1 Práticas de Farmacognosia-fef (Para o Laboratório)

AULA 1: ANÁLISE DE DROGAS VEGETAISOBJETIVO: Verificar a pureza de Droga Vegetal PROCEDIMENTO: 1- Pesar 10g (se raiz, caule ou folha) ou 5g (se flor) da droga vegetal ; 2- Espalhar sobre um papel branco a amostra e verificar a presença de substâncias orgânicas estranhas a olho nu (pêlos, insetos, estruturas não definidas), e se há outras partes da droga sem uso terapêutico misturadas; 3- Com auxílio de uma pinça, separar todo o material orgânico estranho e partes da droga sem uso terapêutico e pesar; 4- Calcular a porcentagem de matéria orgânica estranha e comparar com a monografia correspondente à planta na Farmacopéia Brasileira (se houver); 5- Observar as características macroscópicas e organolépticas da droga: anotar e comparar com a Farmacopéia Brasileira ou literatura especializada; 6- Fazer cortes para análise microscópica; 7- Escolher os melhores cortes (os mais finos) e fazer o descoloramento com o hipoclorito. 8- Lavar em água 9- Corar em corante (30 segundos), escolher entre o Azul de Astra, Hematoxilina de Delafield, ou cloreto de zinco. 10- Lavar rapidamente 11- Montar a lâmina com glicerina ou água, colocar lamínula por cima do corte. 12- Observar ao microscópio e comparar com literatura. 13- Desenhar o observado. AULA 1 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia __________________Curso/Turma:_FARMÁCIA –_________ Prática:_Análise de drogas vegetais ___________ Materiais – Quantidade Balança técnica 4 * Pinça 1 Papel de pesagem 2 Lâminas tipo Gilette 2 Vidro de relógio ou placa de Petri 4 Pincel ou agulha ou estilete fino 2 Microscópio 1 Papel de Filtro 4 Lâminas de vidro para microscopia 8 Lamínulas para microscopia 8 Béquer 100mL 1 Manta de aquecimento 2* Água destilada 500mL Hematoxilina de Delafield 50mL Sudam III 50mL Azul de Astra 50mL Hipoclorito de sódio 50% 100mL Glicerina 50% 100mL Ácido clorídrico 20% 10mL Plantas ou drogas vegetais fragmentadas, não pode ser em pó Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ num erlemmeyer ou béquer de 250 mL. álcool 30% e água 25%) para 50 mL 1. . 3.acondicionar em vidro âmbar e etiquetar devidamente. 7..) .adicionar o líquido extrator aos poucos até 50 ml e agitar bem até que toda a droga esteja bem umedecida.filtrar por algodão para uma proveta de 50 ml.10 g .Preparação de Tinturas por Maceração OBJETIVO: obtenção de tinturas a partir de drogas vegetais pelo método de maceração . até completar o volume final (50mL).etiquetar o frasco e deixar em lugar abrigado da luz até a próxima aula. 2. colocar a droga pesada corretamente.agitar por cerca de 10 minutos. 5.AULA 2: PREPARAÇÃO DE TINTURA TEMA: Obtenção de produtos fitoterápicos .Droga vegetal_ em pó-------------------------------. fazendo passar o líquido extrator pelo resíduo do funil. 6.. se necessário. PROCEDIMENTO: • Tintura de (camomila ou barbatimão ou hamamelis ou calêndula ou jaborandi.completar o volume. 4.Líquido extrator (propilenoglicol ou glicerina 50%. compactar a droga (apertando-a) 4. colocando um béquer embaixo da torneira do percolador.para obter ------------------------. 2. colocar papel de filtro recortado com o diâmetro do funil de separação (percolador).sobre a droga umedecida. 13-Evaporar a 2ª parte do percolado em chapa aquecedora até obter os 1. 2ª ed. 5.adicionar o líquido extrator.5 mL restantes. aos poucos.5 mL do percolado numa proveta. 9. 8.AULA 3: PREPARO DE EXTRATO TEMA:Obtenção de produtos fitoterápicos . 11-Deixar escoar o restante do percolado. 12-Adicionar mais líquido extrator no aparelho e recolher o percolado até que este saia mais claro (esgotamento).Abrir a torneira e deixar escoar os primeiros 8.10 ml 1. 7. fechar a torneira do aparelho (funil de separação) e adicionar o restante do solvente de modo que fique uns 2 cm acima do pó.10 g álcool 70%-------------------------------. 10-Reservar a proveta com o percolado e colocar um béquer sob o percolador.Após pesar a droga. colocá-la em um béquer. com a torneira do percolador aberta.quando cair a 1ª gota do percolado.deixar em repouso até a próxima aula. e sobre o papel coloque bolinhas de gude (ou cacos de porcelana) para auxiliar na compactação.preparar o funil de separação da seguinte maneira: uma camada de algodão e a droga previamente umedecida. 14-Misturar as duas partes do percolado e acondicionar em frasco âmbar devidamente etiquetado. 3.umedecer a droga com uma pequena quantidade do líquido extrator (10ml) e deixar em repouso por 15 minutos. 6. .Preparação de Extratos Fluidos por Percolação OBJETIVOS: obtenção de extrato fluido a partir de drogas vegetais pelo método da percolação PROCEDIMENTO: percolação pelo processo A (Farmacopéia Brasileira.etiquetar o aparelho.) Extrato Fluido de camomila ou barbatimão ou hamamélis ou arnica Droga vegetal em pó ------------------------. todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ .AULA 2 e 3: Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia __________________Curso/Turma:_FARMÁCIA –_________ Prática:_Preparação de extrato e tintura Materiais .Quantidade Balança técnica 4 * Droga vegetal: camomila ou arnica ou hamamélis ou barbatimão 200g * Espátula 1 Béquer 250 mL 3 Bolinhas de gude pequenas 4 Manta de aquecimento 2 Proveta 50 ou 100 mL 1 Funil de vidro 2 Gaze 5 Papel de filtro (médio) 4 Algodão porção Bastão de vidro 2 Suporte universal 1 Argolas 2 Pipeta 5 ou 10mL 4 Proveta 10mL 1 Erlenmeyer 250mL com tampa 1 Funil de separação Qualquer volume Propilenoglicol 2L* Álcool 70% 2L* Água destilada 1L* Frascos de vidro âmbar 1000mL 2* Observações:* = por classe. os outros por grupo. tubo 2 .Filtrar por algodão para um béquer. 5. 4.branco.Pegar 3 mL da solução de tanino (filtrado) e colocar em béquer.Adicionar 30 mL de água destilada. deixando o resíduo no béquer inicial. 2. . 3.Ferver até secagem da solução de tanino (não queimar).Repetir a extração acrescentando mais 20 mL de água no béquer . 2.Pesar 1 g da droga e transferir para um béquer. Taninos condensados: 1. 8. tubo 1 .Filtrar juntando os filtrados.Colocar 2 mL do filtrado em 6 tubos de ensaio.Ferver por 1 minuto. juntamente com um pedaço de palito.Executar as reações de identificação. tubo 5 . .adicionar 4 gotas de solução de gelatina a 2%.AULA 4: IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE TANINOS OBJETIVO: Identificar a presença de taninos em drogas de origem vegetal PROCEDIMENTO: Droga vegetal: (barbatimão ou hamamelis) 1.adicionar 2 gotas de solução de acetato básico de chumbo a 10% tubo 4 . 3. tubo 6 .adicionar 4 gotas de solução de sulfato de quinina a 1% (ou solução de outro alcalóide). sobre o palito e verificar formação de coloração vermelha indicativa de taninos condensados. 7. tubo 3 .adicionar 2 gotas de solução de acetato de cobre a 5%.adicionar 2 gotas de cloreto férrico a 2%.Pingar uma gota de HCl conc. 6.Observar e anotar os resultados obtidos. os outros por grupo.Quantidade Balança técnica 4 * Droga vegetal: BARBATIMÃO ou HAMAMÉLIS 200g * Espátula 1 Béquer 250 mL 2 Béquer 100 mL 2 Manta de aquecimento 1 Proveta 50 ou 100 mL 1 Funil de vidro 2 Pêra de borracha 1 Papel de filtro (médio) 4 Algodão porção Bastão de vidro 2 Suporte universal 1 Argolas 2 Pipeta 5 ou 10mL 4 Tubo de ensaio 8 Suporte para tubo 1 palito Cloreto férrico 2 ou 5% 100mL* Acetato de chumbo 10% saturado 100mL Ácido clorídrico concentrado 100mL* Acetato de cobre 5% 100mL* Água destilada 2000mL* Solução de gelatina 1% 100mL* Observações:* = por classe. todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ .AULA 4 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia __________________Curso/Turma:_FARMÁCIA –_________ Prática:_TANINOS ___________ Materiais . Filtrar por algodão para outro béquer.Reação com cloreto férrico: Juntar a 3 mL da solução hidroalcoólica obtida. D. C.AULA 5: IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE GLICOSÍDEOS FLAVONOÍDICOS OBJETIVO: Identificar a presença de glicosídeos flavonoídicos em drogas de origem vegetal PROCEDIMENTO: Droga vegetal: (camomila ou faveiro ou arnica) 1.Filtrar. 5.Reação com cloreto de alumínio 5%: Pingar duas gotas da solução hidroalcoólica obtida separadamente em um papel de filtro. 2. 2 gotas de solução de cloreto férrico a 2%. adicionar 1 a 2 fragmentos de magnésio metálico e 1 mL de ácido clorídrico concentrado pelas paredes do tubo (CUIDADO adicione o ácido na CAPELA e mantenha o tubo na estante): a reação ocorre lentamente com o desenvolvimento de cor que varia do róseo ao avermelhado. castanho.Reação com hidróxido de sódio: A 3 mL da solução hidroalcoólica obtida.Colocar em um béquer e juntar 30 mL de etanol a 70%. de acordo com o tipo de composto flavonoídico. juntando os filtrados 8. B. sobre uma das gotas pingar uma gota de cloreto de alumínio 5%. .Dividir o filtrado em 4 tubos (1 para o branco) e proceder às seguintes identificações: A. 7. adicionar 2 gotas de solução de hidróxido de sódio a 5%. esperar secar e verificar fluorescência sob luz UV. verifica-se o aparecimento de cor que varia do verde amarelado. 3. 4.Reação de Shinoda: A 3 mL da solução hidroalcoólica obtida. deixando o resíduo no béquer 6. cinza.Pesar cerca de 2 g da droga em pó ou rasurada. verifica-se o aparecimento de cor amarela que varia de intensidade.Esfriar a solução.Aquecer até ebulição.Repetir a extração com mais 20 mL de álcool 70%. violeta. todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ .AULA 5 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia __________________Curso/Turma:_FARMÁCIA –_________ Prática:_GLICOSÍDEOS FLAVONOÍDICOS___________ Materiais . os outros por grupo.Quantidade Balança técnica 4 * Droga vegetal: camomila ou arnica 200g * Espátula 1 Béquer 250 mL 2 Béquer 100 mL 2 Manta de aquecimento 1 Proveta 50 ou 100 mL 1 Funil de vidro 2 Pêra de borracha 1 Papel de filtro (médio) 4 Algodão porção Bastão de vidro 2 Suporte universal 1 Argolas 2 Pipeta 5 ou 10mL 4 Tubo de ensaio 8 Suporte para tubo 1 Cloreto férrico 5% 100mL* Álcool 70% 2L* Cloreto de alumínio a 5% 100mL* Ácido clorídrico concentrado 100mL* Hidróxido de sódio 5% 100mL* Magnésio metálico Lascas 30* Luz Ultra Violeta (266 nm) 1 Observações:* = por classe. Adicionar 3 mL de amônia diluída no tubo e agitar.Acrescentar 5.Adicionar 5 mL de hexano ou outro solvente orgânico. 5. 4. 7.Filtrar para funil de separação. 5.NÃO DESPREZAR A CAMADA AQUOSA ÁCIDA 10-Adicionar 3 mL de hidróxido de amônia a 10% à fase orgânica (tubo) e agitar. 4.Ferver por 2 minutos. 2.Deixar em repouso até as camadas separarem.Repetir o procedimento e juntar o solvente no mesmo tubo. 11-Deixar repousar.Passar a fase aquosa ácida que fi cou no funil para um béquer e acrescentar 2 mL de cloreto férrico 5 %.Adicionar 5 mL de hexano ou outro solvente orgânico.Esfriar e filtrar para um funil de separação. indicando a presença de glicosídeos antraquinônicos com ligação C-C. 2. . esfriar. 2.Decantar a camada orgânica para um tubo de ensaio. 8.Agitar 1 g da droga pulverizada com 3 mL de éter ou outro solvente orgânico volátil. Ligação C-C 1. 9. 6. 8. A coloração rósea ou vermelha na fase aquosa indica a presença de antraquinonas livres.Decantar a camada orgânica para um tudo de ensaio. 7.AULA 6: IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE ANTRAQUINONAS OBJETIVO: Identificar a presença de compostos antraquinônicos em drogas de origem vegetal PROCEDIMENTO: Droga vegetal: (Cáscara sagrada ou frângula ou sene) Antraquinonas livres 1. 3. 6. 3. 4. 5.ela será utilizada para as próximas reações. Coloração vermelha na camada amoniacal: reação positiva.Decantar o solvente para um tubo de ensaio.Agitar.Agitar.Agitar. 3. Ligação C-O 1.NÃO DESPREZAR A DROGA .Ferver por 3 minutos. indicando a presença de glicosídeos antraquinônicos com ligação C-O. Coloração vermelha na camada amoniacal: reação positiva.0 mL de HCl a 10% e ferver por mais 1 minuto.Adicionar 20 mL de água destilada à droga extraída previamente.Deixar repousar.Adicionar ao extrato orgânico cerca de 1 mL de hidróxido de amônia a 10%. 6. AULA 6 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia __________________Curso/Turma:_FARMÁCIA –_________ Prática:_GLICOSÍDEOS ANTRAQUINÔNICOS Materiais . os outros por grupo. todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ .Quantidade Balança técnica 4 * Droga vegetal: cáscara sagrada 200g * OU FRANGULA OU SENE Espátula 1 Béquer 250 mL 2 Béquer 100 mL 2 Manta de aquecimento 1 Proveta 50 ou 100 mL 1 Funil de vidro 2 Pêra de borracha 1 Papel de filtro (médio) 4 Algodão porção Bastão de vidro 2 Suporte universal 1 Argolas 2 Pipeta 5 ou 10mL 4 Tubo de ensaio 8 Suporte para tubo 1 Funil de separação 2 Cloreto férrico 5% 100mL* Hexano ou outro solvente orgânico volátil 500mL* Ácido clorídrico 10% 500mL* Hidróxido de sódio ou de amônio10% 100mL* Água destilada 1000mL Bico de Bunsen 1 Fósforo 1 * PINÇA PARA RETIRAR BEQUER DO FOGO Observações:* = por classe. Observar o aparecimento de coloração vermelho-acastanhada na zona de contato dos líquidos e de coloração amarelo-esverdeada na camada acética. C-Reação de Baljet (identifica a lactona insaturada) Juntar ao resíduo 4 a 5 gotas de solução alcoólica a 2% de ácido pícrico e 2 gotas de solução de KOH 1 N.Filtrar por algodão para um béquer. para outro tubo de ensaio contendo cerca de 1 mL de ácido sulfúrico concentrado. 5.Filtrar por papel de filtro para funil de separação 6. de clorofórmio.5 mL de anidrido acético.Adicionar 3 ml de solução saturada de acetato de chumbo. 7.AULA 7: IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE GLICOSÍDEOS CARDIOATIVOS OBJETIVO: Identificar a presença de glicosídeos cardioativos em drogas de origem vegetal PROCEDIMENTO: Droga vegetal: (espirradeira ou digitalis) 1. Observar o aparecimento de coloração alaranjada intensa em caso de reação positiva. 8.Reação de Liebermann-Bouchard (identifica o núcleo esteroidal) Redissolver o resíduo com 0. NÃO AGITAR.Reação de Keller-Killiani (identificação de 2-desoxiaçúcares) Dissolver o resíduo em cerca de 1 mL de ácido acético glacial. 2. NÃO AGITAR. B .Adicionar 20 mL de etanol a 70% e ferver.Reunir os extratos clorofórmios obtidos e dividir em 4 tubos de ensaio. para um tubo de ensaio contendo aproximadamente 1 mL de ácido sulfúrico concentrado. transferir cuidadosamente através das paredes. transferir cuidadosamente pelas paredes.5dinitrobenzóico e 2 gotas de solução de KOH 1 N. D .Colocar em cadinho de porcelana e evaporar tudo.Extrair a solução hidroalcoólica com 2 porções de 4 mL cada. 10-Fazer as seguintes reações de identificação sobre o resíduo: A .Reação de Kedde (identifica a lactona insaturada) Juntar ao resíduo 4 a 5 gotas de solução alcoólica a 1% de ácido 3. Observar o aparecimento de um anel castanho-avermelhado na zona de contato. Observar o aparecimento de coloração vermelho violáceo intensa em caso de reação positiva. 9. .Pesar cerca de 1 g da droga. juntar à solução 2 gotas de cloreto férrico a 2%.Adicionar 5 mL de água destilada. 3. 4. Quantidade Balança técnica 4 * Droga vegetal: espirradeira 200g * Espátula 1 Béquer 250 mL 2 Béquer 100 mL 2 Manta de aquecimento 1 Proveta 50 ou 100 mL 1 Funil de vidro 2 Funil de separação 2 Papel de filtro (médio) 4 Algodão porção Bastão de vidro 2 Suporte universal 1 Argolas 2 Pipeta 5 ou 10mL 4 Tubo de ensaio 8 Suporte para tubo 1 Pêra de borracha 1 Acetato básico de chumbo 10% 400mL* Álcool 70 ou 80% 2L* Clorofórmio 500mL* Ac. os outros por grupo. Pícrico etanólico 2% 100mL* KOH 10% 100mL* Anidrido acético 100mL* ác. todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ . Sulfúrico conc 200ml* Ác.5 dinitrobenzóido 100mL* Cloreto férrico 2 ou 5% 100mL* Chapa de aquecimento grande 1 ou 2* Cadinhos de porcelana 4 Observações:* = por classe. 3.AULA 7 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia __________________Curso/Turma:_FARMÁCIA – SEM_________ Prática:_GLICOSÍDEOS CARDIOATIVOS Materiais . Acético glacial 100mL* Ác. 17-Calcular o índice de espuma. 2. utilizando a mesma pipeta.Colocar 5. 9.0 mL de extrato saponínico no primeiro tubo. por 15 segundos.0 mL de solução do segundo tubo para o terceiro e homogeneizar delicadamente.Colocar 5. exceto no primeiro tubo de ensaio.Esfriar. 6.: desprezar 5 ml do tubo 8 para uniformizar os volumes . decantar o extrato aquoso e filtrar por algodão para um balão volumétrico de 50 mL.0 mL de água destilada em todos.Adicionar 40 mL de água destilada e levar à fervura por 5 minutos.Colocar 5. 7. 3. Tubo nº 1 2 3 4 5 6 7 8 Obs.Pesar exatamente 0.AULA 8: ÍDENTIFICAÇÃO FÍSICA DE GLICOSÍDEOS SAPONÍNICOS OBJETIVO: Avaliação semi-quantitativa de glicosídeos saponínicos em drogas de origem vegetal (ATRAVÉS DO INDICE DE ESPUMA) PROCEDIMENTO: Droga vegetal: (quilaia ou alcaçuz ou saboeira ou salsaparrilha) 1.0 mL do último tubo para que todos fiquem com o mesmo volume. 16-Calcular a concentração de droga nesse tubo.0 mL de extrato saponínico no segundo tubo e homogeneizar o conteúdo delicadamente. 11-Continuar o processo em sequência. 8. esfriar e filtrar os extratos aquosos para o balão volumétrico até completar o volume (até o menisco). 5. 12-Desprezar 5. 15-Observar qual dos tubos apresenta uma camada de espuma de 1 cm de espessura.Repetir a extração com 15 mL de água destilada só até o início da fervura. 14-Deixar o conjunto em repouso por 15 minutos. ao mesmo tempo.Numerar 8 tubos de ensaio de 1 a 8. 13-Agitar vigorosamente todos os tubos no sentido longitudinal. 10-Transferir 5.50 g da droga pulverizada e colocar num béquer. até o oitavo tubo. 4.Manter o pó (resíduo) no béquer. AULA 8 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina: Farmacognosia II__________________Curso/Turma:__farmácia sem._______________ Prática:__Saponinas__________________________________ Materiais . sem nada = por grupo _______________________________________________ .Quantidade Balança técnica 4 * Droga vegetal: quilaia 200g * Espátula 1 Béquer 250 mL 2 Béquer 100 mL 2 Manta de aquecimento 1 Proveta 50 ou 100 mL 1 Funil de vidro 2 Balão volumétrico 50 mL 2 Papel de filtro (médio) 4 Algodão porção Bastão de vidro 2 Suporte universal 1 Argolas 1 Pipeta 5 ou 10mL 4 Tubo de ensaio iguais (pelo menos 6 e 6 iguais) 12 Suporte para tubo 1 Pêra de borracha 1 Água destilada 2L* Observações:* por classe . Extrair o filtrado alcalinizado com 2 porções de 3 mL cada. 6. 9.AULA 9: IDENTIFICAÇÃO QUÍMICA DE ALCALÓIDES OBJETIVO: Identificar a presença de alcalóides em drogas de origem vegetal PROCEDIMENTO: Droga vegetal: (Jaborandi ou boldo ou quina) 1. 4. de clorofórmio.Adicionar 30 mL de solução de HCl a 1%. 10-Pegar 4 lâminas de microscopia limpas e em cada uma delas colocar uma gota da solução ácida obtida. 5.Colocar 1 g da droga pulverizada em um béquer.Alcalinizar o filtrado com solução de hidróxido de amônio a 10% (verificar com papel de tornassol). esperar secar para observar o precipitado 13-Observar e anotar os resultados. Bertrand. 2.Aquecer a mistura brandamente por 3 minutos. 12-Unir as duas gotas com um bastão de vidro.Redissolver o resíduo resultante em 0. Dragendorff e Bouchardat). 8.Esfriar e filtrar por algodão para um funil de separação. 3.5 mL de HCl diluído. . 7.Evaporar o clorofórmio em banho -maria. 11-Ao lado da gota da solução ácida colocar uma gota de um dos reativos (Mayer. utilizando como indicador o papel de tornassol.Filtrar os extratos orgânicos por algodão para um Becker (se necessário – caso emulsionar). todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ Microscópio . Cadinho de porcelana 1 Observações:* = por classe. Mayer 50 mL* Chapa de aquecimento grande 1 ou 2* Álcool 96 300mL. Bertrand.Quantidade Balança técnica 2 * Droga vegetal: jaborandi 200g * Espátula 1 Béquer 250 mL 2 Béquer 100 mL 2 Manta de aquecimento 1 Proveta 50 ou 100 mL 1 Funil de vidro 2 Funil de separação 2 Papel de filtro (médio) 4 Algodão porção Bastão de vidro 2 Suporte universal 1 Argolas 1 Pipeta 5 ou 10mL 4 Papel de tornassol vermelho porção Lâminas de vidro (tipo microscopia) 8 Grau e pistilo de vidro 1 Ácido clorídrico 1% 1L* NH4OH 1 0% 1L* Clorofórmio 500mL* Reativos de: Dragendorff.AULA 9 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia II__________________Curso/Turma:_FARMÁCIA – 7 SEM_________ Prática:_alcalóides___________ Materiais . Bouchardat. os outros por grupo. recolher o pó de cafeína em uma lâmina de microscópio. Anotar todos os resultados.Recolher os extratos clorofórmicos. 8.Resfriar e em seguida filtrar em papel de filtro para um funil de separação. 2. clorídrico concentrado). 7. 3 ml de hidróxido de amônio a 10% e agitar vigorosamente por 5 min. até a secura. filtrando-os através de algodão hidrófilo para um bequer tarado. 10-Evaporar o extrato clorofórmico em banho maria (placa aquecedora) e leválo a uma estufa a 90ºC por uma hora. 5.Em placa aquecedora. .(pesquisar na farmacopéia). 4. pesar novamente e calcular a quantidade percentual de cafeína extraída da semente do guaraná. pode-se evaporar em cadinho de porcelana.Juntar ao resíduo 10 ml de água destilada. especialmente a reação da murexida (clorato de potássio.Adicionar 10 ml de clorofórmio. aquecimento e ác.Repetir a extração com 1 porção de 3 ml de clorofórmio.Deixar em repouso por 15 min e filtrar o clorofórmio para um béquer através de algodão hidrófilo. OBS: no item 10. 9. 6. 3. Realizar as reações de identificação da cafeína estabelecidas pela Farmacopéia Brasileira.AULA 10: EXTRAÇÃO DE CAFEÍNA DO GUARANÁ – MÉTODO GRAVIMÉTRICO OBJETIVO: Quantificação e identificação de cafeína no pó de guaraná – Paullinia cupana Khunt PROCEDIMENTO: 1. filtrar o sobrenadante para um funil de separação. 11-Esfriar em dessecador. 0. diluir em uma gota de água e observar os cristais de cafeína utilizando o microscópio óptico.Pesar cerca de 3 g de pó de semente de guaraná (triturada) em béquer . evaporar os extratos clorofórmicos reunidos.Alcalinizar o filtrado com hidróxido de amônio a 10% (verificar com papel tornassol) e extrair a cafeína com 2 porções de 3 ml de clorofórmio.5 ml de ácido sulfúrico a 10% e ferver suavemente por 2 min. AULA 10 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia II__________________Curso/Turma:_FARMÁCIA – SEM_________ Prática: metilxantina___________ Materiais Quantidade Balança técnica 2 * Droga vegetal: guaraná 200g * Espátula 1 Béquer 250 mL 2 Béquer 100 mL 2 Manta de aquecimento 1 Proveta 50 ou 100 mL 1 Funil de vidro 2 Funil de separação 2 Papel de filtro (médio) 4 Algodão porção Bastão de vidro 2 Suporte universal 1 Argolas 1 Pipeta 5 ou 10mL 4 Papel de tornassol vermelho porção Ácido clorídrico 10% 1. 1 lâmina de microscópio * 1 cadinho de porcelana * Observações:* = por classe.5L* NH4OH 20% 1.5L* Clorofórmio 1000mL* Clorato de potássio 3g* Banho Maria grande ou chapa de aquecimento grande 1 ou 2* HCl conc. todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ . os outros por grupo. 200mL. AULA 11: EXTRAÇÃO DE ÓLEOS ESSENCIAIS POR HIDRODESTILAÇÃO OBJETIVO: Avaliar a quantidade de óleo essencial presente em plantas e drogas de origem vegetal. PROCEDIMENTO: 1. e verificar o volume no tubo graduado. 4.Colocar _______ g da droga rasurada ou moída num balão de destilação. no mínimo 5.Calcular a % de óleo essencial obtido. 3. 6. 2. .Adicionar água destilada até metade da capacidade do balão.Acoplar o aparelho de Clevenger.Deixar esfriar e recolher o óleo essencial obtido.Aquecer o balão até a ebulição e mantê-la por 2 horas. éter.AULA 11 Requisição de materiais para montagem de aulas práticas Disciplina:_Farmacognosia II__________________Curso/Turma:_FARMÁCIA – 7 SEM_________ Prática: óleos essenciais e fixos___________ Materiais Quantidade Balança técnica 1 * Droga vegetal: camomila e amendoim ou semente de mamona 200g * Espátula 1 Aparelho de clevenger 1 ou 2* Manta de aquecimento 1 ou 2* Aparelho de Soxhlet 1 ou 2* Sovelnte orgânico (ex. os outros por grupo. todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________ . clorofórmio) 1L Observações:* = por classe. Paris.C.Solução de cloreto férrico: adicione 9 g de cloreto férrico em cerca de 50 mL de água e 2 mL ácido clorídrico 3N. London.U. P. JEAN .Reagente de Liebermann-Burchard Misturar 50 mL de anidrido acético e 1 mL de ácido sulfúrico concentrado. ed VUNESP.FARMACOPÉIA DOS ESTADOS UNIDOS DO BRASIL. A. 1991. Farmacognosia. 2.P. aqueça depois em banho-maria até a dissolução. guarde ao abrigo da luz.) Farmacognosia: da Planta ao Medicamento. sobre a segunda. dilua esta mistura em água até completar 100 mL. F. 1 ed. Complete com água até o volume de 100 mL. F. 5 . última edição. W. Phitochini e Plantas Medicinales.Reagente de Dragendorff: dissolva 8g de subnitrato de bismuto em 20 mL de ácido azótico diluído a 30%. Constituintes Químicos Ativos de Plantas Medicinais Brasileiras. 7 .FARMACOPÉIA DOS ESTADOS UNIDOS DO BRASIL. 9 .ABREU MATOS. Deixe em repouso por algumas horas e filtre.APÊNDICE Preparação de alguns reagentes: 1 .Reagente de Kedde: Solução recém preparada de 1 g de ácido 3. Editora da UFSC/UFRGS.F.Reagente de Legal: Solução aquosa recente de nitroprussiato de sódio a 0. Utilizar a mistura recém-preparada. 10 .Reagente para a Reação de Keller-Kiliani .O. 9 . 3 ..M.Reagente de Bouchardat: solução de iodo 10N. 6 . Trease and Evans Pharmacognosy.71g de cloreto de mercúrio e 10g de iodeto de potássio.FARMACOPÉIA DOS ESTADOS UNIDOS DO BRASIL. et al (Organ.Solução de gelatina a 2. 7 . 5 .BRUNETON. Lance a primeira solução.Reagente de Mayer: dissolva em água. agite. Pharmacognosie.SIMÕES. Lisboa. 8 . 2 . Plantas Medicinales el Dioscorides Renovado. . 4 . Plantas Medicinais: Arte e Ciência .C. Fundação Calouste Gulbenkian. Bailiére Tindall. e filtre.EVANS.DI STASI.3%.COSTA.Tec. E. 3 volumes.5-dinitrobenzóico em 100 mL de álcool. M. complete o volume e 200 mL com água. última edição. contendo 10% de cloreto de sódio: mergulhe por algumas horas 25g de gelatina em 1 L de solução aquosa de cloreto de sódio a 10%. 2 ed. Luiz Cláudio Di Stasi organizador.C.FARMACOPÉIA DOS ESTADOS UNIDOS DO BRASIL. 4 ed. BIBLIOGRAFIA RECOMENDADA 1 . Última edição.8g de iodeto de potássio num volume mínimo de água. 3 ed. 2 ed. São Paulo. 2 . et al.Reagente de Bertrand: dissolva 5g de ácido sílico-túngstico em 100 mL de água. Doc. 1996. 13 ed.Um guia de estudo interdisciplinar. 4 . 8 . SOUSA. Deixe esfriar e complete até o volume inicial (1L). Dissolva em separada 22.FONT QUER. Luiz Cláudio. pouco a pouco.J. 3 . 2004. 6 .5%. 11 . F.. 1985. K. J. 13 . última edição. 1997. Farmacognosia e Farmacobiotecnologia. Rio de Janeiro .OLIVEIRA. e AKISSUE.TYLER.V. Fundamentos de Farmacobotânica.São Paulo. Barcelona.. E.Editorial Labor S.M. 12 . . Livraria Atheneu Editora. ROBBERS. E. SPEEDLE.A. Editorial Premier. G.