. Xantomas. . Oculares: - Neoplasias palpebrales o glandulares. . Peritonitis por rotura oviductos y huevos en cavidad celómica Otras: - Hernias abdominales Lipomas Amputación extremidades Traumatología de todo tipo. patas). .Prolapso cloacal. Perforación esofágica y/o fístula del buche. . Tracto gastrointestinal - Faringostomia de alimentación.Retenciones de huevos. Ingluviotomía generalmente por cuerpos extraños (endoscopia)ç Celiotomias: . . salpingohisterectomia.Tracto respiratorio - Eliminación de rinolitos en aves psitácidas por hipovitaminosis A. Sinusitis infraorbitaria. Abcesos orofaringeos previos tratamiento con antibióticos y vitamina A. cloacopexia. personalmente utilizo fijadores externos y pins intramedulares. Obstrucción traqueal.Proventriculotomía y ventriculotomía generalmente por cuerpos extraños o toxinas en los que no puedan utilizarse endoscopios. . principalmente en huesos de extremidades (alas. muchos de los cuales necesitan someterse a intervenciones de mayor o menor envergadura antes de ser expuestos al público o dedicados a criar.C. 1066-1169. LR. inc. KE. 1994. Philadelphia. 1993 RITCHIE. Blackwell Scientific Publications. Barcelona El uso de agentes anestésicos en reptiles esta determinado básicamente por la extrapolación de los conocimientos que se tienen en especies domésticas. Avian Medicine and Surgery. Solo existen algunos pocos fármacos ya testados en animales poiquilotermos y su uso es cada vez mas aceptado. Boston Palo Alto Melbourne. A. BW.BIBLIOGRAFIA COLES. HARRISON. HARRISON. 08783 Masquefa. La práctica diaria en este campo ha permitido ver como responden estos animales a la anestesia. In The Vets.R. ANESTESIA Y CIRUGIA EN REPTILES A. Wingers Publishing. Small Animal Practice. Se observa una gran variación individual (y no específica) a la anestesia. Martínez Silvestre Veterinario Centro de Recuperación de Anfibios y Reptiles de Catalunya C.. HILLYER. 23-6 Saunders. BH. Of N. En el centro de Recuperación de Reptiles y Anfibios de Cataluña se reciben cada año entre 700 y 1000 anfibios y reptiles. Iguanas de la misma especie responden totalmente distinto a las mismas dosis en las mismas . Exotic Pet Medicine.. Florida.A.R. EV. GJ. Clin. 1985 QUESENBERRY. Avian Medicine: Principles and appication. debe considerarse que son altamente sensibles a las incisiones cutáneas. Se requiere un grado elevado de relajación muscular para la realización de una celiotomia (laparotomía exploratoria) mientras que para un exploración clínica o la extracción de un cuerpo extraño clavado en la piel no será tan necesario. Inmovilización. Requerimientos anestésicos. Para una exploración clínica general o la realización de una radiografía en una tortuga se requiere un grado mínimo de inmovilización o anestesia. Relajación muscular. El grado de inmovilización será distinto en función de la actuación a realizar. Para una cirugía se requiere que el animal esté correctamente inmovilizado y anestesiado tanto si es peligroso como no. Aunque los reptiles parecen tener poca capacidad de manifestar el dolor. Se requieren los siguientes criterios para considerar la efectividad de un anestésico en clínica de reptiles.condiciones de intervención. . Analgesia: Es una parte importante de la anestesia. Falta aun investigar mucho en el campo de la anestesiología aplicada a la herpetología. Recuperación sin complicaciones y rápida. Ello permite una rápida inducción. al menos de un sistema calefactor para el paciente anestesiado. una rápida recuperación. Premedicación: El uso de atropina como premedicación se considera innecesario puesto que la excreción salivar no representa ningún problema en reptiles. Calor: Todos los reptiles se han de mantener en su Temperatura Corporal Óptima (TCO). Será imprescindible para calcular la dosis adecuada de anestésico a administrar y el volumen de fluidos que deben aplicarse. Previo a la anestesia Peso corporal: Es necesario conocer su peso exacto (masa en g).Depende no solo del anestésico sino también de la temperatura a la que se haya realizado la intervención. metabolizar y eliminar fármacos óptima y estabilidad immunológica cara a infecciones operatorias. Un descenso de hasta 6 °C de temperatura durante la intervención puede duplicar la permanencia de ciertos anestésicos en el organismo del reptil. . Los quirófanos deben estar provistos de calefacción o. Pueden utilizarse agentes sedativos previos a la inducción pero su aplicación resulta aun hoy empírica. El animal debe estar dentro de su gradiente térmico preferible. El antiguo uso de la hipotermia como método de anestesia está totalmente contraindicado. se alteran las rutas metabólicas de eliminación de fármacos (permanecen durante más tiempo en el animal y con menor efectividad) y altera la homeostasis normal. coagulación óptima. Deben utilizarse anestésicos que tengan un rápido metabolismo y eliminación. capacidad de absorber. deprime la función inmunitaria (desestabiliza las inmunoglobulinas). Los reptiles en una temperatura mucho inferior a su TCO están aletargados y dan la sensación de anestesia pero siguen sintiendo dolor (no se produce analgesia). PO o SC) diariamente. después puede proseguirse la intervención con la seguridad de que ya no lo hará. La administración intravenosa de anestesia es la que requiere una sujeción más efectiva y segura. La manipulación debe ser la imprescindible. Los quelonios anestesiados tienden a encoger las extremidades y cuello en el caparazón y solo cuando están debilitados no lo hacen. en quelonios la vena coccigea dorsal. Ayuno: En reptiles pequeños no es necesario realizar ningún ayuno. En ciertos anestésicos como la ketamina que requiere un período prolongado de recuperación. yugular o palatina. Todas las técnicas diagnósticas aplicadas se han de realizar a la TCO del animal (en invierno nunca a temperatura ambiente).Fluidoterapia: Los reptiles deshidratados deben corregir este desequilibrio de fluidos antes de la anestesia e intervención. es importante mantener al animal bien hidratado durante ese período. Los fluidos se administrarán a razón de un 15 a 25 ml/ kg (IV. correcta y indolora. éste representa unas 18 h en tortugas y saurios y unas 72 a 96 h en ofidios. que será la misma a la que realizaremos la intervención. La inyección intravenosa se realizará en las zonas destinadas a tal fin. En quelonios gigantes se ha propuesto el uso de succinilcolina para evitar la rigidez de patas y cuello y conseguir que las mantengan fuera del caparazón (Heard 1993). La glotis siempre está cerrada excepto en . Para poder asegurar una buena intervención debe realizarse un examen completo del animal mediante la aplicación de técnicas radiográficas. hematológicas o ecográficas. Pueden utilizarse otras vías como la intracardíaca. Sólo en reptiles de un peso superior a 1 kg se practica un ayuno. Puede utilizarse ketamina como agente preanestesico y preparar al animal para la anestesia inhalatoria. Si en el primer momento se evita que se escondan. en saurios y ofidios la vena coccigea ventral. Manejo: Los animales previamente a la anestesia deben ser manipulados lo mínimo posible a fin de reducir el estrés. rápida. En este tipo de anestesia debe considerarse que la glotis es pequeña en referencia al tamaño corporal y está localizada en la base de la lengua. En ofidios venenosos el sistema de inhalación por urna es de elección. Mantenimiento a 1-4% (muy variable). ésta no se retrae y queda fuera de la boca. En algunos quelonios del género Testudo la tráquea se divide rápidamente en los bronquios principales. Una vez el animal está inmovilizado puede procederse a la intubación endotraqueal.1-1 mg/kg IM. 50 a 100 mg/kg anestesia (IM. El control del nivel de anestesia en serpientes puede realizarse midiendo la progresiva pérdida del reflejo de ocultación de la lengua bífida. aunque también se pueden administrar agentes inyectables si el animal se introduce en tubos plásticos. En el momento en que el animal está anestesiado. Puede ser necesaria la intervención de varias personas para poder controlar los movimientos del animal antes de la anestesia. También es útil el sistema de administración de fármacos inhalatorios por urna cerrada. Las serpientes no venenosas pueden immovilizarse con ketamina o telazol. Dosis de los anestésicos más utilizados: Ketamina: 25-75 mg/kg sedación. IV) Xilacina: 0.IV) Ketamina xilacina: 20mg /kg (ketamina) y 1 mg/ kg (xilacina)(IM. En los saurios la preanestesia puede realizarse con ketamina y seguidamente realizar la inhalatoria. factores que han de conocerse antes de introducir una sonda endotraqueal. Deben controlarse continuamente puesto que los lagartos son el grupo de reptiles más susceptible de sufrir sobredosis y accidentes por anestésicos inhalatorios. . IV) Isofluorano: Inducción 4 – 5 % (3 a 4 l=2). pero la recuperación es prolongada. SC (IM) Tiletamina/Zolazepam: 10 a 30 mg/kg (IM.el momento de la respiración. si estiramos suavemente la lengua. 1. Se han descrito ya algunas dosis orientativas ( 0. Antianestesico mas utilizado.atipamezol se aplica solo en herpetos como experimentación a fin de conocer sus posibles efectos cardiopulmonares. etc.5 a 2% mantenimiento. Ventilación de oxigeno hasta 2 veces por minuto. 100 a 300 µg/kg (en lka combinación Medetomidina Ketamina).. No se utiliza en tortugas ni .15 mg/kg medetomidina a 32 °C IM) (Smith 1997). Los fármacos de uso más reciente en animales de compañía se están testando para su aplicación en reptiles. la combinación Medetomidina. Circuitos anestésicos: Circuito abierto. Medetomidina 150-500 µg/kg (opcional con 10 a 15mg/kg de Ketamina). Pueden usarse en iguanas y otros saurios de gran tamaño.Halothano: 4% inicial. Así por ejemplo. Propofol: 10 a 14 mg/kg (IV exclusivo). sedativos. Mascarilla facial. La máscara se adhiere a la cabeza con cinta adhesiva y gasas a fin de que no salga gas al exterior. Con mayor riesgo de fugas puede también usarse en serpientes. La aplicación de agentes anestésicos rápidos y fáciles de administrar que produzcan una buena sedación y una rápida recuperación es la tendencia actual en todas las investigaciones acerca del tema. Atipamezol: = volumen que medetomidina (sola). Durante la intubación de estas especies puede dañarse la parte de glotis que esté en estrecho contacto con el tubo endotraqueal. Aunque es difícil de calcular el porcentaje de gas que inhala el reptil. Se puede provocar una ventilación forzada cada 30 seg. No recomendable en especies que resisten la apnea (algunas tortugas son capaces de iniciar un proceso de respiración anaerobica y mantenerlo durante más de 24 horas). Intubación. En quelonios se sitúa bajo la base de la lengua y puede ofrecer alguna dificultad su localización. Cámara anestésica. es recomendable que el animal esté sedado para realizar esta práctica. En serpientes venenosas se utiliza mediante el acoplamiento de una estructura tubular plástica alrededor del cuello del animal. En especies pequeñas pueden utilizarse catéteres intravenosos de perro y gato como tubos endotraqueales. se utiliza principalmente en anestesia de especies venenosas. durante la anestesia y durante el tiempo de recuperación hasta que el reptil esté respirando por sí solo de un modo evidente. Si bien algunos autores sostienen que la mayoría de reptiles pueden intubarse solo mediante inmovilización manual. Como es muy difícil monitorizar la respiración en reptiles es mejor practicar ventilación positiva intermitente. Circuito cerrado. Puede utilizarse en la mayoría de reptiles. Monitorización de la anestesia La monitorización durante la anestesia se puede realizar mediante control visual de la frecuencia respiratoria o signos externos de la actividad cardíaca (cirugía en centros poco equipados) o mediante la aplicación de electrocardiógrafos y/o pulsoximetros (técnicas . El animal introducido en una cámara que recibe directamente el gas anestésico.galápagos. En saurios y ofidios la glotis es una estructura muy visible. En la mayoría de los reptiles es una técnica sencilla. Muchas serpientes mantienen como posición normal la glotis cerrada y sólo la abren para efectuar inspiraciones y espiraciones. En ofidios. Si el saurio mantiene el reflejo palpebral pero pierde la rigidez mandibular (tendencia a mantener la boca siempre cerrada) se considera que la anestesia es moderada. En saurios y quelonios se puede utilizar el reflejo palpebral. Algunos reflejos de flexión de extremidades y cabeza se han comprobado incluso media hora antes después de la muerte de ciertas tortugas acuáticas. En ofidios el reflejo lingual (retorno de la lengua a su posición normal una vez se la hemos estirado) puede ser de ayuda para calcular el grado de anestesia alcanzado. Este reflejo. estetoscopio esofágico (Doppler) o pulsoximetria.descritas muy recientemente en bibliografía (Mader 1996) y hasta ahora poco aplicadas en España. dado que los párpados forman una membrana fusionada transparente siempre cerrada no pueden utilizarse ni el reflejo palpebral ni el corneal. A medida que se incrementa el grado de anestesia la respuesta disminuye hasta que desaparece por completo. Puede utilizarse también en saurios. Ciertas funciones fisiológicas pueden sermonitorizadas como en clínica de pequeños animales. El reflejo de retracción de dedos. cuando el animal esta totalmente anestesiado puede engañarnos sobre el estado del animal. Raramente se practica en quelonios. . extremidades o cola ante un pinchazo o pellizco sirve para controlar los primeros estadios de anestesia tanto en saurios como en ofidios. Aunque se practica con frecuencia el control del choque sistólico axilar empiezan a aparecer estudios sobre la posibilidad de monitorizar la actividad cardíaca mediante electrocardiografia. Cuidados postoperativos. La frecuencia cardíaca puede ser un buen indicador de anestesia o analgesia. La respiración puede ser monitorizada en reptiles de tamaño adecuado utilizando controladores respiratorios del mismo tipo que se utilizan en clínica de pequeños animales. La comprobación del tono de rigidez mandibular se usa principalmente en saurios. El animal debe ser introducido en un terrario limpio. 1996. Lawton 1992. También se valora la capacidad de desplazarse aunque sea torpemente. Se trata de acceder a la membrana celómica por una ventana abierta a través del plastrón (parte ventral del caparazón). Cirugía del caparazón en tortugas La cirugía aplicada en clínica de quelonios para la invasión celómica (Celiotomia) ha sido descrita ya con anterioridad en numerosos estudios y ponencias (Frye 1991. El presente artículo pretende profundizar en aspectos importantes que deben ser considerados en la práctica quirúrgica de quelonios a fin de conseguir una intervención con éxito. Celiotomia. aunque las dosis empleadas son empíricas. detalles de importancia en las técnicas principales. Fenestración total del plastrón. 1997). con espacios inguinales pequeños y de un volumen corporal suficiente para poder trabajar en su interior con comodidad. Se recomienda el uso de estimulantes respiratorios como el doxapram en pacientes con la respiración muy comprometida. tranquilo y a su TCO. No se usa en tortugas marinas o de caparazón blando puesto que los espacios inguinales son suficientes para acceder al espacio celómico sin tener que dañar la . Un buen indicador de la recuperación del animal es la reposición del mismo cuando lo colocamos sobre su dorso. Se realiza en quelonios de caparazón duro. En el período postanestesico es recomendable efectuar una rehidratación de un 4 % diario del peso vivo como mínimo. Martínez Silvestre 1994. especialmente después del uso de ketamina o halothane. Se debe controlar que progresivamente incrementa la frecuencia respiratoria. complicando la aireación y dificultando el control de anestesia efectiva. Generalmente el corte del plastrón se realiza en el área media del mismo. El hecho de que el animal esté en decúbito prono hace que el volumen visceral recaiga sobre los pulmones (situados dorsalmente en quelonios) y por tanto el espacio útil pulmonar disminuye. La tortuga debe tener un tamaño mínimo para realizar esta intervención. Fenestración parcial del plastrón. Pueden colocarse las tortugas con cierta inclinación lateral en estas intervenciones para evitar este efecto. si se secciona alguna de ellas debe realizarse una correcta hemostasia mediante suturas. Un sistema cerrado con ventilación positiva cada 30 seg. Reidarson et al 1994). esta técnica es la que requiere mayor tiempo de trabajo y por tanto mayor tiempo de anestesia. afectando a las placas humerales. Se podrían acceder al espacio celómico ligando las dos venas y seccionándolas sin que ello supusiera un peligro para el paciente. En quelonios menores de 1 kg no es recomendable. Aunque el corte de alguna de estas dos venas ventrales laterales deba ser evitado. Debido a lo aparatoso de la apertura de la incisión inicial. Durante la osteotomía es conveniente irrigar con fluidos la zona afectada para evitar un excesivo calentamiento de la sierra y una posible necrosis térmica del tejido óseo. el porcentaje de supervivencia es muy bajo y el control de la anestesia es muy complicado. debe incidirse la membrana celómica entre las dos venas ventrales laterales y procederse al acceso de la cavidad celómica. Una vez realizada la intervención. Para .estructura del caparazón. abdominales y femorales. Además cabe considerar que la mayoría de los quelonios resisten mucho tiempo en apnea. Esta técnica se usa principalmente en la extracción de cuerpos extraños alojados en la primera mitad del aparato digestivo y en la extracción de huevos (Lloyd 1990. Cuando el plastrón esta cerrado se procede a colocar una prótesis de fibra de vidrio con resina epoxi. del mismo modo que se practica la craneotomía en vertebrados superiores. pectorales. Se mantiene la unión de la porción de plastrón extraído al resto del plastrón aprovechando la inserción de los músculos extensores y flexores de las extremidades posteriores. Una vez está el plastrón fenestrado. puede ayudar a compensar este efecto. se sutura la membrana celómica mediante puntos simples realizados con suturas de material reabsorbible y se coloca el trozo de plastrón en su sitio. Para ello se utilizan sierras oscilantes y la osteotomía se realiza dando una inclinación de 45 °C a la hoja de la sierra de modo que la porción de hueso extraída pueda tener una base de sustentación cuando vuelva a colocarse. el grado de lesión tisular es mínimo puesto que únicamente debe suturarse la membrana celómica. La principal ventaja de esta técnica reside en que la parte afectada del plastrón no resulta totalmente desvitalizada con lo que se favorece su recolocación y cicatrización. Representa un avance respecto a que se evita dañar toda la estructura ósea del plastrón. Esta técnica representa la alternativa de realizar una celiotomía sin dañar la estructura del plastrón (Brannian 1992). fluidoterapia. de caparazón blando. Nunca se debe incidir en las placas gulares o anales ni las áreas más laterales de las humerales o femorales puesto que son las placas donde se insertan las arcadas óseas axilares e inguinales. En alguna ocasión deben utilizarse relajantes musculares en el área muscular afectada para facilitar la distensión de los músculos sin dañarlos. En las dos anteriores siguientes técnicas la intervención se realiza sobre la zona media de las placas humerales. Sólo puede realizarse en quelonios con un espacio inguinal suficientemente grande para el tipo de intervención que se va a realizar (tortugas acuáticas. el tejido subcutáneo y la piel. y se accede a la membrana celómica lateralmente. El tiempo de anestesia y intervención se reduce prácticamente a la mitad. abdominales o femorales del plastrón. fecalomas o urolitos. Si se realiza con eficacia. El tiempo de anestesia dedicado a la apertura y cierre del plastrón es mucho menor. Si bien el orificio quirúrgico es menor . pectorales. esta técnica es recomendable en la extracción de cuerpos extraños en la parte final del aparato digestivo. No necesita aplicación de prótesis de fibra de vidrio ni especiales cuidados postoperatorios que no sean los rutinarios de cualquier intervención (desinfección. Debe prestarse atención en respetar el paso de ramas de la vena femoral y estructuras nerviosas que están relacionadas con la irrigación e inervación de las extremidades posteriores.) La incisión se realiza en la piel de la zona ventral de los espacios inguinales. . etc. antibioterapia y calor). marinas.realizar esta intervención el área de incisión ha de ser necesariamente más caudal que en la anterior técnica para así poder dejar la inserción de los músculos dentro del la porción fenestrada. Tanto por el bajo riesgo de infección postoperatoria como estéticamente es la intervención de elección. Estos músculos actúan a modo de nexo de unión durante la intervención de modo que puede retirarse la porción afectada a un lado mientras se trabaja en el interior del celoma. Acceso inguinal. la tortuga debe estar en su TCO (Temperatura Corporal Óptima). Los materiales empleados para el sellado del orificio deben resistir este tiempo lo menos alterados posible. etc. Las intervenciones de mayor duración comprometen seriamente la vida del animal al estar demasiado tiempo en una posición perjudicial para su correcta respiración.Esta técnica se ha demostrado útil para la realización de intervenciones que no necesiten un gran campo operatorio (sexaje. Sellado: . En las tres técnicas anteriores es conveniente que la tortuga esté en un grado profundo de anestesia. Cierre del caparazón En las dos técnicas que conllevan fenestración del plastrón se debe asegurar un cierre del mismo que cumpla los siguientes condicionantes: Duración: La cicatrización ósea total del caparazón en un quelonio mantenido en su TCO oscila entre 1 y 2 años. laparotomía exploratoria con visualización por endoscopia. Tanto durante la intervención como en el postoperatorio y durante el fraguado de la resina epoxi. Para ello deben aplicarse las técnicas descritas en la monitorización anestésica. Normalmente el tiempo de intervención oscila entre 40 y 90 minutos.) y también para extracciones quirúrgicas de huevos o de urolitos siempre y cuando una imagen radiológica previa permita medir los cuerpos a extraer y el diámetro inguinal por donde han de pasar. Resistencia a la abrasión: Debe considerarse que esta prótesis estará en la parte ventral de la tortuga y el animal se desplazará con normalidad con lo que el roce con el suelo será continuo. . Actualmente el sistema más utilizado es el de la combinación de fibra de vidrio con resina epoxi y un catalizador de la reacción de polimerización de ambos.Limpiar el caparazón con antisépticos de uso quirúrgico.Elevar la temperatura ambiental y controlar la temperatura cloacal del animal. No afectar a la biología de la especie: La actuación clínica ha de afectar en un mínimo grado la biología y fisiología de la especie (Mautino 1993). No dañar las escamas afectadas. La prótesis no ha de perjudicar estas y otras muchas funciones y si esto no es posible minimizar su efecto. 1) Preparación del caparazón: . El sellado ha de ser perfecto y uniforme. En algunas especies el plastrón tiene movilidad a modo de charnela o bisagra. El plastrón de los machos es más cóncavo que el de las hembras para facilitar la cópula. Se trata del mismo sistema de reparación que en fracturas (Bennet 1996). . reacciones exotérmicas elevadas o hilos de fibra de vidrio sueltos. sustancias tóxicas. En otras está muy irrigado y permite el intercambio gaseoso con un medio acuático rico en oxígeno (respiración extrapulmonar). Debe evitarse el uso de materiales que desprendan micropartículas. No Toxicidad: Muchos materiales plásticos o sintéticos son demasiado tóxicos para los reptiles.No deben existir orificios ni microporos por donde se pueda producir una infección secundaria ni varios meses después de la intervención. .Aplicar la resina epoxi sobre los márgenes de la fractura asegurándose que no entran en el interior de la misma.Practicar una antibioterapia sistémica con antibióticos de amplio espectro.Secar las zonas próximas a la fractura a fin de permitir la fijación del material adhesivo.En algunas ocasiones es necesario crear una superficie abrasiva para que la resina se adhiera.Repetir los dos pasos anteriores dos o tres veces más hasta que el emplaste tenga una consistencia firme en función de la fractura. Durante la curación los reptiles no deben hibernar. . 2) Aplicación de fibra de vidrio y resinas epoxi. .Dejar secar el conjunto.proporcionar alimentación y agua de bebida ad libitum. dependiendo de la proporción de resina-catalizador que se haya usado. . .Retirar los bordes sobrantes de fibra y resina. . . . Mantenerse en un 4 % del peso vivo diario.Mantener al animal en situaciones no estresantes para evitar que se mueva la prótesis aun reciente. . 3) Cuidados postoperatorios.Calcular sobre la zona afectada la cantidad de fibra de vidrio a utilizar (ha de estar bien fijada a unos 1 o 2 cm del borde de incisión). Tarda entre 10 y 40 minutos. .Añadir la primera capa de fibra de vidrio sobre la resina y manteniendo cierta tensión entre los dos bordes de fractura. Esto puede conseguirse con papel de lija fino aplicado sobre las placas córneas del plastrón. .Rehidratar al animal con suero glucosado al 5% y Lactato de Ringer.. .Elevar la temperatura a 28°C como mínimo. . Cuando la consolidación ósea está terminada. carencias alimentarias. En caso que los huevos sean normales. hipovitaminosis D³.. * Huevos calcificados en cavidad abdominal. La gravedad de la distocia es variable y según Fertard (1989) se observan los siguientes estadios: * Bloqueo de la puesta con oviductos sanos (huevo malformado. huevos deformados y mayores que el diámetro pélvico o huevos rotos provocando heridas en oviducto e inhibiendo las contracciones. una sucesión de radiografías en varios días pueden ayudarnos a ver si estos no se han movido y el animal sigue apático.. pudiendo deberse a unas causas predisponentes: caquexia o deshidratación crónica. a las que se añaden unas causas determinantes: infección del oviducto e incapacidad de puesta. Pronóstico reservado. soldadura de varios huevos) permite un diagnóstico directo.. Aspectos clínicos: Afecta sobretodo a quelonios aunque puede presentarse en cualquier reptil. empieza la regeneración córnea y con ella la muda de placas viejas. hembras de edad avanzada. cálculos urinarios. adelgazamiento. Deben buscarse el huevo y oviducto afectados y extraerlos. Pronóstico favorable. La observación de huevos rotos o de forma anormal (por ejemplo. posiciones antialgidas o flotación incorrecta en reptiles acuáticos. La etiología es compleja. El examen radiológico será determinante para observar el número de huevos calcificados y si es posible que los ponga o no. ausencia de un lugar de puesta adecuado y desordenes hormonales. . anorexia. La retención de huevos se acompaña de síntomas como prolapsos de cloaca.. Esto provoca la caída de la prótesis de fibra de vidrio unida a esas placas. Se realiza salpingotomia doble. Pueden provocar peritonitis y ser fatal para el animal. Retención de huevos Nos servirá para ejemplarizar uno de los motivos clásicos de practicar cirugía invasiva de cavidad celómica. . El diagnóstico puede hacerse con una palpación inguinal en quelonios o abdominal en saurios y ofidios.). Siempre que se realiza una oviductomia es conveniente realizar la ovariectomia ipsi-lateral a fin de evitar una puesta abdominal. La elección del lugar a fenestrar depende del diagnóstico previo mediante .* Un oviducto está en mal estado y el otro es normal. Pronóstico reservado.30 mg/kg). Celiotomia. como lesiones en oviducto y cloaca o huevos rotos. Se realiza en quelonios de caparazón duro. Se ha descrito el uso de arginina vasotocina (0. Aconsejable oviductomia del afectado.01 . Por otro lado se ha probado la efectividad del propanolol (1 µg/g ) 15 minutos antes de aplicar tratamiento hormonal. con espacios inguinales pequeños y de un volumen corporal suficiente para poder trabajar en su interior con comodidad. Este fármaco se utiliza como incrementador de la efectividad de los fármacos que provocan la puesta (DeNardo 1996).)). Pronostico reservado a desfavorable. preferentemente con ovariectomia. Se trata de acceder a la membrana celómica por una ventana abierta a través del plastrón (parte ventral del caparazón). * Los dos oviductos están en mal estado. Acceso transplastral con extracción de la porción desvitalizada. La resolución quirúrgica se puede realizar mediante ovocentesis (vaciado de los huevos por punción y aspiración y posterior retirada vía cloacal) o por celiotomia (acceso intracelómico al aparato reproductor y retirada de las estructuras reproductoras afectadas (histerectomía. ovariectomia. Tratamiento: Puede provocarse la expulsión de los huevos usando calcio (IM 500 mg/kg) y/o oxitocina (5 . Aconsejable doble oviductomia. Antes de realizar esta terapia debe asegurarse que no existen impedimentos físicos de la salida de los huevos. ovarhisterectomia.1 µg/kg) puesto que se considera que es el equivalente natural de la oxitocina en reptiles .. técnicas principales. Una vez realizada la intervención.48 horas de la intervención. Para ello se utilizan sierras oscilantes y la osteotomía se realiza dando una inclinación de 45 °C a la hoja de la sierra de modo que la porción de hueso extraída pueda tener una base de sustentación cuando vuelva a colocarse. No deben agrandarse fenestraciones ya realizadas puesto que posteriormente se verá comprometida la correcta cicatrización y se favorece la posible contaminación de estructuras internas. etc. lo que retardaría considerablemente la cicatrización. si se secciona alguna de ellas debe realizarse una correcta hemostasia mediante suturas. Cuando el corte está realizado se retira el trozo de plastrón separándolo de la musculatura adyacente mediante un escalpelo o un separador de periostio y se mantiene la pieza ósea rodeada de gasas humedecidas constantemente con suero fisiológico tibio. debe incidirse la membrana celómica entre las dos venas ventrales laterales y procederse al acceso de la cavidad celómica. a la vez que se evita la entrada de material adhesivo en ellos . Esta técnica se usa principalmente en la extracción de cuerpos extraños alojados en la primera mitad del aparato digestivo y en la extracción de huevos. Los bordes de la incisión pueden rellenarse con pomada cicatrizante o antibiótica. Se podrían acceder al espacio celómico ligando las dos venas y seccionándolas sin que ello supusiera un peligro para el paciente. Aunque el corte de alguna de estas dos venas ventrales laterales deba ser evitado. Cuando el plastrón esta cerrado se procede a colocar una prótesis de fibra de vidrio con resina epoxi tal y como se explica más adelante. abdominales y femorales. Los quelonios acuáticos pueden introducirse en el agua a las 24 . El orificio que se abrirá debe ser suficientemente grande como para trabajar con comodidad. Si no se cumple esta condición . Durante la osteotomía es conveniente irrigar con fluidos la zona afectada para evitar un excesivo calentamiento de la sierra y una posible necrosis térmica del tejido óseo. ecografía. Una vez está el plastrón fenestrado.. . Generalmente el corte del plastrón se realiza en el área media del mismo. pectorales. cuando la porción desvitalizada de plastrón se coloque en su sitio puede caer al interior de la cavidad celómica.radiografía. Así se evita una infección secundaria. se sutura la membrana celómica mediante puntos simples realizados con suturas de material reabsorbible y se coloca el trozo de plastrón en su sitio. afectando a las placas humerales. y se accede a la membrana celómica lateralmente. etc. Acceso inguinal. Estos músculos actúan a modo de nexo de unión durante la intervención de modo que puede retirarse la porción afectada a un lado mientras se trabaja en el interior del celoma. el tejido subcutáneo y la piel.) y también para extracciones quirúrgicas de huevos o de urolitos siempre y cuando una imagen radiológica previa permita medir los cuerpos a extraer y el diámetro inguinal por donde han de pasar. Esta técnica se ha demostrado útil para la realización de intervenciones que no necesiten un gran campo operatorio (sexaje. De este modo la fibra de vidrio puede retirarse antes de un año. . Si la incisión se realiza muy caudal pueden dañarse algunas ramas de la vena femoral. etc. Sólo puede realizarse en quelonios con un espacio inguinal suficientemente grande para el tipo de intervención que se va a realizar (tortugas acuáticas. En alguna ocasión deben utilizarse relajantes musculares en el área muscular afectada para facilitar la distensión de los músculos sin dañarlos. de caparazón blando. marinas. Tanto por el bajo riesgo de infección postoperatoria como estéticamente es la intervención de elección. Esta técnica representa la alternativa de realizar una celiotomía sin dañar la estructura del plastrón (Brannian 1992). sin dañar la estructura del plastrón.Acceso transplastral sin extracción de la porción fenestrada. La principal ventaja de esta técnica reside en que la parte afectada del plastrón no resulta totalmente desvitalizada con lo que se favorece su recolocación y cicatrización. Mediante la realización de esta técnica se mantiene la unión de la porción de plastrón extraído al resto del plastrón mediante la inserción de los músculos extensores y flexores de las extremidades posteriores.) La incisión se realiza en la piel de la zona ventral de los espacios inguinales. Esta técnica es recomendable para la extracción de cuerpos extraños en la parte final del aparato digestivo. laparotomía exploratoria con visualización por endoscopia. El inconveniente de esta técnica es que el orificio por donde se accede es menor y resulta más incómodo el acceso al interior. fecalomas o urolitos. La intervención es de corta duración y el grado de lesión tisular es mínimo puesto que únicamente debe suturarse la membrana celómica. Las últimas son aconsejables puesto que estamos tratando animales heterotermos y las fluctuaciones bruscas de temperatura pueden resultar perjudiciales. En la actualidad estas pastas se utilizan para el relleno de orificios en caparazones o para sujeción de pequeñas porciones óseas pero en inmovilización de fracturas están en desuso. La cera era un material que sellaba los orificios pero no permitía demasiada fijación y con el tiempo caía. Técnica: Aspectos clínicos: . Consiste en confrontar las piezas óseas fracturadas. impermeable. Se utiliza para tapar grietas. Material: Desde el inicio de la herpetopatología se han probado múltiples sistemas de inmovilización. evitar vías de entrada de agentes infecciosos en el interior del caparazón y resistir la lenta osificación que se da en estas fracturas (entre 1 y 3 años para una correcta consolidación). inmovilizar fracturas o sustituir porciones de caparazón desvitalizado o necrosado. resistente a los cambios de temperatura. immovilizarlas. fuertemente adherido a la superficie afectada y de rápida y sencilla colocación. Para ello es necesario disponer de fibra de vidrio de trama estrecha/fina y resina polimerizante del mismo tipo que se utilizan en planchisteria o maquetismo. La fijación descrita por diversos autores norteamericanos a mediados de la década de los 70 se ha considerado como la más eficaz. Existen resinas de gran actividad ectotérmica mientras están polimerizando y otras de menor actividad.Reparación del caparazón en los quelonios La presente técnica se utiliza en fracturas de caparazón y en cierre de accesos quirúrgicos transplastrales. mínimamente poroso. También se ha utilizado pastas endurecedoras. Consiste en combinar fibra de vidrio y resina epoxi para así formar un compuesta muy rígido. puesto que están hibernando y no tienen capacidad de defensa o huida ante el ataque de ratas o ratones que empiezan a mordisquearlos para alimentarse. Estas heridas pueden ser de peores consecuencias puesto que no sólo existe pérdida de tejido óseo sino que además se origina fácilmente una infección secundaria por la flora bucal del roedor. De este modo el animal consigue una mayor rigidez y fortaleza en el caparazón. Se dan sobretodo en invierno en tortugas que viven en jardines o en condiciones de semilibertad. Otra causa frecuente de actuación clínica son las lesiones producidas por roedores. La reparación del caparazón irá encaminada a corregir el defecto óseo. muy raras veces la línea fracturaria sigue suturas óseas o córneas y lo más frecuente es que se afecten de modo aleatorio ambas estructuras anatómicas. La disposición de las lesiones es siempre periférica al cuerpo de la tortuga escondida (heridas en placas marginales. algunas veces se originan lesiones viscerales afectando a pulmones. Cuando se origina una fractura. En las tortugas caídas desde cierta altura. Los pasos a realizar son: 1) Preparación del caparazón: . Las tortugas mantenidas en terrarios pueden tener el mismo problema con jerbos. hígado o vejiga urinaria. Tratamiento: Aunque existen numerosos métodos de abordaje de las fracturas a fin de repararlas. En ese caso debe solucionarse la causa de hemorragia antes de reparar el caparazón. puesto que las placas córneas se regeneran posteriormente. cola dorso de las patas. es necesario una hemostasia mínima para parar la hemorragia. Cualquier rotura de estas tres estructuras es de difícil curación y compromete seriamente la vida del animal. nariz y cara). ratones o hámsters que se escapan y coinciden accidentalmente con ellas.Las suturas óseas del caparazón no se corresponden con las suturas de las placas córneas que están sobre ellas. En caso que se observe una hemorragia abundante debe sospecharse de lesiones viscerales o de afectación de las venas longitudinales ventrales (venas de gran calibre que circulan sobre el plastrón) y más raramente en alteraciones del mecanismo de coagulación. El caparazón de los quelonios no suele sangrar en abundancia cuando se fractura y si lo hace. - Elevar la temperatura ambiental y controlar la temperatura cloacal del animal. - En alguna ocasión puede ser necesario usar anestésicos inyectables (ketamina). - Limpiar el caparazón con antisépticos de uso quirúrgico. No dañar las escamas afectadas. - Limpiar el lugar de la fractura y retirar las partes desvitalizadas (tanto córneas como óseas). Tener especial precaución para no dañar la membrana celómica. - Irrigar el foco fracturario con solución de Ringer. - Secar las zonas próximas a la fractura a fin de permitir la fijación del material adhesivo. - Colocar pomadas antibióticas o cicatrizantes en los bordes de la fractura (o incisión quirúrgica). 2) Aplicación de fibra de vidrio y resinas epoxi. - Calcular sobre la zona afectada la cantidad de fibra de vidrio a utilizar (ha de estar bien fijada a unos 1 o 2 cm del borde de fractura). - En algunas ocasiones es necesario crear una superficie abrasiva para que la resina se adhiera. Esto puede conseguirse con papel de lija fino. - Aplicar la resina epoxi sobre los márgenes de la fractura asegurándose que no entran en el interior de la misma. - Añadir la primera capa de fibra de vidrio sobre la resina y manteniendo cierta tensión entre los dos bordes de fractura. - Repetir los dos pasos anteriores dos o tres veces más hasta que el emplaste tenga una consistencia firme en función de la fractura. - Dejar secar el conjunto. - Retirar los bordes sobrantes de fibra y resina. 3) Cuidados postoperatorios. - Mantener al animal en situaciones no estresantes para evitar que se mueva la fractura aun reciente. - Elevar la temperatura a 28°C como mínimo. Durante la curación los reptiles no deben hibernar. - Practicar una antibioterapia sistémica con antibióticos de amplio espectro. - Rehidratar al animal con suero glucosado al 5% y Lactato de Ringer. - Proporcionar alimentación y agua de bebida ad libitum. - Realizar radiografías de seguimiento mientras dura la cicatrización (2 al año suelen ser suficientes). - El proceso de cicatrización es siempre largo (entre 1 y 3 años). - Cuando la consolidación ósea está terminada, empieza la regeneración córnea y con ella la muda de placas viejas. Esto provoca la caída de la prótesis de fibra de vidrio unida a esas placas. Traumatología de huesos largos en Iguana iguana Presentación/Historial: Se trata de iguanas normalmente jóvenes (menos de tres años). Se presentan apáticas, hiporexicas y con inmovilidad de una o varias extremidades. Anamnesis: Manejo, dieta, territorialidad, jerarquía. Pruebas diagnósticas: Bioquímica sanguínea (Ca, P, AST). Radiología (latero-lateral, dorso-ventral). Inspección general (observar otras lesiones o heridas). Diagnóstico diferencial: Fracturas por caídas o accidentes, fracturas espontaneas (osteodistrofia), fracturas por combates con otras iguanas), osteolisis por inflamación o neoplasia. Tratamiento: Causa primaria: Separar iguanas. Corregir osteodistrofia. Fractura: Según tipo de fractura y edad del animal (enclavijamiento intramedular, inmovilización, terapia conservadora). La inmovilización por coaptación con el propio cuerpo del animal da excelentes resultados. En iguanas jóvenes y con osteodistrofia no se puede realizar enclavijamiento intramedular pero sí coaptación externa. Se aplican vendajes Robert-Jones para unir la extremidad afectada al tronco (extremidades anteriores) o a la base de la cola (extremidades posteriores). Un seguimiento radiográfico nos permite asegurar el correcto desarrollo de la consolidación fracturaria. Castración en Iguana común Introducción La castración en iguanas se practica para reducir comportamientos no deseados en los machos. Esta intervención es efectiva en la reducción de comportamiento agresivo hacia otras iguanas, otros animales e incluso los propietarios o manipuladores. Aun y así, la castración es efectiva al año siguiente del momento de la intervención (cuando nuevamente el macho entra en celo) Caso clínico La situación interna de las gónadas dificulta el acceso quirúrgico en comparación con las castraciones de vertebrados exórquidos. El área de trabajo es de gran importancia por lo que la incisión quirúrgica debe ser grande. La piel debe desinfectarse y deben retirarse todos los restos de muda que queden adheridos a la misma antes de empezar la intervención. La incisión para iniciar la celiotomia transcurre desde el área craneal del pubis hasta el cartílago xifoides. Antes de acceder a la gónada debemos retirar todo el tejido graso fuera del campo operatorio. Los machos adultos suelen tener un acúmulo importante de grasa en la cavidad celómica. Estos cuerpos grasos son pediculados y pueden apartarse , dejando un espacio celómico donde poder trabajar con cierta visibilidad del campo operatorio. La corta vascularización de los testículos (1 a 2 mm) dificulta el trabajo en ese área por lo que deben tomarse mucha precaución de no dañar estructuras vecinas. Para retirar los testículos deben ligarse primero los paquetes vasculares testiculares. Al realizar esta ligadura se incluyen siempre las porciones craneales del epididimo. Cuando se ligan estos vasos es mejor no extraer o dañar las glándulas suprarrenales. En ocasiones, la adrenal izquierda se puede dañar debido a su situación anatómica estrechamente adherida al testículo. Esto no suele representar ningún problema. En todo caso es la adrenalectomia bilateral la que está totalmente contraindicada. Es aconsejable elevar ligeramente los testículos a fin de observar todas las estructuras vasculares que tendrán que ser ligadas. Una vez se han identificado los vasos principales la ligadura se realiza entre los vasos mayores y la gónada. Las ligaduras pueden realizarse mediante suturas del paquete vascular o con grapas vasculares. Se realiza una ligadura del paquete vascular, otra del epididimo y otra transfixiante del conjunto. Una vez realizadas las tres puede realizarse la exéresis del testículo. Es recomendable el uso de bisturí eléctrico o de termocoagulación puesto que permite una buena extracción minimizando y controlando las inevitables hemorragias puntuales. Debe evitarse dañar la vena renal próxima a cada testículo pues cualquier lesión a ese nivel provoca una gran hemorragia que puede complicar seriamente el éxito de la operación e incluso la vida del animal. Para esta última operación es igualmente recomendable el uso de material de termocauterio. Se ha descrito el uso de complejo vitamínico B (dosis de 25 mg/kg/día IM). Antes de cerrar la cavidad celómica. Una vez hayamos extraído uno podemos acceder al otro cortando la fina lámina celómica que separa las dos gónadas. deben revisarse todas las suturas y ligaduras anteriormente realizadas a fin de detectar hemorragias residuales y solucionarlas.Con una única incisión abdominal pueden extraerse los dos testículos. Efectos sobre el color: . Discusión Efectos sobre el apetito: En casos de hiporexia pueden administrarse activadores del metabolismo o potenciadores del apetito. En ambas el resultado final es una cicatriz totalmente inaparente al cabo de 30 a 40 días. El alimento debe proporcionarse muy líquido y mediante la introducción de una jeringa en la cavidad bucal. 4). o metronidazol (dosis de 50 mg/kg PO) (1. El cliente debe ser informado de este hecho antes de decidir si vale la pena la realización de la intervención con los principales riesgos que conlleva. que provoca el desprendimiento de ésta junto con la porción de piel desvitalizada. Efectos sobre el comportamiento: En la mayoría de casos no se observa una modificación del comportamiento hasta la estación reproductiva siguiente. En ocasiones la sutura cae sola en ese momento debido a la isquemia de sutura. AN ATLAS OF DISEASES AND TREATMENTS. Bennett. A. D. Durán. López.. edited by J. 6. et al. 1215 1218. In: Reptile medicine and surgery.. Efectos sobre el metabolismo: Como en otras especies animales. Veterinary Clinics of North America:Small Animal Practice. (1993): The medical care of iguanas and other common pet lizards.. Clinica Veterinaria de Pequeños Animales.A. 4. Frye. Barten. New York. en la castración se aprecia un claro oscurecimiento general de la iguana intervenida a las 24 horas de la cirugía. pp. (1992): Reptile surgical procedures.W.R. Publications.F.L. 23(6):1301 1327. Bibliografía citada y recomendada 1. F. Barcelona. (1981): Traumatic and physical diseases. and Mader. A. 287 298. (1991): Celiotomía en una tortuga mora. London. SECIVE:195 204. F.H. S. New Jersey. Frye.. R. 7. pp. Saunders company. Alegre. 2.3:49 56. In: Veterinary Therapy. se ha observado ligera tendencia a la obesidad en los animales castrados. C. . 11.R. T. A. pp. Este color suele remitir al cabo de varias semanas y cuando el ambiente en el que vive la iguana vuelve a ser el normal y rutinario. Academic Press. (1991): REPTILE CARE.Si bien durante la anestesia todas las iguanas se aclaran. Cooper.E. Mader. 5. In: Diseases of the reptilia. 3. Deben proporcionarse dietas hipocalóricas y favorecer el ejercicio del animal. R. Kirk. Brannian. (1997): Principes of reptile surgery. edited by D. VI Jornadas Internacionales de Cirugia Veterinaria. F.. 387 408. Philadelphia. edited by R. Saunders Company. and Martinez Silvestre.E. (1996): Soft tissue surgery. Bennett. (1987): Carapace & other bone injuries in chelonians. Grass Iatros Ediciones. 10. pp. Veterinary medicine/small animal clinician. F.8. (1998): Surgery. Martínez Silvestre. 47:25 27. 28(2):8 9. (1996): Técnicas quirúrgicas de acceso intracelómico en quelonios: celiotomia. S. D. 2(5):18 21. The vivarium. BSAVA.C. September:1487. Frye.H. Martínez Silvestre. 1:59 62. 9. Martínez Silvestre. Grass Iatros Ediciones. Cheltenham. TFH. Martínez Silvestre. New Jersey. April:454 457. Veterinary medicine/small animal clinician. pp. Jornadas Cientificotecnicas del Salon Internacional de la Zootecnia. Lawton. M. Mader. (1992): Surgery. M. O. A. A. 14. 9 12. Barcelona. Kiedrowski. edited by L. (1974): Salpingotomy and cesarian delivary of impacted ova in a tortoise. Redisch.L.. and Schuchman. (1994): Manual clínico de Reptiles. 13. 12. Barcelona. 6(2):63 74. 184 193. R. 18. In: MANUAL OF REPTILES. R. (1994): Manual clínico de Reptiles. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine. 16. and Jarchow. Beynon. 15. 17. 11.M. L. A. (1977): Management of leg fractures in the Iguana. In: The biology.. A.. 13. Animalia. (1995): Shell repair in turtles and tortoises.I. J. Consulta. edited by P. husbandry and healthcare of reptiles. Jackson. (1997): Indications and applications of clinical techniques in the green iguana.F. .R. (1993): Problemas de cautividad en los reptiles (IV) Relaciones con otros animales. and Stoakes.M. Martínez Silvestre. Ackerman. 715 734. A. (1997): Aproximación a la cirugia específica de quelonios.. Prezant. Testudo. New Jersey. gafas lupa. . R. visor de aumento o lámpara con lupa. Separadores de pequeño tamaño para cirugía abdominal. (1978): Repair of a fractured femur in an iguana. December:1547 20. Veterinary medicine/small animal clinician. para los casos de cirugía en pequeñas especies o dónde se requiera magnificación. MAGNIFICACIÓN: microscopio quirúrgico.I. MATERIAL ESPECÍFICO REQUERIDO 1. CIRUGÍA EN MAMÍFEROS EXÓTICOS Jordi Grifols i Ronda Veterinari d´aus i mamifers exòtics Hospital Zoològic Badalona SL Centre Veterinari Conquista. lupa binocular. Ackerman.19. TFH. INSTRUMENTAL QUIRÚRGICO: material de cirugía. 1.2. Abrebocas específicos para conejos y roedores en caso de cirugía dental. S. Redisch. In: The biology. 747 773. (1998): Reproductive disorders. microcirugía o de oftalmología según el paciente. 74 Tel: 933885354 Fax: 934602478 08912 Badalona 1.1. edited by L. pp. husbandry and health care of reptiles. Redrobe. 4.2.5. En conejos y roedores tiene tendencia a provocar . 1.5. 1.5. Bipolar: muy recomendable en pequeñas especies.3. PAÑOS DE CAMPO: preferiblemente transparentes para poder monitorizar mejor al paciente. por encima del paño transparente de delimitación del paciente para permitir al cirujano apoyar bien los brazos o codos y ganar en estabilidad. 1. el proceso de cicatrización de cada tejido concreto y por último. Agentes hemostáticos: esponjas y gel absorbentes 2.1. La mejor manera es mediante una lámpara frontal.1. HEMOSTASIA: 1. FOCO DE LUZ: se recomienda un foco puntual de luz que ilumine la zona donde se está realizando la cirugía.3.5. debe considerarse la reacción de los tejidos a la sutura. que puede ir acoplada al utensilio de magnificación que usemos. la facilidad de uso de cada tipo de sutura Catgut crómico: Absorbible por enzimas proteolíticos liberados por monocitos. MATERIAL DE SUTURA: Las suturas más utilizadas son las de 4/0 a 8/0. Bisturí eléctrico 1.1. Alto coste.5.2. Inducen la mínima formación de adherencias. Para seleccionar las suturas a utilizar. muy útiles y recomendables para el ligado de vasos. 1. Hemo-clips: de acero inoxidable.1.5.1. Existen paños transparentes adhesivos que fijan la flora bacteriana superficial de la piel y evitan su migración hacia el interior de las incisiones quirúrgicas. hemostasia de estructuras muy pequeñas o de difícil ubicación. Monopolar 1. Es importante colocar un paño fenestrado que ocupe toda la mesa. 2. hidratación. Evaluación pre quirúrgica: a realizar en los días previos a la cirugía. Evaluación del paciente quirúrgico: Anamnesis y antecedentes clínicos. En mamíferos. provoca mínima reacción tisular y mantiene la tensión al menos durante 10 semanas. indicado en heridas contaminadas o Infectadas debido a que previene la diseminación de bacterias a través suyo. 3. 3. Requiere realizar 3 nudos. establecimiento de la enfermedad actual o preexistente. edad y peso corporal. Requiere realizar 3 nudos. Poliglatin 910: No reactivo en mamíferos. hematomas y granulomas Caseosos en aves. Requiere realizar 4 nudos.1. Tendencia a provocar seromas. Muy importante para evitar problemas intra y post quirúrgicos que puedan llegar a comprometer la vida del paciente  Radiología de tórax o de cuerpo entero . Nylon monofilamento: No absorbible. examen físico general completo y sistematizado.adherencias abdominales (no se recomienda su uso en esta localización). presencia o ausencia de infección. estado nutricional. Suturas multifilamento: No recomendables en heridas quirúrgicas o traumáticas (promueven y prolongan la inflamación y favorecen la diseminación bacteriana). Provoca máxima adherencia bacteriana. Polidioxanona: Absorbido por hidrólisis. Provoca mínima adherencia bacteriana. Requiere realizar 4 nudos. sexo. PLAN PERI OPERATIVO 3. Absorbido por hidrólisis. Ácidos Biliares.  Especie Primates Primates Producto Buprenorfina Butorfanol Dosis 0. Urianálisis Electrocardiograma AST.2 mg/kg .01 mg/kg IM o IV BID 0. y que coma y beba normalmente. Analgesia: muy importante para evitar el dolor antes y después de la cirugía.1-0. Una buena pauta analgésica permitirá que el paciente se encuentre tranquilo.3.  Hematología completa Bioquímica básica (Glucosa. Urea. Preparación del paciente quirúrgico:  Ayuno Especie Hurón Conejo Cobaya Pequeños roedores Pequeños primates  Comida Agua >4 y <6 2 h h 2-4h 6-8h 0h 6-12h 0-6 h 2h 0h 6h Antibioterapia preventiva: iniciada los días previos a la cirugía. Utilizar los antibióticos o combinaciones antibióticas más indicadas para el problema a tratar. Creatinina. ALT)   3. 01 mg/kg SQ o IM cada 6 a 8h Hurón Butorfanol Conejo Buprenorfina Conejo Butorfanol Chinchilla Cobaya Hámster Gerbo Erizo Buprenorfina Buprenorfina Buprenorfina Buprenorfina Buprenorfina Establecimiento de una vía venosa abierta y permeable: es muy importante tanto para la actuación en caso de problemas durante la anestesia (para la administración de fármacos) cómo para la correcta fluidoterapia de soporte pre.05-0.01-0. IM cada 8-12h 0.05 mg/kg SQ cada 8-12h 0.1-0.IM cada 1248h Hurón Buprenorfina 0. intra y post quirúrgica. IM o IV cada 812h 0.1-0.5 mg/kg SQ. IM o IV cada 2 a 4h 0.2 mg/kg SQ cada 8h 0.03 mg/kg SQ.01-0.05 mg/kg SQ o IV cada 6-12h 0.5 mg/kg SQ cada 8h 0.5 mg/kg SQ.05 mg/kg SQ cada 8-12h 0.  Especie Pequeños primates Catéter 22-28 G Localización Cefálica .  . Se recomienda pelar sólo de 1 a 2 cm en toda la periferia de la zona a incidir. o fabricar sondas con sondas de alimentación enteral.Hurón Conejo Pequeños roedores 22-24 G 22-26 G Cefálica safena Cefálica safena o o Aguja Intra óseo en espinal de fémur o tibia 18-22 G proximales Establecimiento de una vía aérea permeable y permanentemente abierta: mediante una sonda traqueal (difícil colocación en roedores y lagomorfos) o sonda naso-traqueal (en lagomorfos). en el resto de métodos se observaba una marcada hipotermia a los 15 minutos. circuito circulante de agua caliente o estera eléctrica. Es recomendable utilizar soluciones templadas para evitar la hipotermia del paciente y. Muy importante para la monitorización y control anestésico.  Desinfección: lavados con povidona yodada jabonosa y agua templada. palomillas de inyección… Hay que vigilar que no se obstruyan por las secreciones respiratorias. para evitar la pérdida de calor corporal.  Pelado-rasurado: mediante peladora eléctrica o rasuradora manual. En un estudio realizado en aves. catéteres urinarios. La desinfección del campo quirúrgico es mejor con clorexidina (mejor y más duradero efecto bactericida) y suero salino fisiológico.  Soporte térmico: (en orden de indicación) mediante sistema de aire caliente forzado. el mejor de los soportes térmicos sólo era capaz de mantener aceptablemente el rango normotérmico de temperatura durante 30 minutos. Pueden adaptarse sondas pequeñas de neonatos. restringir al máximo el uso del alcohol. Atención a provocar cortes en la piel (sobre todo en conejos y pequeños roedores. por la misma razón. sobretodo en casos de apneas o problemas respiratorios. con pelo muy denso y sedoso). Puede aplicarse en pacientes con enfermedad grave. Posee un alto índice terapéutico.  Disponibilidad de personal capacitado para la realización y el control anestésico adecuado. Clasificación del riesgo anestésico según el estado físico del paciente: Clase I (Riesgo mínimo): Animales jóvenes o animales adultos. ANESTESIA Criterios para la elección del método anestésico: Indicación de la anestesia: contención del paciente para realizar examen físico.Otros tratamientos: utilizar colirios o pomadas hidratantes o protectoras oculares para minimizar el daño ocular (sobre todo en casos de anestesia o tranquilización con ketamina).  El agente anestésico ideal en mamíferos exóticos es aquel que:       Crea el mínimo estrés para administrarlo.  Estado físico del paciente.  4. endoscopia.  Disponibilidad del equipo de anestesia necesario. toma de muestras y técnicas de diagnóstico complementarias (radiología.  Familiaridad con la técnica anestésica adecuada a cada especie. Permite el grado de anestesia necesario para el procedimiento deseado. aparentemente sanos que se han de someter a procedimientos diagnósticos o cirugía programada. Induce mínimos cambios fisiológicos. Permite una inducción y recuperación rápidas. aplicación de vendajes y procedimientos quirúrgicos.  Examen físico pre anestésico del animal.  . ecografía). obstrucción respiratoria.  Clase IV: Cirugía torácica o abdominal. Mayor riesgo de hemorragia y mayor duración. emaciación. IM o IV 0.  Especie Primates Primates Producto Atropina Glicopirrolato Dosis 0. Corta duración y mínima hemorragia. endoscopia.). ojos o cavidad oral.  Clase II: Cirugía menor: sutura y desbridamiento de heridas. así como para minimizar la ansiedad del paciente. obesidad) .  Clase III (Riesgo moderado): Animales con moderadas alteraciones sistémicas (adelgazamiento moderado).  Clase IV (Riesgo alto): Animales con alteraciones sistémicas graves o enfermedad sistémica preexistente (distrés respiratorio. que se han de someter a procedimientos diagnósticos o cirugía programada. enfermedad renal o hepática descompensada. toma de muestras. traumatología. trauma craneal. desbridamiento de quemaduras del buche. para controlar los efectos vagales..Clase II (Riesgo ligero): Animales muy jóvenes o viejos. o animales adultos con pequeñas alteraciones sistémicas pero con capacidad para compensarlas. deshidratación.  Cuidados preanestésicos: Preanestesia: muy útil para minimizar la cantidad de anestesia requerida (30-50%).  Clase III: Cirugía más agresiva: exéresis de masas cutáneas. biopsias de órganos.017 mg/kg IM . vendajes de fracturas cerradas..  Clasificación del riesgo según el procedimiento quirúrgico: Clase I: Procedimiento de corta duración (manejo.013-0.  Clase V (Riesgo grave): Animales moribundos o con enfermedad muy grave (estado de shock. Anestesia prolongada y altas pérdidas potenciales de sangre. para facilitar la inducción anestésica. vendaje). Algunos síntomas clínicos. anemia.04 mg/kg SQ. No se prevén hemorragias. para provocar cierta analgesia. 1 AGENTES ANESTÉSICOS: Existe numerosos protocolos anestésicos para especies exóticas.1. Puede encontrarse abundante información sobre pautas diferentes según el tipo de anestesia y su duración en la bibliografía aneja. En general se utiliza una solución de Lactato de Ringer templado. a dosis de mantenimiento anestésico (5-10 ml/kg/h).  4.  Fluidoterapia: según requerimientos y estado del animal.1 Anestésicos inyectables: .05 mg/kg SQ.25 mg/kg SQ o IM Hurón Acepromazina Analgesia: en caso de procedimientos dolorosos. para incrementar la saturación de hemoglobina y aumentar el margen de seguridad contra la apnea. Seguidamente se describirán la pauta anestésica utilizadas por el autor en el caso de los conejos (en el resto de especies el autor utiliza preanestesia inyectable e inducción y mantenimiento con anestesia gaseosa (isofluorano)) 4. IM o IV 0.Hurón Atropina 0.04-0.   Aporte de calor. tanto mediante anestésicos inyectables como inhalatorios.1-0. Pre oxigenación: se recomienda administrar un 100% de oxígeno durante 2-3 minutos. Se debe iniciar la analgesia con tiempo suficiente para que el paciente esté bajo sus efectos en el momento en que se inicie la cirugía (tener en cuenta el tiempo de efecto de cada analgésico). Mantenimiento: 5. requieren una dosis menor y se absorben mucho mejor que otras combinaciones administradas vía IM. Isofluorano vía máscara (5%) y oxígeno (1. La ketamina y xilacina intranasal se ha demostrado que son muy poco irritantes.Pauta anestésica en conejos: Preanestesia: 1.5%.2 Acceso parenteral para inyección: Especie Mono ardilla Vía de administración y localización PO. Doxapram® 5 mg/kg IM y esperar 3 minutos. Isofluorano vía sonda naso traqueal (3-5%) y oxígeno (1.5%) o mediante sonda traqueal colocada por el método "ciego" (2%) y oxígeno 1. La pauta preanestésica va encaminada sobretodo a reducir las apneas por catecolaminas a provocar el mínimo estrés durante la inducción del paciente. SQ. IM. incluso utilizando esta pauta pueden presentarse problemas de apneas por estrés durante la inducción. Inducción: 4.1. De todas maneras. IV Comentario . 3. Ketamina (10 mg/kg) y xilacina (3 mg/kg) intranasal y esperar 5 minutos.5 mg/kg SQ y esperar 10 minutos. 4.5%). Observaciónes: Hay que respetar al máximo los tiempos de inicio de efecto de cada producto para que su efecto sea óptimo (es mejor dejar más tiempo que quedarse corto). Acepromazina 0. 2. IM. yugular. safena móviles. mantenimento: 0. IP. fémur). caudal Gerbo Hámster SQ. IM. Aguja de 25 G o menor safena. peneana dorsal y Cobaya Chinchilla SQ. IV: auricular marginal. auricular. IV: auricular marginal. IM: 23 G o menor y máximo safena lateral. IV: IV: 27-30 G. cefálica. lingual. IM. peneana dorsal IO: aguja espinal de 22 G 4. IP. IP.5-1 l/min Inducción con cámara de inducción. bolsa de plástico o mascarilla y mantenimiento con sonda endotraqueal.1. caudal lateral SQ. IO. safena lateral. IP. IN. IV: lateral caudal.5 l) Caudal de oxígeno: durante la inducción: 1-2 l/min . yugular.3 Anestesia por inhalación: La anestesia inhalatoria con isofluorano está considerada de elección en pequeños mamíferos exóticos Circuitos anestésicos: sistemas semi abiertos (T de Ayre con globo de 0. metetarsal SQ. Yugular externa drena cefálica. acceso muy tarsal lateral. IO.25 ml.Tití de 240-350 pinceles Hurón Conejo SC. IP. difícil. IM. IO (fosa trocantérica del Venas muy friables fémur). IV: cefálica. IV: 25 G o menor peneana dorsal. IO. IM. cefálica. IM. yugular. IO (cresta tibial).3 ml. yugular principalmente la sangre de la cabeza (puede provocar inflamación si se deja el catéter colocado) SQ.    Características del isofluorano Características del isofluorano Características del isofluorano . IM: máximo 0. IO (fosa trocantérica del Sangre coagula rápidamente. safena lateral. IP. abdominal lateral. safena lateral. IV: femoral. acceso difícil medial. de 0. 1 mg/kg.  Asegurar el aporte de calor  . 30—60 movimientos por minuto.04—0.2 EMERGENCIAS DURANTE LA ANESTESIA Parada cardio respiratoria: Retirar el anestésico y administrar oxígeno de manera forzada para vaciar el anestésico de los pulmones  Fluidoterapia continuada y a ritmo rápido  Ventilación forzada a través de sonda endotraqueal.3 % 0.Características isofluorano Inducción Mantenimiento Recuperación Precio Metabolismo Analgesia Efectos respiratorios Efectos cardiovasculares Contraindicaciones Sobre dosificación 5% 1-2 % 2-8 minutos Muy caro 0. pero sin aplicar un exceso de presión. directamente en la lengua.1 mg/kg.3 % Buena Buena del Escasa depresión respiratoria Escasa depresión respiratoria Escasa depresión miocárdica Escasa depresión miocárdica No No Amplio intervalo entre apnea y parada cardiaca Amplio intervalo entre apnea y parada cardiaca Buena Buena Relajación muscular 4. En caso de bradicardia se administra Atropina a 0. Administración de adrenalina (0.3 % Buena Escasa depresión respiratoria Escasa depresión miocárdica No Amplio intervalo entre apnea y parada cardiaca Buena 5% 5% 1-2 % 1-2 % 2-8 minutos 2-8 minutos Muy caro Muy caro 0.  Masaje torácico (cardíaco): 60 compresiones por minuto. de una dilución 1:10 en suero). Puede emplearse Doxapram (20mg/kg). El principal factor limitante del control anestésico es el pequeño tamaño del paciente exótico y el coste del utillaje necesario. con intervalos regulares (5 minutos). Es muy importante registrar estos datos de manera conveniente para poderlos analizar posteriormente y así ir ganando experiencia y conocimientos que. con medios más que económicos puede conseguirse una monitorización más que aceptable en la mayoría de los casos.5. Parámetro Plano anestésico Plano anestésico Plano anestésico Comentario Profundo — Ligero Movimientos voluntarios — Medio — En los planos ligero y medio puede aparecer si existe un estímulo doloroso Es el método más fiable de valoración de Respiración Rápida. con el tiempo. sea dolorosa o no. la monitorización en animales exóticos sea casi testimonial. No existen monitores idóneos y tenemos que considerar un conjunto de variables. La monitorización anestésica debe realizarse de manera continuada durante todo el procedimiento quirúrgico y prequirúrgico. MONITORIZACIÓN ANESTÉSICA: El objetivo principal de la anestesia es que el animal carezca de cualquier tipo de percepción. Ambos factores provocan que de hecho. profunda Lenta. profunda y superficial. Por ello debemos asegurarnos de que los anestésicos administrados cumplan ese objetivo optimizando las dosis y evitando tanto sub como sobredosificar. . para saber si un animal está en un plano anestésico adecuado. Al final de este escrito se adjunta un modelo de la ficha de control anestésico utilizada por el autor con especies exóticas. Lenta. Un animal NUNCA debería responder a un estímulo quirúrgico (incisión con un bisturí). De cualquier manera. serán aplicables a una situación intra quirúrgica. las funciones cardiocirculatorias y las funciones respiratorias del paciente anestesiado. Hay que monitorizar el nivel de consciencia (anestesia) conseguido. corneal.2. Monitorización del nivel de consciencia: la determinaremos valorando los diferentes reflejos (Reflejo pupilar. conjuntival. Monitorización cardiorespiratoria: para prevenir la hipotensión. palpebral.2.y regular regular regular o irregular.1. bradicardia.1. pedal y anal). Hay que valorar la frecuencia y el ritmo. Especie Mono ardilla Tití de pinceles Hurón Conejo Frecuencia cardíaca/ min 225—350 240—350 180—250 130—325 . Hay que tener en cuenta las diferencias entre las diferentes especies tratadas. apnea — — la profundidad de la anestesia Tono muscular Cuello Dedos Reflejos Palpebral Corneal Conjuntival Anal Pedal +/— + + +/— +/— — — — — — — — —/+ — — +/— +/— — — 5. Auscultación: directa (externamente. 5. hipoxemia e hipercapnia 5. con estetoscopio pediátrico o neonatal) o mediante un estetoscopio esofágico. y los efectos sobre los reflejos de los diferentes productos utilizados. 7.3.2. clips o pinzas cocodrilo protegidas con gasas empapadas en alcohol. Palpación del pulso: femoral principalmente. Suele utilizarse la derivación II que permite una fácil detección de arritmias facilitando la observación de la onda P. Necesita de un aparato que pueda medir y valorar las frecuencias de los animales que debamos monitorizar. las características de la respiración (amplitu. Se recomienda utilizar agujas.2.2. Débito urinario 5. Especie Mono ardilla Tití de pinceles Hurón Conejo Frecuencia respiratoria/ min 20—50 20—50 32—36 30—60 .6.2.2.2. Pérdidas de sangre 5. 5.2. duración…) y el volumen corriente (por medio del balón del circuito). Color de las mucosa y tiempo de llenado capilar 5. Visualización de la respiración: hay que valorar la frecuencia respiratoria.Cobaya Chinchilla Gerbo Hámster 230—380 200—350 250—500 250—500 5. ECG: de fácil realización. 5.4.5. 8—40 38.Cobaya Chinchilla Gerbo Hámster 40—100 40—80 90 35—135 5.2 37—38. Con los aparatos accesibles en nuestro país puede monitorizarse pacientes tan pequeños como un hámster.8 36. Especie Mono ardilla Tití de pinceles Hurón Conejo Cobaya Chinchilla Erizo africano Gerbo Hámster Tº (ºc) 33. Se recomienda medir la temperatura interna y externa del animal (superficie de la mesa. Monitor de apnea: debe minimizarse el espacio muerto y utilizar sondas lo más sensibles posibles.2—39.4—39. El control de la temperatura de realiza mediante termómetro esofágico.2.7 37. Doppler: utilizado para detectar el flujo pulstil arterial en arterias accesibles fácilmente (base de la cola.5—38.8 35.9. encima de la fuente de calor). reduce el metabolismo de los agentes anestésicos (despertar prolongado) e incluso provoca la muerte.2.5 36.1—37.5—40 37. .10. 5. No funcionan bien si administramos la anestesia mediante mascarilla o campana.8. auricular. tarsal…) o en el corazón.2.5 37—38 5.1—37. Monitorización de la temperatura: la hipotermia puede producir arritmias. y la pérdida de un 20% puede causar colapso cardiovascular.2.5. Determina el grado de oxigenación de la sangre e indirectamente la ventilación pulmonar. Capnografia: mide los niveles de CO2 espirado. y luego pasar a administrar de 10-20 ml/kg/h. evitando la manipulación directa para reducir el estrés.   Mantener la oxigenación hasta que empiece a mover la cabeza y a temblar. . e indirectamente la ventilación pulmonar. 6. se considera que.1.11.2. hay que administrar sangre total de la manera más rápida posible hasta que el sistema cardiovascular se estabilice. 5. CUIDADOS POST QUIRÚRGICOS: Mantener la vigilancia hasta que el paciente esté completamente despierto. En caso de no disponer de sangre para transfusión hay que utilizar cristaloides (ratio administración:pérdidas 3:1) o coloides (ratio 1:1). Hemorragias: a pesar de que la valoración del volumen de sangre perdido es muy difícil.12. 6. Pulsioxímetro: mide la saturación de Hemoglobina-oxígeno en sangre. Dolor 7. la pérdida de un 10% del volumen corporal total es muy grave.2. en animales sanos. MONITORIZACIÓN POST QUIRÚRGICA 6. Si el animal está en shock.  Evitar la auto manipulación de heridas o de la zona quirúrgica.  Mantener el aporte de calor las primeras 24h (20-25º. Se recomienda la utilización de suturas intra cutáneas. excepto en chinchillas que debe ser <24º). adhesivos tisulares y collares o campanas para evitar el acceso a las heridas o zonas quirúrgicas. que puede acabar en auto mutilación grave. sepiolita…).  Soporte dietético: asegurar que en 12 horas el paciente reinicia la ingestión de alimentos y de líquidos.Facilitar el despertar en un ambiento tranquilo. Evitar materiales que puedan ser ingeridos o puedan tapar la nariz accidentalmente (aserrín.  .  Continuar la antibioterapia y alargarla lo necesario según el procedimiento quirúrgico realizado y la previsión de complicaciones que determinemos. con penumbra y acolchado (para evitar traumatismos). Continuar la pauta de analgesia (evitar el efecto depresivo de los analgésicos en caso de enfermedad o problemas respiratorios concomitantes) y alargarla lo que se considere necesario según el procedimiento quirúrgico realizado.   Mantener la fluidoterapia hasta que el paciente esté completamente despierto y activo. sin ruidos. Tan pronto como sea posible hay que dejar la cicatriz quirúrgica al descubierto para favorecer su rápida curación.Curas y seguimientos de las heridas: normalmente se realiza una valoración de las heridas o cicatrices quirúrgicas a las 24. aplicar una pomada antibiótica o cicatrizante si se observa mucha tensión en la piel de la zona o se observa signos de dehiscencia de las suturas. su categorización como paciente anestésico y quirúrgico y todo el manejo pre. intra y post operativo. Por perfecta que sea la técnica quirúrgica utilizada. Las cicatrices deben desinfectarse con clorexidina diluida.  PRINCIPALES CIRUGÍAS EN MAMÍFEROS EXÓTICOS Jordi Grifols i Ronda Veterinari d´aus i mamifers exòtics Hospital Zoològic Badalona SL Centre Veterinari Conquista. . y deben cubrirse con un apósito absorbente no adherente sujeto en su sitio mediante un vendaje suave y acolchado. El autor considera que más importante que la técnica quirúrgica en si es la valoración del paciente previamente a la cirugía. 74 Tel: 933885354 Fax: 934602478 08912 Badalona En general. o los días posteriores a la misma. durante o al final de la cirugía. las técnicas quirúrgicas en pequeños mamíferos exóticos no difieren en mucho de los procedimientos utilizados en pequeños animales (perro y gato). La extracción de puntos no reabsorbibles se realiza a los 7-10 días. 48 y 72 horas. no servirá de nada en un paciente murto durante la inducción. 2. y "de facto" las cesáreas suelen acabar en intentar salvar a los cachorros lo antes posible y realizar una ovariohisterectomía de rutina a continuación.  Cobaya y chinchilla: canal inguinal abierto y masa adiposa unida a los testículos. Tejido frágil con abundantes depósitos grasos en el mesometrio (localización de los vasos uterinos muy difícil). Hay que conservar el cuerpo graso y suturar las diferentes membranas para evitar la hernia abdominal. Normalmente la sutura de la matríz es muy difícil si no se dispone de magnificación. Útero bicornuado con dos cervix formando un cuerpo uterino tabicado interiormente. Se debe cerrar el canal inguinal después de retirar los testículos. Se suele eliminar el cuerpo graso junto con los testículos. . Escroto muy definido. Hay que evitar contaminar con orina el abdomen debido al reflujo que se produce desde la vagina. Cuernos utrinos bien formados que se unen formando un cuerpo uterino muy corto  3. Escroto poco definido. Membrana vaginal que cierra la entrada del útero excepto durante estro y parto. Orquidectomia  Hurón: se realiza la técnica habitual de pequeños animales medianteuna única incisión preescrotal.  Conejo: testículos similares a pequeños animales. Cesárea: el procedimiento es el mismo que en la ovariohisterectomía (con las salvedades explicadas para cada especie). resaltando las diferencias significativas de cada técnica en cada especie. 1. Ovario histerectomía Conejo: útero bicornuado con dos cervix y sin cuerpo uterino.  Hámster y similares: canal inguinal abierto y muy largo. respecto a la misma técnica en pequeños animales (perro y gato).  Cobaya y chinchilla: Mesometrio corto y caudal a los riñone (ovarios difícil de exteriorizar).  Hámster y similares: mesovario corto caudal a los riñones. pero canal inguinal abierto y masa adiposa asociada con el epidídimo proximal que se mantiene en el canal inguinal mientras los testículos están en el escroto (evita le herniación de vísceras a través del canal inguinal).Las siguientes técnicas quirúrgicas serán explicadas para las diferentes especies de mamíferos exóticos. 7. 5. Saculectomía anal en hurones 6. . El acceso es en línea media ventral. 9. para evitar la hemorragia en el defecto escindido. o 2adrenalectomía subtotal con clip hemostático en intersección de glándula con vena cava. en un patrón invertido doble sin penetrar el lumen de la vejiga. el ciego está muy desarrollado y es de pared muy delgada. 8. La técnica quirúrgica es la habitual de perro y gato. Enucleación en conejos: suele ser un procedimiento realizado habitualmente en el caso de abscesos retrobulbares o intraoculares (por pasteurellas…). sobretodo en cobaya y chinchilla. mediante una pequeña incisión a nivel caudal del xifoides. Hay que ir con mucho cuidado ya que la musculatura es muy delgada y. la técnica de escisión consiste en 1-vaciamiento por incisión capsular y “legrado” del parénquima. Adrenalectomía unilateral o bilateral. pudiéndose perforar fácilmente provocando lesiones dificilmente reparables. Cistotomía:  Conejo y cobaya: este prblema es frecuente y suele estar asociado (los cálculos de oxalato cálcico) a dietas con alto contenido en calcio (alfalfa). Se recomienda utilizar un clamp de Satinski para la vena cava para evitar la perforación de la vena cava y la muerte del paciente. conejos y cobayas. se incide en la línea media ventral. Biopsia de hígado: se realiza muy frecuentemente en hurones. Glándula adrenal derecha adherida a vena cava caudal. Laparatomia exploratoria: en todas las especies. Adrenalectomía en hurones: acceso por línea media ventral. se disecciona el subcutáneo hasta visualizar la línia alba y en este nivel se incide la musculatura. La pared de la vejiga se sutura con un material absorbente monofilamento. exteriorización de un de los lóbulos del hígado y colocación de dos hemo-clips en forma triangular en una esquina de un lóbulo (o en su defecto de dos suturas).4. Se recomienda realizar una aproximación subconjuntival y utilizar hemo-clips para ligar el paquete vasculo-nervioso orbital. Existe un plexo venoso retrobulbar que debe evitarse ya que no puede ser ligado y la hemorragia puede ser muy marcada. Maloclusión dental en conejos y roedores 11. En casos de alto grado de infección. Neoplasias glandulares y cutáneas: las neoplasias glandulares mamarias son muy frecuentes en cobaya. Hay que utilizar suturas de 4 a 5/0. En cualquier caso.10. debe eliminarse completamente la cápsula abscesal. Extracción dental en conejos y roedores 12. para conseguir la máxima acción antibiótica en la zona afectada. Se recomienda su escisión quirúrgica para evitar complicaciones con el tiempo. Traumatología: . En conejos suelen estar asociados a problemas dentales (perforaciones de los molares en la raíz. La técnica quirúrgica es la usual. Abscesos cutáneos: muy frecuentes en hámster debido a peleas o heridas con mobiliario de la jaula. La irrigación sanguínea y linfática de ambos lados es independiente. puede realizarse con simple tranquilización química y anestesia local por infiltración (mepivacaína 2 mg/kg diluído en SSF y administrado SQ). y suelen ser frecuentemente adenocarcinomas que afectan a ambos sexos (más frecuentes en hembras). 15. Gastrotomía—enterotomía 13. 14. y el tratamiento puede consistir en eliminar sólo la glándula afectada. en sentido hacia el exterior de la mandíbula). o de afectación ósea. se recomienda asociar la cirugía al tratamiento con cemento óseo + antibiótico de lenta eliminación. y según la localización de la masa. y se recomienda la colocación de un drenaje. Las neoplasias cutáneas son las segundas en frecuencia en cobayas.